Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Medicine

Oljesyra-injektion hos svin som modell för akut respiratoriskt distressyndrom

Published: October 26, 2018 doi: 10.3791/57783

Summary

I denna artikel presenterar vi ett protokoll för att inducera Akut lungskada hos svin genom central-venös injektion av oljesyra. Detta är en etablerad djurmodell för att studera den akut andnödssyndrom (ARDS).

Abstract

Den akut andnödssyndrom är en relevant intensivvård sjukdom med en incidens mellan 2,2% och 19% av patienterna på intensivvårdsavdelningen. Trots behandling framsteg under de senaste årtiondena, ARDS patienter lider fortfarande av dödligheten mellan 35 och 40%. Det finns fortfarande ett behov av ytterligare forskning för att förbättra resultatet hos patienter som lider av ARDS. Ett problem är att ingen enda djurmodell kan härma den komplexa pathomechanism av den akut andnödssyndrom, men flera modeller finns för att studera olika delar av den. Oljesyra injektion (OAI)-inducerad lungskada är en väletablerad modell för att studera ventilation strategier, lung mekanik och ventilation/perfusion distribution i djur. OAI leder till kraftigt nedsatt gasutbyte, försämring av lung mekanik och störningar av alveoloen-kapillära barriären. Nackdelen med denna modell är kontroversiella mekanistiska relevansen av denna modell och nödvändigheten för central venkateter, vilket en utmaning speciellt på mindre modeller. I sammanfattning, OAI-induced lung skada leder till reproducerbara resultat i små och stora djur och därmed utgör en väl lämpad modell för att studera ARDS. Ytterligare forskning är dock nödvändigt att hitta en modell som härmar alla delar av ARDS och saknar problemen i samband med de olika modellerna som finns idag.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Den akut andnödssyndrom (ARDS) är en intensivvård syndrom som har studerats sedan dess första Beskrivning ca 50 år sedan1. Detta organ forskning ledde till en bättre förståelse av patofysiologin och orsakar utvecklingen av ARDS vilket resulterar i förbättrad patientvård och resultatet2,3. Dödligheten hos patienter som lider av ARDS är dock fortfarande mycket höga med ca 35-40%4,5,6. Det faktum att omkring 10% av ICU antagningen och 23% av ICU patienter som kräver mekanisk ventilation beror på ARDS understryker relevansen för vidare forskning inom detta område.

Djurmodeller används allmänt i forskning för att undersöka patofysiologiska förändringar och möjliga behandlingsmetoder för olika typer av sjukdomar. På grund av komplexiteten i ARDS finns det ingen enda djurmodell att efterlikna denna sjukdom, men olika modeller som representerar olika aspekter7. En väletablerad modell är oljesyra injektion (OAI)-inducerad lungskada. Denna modell har använts i ett brett spektrum av djur, inklusive möss8, råttor9, svin10, hundar11och får12. Oljesyra är en omättad fettsyra och den vanligaste fettsyran i kroppen av sunda människor13. Det är närvarande i humant plasma, cellmembran och fettvävnad13. Fysiologiskt, är det bundet till albumin medan det sker genom blodomloppet13. Ökade nivåer av fria fettsyror i blodet är associerade med olika patologier och svårighetsgraden av vissa sjukdomar korrelerar med serum fettsyra nivåer13. Oljesyrehalt ARDS-modellen utvecklades i ett försök att reproducera ARDS orsakas av lipid emboli som sett i trauma patienter14. Oljesyra har direkta effekter på medfödd immun receptorer i lungorna13 och utlösare neutrofila ackumulering15, inflammatorisk medlare produktion16och cell död13. Fysiologiskt, inducerar oljesyra snabbt progredierande hypoxemi, ökade pulmonella arteriella trycket och ansamling av extravaskulära lung vatten. Dessutom inducerar det arteriell hypotension och hjärtinfarkt depression7. Nackdelarna med denna modell är nödvändigheten för central venkateter, tvivelaktiga mekanistiska relevansen och de potentiella dödliga framsteg som orsakas av snabba hypoxemi och kardiell depression. Fördelen med denna modell jämfört med andra modeller är användbarhet i små och stora djur, de patofysiologiska mekanismerna i ARDS, akut uppkomsten av ARDS efter injektion av oljesyra, giltig reproducerbarhet och möjlighet att studera isolerade ARDS utan systemisk inflammation som i modeller många andra sepsis7. I följande artikel, vi ger en detaljerad beskrivning av den oljesyra-inducerad lungskada hos svin och ge representativa data för att karakterisera stabiliteten i kompromisserna i lungfunktionen. Det finns olika protokoll för OAI-inducerad lungskada. Protokollet som anges här är kunna tillförlitligt framkalla Akut lungskada.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Alla djurförsök som beskrivs här har godkänts av utskottet för institutionella och statliga djurvård (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz, Koblenz, Tyskland; godkännandenummer G14-1-077) och genomfördes i enlighet med riktlinjerna i den Europeiska och tyska samhället av försöksdjursverksamhet. Experimenten utfördes hos sövda manliga svin (sus scrofa domestica) 2-3 månader ålder, som väger 27-29 kg.

1. anestesi, Intubation och mekanisk Ventilation

  1. Undanhålla mat för 6 h före anestesi att minska risken för aspiration men tillåter fri tillgång till vatten för att reducera stress.
  2. För sedering, injicera en kombination av ketamin (4 mg kg-1) och azaperon (8 mg kg-1) i nacken eller glutealmuskeln av gris med en nål för intramuskulär injektion (20 G) medan djuret är i rutan djur.
    Varning: Använd handskar när du arbetar med djuret.
  3. Infoga perifer ven kateter (20 G) i ett öra ven efter lokal desinfektion med alkohol.
  4. Injicera fentanyl (4 µg kg-1), propofol (3 mg kg-1) och atrakurium (0,5 mg kg-1) intravenöst för induktion av anestesi.
  5. När grisen slutar andas, placera den i ryggläge på båren och immobilisera det med bandage.
  6. Börja övervaka den perifera syremättnad (SpO2) av klippning sensorn vidare till ett av öronen eller svansen på djuret.
  7. Ventilera gris med en mask för ventilerande hundar, storlek 2, med en topp inandningstryck 20 cm H2O nedan, ett positivt slut utandningstryck (PEEP) av 5 cm H2O, en andningsfrekvens 14-16/min och en inspiratorisk syre bråkdel (FiO2) 1.0.
  8. Starta en kontinuerlig infusion med balanserad elektrolytlösning (5 mLkg-1 h-1), propofol (8-12 mg kg-1 h-1) och fentanyl (0,1-0,2 mg kg-1 h-1) att underhålla anestesi.
  9. För intubation, förbereda en gemensam endotrakealtub som lämpar sig för djur (t.ex., vikt på 25-30 kg, endotrakealtub innerdiameter (ID) 6-7 mm) beväpnade med endotrakealtub introduktör och en gemensam laryngoskop med Macintosh blad 4.
    Obs: Två personer är nödvändiga för intubation.
  10. Person 1: Dra ut tungan med ena handen och tryck på nosen dorsalt med den andra.
  11. Person 2: Infoga laryngoskopet och avancera det som vanligt tills struplocket kommer in i vyn.
  12. Dra laryngoskopet ventralt för att visualisera stämbanden.
    Obs: Ibland struplocket ”sticker” mjuk Palatinen. I detta fall mobilisera det med spetsen på röret.
  13. Infoga röret genom stämbanden och dra ut introduktören.
  14. Blockera manschetten av röret med en spruta med 10 mL luft.
  15. Anslut röret till ventilatorn.
  16. Kontrollera den korrekta positioneringen av röret genom regelbundna utandning av koldioxid (CO2) med capnography och lika ventilation i båda lungorna med auskultation.
  17. Starta mekanisk ventilation (tidalvolym 6-8 mL/kg, positiva PEEP 5 cm H20, FiO2 att hålla perifera syremättnad (SpO2) mellan 94 – 98%17, andningsfrekvens att hålla slutet tidvatten trycket av koldioxid (etCO 2) mellan 35 – 45 mmHG).

2. instrumentering

  1. Dra tillbaka hindlegs med bandage att sträcka huden ovanför femorala området för catheterizing nödvändiga fartyg.
  2. Förbereda en 5 mL spruta, en 10 mL spruta, en Seldinger nålen, 3 introduktören slidor (5 Fr, 6 Fr, 8 Fr) med ledare, en central venkateter med 3 portar (7 Fr, 30 cm) med ledaren och en lungartären kateter (7,5 Fr, 110 cm).
  3. Generöst Desinficera området femorala med huden desinfektionsmedel tillämpa en torka ner teknik.
  4. Helt fylla katetrar med saltlösning.
  5. Placera ultraljud-sonden på just inguinal ligament och scan för femorala fartyg.
  6. Aktivera sonden 90° för att fullt visualisera femoralartären i längdriktning.
  7. Cannulate rätt lårbensartären under i-line ultraljud visualisering med den Seldinger nål.
    Obs: Det finns olika sätt att få kärlaccessen med eller utan ultraljud. Ultraljud-guidad vaskulär kanylering krävs inte för denna modell.
  8. När pulserande ljust blod flyter ut, införa vägledning tråd och dra in nålen.
  9. Visualisera femoral ven och hål i venen under i-line ultraljud visualisering och kontinuerlig strävan med nålen.
  10. När venöst blod är aspirable, koppla bort sprutan och infoga vägledning tråd.
  11. Dra tillbaka nålen.
  12. Kontrollera placeringen av trådarna med ultraljud.
  13. Infoga den arteriella införingshylsa (5 Fr) och central venkateter med Seldingers teknik (för detaljer på Seldingers teknik, se publicerade metod18).
  14. Upprepa den arteriella och venösa punkteringen på andra sidan och infoga de introduktören slidor med Seldinger´s teknik som beskrivs ovan (artär 6 Fr, ven 8 Fr).
  15. Anslut arteriell införingshylsa och central venkateter till en givare system passande till utrustningen.
  16. Kalibrera invasiv övervakning mot atmosfär (noll) genom att öppna de tre-sätt-Avstängningskranar till atmosfären och tryck på noll alla på bildskärmen.
  17. Vända de tre-sätt-Avstängningskranar för att mäta hemodynamiken.
  18. Börja övervaka hemodynamiken.
  19. Placera alla tryckgivare på höjden av höger förmak.
  20. Växla infusion av propofol (8-12 mg kg-1 h-1) och fentanyl (0,1-0,2 mg kg-1 h-1) till en av portarna på linjen central venös att underhålla anestesi.

3. ultrasnabb mätning av partiell syre (pO2)

Obs: Mätning av pO2 med proben för ultrasnabb pO2-mätning är inte obligatorisk men hjälper till att visualisera realtid förändringar i pO2.

  1. Öppna programvaran NeoFox viewer och klicka på alternativ.
  2. Välj fliken kalibrering och klicka på knappen Öppna kalibrering .
  3. Välj kalibrering fil och klicka på Öppna och Ladda ner.
  4. Bekräfta i popup-fönstret genom att klicka på Ja.
  5. Öppna dialogrutan alternativ .
  6. Välj fliken kalibrering och klicka enpunktskalibreringen.
  7. Ange fältet syre 21% och temperaturen i fältet temperatur.
  8. Klicka på Använd aktuell Tau och Hämta. Efteråt, bekräfta popup-fönstret genom att klicka på Ja.
  9. Sätt i sonden för ultrasnabba mätningar av pO2 genom den vänstra arteriell införingshylsa.

4. INFOGA LUNGARTÄREN KATETER

  1. Kontrollera ballongen av lungartären kateter för skador.
  2. Anslut till det givaren systemet passande till utrustningen.
  3. Kalibrera det pulmonella arteriella trycket övervakning mot atmosfären (noll) genom att öppna tre-sätt-Avstängningskranen till atmosfären och noll på bildskärmen.
  4. Vända tre-sätt-Avstängningskranen tillbaka för att mäta pulmonella arteriella trycket.
  5. Börja övervaka pulmonella arteriella trycket.
  6. Infoga lungartären katetern genom vänstra venös införingshylsa (ballong deflaterat).
  7. När lungartären katetern har passerat genom införingshylsa, blåsa upp ballongen med 1 mL luft.
  8. Den lungartären-katetern och övervaka den typiska vågformer (venös fartyg, höger förmak, höger kammare, pulmonell arteria och pulmonary capillary wedge trycket). Tömma den ballong och kontrollera, om det är möjligt att aspirera blod via alla portar av lungartären katetern.
    Obs: För detaljerade instruktioner om hur du infogar lungartären katetern, se föregående publikation19.

5. induktion av lungskada

  1. Förbereda oljesyra-syra lösning: 0,1 mL kg-1 oljesyra i en 20 mL spruta och Anslut den till en 3-sätt-Avstängningskranen.
  2. Ta 2 mL blod i en annan 20 mL spruta och tillsätt koksaltlösning till en total volym på 20 mL i båda sprutor.
  3. Anslut den andra sprutan även till 3-sätt-Avstängningskranen.
    FÖRSIKTIGHET: Använd skyddshandskar och skyddsglasögon när du arbetar med oljesyra.
  4. Förbereda noradrenalin (0,1 mg/mL) för kontinuerlig infusion och för bolusinjektion (10 µg/mL).
  5. Anslut noradrenalin sprutpumpen till en av portarna på den central venkateter utan att starta det.
  6. Starta den ultrasnabba pO2-mätning.
  7. Före induktion av lungskada, registrera värdena (baslinje) från alla relevanta parametrar.
  8. FjagO2 till 1.0 och genomföra en lung rekrytering manöver (platå trycket 40 cm H2O för 10 s).
  9. Anslut 3-sätt-Avstängningskranen till proximala porten av lungartären katetern.
  10. Blanda oljesyrehalt och blod/koksaltlösning blandningen grundligt genom att injicera det upprepande från en spruta in i den andra via 3-sätt-Avstängningskranen och hålla blanda hela tiden.
  11. När det är en homogen emulsion, injicera 2 mL av emulsionen och fortsätt blanda.
    Obs: Om blandning är stoppat, emulsionen kan separera i en lipofil och en hydrofil del.
  12. Noga övervaka hemodynamiken efter injektion av oljesyra och hålla noradrenalin till hands. Om nödvändigt, ge noradrenalin som bolusinjektion (10 – 100 µg) eller kontinuerlig infusion hålla genomsnittliga arteriella trycket ovanför 60 mmHg.
  13. Upprepa injektionen av 2 mL av lösningen var 3 minut tills arteriella partialtrycket av syrgas (PaO2) / FiO2-förhållandet är nedanför 200 mmHg.
  14. Om sprutan är tom innan den PaO2/FiO2-förhållandet är mellan 100 och 200 mmHg, förbereda 2 fler sprutor som beskrivs i steg 5.1.
  15. Vänta 30 min och omvärdera den PaO2/FiO2-baserat. Om det är fortfarande över 200 mmHg, upprepa steg 5,5-5,8 tills PaO2/FiO2-kvoten sjunker mellan 100 och 200 mmHg.
  16. Om PaO2/FiO2-förhållandet är mellan 100 och 200 mmHg, vänta i 30 min och kolla igen.
  17. Om det är ihållande under 200 mmHg Starta experimentet behandlingsrum, annars förbereda 2 fler sprutor som beskrivs i steg 5.1 och upprepa steg 5,5-5,9.
  18. Ställ in ventilation enligt förslag från ARDS network20.

6. slutet av experimentet och dödshjälp

  1. Injicera 0,5 mg fentanyl dessutom till den kontinuerliga anestesi och vänta för 5 min. injicera 200 mg propofol och 40 mmol kaliumklorid till eutanasi djuret i djup anestesi.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

PaO2/FiO2-baserat minskar efter fraktionerade tillämpningen av oljesyra (figur 1). I den presenteras studien var 0.185 ± 0,01 ml kg-1 oljesyra nödvändigt för induktion av lungskada. Alla djur visade en försämrad syresättning efter induktion av lungskada, med sorter i ytterligare tid kursen. I djur 1 och 3 återstod det på en nivå med lite variationer; i djur 2 observerar vi en inledande ökning, följt av en nedgång i slutet, medan djur 4 visar en konstant ökning. Dock finner vi en markant försämring i syresättningen i alla 4 djur efter 6 h. Därför, är det nödvändigt att noga övervaka PaO2/FiO2-baserat samtidigt förmå lungskada. Vi använder en ultrasnabb pO2-mätning sonden att övervaka minskningen i PaO2 i realtid21. Ett annat alternativ är att ta regelbundna arteriellt blod gasprover från SpO2 börjar släppa. I fordonet-behandlade djur (5 och 6), finns det ingen minskning i PaO2/FiO2-baserat.

Minskningen i PaO2/FiO2-baserat är parallellt med en ökning av pulmonella arteriella trycket (PAP), som vanligtvis förblir förhöjda för resten av experimentet (figur 2). Liknande till PaO2/FiO2-förhållande, det ibland fluktuerar lite. Hos ett djur (djur 3) kvar MPAP på den nivån efteråt; två djur (djur 1 och 4) föll det lite; hos ett djur (djur 2) föll det inledningsvis för att stiga efteråt. I fordonet-behandlade djur (5 och 6) ändra MPAP inte under experimentet.

Lungskada är också synliga i lungorna tas ut efter döden av djuret. Figur 3 visar representativa lungorna av en gris med OAI-inducerad lungskada efter dödshjälpen. I histologisk skivor, behandlas enligt tidigare publikationer22, är alveolära ödem och blödningar synlig (figur 4).

Figure 1
Figur 1 : Utvecklingen av PaO 2 /FIO 2 -Baserat på under 6 h efter injektion av oljesyra i 4 exemplariskt grisar och 2 grisar behandlas med fordon. (A). representant tomter visar stabila värden med lite fluktuationer (djur 1 och 3), inledande uppgång följt av en minskning (djur 2) eller kontinuerlig ökning (djur 4). Behandlade svin (djur 5 och 6) visar lite variation över tiden. (B). elak och standard avvikelse för alla djur. Klicka här för att se en större version av denna siffra. 

Figure 2
Figur 2 : Utveckling av genomsnittliga pulmonella arteriella trycket (MPAP) under 6 h efter injektion av oljesyra i 4 exemplariskt grisar och 2 grisar behandlas med fordonet. (A). representant tomter visar en inledande ökning av alla 4 djur. Hos ett djur (djur 3) kvar MPAP på den nivån efteråt; två djur (djur 1 och 4) föll det lite; hos ett djur (djur 2) föll det inledningsvis för att stiga efteråt. Behandlade svin (djur 5 och 6) visar lite variation över tiden. (B). elak och standard avvikelse för alla djur. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 3
Figur 3 : Lungorna efter injektion av oljesyra. Foto av lungorna 6 h efter injektion av oljesyra. Hemorragisk områden är synliga. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 4
Figur 4 : Histologisk bilder av lungskada efter oljesyra injektionen. Lungorna var fast i 10% formalin för paraffin snittning och hematoxylin/eosin färgning. Bild förstoring: 10 X. (A). alveolära ödem. (B). blödning. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Djur 1 Djur 2 Djuret 3 Djur 4 Djur 5 Djur 6
Kroppsvikt [kg] 27 28 27 27 27 29
Övre högra loben våt [g] 96 83 116 116 60 44
Övre högra loben torr [g] 14 13 13 11 11 9
Våt till torr 6,9 6,4 8,9 10,5 5,5 4,9

Tabell 1: Tabellen visar vikten av djuren, våtvikt, torr och våt-till-torr-förhållandet mellan den övre högra loben av djurens lungor.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Den här artikeln beskrivs en metod av oljesyra-inducerad lungskada som modell för att studera olika aspekter av svår ARDS. Det finns även andra protokoll med olika emulsioner, olika injektionsställen och olika temperaturer i emulsion23,24,25,26,27,28 ,29. Vår metod erbjuder en reproducerbar och stabil försämring av lungfunktionen. Eftersom effekten av oljesyra är dosberoende, är det nödvändigt att definiera individuella tröskelvärdet för PaO2/FiO2-ratio, beroende på önskad studera och hitta den nödvändiga dosen av oljesyra att uppnå detta förhållande.

När du använder denna metod, finns det några fallgropar. Först är fettlöslig oljesyra. För att hålla det emulgerade i blod/koksaltlösning blandningen, är det nödvändigt att kontinuerligt blanda. Ett annat problem är plötslig förändring i hemodynamik efter injektion av oljesyra. Direkt efter injektion av oljesyra, kan PAP värden ökar abrupt till mer än 60 mmHg, vilket kan resultera i den plötsliga hemodynamiska dekompensation och döden av djuret. Det är därför nödvändigt att hålla tillräckligt behovs-medicinering, t.ex., noradrenalin, beredda och till hands. Dock resulterar de hemodynamiska dekompensation ibland i plötslig död av djuret som inte kan förhindras. Senaste fallgropen är efter effekten av oljesyra. Liknar mänskliga ARDS, tid att symtomdebut kan variera och det är inte möjligt att förutse exakt hur mycket oljesyra är nödvändig i en viss gris för induktion av lungskada, inte heller att förutse effekterna av en given dos på PaO2/FiO2-baserat. PaO2/FiO2-nyckeltal kan nästan stagnerar; men de kan också förbättra eller att minska. Detta visas i figur 1. En gång den PaO2/FiO2-förhållandet är mellan 100 och 200 mmHg vid en PEEP ≥ 5 cm H2O, vi kräver syresättning att förbli nedsatt och under denna tröskel för mer än 30 min. vanligtvis, PaO2/FiO2 förblir relativt konstant under denna tid, men det kan sjunka ytterligare. Sällan, är även en förbättring möjlig att nå värden över 200 mmHg. Under dessa omständigheter behövs mer oljesyra.

Induktion av lungskada av oljesyra har vissa begränsningar. Den största nackdelen är behovet av central venkateter, som kan vara en utmaning särskilt i små djur. En annan är frågan om mekanistiska relevansen av denna modell. Oljesyrehalt ARDS-modellen utvecklades i ett försök att reproducera ARDS på grund av lipid emboli som sett i trauma patienter14. Men trauma är endast orsakande för ca 10% av ARDS fall30 och huruvida andra orsaker såsom sepsis eller lunginflammation dela samma mekanism är fortfarande under diskussion. Den slutliga nackdelen med denna gris modell för ARDS är komplex instrumentering och klinisk erfarenhet behövs för att underhålla anestesi i hypoxisk stora djur med plötslig hemodynamiska förändringar. Därför bör endast utredare med erfarenhet av stora djur forskning och intensivvård medicin arbeta med denna modell eller åtminstone noga övervaka oerfarna forskare.

Det finns dock tydliga fördelar till denna modell. Den producerar de grundläggande patologiska förändringarna av mänskliga ARDS – inflammatoriska lungskada med permeabilitet förändringar, nedskrivningar i gas utbyte och lung mekanik – mycket väl och med bra reproducerbarhet7,31. Detta gör att den är överlägsen andra modeller som oftast saknar ett eller flera av de patologiska effekterna. Tensiden utarmning av lavage framkallar endast lite alveolära epitelceller förändringar7,19 och lipopolysackarid administration, en sepsis modell, oftast inducerar endast minimala förändringar av alveoloen-kapillära barriär7. Oljesyra injektion är genomförbart i stora och små djur, så det kan användas i olika laboratorier som använder djurmodeller8,9,10,12. För det tredje, det inte bara härmar den tidiga fasen av ARDS, men även de sena faserna med deposition av fibrin på alveolär yta16. Dessutom när du använder stora djur, är det möjligt att använda utökad klinisk övervakning och instrumentering som inte är helt tillgängligt i små djur. Detta liknar situationen för en säng som inställning som intensivvård läkare används till, vilket ger enklare åtkomst för kliniker att denna metod och underlätta snabbare genomförande i behandling algoritmer.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Alla författare avslöja någon ekonomisk eller någon annan intressekonflikt.

Acknowledgments

Författarna vill tacka Dagmar Dirvonskis för utmärkt teknisk support.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
3-way-stopcock blue Becton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Sweden 394602
3-way-stopcock red Becton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Sweden 394605
Atracurium Hikma Pharma GmbH , Martinsried 4262659
Canula 20 G Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain 301300
Datex Ohmeda S5 GE Healthcare Finland Oy, Helsinki, Finland
Desinfection Schülke & Mayr GmbH, Germany 104802
Endotracheal tube Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia 112482
Endotracheal tube introducer Rüsch 5033062
Engström Carestation GE Heathcare, Madison USA
Fentanyl Janssen-Cilag GmbH, Neuss
Gloves Paul Hartmann, Germany 9422131
Incetomat-line 150 cm Fresenius, Kabi Germany GmbH 9004112
Ketamine Hameln Pharmaceuticals GmbH
Laryngoscope Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia 671067-000020
Logical pressure monitoring system Smith- Medical Germany GmbH MX9606
Logicath 7 Fr 3-lumen 30cm Smith- Medical Germany GmbH MXA233x30x70-E
Masimo Radical 7 Masimo Corporation Irvine, Ca 92618 USA
Mask for ventilating dogs Henry Schein, Germany 730-246
Neofox Kit Ocean optics Largo, FL USA NEOFOX-KIT-PROBE
Norepinephrine Sanofi- Aventis, Seutschland GmbH 73016
Oleic acid Applichem GmbH Darmstadt, Germany 1,426,591,611
Original Perfusor syringe 50ml Luer Lock B.Braun Melsungen AG, Germany 8728810F
PA-Katheter Swan Ganz 7,5 Fr 110cm Edwards Lifesciences LLC, Irvine CA, USA 744F75
Percutaneous sheath introducer set 8,5 und 9 Fr, 10 cm with integral haemostasis valve/sideport Arrow international inc. Reading, PA, USA AK-07903
Perfusor FM Braun B.Braun Melsungen AG, Germany 8713820
Potassium chloride Fresenius, Kabi Germany GmbH 6178549
Propofol 2% Fresenius, Kabi Germany GmbH
Saline B.Braun Melsungen AG, Germany
Sonosite Micromaxx Ultrasoundsystem Sonosite Bothell, WA, USA
Stainless Macintosh Size 4 Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia 670000
Sterofundin B.Braun Melsungen AG, Germany
Stresnil 40mg/ml Lilly Germany GmbH, Abteilung Elanco Animal Health
Syringe 10 mL Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain 309110
Syringe 2 mL Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain 300928
Syringe 20 mL Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain 300296
Syringe 5 mL Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain 309050
venous catheter 22G B.Braun Melsungen AG, Germany 4269110S-01

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Ashbaugh, D. G., Bigelow, D. B., Petty, T. L., Levine, B. E. Acute respiratory distress in adults. The Lancet. 2, (7511), 319-323 (1967).
  2. Brower, R. G., et al. Ventilation with lower tidal volumes as compared with traditional tidal volumes for acute lung injury and the acute respiratory distress syndrome. The New England Journal of Medicine. 342, (18), 1301-1308 (2000).
  3. Briel, M., et al. Higher vs lower positive end-expiratory pressure in patients with acute lung injury and acute respiratory distress syndrome: systematic review and meta-analysis. JAMA. 303, (9), 865-873 (2010).
  4. Bellani, G., et al. Epidemiology, Patterns of Care, and Mortality for Patients With Acute Respiratory Distress Syndrome in Intensive Care Units in 50 Countries. JAMA. 315, (8), 788-800 (2016).
  5. Chiumello, D., et al. Respiratory support in patients with acute respiratory distress syndrome: an expert opinion. Critical Care. 21, (1), 240 (2017).
  6. Barnes, T., Zochios, V., Parhar, K. Re-examining Permissive Hypercapnia in ARDS: A Narrative Review. Chest. (2017).
  7. Matute-Bello, G., Frevert, C. W., Martin, T. R. Animal models of acute lung injury. American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 295, (3), 379-399 (2008).
  8. Kobayashi, K., et al. Thromboxane A2 exacerbates acute lung injury via promoting edema formation. Scientific Reports. 6, 32109 (2016).
  9. Tian, X., Liu, Z., Yu, T., Yang, H., Feng, L. Ghrelin ameliorates acute lung injury induced by oleic acid via inhibition of endoplasmic reticulum stress. Life Sciences. (2017).
  10. Kamuf, J., et al. Endexpiratory lung volume measurement correlates with the ventilation/perfusion mismatch in lung injured pigs. Respiratory Research. 18, (1), 101 (2017).
  11. Du, G., Wang, S., Li, Z., Liu, J. Sevoflurane Posttreatment Attenuates Lung Injury Induced by Oleic Acid in Dogs. Anesthesia & Analgesia. 124, (5), 1555-1563 (2017).
  12. Prat, N. J., et al. Low-Dose Heparin Anticoagulation During Extracorporeal Life Support for Acute Respiratory Distress Syndrome in Conscious Sheep. Shock. 44, (6), 560-568 (2015).
  13. Goncalves-de-Albuquerque, C. F., Silva, A. R., Burth, P., Castro-Faria, M. V., Castro-Faria-Neto, H. C. Acute Respiratory Distress Syndrome: Role of Oleic Acid-Triggered Lung Injury and Inflammation. Mediators of Inflammation. 2015, (2015).
  14. Schuster, D. P. ARDS: clinical lessons from the oleic acid model of acute lung injury. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 149, (1), 245-260 (1994).
  15. Goncalves-de-Albuquerque, C. F., et al. Oleic acid induces lung injury in mice through activation of the ERK pathway. Mediators of Inflammation. 2012, 956509 (2012).
  16. Ballard-Croft, C., Wang, D., Sumpter, L. R., Zhou, X., Zwischenberger, J. B. Large-animal models of acute respiratory distress syndrome. The Annals of Thoracic Surgery. 93, (4), 1331-1339 (2012).
  17. O'Driscoll, B. R., et al. BTS guideline for oxygen use in adults in healthcare and emergency settings. Thorax. 72, Suppl 1 90 (2017).
  18. Ettrup, K. S., et al. Basic surgical techniques in the Gottingen minipig: intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion. Journal of Visualized Experiments. (52), 2652 (2011).
  19. Russ, M., et al. Lavage-induced Surfactant Depletion in Pigs As a Model of the Acute Respiratory Distress Syndrome (ARDS). Journal of Visualized Experiments. (115), 53610 (2016).
  20. Brower, R. G., et al. Higher versus lower positive end-expiratory pressures in patients with the acute respiratory distress syndrome. The New England Journal of Medicine. 351, (4), 327-336 (2004).
  21. Hartmann, E. K., et al. Influence of respiratory rate and end-expiratory pressure variation on cyclic alveolar recruitment in an experimental lung injury model. Critical Care. 16, (1), (2012).
  22. Hartmann, E. K., et al. Inhalation therapy with the synthetic TIP-like peptide AP318 attenuates pulmonary inflammation in a porcine sepsis model. BMC Pulmonary Medicine. 15, 7 (2015).
  23. Julien, M., Hoeffel, J. M., Flick, M. R. Oleic acid lung injury in sheep. Journal of Applied Physiology. 60, (2), 433-440 (1986).
  24. Wiener-Kronish, J. P., et al. Relationship of pleural effusions to increased permeability pulmonary edema in anesthetized sheep. Journal of Clinical Investigation. 82, (4), 1422-1429 (1988).
  25. Yahagi, N., et al. Low molecular weight dextran attenuates increase in extravascular lung water caused by ARDS. American Journal of Emergency Medicine. 18, (2), 180-183 (2000).
  26. Eiermann, G. J., Dickey, B. F., Thrall, R. S. Polymorphonuclear leukocyte participation in acute oleic-acid-induced lung injury. The American Review of Respiratory Disease. 128, (5), 845-850 (1983).
  27. Townsley, M. I., Lim, E. H., Sahawneh, T. M., Song, W. Interaction of chemical and high vascular pressure injury in isolated canine lung. Journal of Applied Physiology. 69, (5), 1657-1664 (1990).
  28. Young, J. S., et al. Sodium nitroprusside mitigates oleic acid-induced acute lung injury. The Annals of Thoracic Surgery. 69, (1), 224-227 (2000).
  29. Katz, S. A., et al. Catalase pretreatment attenuates oleic acid-induced edema in isolated rabbit lung. Journal of Applied Physiology. 65, (3), 1301-1306 (1988).
  30. El-Haddad, H., Jang, H., Chen, W., Soubani, A. O. Effect of ARDS Severity and Etiology on Short-Term Outcomes. Respiratory Care. 62, (9), 1178-1185 (2017).
  31. Wang, H. M., Bodenstein, M., Markstaller, K. Overview of the pathology of three widely used animal models of acute lung injury. European Surgical Research. 40, (4), 305-316 (2008).
Oljesyra-injektion hos svin som modell för akut respiratoriskt distressyndrom
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Kamuf, J., Garcia-Bardon, A., Ziebart, A., Thomas, R., Rümmler, R., Möllmann, C., Hartmann, E. K. Oleic Acid-Injection in Pigs As a Model for Acute Respiratory Distress Syndrome. J. Vis. Exp. (140), e57783, doi:10.3791/57783 (2018).More

Kamuf, J., Garcia-Bardon, A., Ziebart, A., Thomas, R., Rümmler, R., Möllmann, C., Hartmann, E. K. Oleic Acid-Injection in Pigs As a Model for Acute Respiratory Distress Syndrome. J. Vis. Exp. (140), e57783, doi:10.3791/57783 (2018).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter