Describimos el uso de optogenetics y grabaciones electrofisiológicas para la manipulación selectiva de oscilaciones de hippocampal de la theta (5-10 Hz) en ratones de comportarse. La eficacia del arrastre de ritmo se controla usando el potencial de campo local. Una combinación de opto – e inhibición farmacogenética aborda la lectura eferente del hipocampo sincronización.
Datos extensos sobre las relaciones de las oscilaciones de la red de los nervios al comportamiento y organización de descarga neuronal en regiones cerebrales convocatoria de nuevas herramientas manipular selectivamente ritmos cerebrales. Aquí se describe un enfoque que combina proyección específica optogenetics con electrofisiología extracelular para alta fidelidad control de oscilaciones de hippocampal de la theta (5-10 Hz) en ratones comportarse. La especificidad de la optogenetic de arrastre se logra apuntando channelrhodopsin-2 (ChR2) a la población de GABAérgico de células septales mediales, crucialmente implicadas en la generación de oscilaciones de la theta del hipocampo, y un local sincronizado activación de un subconjunto de los aferentes septales inhibitorios en el hipocampo. La eficacia del control de ritmo optogenetic es verificada por un seguimiento simultáneo del local campo potencial (LFP) a través de la lámina de la zona CA1 y de la descarga neuronal. Utilizando esta preparación fácilmente implementable muestran eficacia de diferentes protocolos de estimulación optogenetic para la inducción de las oscilaciones de la theta y la manipulación de la frecuencia y regularidad. Por último, una combinación del control de ritmo theta con la inhibición específica de proyección aborda la lectura de determinados aspectos de la sincronización hipocampo regiones eferentes.
La actividad neuronal en los mamíferos es coordinada por las oscilaciones de la red, que ayudan a la transferencia de información dentro y entre el cerebro regiones1,2,3,4. Ritmos cerebrales son oscilaciones que van desde muy lento ( 200 Hz) frecuencias. Un cuerpo grande de evidencia apoya participación de oscilaciones de la red en las funciones cerebrales diversas, incluyendo la cognición5,6,7,8,9,10 , comportamientos naturales11,12 , así como trastornos neuropsiquiátricos como la enfermedad de Parkinson y epilepsia13,14,15. Selectivos y temporal precisos métodos para la manipulación experimental de las oscilaciones de la red por lo tanto son esenciales para el desarrollo de modelos fisiológicamente plausibles de la sincronización y para establecer relaciones causales con el comportamiento.
Sincronización de red está mediada por procesos, que van desde la identidad molecular de los canales iónicos y su cinética de neuromodulación de la excitabilidad y conectividad de red y diversos substratos biológicos. El diseño biológico de ritmo generadores16 ha sido revelado por muchos aspectos distintos (p. ej., frecuencia, amplitud), ritmos cerebrales son a menudo provocada por la dinámica de redes y tipos de células distintas. Por ejemplo, interneuronas inhibitorias dirigidas a los Somas de las células principales son los jugadores más importantes a través de las bandas de frecuencia y cerebro regiones17,18, incluyendo theta19,20, gamma20 , 21y22 oscilaciones de ondulación (140-200 Hz). A su vez, sincronización de la fase de células distantes es asegurada por robusto feed-forward de señalización de las células piramidales, que restablece la leña de interneuronas. Un parámetro fundamental de oscilaciones, el tamaño de la población neuronal sincronizada, está estrechamente relacionada con la amplitud de la oscilación medida de LFP y, al menos para las oscilaciones rápidas, depende de la unidad excitadora sobre interneuronas2. Por el contrario, las oscilaciones más lentas, como ritmos de la theta y delta son generadas por largo alcance bucles reentrantes, formados por cortico-talámico23,24 y proyecciones septal medial hipocampo25, 26,27, respectivamente. Oscilaciones en dichos circuitos son generadas por interacciones de retardos de propagación de señal, excitables respuestas y sus preferencias de frecuencia en células participantes de28,29,30, 31 , 32. proyecciones inhibitorias de GABAérgico parvalbúmina (PV)-células del septo medial (MS) a interneuronas en el hipocampo25,33, regiones de parahippocampal y entorhinal cortex26 son positivas esencial para la generación de oscilaciones de la theta en el lóbulo temporal medial. Así, los mecanismos fisiológicos de las oscilaciones de la red y sincronización neuronal pueden ser manipulados usando optogenetics con una precisión en tiempo real.
Manipulaciones de células optogenetic tipo-específicas se han aplicado para estudios de oscilaciones corticales y hippocampal en vitro34,35,36,37,38 y en vivo30,39,40,41,42,43,44,45, incluyendo funcional las investigaciones de gamma5,12,36,46,47,48,49,50, 51,52 y ondulación oscilaciones40,53,54 y sueño husos55,56. Recientemente, expresamos un virus dependiente de la Cre ChR2 en la MS, una región clave para la generación del ritmo hippocampal de la theta, de ratones PV-Cre. Con esta preparación, características de las oscilaciones theta hippocampal (frecuencia y estabilidad temporal) fueron controlados por el estímulo optogenetic de proyecciones inhibitorias de la MS en el hipocampo11. Además, estimulación de frecuencia theta optogenetic de proyecciones FCSP-hippocampal inhibitorias evoca ritmo theta durante inmovilidad despierto. La optogenetically arrastrado ritmo theta muestran propiedades de oscilaciones theta espontánea en el ratón en la LFP y los niveles de actividad neuronal.
Características principales de este protocolo son: (1) utilización de una vía inhibitoria que es fisiológicamente importante para oscilaciones theta espontánea evitando efectos inespecíficos en la excitabilidad del hipocampo; (2) axonal, es decir, estímulo específico de proyección para minimizar una influencia directa sobre no hippocampal MS eferentes; (3) local theta rítmica estimulación de luz, asegurando una mínima interferencia directa con theta rítmica dinámica FCSP-hipocampo y un arrastre global bilateral de las oscilaciones theta; (4) paramétrico control de frecuencia de las oscilaciones theta y regularidad; y (5) cuantificación de fidelidad de arrastre con alta resolución temporal con la LFP para permitir análisis de causalidad cuantitativa en comportamiento de animales. Ya que esta preparación esencialmente capitaliza un papel bien conocido de la FCSP-hippocampal desinhibición en theta generación25,30, permite control robusto sobre varios parámetros de las oscilaciones de la theta en comportarse ratones. Estudios donde menos investigados caminos y tipos de la célula de la circuitería de FCSP-hipocampo fueron manipulan38,39,47,49,50,51 , 52 , 53 , 54 , 55 , 56 , 57 , 58 además revelar mecanismos del ritmo theta.
Aquí presentamos una metodología ampliamente accesible para arrastrar y provocar oscilaciones de la theta del hipocampo en el comportamiento animal. Este enfoque puede ser útil para estudios de funciones de ritmo theta en procesamiento de la información y el comportamiento. Aspectos críticos de este método incluyen: (1) elección de la opsina y el señalamiento de ChR2 en axones de MS de las células en el hipocampo, características ópticas y eléctricas (2) robustas de asambleas de matriz implantado hilos de fib…
The authors have nothing to disclose.
Nos gustaría agradecer a Maria Gorbati experto ayuda con análisis de datos y Jennifer Kupferman para comentarios sobre el manuscrito. Este trabajo fue financiado por la Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG; NeuroCure EXC 257, TK y AP; Programa prioritario 1665, 1799/1-1(2), programa de Heisenberg, 1799/2-1, AP), la Fundación israelo-alemana para la investigación científica y desarrollo (GIF; I-1326-421.13/2015, TK) y el programa de ciencia de frontera humana (HFSP; RGY0076/2012, TK).
PV-Cre mice | The Jackson Laboratory | B6;129P2-Pvalbtm1(cre)Arbr/J | |
Name | Company | Catalog Number | Comments |
Surgery | |||
Stereotaxis | David Kopf Instruments, Tujunga, CA, USA | Model 963 | Ultra Precise Small Animal Stereotaxic Instrument |
Drill bits, 0.8 mm | Bijoutil, Allschwil, Switzerland | 49080HM | |
0.01-1 ml syringe | Braun, Melsungen, Germany | 9161406V | |
Sterican cannulas | Braun | 26 G, 0.45×25 mm BL/LB | |
Fine and sharp scissors | Fine Science Tools Inc., Vancouver, Canada | 14060-09 | |
Forceps | Fine Science Tools Inc. | 11210-10 | Dumont AA – Epoxy Coated Forceps |
Blunt stainless steel scissors | Fine Science Tools Inc. | 14018-14 | |
Soldering station | Weller Tools GmbH, Besigheim, Germany | WSD 81 | |
Erythromycin | Rotexmedica GmbH, Trittau, Germany | PZN: 10823932 | 1g Powder for Solution for Infusion |
Name | Company | Catalog Number | Comments |
Optogenetics | |||
Hamilton pump | PHD Ultra, Harvard Apparatus, Holliston, MA, USA | model 703008 | PHD Ultra Syringe Pump with push/pull mechanism |
Hamilton 5 µL Syringe, 26 gauge | PHD Ultra, Harvard Apparatus | Model 75 RN SYR | |
Hamilton 5 µL Plunger | PHD Ultra, Harvard Apparatus | Model 75 RN SYR | |
Tubing | Fisher Scientific, Pittsburgh, USA | PE 20 | Inner diameter 0.38 mm (.015"), Outer diameter 1.09 mm (.043") |
Sterican cannulas | Braun, Melsungen, Germany | 27 G, 25×0.40 mm, blunt | |
Precision drill/grinder | Proxxon, Wecker, Luxemburg | fbs 240/e | |
Cutting disks | Proxxon | NO 28812 | |
Cre dependent channelrhodopsin | Penn Vector Core, Philadelphia, PA, USA | AV-1-18917P | Contruct name: AAV2/1.CAGGS.flex.ChR2.tdTomato, titer: 1.42×1013 vg/ml |
Cam kinase dependent halorhodopsin | Penn Vector Core | AV-1-26971P | Construct name: eNpHR3.0, AAV2/1.CamKIIa.eNpHR3.0-EYFP.WPRE.hGH, titer: 2.08_1012 vg/ml |
Multimode optic fiber | ThorLabs, Dachau, Germany | FG105LCA | 0.22 NA, Low-OH, Ø105 µm Core, 400 – 2400 nm |
Ceramic stick ferrule | Precision Fiber Products, Milpitas, CA, USA | CFLC126 | Ceramic LC MM Ferrule, ID 126um |
Polishing paper | Thorlabs | LF3D | 6" x 6" Diamond Lapping (Polishing) Sheet |
Power meter | Thorlabs | PM100D | Compact Power and Energy Meter Console, Digital 4" LCD |
Multimode fiber optic coupler | Thorlabs | FCMM50-50A-FC | 1×2 MM Coupler, 50:50 Split Ratio, 50 µm GI Fibers, FC/PC |
Fiberoptic patch cord | Thorlabs | FG105LCA CUSTOM-MUC | custom made, 3 m long, with protective tubing, Tubing: FT030, Connector 1: FC/PC, Connector 2: 1.25mm (LC) Ceramic Ferrule |
Sleeve | Precision Fiber Products, Milpitas, CA, USA | ADAL1 | Ceramic Split Mating Sleeve for Ø1.25 mm (LC/PC) Ferrules |
473 nm DPSS laser | Laserglow Technologies, Toronto, ON, Canada | R471005FX | LRS-0473 Series |
593 nm DPSS laser | Laserglow Technologies | R591005FX | LRS-0594 Series |
MC_Stimulus II | Multichannel Systems, Reutlingen, Germany | STG 4004 | |
Impedance conditioning module | Neural microTargeting worldwide, Bowdoin, USA | ICM | |
Name | Company | Catalog Number | Comments |
Electrophysiology | |||
Tungsten wires | California Fine Wire Company, Grover Beach, CA, USA | CFW0010954 | 40 µm, 99.95% |
Capillary tubing | Optronics | 1068150020 | ID: 100.4 µm |
Omnetics nanoconnector | Omnetics Connector Corporation, Minneapolis, USA | A79038-001 | |
Screws | Bilaney, Düsseldorf, Germany | 00-96×1/16 | stainless-steel |
Silicone probe | NeuroNexus Technologies, Ann Arbor, MI, USA | B32 | |
Headstage | Neuralynx, Bozeman, Montana USA | HS-8 | miniature headstage unity gain preamplifiers |
Silver conductive paint | Conrad electronics, Germany | 530042 | |
Liquid flux | Felder GMBH Löttechnik, Oberhausen, Germany | Lötöl ST | DIN EN 29454.1, 3.2.2.A (F-SW 11) |
LED | Neuralynx | HS-LED-Red-omni-10V | |
Name | Company | Catalog Number | Comments |
Software | |||
MATLAB | Mathworks, Natick, MA, USA | ||
MC_Stimulus software | Multichannel, Systems | ||
Neurophysiological Data Manager | NDManager, http://neurosuite.sourceforge.net | ||
Klusters | http://neurosuite.sourceforge.net, Hazan et al., 2006 | ||
Software of the recording system | Neuralynx | Cheetah | https://neuralynx.com/software/cheetah |
Multi-channel data analysis software | Cambridge Electronic Design Limited, Cambridge, GB | Spike2 |