Summary
Se presenta un protocolo para preparar 13C,15marcado con N muestras de hongos y plantas para espectroscopia de RMN de estado sólida multidimensional y las investigaciones de la polarización nuclear dinámica (DNP).
Abstract
Este protocolo muestra cómo uniformemente 13C, 15N etiquetado materiales fungicidas pueden ser producidos y experimentos de cómo estos materiales blandos deben ser procedidos para NMR de estado sólido y la sensibilidad mejorada del DNP. También se detalla el procedimiento de procesamiento de las muestras de biomasa vegetal. Este método permite la medición de una serie de 1D y 2D 13C -13C / espectros de correlaciones de15N, que permite alta resolución elucidación estructural de complejos biomateriales en su estado natal, con la mínima perturbación. El isótopo de etiquetado puede ser examinado mediante la cuantificación de la intensidad en espectros 1D y la eficacia de la transferencia de polarización en espectros de correlación 2D. El éxito de la preparación de la muestra de la polarización nuclear dinámica (DNP) puede ser evaluado por el factor de mejora de la sensibilidad. Otros experimentos examinando los aspectos estructurales de los polisacáridos y las proteínas dará lugar a un modelo de la arquitectura tridimensional. Estos métodos pueden ser modificados y adaptados para investigar una amplia gama de materiales ricos en hidratos de carbono, incluyendo las paredes de la célula naturales de plantas, hongos, algas y bacterias, así como sintetizados o diseñado polímeros de hidratos de carbono y su complejo con otros moléculas.
Introduction
Hidratos de carbono juegan un papel central en varios procesos biológicos tales como almacenamiento de energía, construcción estructural y reconocimiento celular y adhesión. Se enriquecen en la pared celular, que es un componente fundamental en plantas, hongos, algas y bacterias1,2,3. La pared celular sirve como una fuente central para la producción de biocombustibles y biomateriales, así como un objetivo prometedor para terapias antimicrobiana4,5,6,7,8 , 9.
La comprensión contemporánea de estos materiales complejos se ha avanzado sustancialmente por décadas de esfuerzos que se dedicaron a la caracterización estructural mediante cuatro principales métodos bioquímicos o genéticos. El primer método principal se basa en tratamientos secuenciales usando productos químicos fuertes o enzimas para romper las paredes celulares en diferentes porciones, que es seguida de composición y análisis del acoplamiento de los azúcares en cada fracción de10. Este método arroja luz sobre la distribución del dominio de los polímeros, pero la interpretación puede ser engañosa debido a las propiedades químicas y físicas de las biomoléculas. Por ejemplo, es difícil determinar si la fracción extraíble de álcali origina de un solo dominio de moléculas menos estructurados o de moléculas espacialmente separadas con solubilidad comparable. En segundo lugar, las porciones extraídas o toda las paredes celulares puede también medirse usando la solución NMR para determinar la vinculación covalente, denominada también como entrecruzamiento entre moléculas diferentes11,12,13, 14,15. De esta manera, la detallada estructura de covalentes anclajes podría ser sondada, pero pueden existir limitaciones debido a la baja solubilidad de los polisacáridos, el relativamente pequeño número de sitios de entrecruzamiento y la ignorancia de los efectos no covalente que estabiliza embalaje de polisacáridos, incluyendo la vinculación de hidrógeno, fuerzas de van der Waals, interacción electrostática y enredo de polímero. En tercer lugar, la afinidad ha sido determinado en vitro usando polisacáridos aislados16,17,18,19, pero la purificación procedimientos pueden alterar sustancialmente la estructura y propiedades de estas biomoléculas. Este método también es incapaz de replicar la deposición sofisticada y montaje de macromoléculas después de biosíntesis. Finalmente, el fenotipo, la morfología celular y propiedades mecánicas de los mutantes genéticos con producción atenuada de cierto componente de la pared celular arrojan luces sobre las funciones estructurales de los polisacáridos, pero se necesitan pruebas más molecular para estos observaciones macroscópicas con la función de ingeniería de proteína maquinarias20.
Los recientes avances en el desarrollo y aplicación de la espectroscopia de RMN de estado sólida multidimensional han introducido una oportunidad única para resolver estos rompecabezas estructurales. Experimentos de NMR estado sólidos 2D/3D permiten la investigación de alta resolución de la composición y arquitectura de materiales ricos en hidratos de carbono en el estado nativo sin mayor perturbación. Se han realizado con éxito estudios estructurales en primaria y pared celular secundaria de las plantas, la biomasa tratada catalíticamente, biofilm bacteriano, el pigmento fantasmas en hongos y, recientemente por los autores, las paredes celulares intactas en un hongo patógeno Aspergillus fumigatus 21 , 22 , 23 , 24 , 25 , 26 , 27 , 28 , 29 , 30 , 31. el desarrollo de la polarización nuclear dinámica (DNP)32,33,34,35,36,37,38 , 39 , 40 , 41 , 42 substancialmente facilita la elucidación estructural de NMR como la mejora de la sensibilidad por DNP notablemente acorta el tiempo experimental de estos biomateriales complejo. El protocolo descrito aquí detalla los procedimientos para el hongo a. fumigatus de isótopo-etiquetado y preparación de hongos y plantas muestras de estado sólido caracterización NMR y DNP. Similares procedimientos de etiquetado debe ser aplicable a otros hongos con medio alterado, y los procedimientos de preparación de la muestra deben ser generalmente aplicables a otros biomateriales ricos en hidratos de carbono.
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Protocol
1. crecimiento de 13C, 15N-labeled Aspergillus fumigatus medio líquido
- Elaboración de etiqueta y 13C, 15medio marcado con N
Nota: Ambos medio de levadura extracto peptona dextrosa (YPD) y la media mínima mejora43 se utilizaron para el mantenimiento de la cultura fungicida. Se realizan todos los pasos después de autoclavar en campana de flujo laminar para reducir al mínimo la contaminación.- Preparación de medio líquido sin etiqueta: Disolver 6,5 g de YPD polvo en 100 mL de agua destilada y luego autoclave durante 25 minutos a 134 ° C.
- Preparación de medio sólido sin etiqueta
- Añadir 1,5 g de agar y 6,5 g de YPD polvo en 100 mL de agua destilada.
- Autoclave el medio durante 25 minutos a 121 ° C y luego enfriar hasta aproximadamente 50 ° C.
- 13-15 mL del medio de transferencia en cada plato de Petri de plástico previamente estéril y cubrir el plato con una tapa inmediatamente.
- Preparación de 13C, medio líquido marcado con N 15
Nota: Para prepararse la solución crecimiento para Isótopo etiquetado, un medio mínimo que contiene 13C-glucosa y nitrato de 15N-sodio y una solución de elementos traza son preparados por separado y luego mezclados antes de su uso.- Preparar 100 mL de medio mínimo que contiene el isótopo que se enumeran en la tabla 1. Ajustar el pH a 6,6 con solución de HCl (1M) o NaOH (1 M).
- Autoclave el medio mínimo durante 25 minutos a 121 ° C.
- Preparar 100 mL (1, 000 x) de la solución de elementos traza, disolver las sales que se enumeran en la tabla 2 en el agua destilada. Autoclave de la solución durante 25 minutos a 134 ° C. Enfriar y almacenar la solución a 4 ° C para uso a corto plazo. El pH será de 6.5 y puede comprobarse utilizando un medidor de pH.
- Añadir 0,1 mL de solución de elementos traza a 100 mL de 13C, 15marcado con N un medio mínimo que se enumeran en la tabla 2 antes de usar.
- Crecimiento de los hongos materiales
- Transferir una pequeña cantidad de hongos de almacenamiento en un plato YPD utilizando un asa de inoculación en una campana de flujo laminar. Conservar el cultivo a 30 º C durante 2 días en una incubadora.
- Utilizar un asa de inoculación para transferir un activo crecimiento hongos borde a 13C,15etiquetado N solución en campana de flujo laminar. Conservar el cultivo a 30 º C durante 3-5 días a 220 rpm en un incubador de agitación.
- Centrifugar a 4.000 x g durante 20 min retirar el sobrenadante y recoger el diábolo.
- Utilizar una pinza para recoger ~0.5 g de pellets bien hidratado (> 50 wt % la hidratación) estudios NMR. Pérdida de hidratación en cualquier momento empeora sustancialmente la resolución espectral.
Nota: Si es necesario, una cantidad pequeña (0.1 g) de micelio hidratada puede ser separada y secada completamente bajo flujo de gas N2 en una campana o un liofilizador para estimar el nivel de hidratación y calcular el porcentaje de masa secando. Generalmente, un pellet que contiene ~0.3 g masa seca puede obtenerse después de 3 días. Si el experimento NMR a llevarse a cabo es largo (> 7 días) o si el estado de los hongos tiene que ser fijo, el material fungoso se puede ser profundamente congelado en líquido N2 10-20 min antes de proseguir. Si el experimento va a ser corta (3-6 días), la congelación puede ser saltada para que la muestra puede permanecer fresca. - Mezclar el material en exceso con el 20% (v/v) de glicerol en un tubo de centrífuga y guardarlo en un congelador de-80 ᵒC para el almacenamiento a largo plazo.
2. preparación de a. fumigatus para NMR de estado sólido y los estudios de DNP
- Preparación de a. fumigatus para experimentos de NMR de estado sólidos
- Dializan 13C, 15N etiquetado hongos muestra (paso 1.2.4.) contra 1 L de 10 mM de tampón fosfato (pH 7.0) a 4 ° C utilizando una bolsa de diálisis con un 3.5 kDa de peso molecular límite para eliminar moléculas pequeñas desde el medio de crecimiento durante un período total de 3 días. Cambiar la memoria intermedia dos veces al día.
Nota: Alternativamente, la muestra podría ser lavada para 6 - 10 veces con agua desionizada para eliminar moléculas pequeñas residual. - Transferir la muestra en un tubo de 15 mL y centrifugar durante 5 minutos (10.000 x g) utilizando una centrífuga de sobremesa. Quite el sobrenadante y recoger el resto de los materiales fungicida.
- Paquete de 70-80 mg de la uniforme 13muestra C-etiquetados y bien hidratada pasta en ZrO2 rotor de 4 mm o 30-50 mg a rotores de 3,2 mm para experimentos de NMR. Repetitivamente apriete la muestra suavemente con una varilla de metal y absorber el exceso de agua utilizando papel.
- Firmemente la tapa del rotor e Inserte la muestra en el espectrómetro para la caracterización de NMR de estado sólido.
Nota: Los rotores nuevo se sugieren para minimizar la posibilidad de bloqueo de rotor y muestra derrame en el espectrómetro de RMN. Si es necesario, puede utilizarse un implantable desechable de Kel-F con tornillos de estanqueidad para servir como un contenedor secundario dentro del rotor.
- Dializan 13C, 15N etiquetado hongos muestra (paso 1.2.4.) contra 1 L de 10 mM de tampón fosfato (pH 7.0) a 4 ° C utilizando una bolsa de diálisis con un 3.5 kDa de peso molecular límite para eliminar moléculas pequeñas desde el medio de crecimiento durante un período total de 3 días. Cambiar la memoria intermedia dos veces al día.
- Preparación de muestras de a. fumigatus para experimentos DNP
- Preparar 100 μl de DNP solventes29,44 (también conocida como la matriz de la DNP) en un tubo de microcentrífuga de 1,5 mL para 13C,15muestras de hongos N-labeled. Esta matriz DNP contiene una mezcla de d8-glicerol/D2O/H2O (30/60/10 Vol %).
Nota: Si muestras ser investigado, luego preparar la matriz DNP mediante 13C-agotado d8-glicerol (12C3, 99.95%; D8, 98%) y D2O H2O para evitar 13C señal contribución de los solventes. - Se disuelven 0,7 mg de AMUPol45 en 100 μl de solventes DNP para forma 10 mM radical solución. Vortex por 2-3 min para asegurarse de que los radicales se disuelven completamente en la solución.
- Remojar 10 mg del dializado 13C, 15N etiquetado hongos materiales como se describe en los pasos anteriores (pasos 2.1.1 y 2.1.2) en 50 μl de solución AMUPol y moler suavemente la mezcla utilizando un mortero y una maja para asegurar la penetración de los radicales en la pared celular porosa.
Nota: Para reducir la tasa de pérdida de hidratación, el rectificado también puede tener lugar en un tubo de microcentrífuga utilizando un micropestle. - Añadir otro 30 μl de la solución radical a la pastilla molida al hidrato más la muestra de hongos.
- Paquete de la pelotilla en un rotor de zafiro de 3,2 mm, apriete suavemente y eliminar el disolvente sobrante del DNP. Añadir un tapón de silicona de 3,2 mm para evitar la pérdida de hidratación. Por lo general, 5-30 mg de la muestra puede ser embalado para el rotor. La cantidad exacta debe ser determinada por el requisito de sensibilidad de los experimentos de NMR a llevarse a cabo.
- Insertar y girar la muestra en un espectrómetro de DNP, medir un espectro de DNP-realzada bajo irradiación de microondas y compararlo con el espectro de microondas. Esto conducirá a una mejora factor εencendido, que debe ser 20-40 para estos materiales complejos. Ejecutar los experimentos diseñados para determinar la estructura de la pared celular.
- Preparar 100 μl de DNP solventes29,44 (también conocida como la matriz de la DNP) en un tubo de microcentrífuga de 1,5 mL para 13C,15muestras de hongos N-labeled. Esta matriz DNP contiene una mezcla de d8-glicerol/D2O/H2O (30/60/10 Vol %).
3. preparación de biomasa vegetal para RMN y estudios DNP
- Preparación de materiales de planta para NMR de estado sólido
- Producir uniformemente 13C-labeled plantas internas usando 13CO2 fuentes en una cámara o 13glucosa C medio de cultivo como se describe anteriormente46,47 o directamente comprar materiales etiquetados de empresas de etiquetado de isótopo.
Nota: 13C-glucosa puede utilizarse en crecimiento oscuro para evitar la introducción de 12C por fotosíntesis. - Cortar el uniforme 13C etiquetado como material vegetal en trozos pequeños (típicamente 1-2 mm de dimensión) usando una cuchilla de un laboratorio.
Nota: Dependiendo de la finalidad, las paredes de la célula extraídas se utiliza a veces para caracterización estructural y se divulgan los protocolos detallados en anteriores estudios21,46. - Si previamente fue secada la muestra, añadir 100 μl de agua a 30 mg de material vegetal en un tubo de microcentrífuga de 1,5 mL, vortex, equilibren a temperatura ambiente por 1 día. Centrifugar a 4.000 x g por 10 min y retirar el exceso de agua con una pipeta.
- Si la muestra se seca nunca en cualquier punto, utilizar directamente la muestra sin tratamiento adicional.
- Paquete de los materiales resultantes de la planta en 3.2 mm o 4 mm ZrO2 rotores para experimentos de NMR de estado sólidos.
- Producir uniformemente 13C-labeled plantas internas usando 13CO2 fuentes en una cámara o 13glucosa C medio de cultivo como se describe anteriormente46,47 o directamente comprar materiales etiquetados de empresas de etiquetado de isótopo.
- Preparación de materiales vegetales para estudios DNP
- Preparar la solución madre de 60 μL de 10 mM AMUPol radical como pasos descritos 2.2.1 y 2.2.2.
- Cortar el uniforme 13C etiquetado como material vegetal para ser estudiado en trozos pequeños (1-2 mm de dimensión) usando una cuchilla de un laboratorio y pesan 20 mg de los materiales de planta.
- Mano-moler los trozos de planta en partículas pequeñas (~ 1-2 mm de tamaño) usando un mortero y una maja. Los polvos finales tienen un aspecto homogéneo.
- Agregar 40 μl de la solución madre de DNP preparado en el paso anterior (paso 2.2.2) para el material vegetal y moler suavemente durante 5 minutos asegurar la homogénea mezclando con el radical.
- Añadir otro 20 μl de la solución madre para hidratar aún más el material vegetal después de la molienda.
- Paquete de la muestra de planta equilibrado en un rotor de zafiro de 3,2 mm para experimentos DNP. Introduzca un tapón de silicona para evitar la pérdida de hidratación.
4. experimentos de NMR de estado sólido norma para la inicial caracterización de biomateriales ricos en hidratos de carbono
Nota: Un breve resumen de los experimentos de NMR se proporciona en esta sección. Sin embargo, elucidación estructural típicamente requiere de amplia experiencia. Por lo tanto, se recomienda esfuerzos de colaboración con espectroscopistas NMR.
- Medida D 1 13C Cruz de polarización (CP), 13C polarización directa (PD) con 2 y 35 reciclar retrasos y 1H -13C inepto48,49 espectros para obtener una comprensión general de la dinámica distribución de componentes de la célula (Figura 1a). Las paredes celulares son típicamente la porción relativamente rígida y exhibir las señales dominantes en el espectro de la CP.
- Medir una serie de experimentos de correlación estándar 2D 13C -13C para asignaciones de resonancia de 13C señales. Comenzar con insuficiente reorientación50,51 para obtener conectividad de carbono, que necesidad de ser asistido por una serie de experimentos a través de espacio como 1.5-ms RFDR52 (Figura 1b) y cable de 50 ms/DARR53 experimentos.
Nota: Si es de interés para encontrar una muestra rica en un componente específico, por ejemplo, la primaria o las paredes celulares secundarias, luego varios segmentos o múltiples plantas deba medirse por separado para encontrar la muestra con la composición óptima. - Realizar experimentos de correlación de13C 2D 15N - que pueden ser medidos para facilitar las tareas de la resonancia de proteínas y carbohidratos de nitrogenados.
Nota: La asignación de la resonancia es generalmente desperdiciador de tiempo. Un método está desarrollando para facilitar la asignación de la resonancia de las señales de hidratos de carbono para los científicos sin experiencia previa. - Medir más especializados experimentos para determinar las cercanías espaciales (figura 1C, d), hidratación y movilidades de biomoléculas complejas para determinar la estructura tridimensional de los materiales ricos en carbohidratos como sistemáticamente se ha descrito anteriormente22,29.
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Representative Results
El etiquetado del isótopo sustancialmente incrementa la sensibilidad de NMR y hace posible medir una serie de 2D 13C -13C y 13C -15N espectros de correlación para analizar la composición, la hidratación, la movilidad y el embalaje de polímeros, que se integrarán para construir un modelo tridimensional de la arquitectura de la pared celular (figura 1). Si el etiquetado uniforme tiene éxito, un conjunto completo de 1D 13C y 15N espectros puede ser recogido dentro de 1 h y cada espectro 2D estándar debe tomar no más de 24 h de la medida.
Muestras bien preparadas generalmente que ambas altas intensidades de NMR y afiladas líneas. Comprometer de cualquier parámetro indica la preparación de la muestra no optimizado. Las muestras de hongos deben estar preparadas de una manera nunca seca y deshidratación parcial durante los pasos de embalaje podría conducir a una ampliación notable del grosor de línea. Si el tiempo experimental es sustancialmente más de lo esperado para una muestra totalmente llena de NMR, el nivel de etiquetado puede ser baja. Si las señales fuera de la diagonal son difíciles de obtener en el espectro de correlación 2D 13C -13C, etiquetado estadística podría haberse producido (Figura 1b). Los dos picos de 13C en 96 y 92 ppm son señales de carbono 1 firma de glucosa54, por lo tanto, sus intensidades fuertes en el cuantitativo 13C dirigen espectros de polarización (DP) medidos con reciclaje largos retrasos de 35 s normalmente indican el predominio de pequeñas moléculas debido a la incompleta diálisis o lavado (Figura 1a). Con muestras bien marcadas, las correlaciones de largo alcance pueden medirse más para detectar las cercanías espaciales de biomoléculas (figura 1C) y construir el modelo estructural de las paredes celulares intactas (figura 1 d).
| Nombre químico | Fórmula química | Concentración (g/L) |
| Fosfato dipotásico | K2HPO4 | 1,045 g |
| Sulfato de magnesio heptahidratado | MgSO4·7H2O | 0,52 g |
| Fosfato monopotásico | KH2PO4 | 0,815 g |
| 15 N - nitrato de sodio | 15 NaNO3 | 6,0 g |
| Cloruro de potasio | KCl | 0,52 g |
| U -13C-glucosa | 13 C6H12O6 | 10,0 g |
Tabla 1. La composición del medio mínimo.
| Nombre químico | Fórmula química | Concentración (g/L) |
| Amonio molibdato tetrahidrato | (NH4) 6 Mo7O24·4H2O | 11 g |
| Ácido bórico | H3BO3 | 11 g |
| Hexahidrato del cloruro cobáltico | CoCl2·6H2O | 16 g |
| Cuprico sulfato pentahidrato | CuSO4·5H2O | 16 g |
| Hierro sulfato heptahidrato | FeSO4·7H2O | 5 g |
| Manganeso cloruro tetrahidrato | MnCl2·4H2O | 5 g |
| Tetrasodium Ethylenediaminetetraacetate | Na4EDTA·4H2O | 60 g |
| Cinc sulfato heptahidrato | ZnSO4·7H2O | 22 g |
Tabla 2. La composición de la solución de elementos traza (concentrada). Tenga en cuenta que para preparar hongos sin etiqueta, sin etiqueta de glucosa y nitrato de sodio pueden usarse.
Figura 1. Diagrama de flujo para la caracterización de la estructura de la pared celular fúngica mediante RMN de estado sólido. (un) 1 D spectra para la detección de la muestra inicial. De arriba hacia abajo son INEPT, 13C DP con 2 s de reciclaje retrasa, 13C DP con reciclar 35-s retrasos y espectros de 13C CP, con la disminución de la movilidad de las moléculas detectadas. (b) 2D 13C -13C espectro de correlación mide utilizando 1.5 ms RFDR engancharlo. (c) representación Cruz intermolecular pico detectado utilizando espectro de ms de 15 PAR. (d) modelo estructural Obtenido de datos NMR. Paneles a, c y d han sido modificados de Kang et al., NAT Commun. 9, 2747 (2018). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
En comparación con los métodos bioquímicos, NMR de estado sólido tiene ventajas como una técnica no destructiva y de alta resolución. NMR es también cuantitativa en el análisis compositivo, y a diferencia de la mayoría otros métodos analíticos, no han las incertidumbres introducidas por la solubilidad limitada de los biopolímeros. Establecimiento del protocolo actual facilita futuros estudios sobre biomateriales ricos en hidratos de carbono y polímeros funcionalizados. Sin embargo, debe señalarse que el análisis de datos y asignación de la resonancia pueden ser desperdiciador de tiempo y requieren generalmente el entrenamiento sistemático. Los autores están elaborando herramientas y bases de datos para ayudar a los científicos sin experiencia a superar esta barrera.
Puesto que la abundancia del isótopo natural de 13C es sólo el 1.1%, la probabilidad de observar un 13C -13C Cruz pico utilizando sin etiqueta de materiales es sólo 0.012% (1,1 x 1,1%) de que la utilización de etiquetado uniformemente las muestras. Por lo tanto, el enriquecimiento del isótopo conseguido mediante este protocolo sustancialmente mejora la sensibilidad de NMR en cuatro órdenes de magnitud y permite experimentos 2D correlación para la determinación estructural.
Las muestras optimizadas, bien hidratadas deben exhibir líneas nítidas en 2D de 13C -13C espectros de correlación. Los componentes móviles, tales como el β-Glucanos en a. fumigatus y las pectinas en las plantas deben exhibir un ancho en el medio máximo (FWHM) linewidth de 0.3-0.5 ppm en 600-800 MHz NMR espectrómetros29,31. Los componentes rígidos tienen picos ligeramente más amplios debido a heterogeneidad conformacional de las unidades de azúcar constituyendo, repetitivas y la falta de movimientos moleculares rápidos. El grosor de línea típica 13C es 0.7-1.0 ppm de microfibrillas de celulosa en plantas y 0.5-0.7 ppm de quitina en los hongos55. El grosor de línea fuerte de la celulosa y la quitina son causados principalmente por la cristalinidad del polímero, así es parcialmente resistente a la deshidratación y cambios de temperatura, por ejemplo, la temperatura criogénica del DNP experimento56,57. La agudeza del pico de los polímeros de la matriz, sin embargo, son muy sensibles al cambio de las condiciones de la muestra que afectan la movilidad del polímero, por lo tanto, puede ser utilizado como un indicador de hidratación de la muestra. Líneas generales de los polímeros de la matriz suele designan la falta de hidratación en la muestra, que puede ser total o parcialmente recuperada al volver a agregar agua58. Por lo general, un nivel de hidratación de 50-80% de peso es suficiente para proporcionar un buen grosor de línea en muestras fúngicas y vegetales.
DNP es a menudo necesario para la investigación de estos sistemas celulares desafiantes. Por lo general, una mejora de 20-40 veces de sensibilidad podría ser alcanzado en una optimizado muestra en un espectrómetro DNP de 600 MHz/395 GHz y este valor aumenta con la disminución de campo, por ejemplo, casi el doble en un 400 MHz/263 GHz DNP26,59 . Hay varios factores que pueden afectar la eficacia de la DNP. En primer lugar, la penetración de los radicales en la red porosa de las paredes celulares es fundamental y este proceso puede facilitarse considerablemente por molienda suave de los biomateriales en la matriz que contienen el radical DNP. En segundo lugar, las características físicas, la rigidez por ejemplo, de la muestra afecta la elección de la potencia del microondas, la matriz DNP "derrite" 12 bajo irradiación W según lo evidenciado por la chaira de resonancias de 1H, que no era un problema para la planta más tallos de60. Como resultado, se observa un patrón más isotrópico del pico solvente 1H, con sustancialmente inferior bandas laterales de giro y el realce de DNP atenuado. Por lo tanto, poder más débil se recomienda para materiales más blandos. En tercer lugar, se debe optimizar la composición de la matriz DNP. Resulta que d8-glicerol/D2O/H2O es generalmente los mejores solventes para materiales blandos mientras que una opción más simple y más barata de D2O/H2O también puede ser eficaz en algunos casos porque los azúcares presentan en el sistema sirve como crioprotectores en cierta medida. En contraste, el d6-DMSO/D2O/H2O solución falla en plantas y muestras de hongos, con menos de 10 veces de la mejora de la sensibilidad, por lo tanto no se recomienda para uso a menos que para fines especiales. Un protocolo sin matriz recientemente ha demostrado ser altamente eficaz debido al agotamiento de solvente, que crea el espacio adicional para acomodar más materiales34,56,61. Sin embargo, la pérdida de hidratación presenta una mayor perturbación en la estructura de biomoléculas, así, este método puede no ser adecuado para los sistemas biológicos. Si las paredes celulares son ser estudiados, 13C-agotado d8-glicerol/D2O/H2O es el solvente óptimo que no contribuye cualquier abundancia natural 13C señales ni sacrifica cualquier sensibilidad mejora.
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Disclosures
No tenemos nada que revelar.
Acknowledgments
Este trabajo fue financiado por National Science Foundation a través de OIA NSF-1833040. El laboratorio nacional de campo magnético alto (NHMFL) es apoyado por la National Science Foundation a través del DMR-1157490 y el estado de Florida. El sistema MAS-DNP en el NHMFL es financiado en parte por los NIH S10 OD018519 y NSF CHE-1229170.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Ammonium Molybdate Tetrahydrate | Acros Organics | 12054-85-2 | |
| AMUPol | Cortecnet | C010P002 | |
| Analytical weighing balance | Ohaus | B730439218 | Model PA84C |
| Bioclave 16 L | VWR | 470230-598 | |
| Biosafety Cabinet | Labconco corporation | 302319100 | |
| Boric acid | VWR | BDH9222 | store at 15-30 °C |
| Cobalt(II) Chloride Hexahydrate | Honeywell|Fluka | 60820 | ≥98 % |
| Copper(II) Sulfate Pentahydrate | BDH | BDH9312 | ≥98 % |
| Corning LSE shaking incubator | Thermo Fisher Scientific | 7202152 | |
| D2O | Sigma Aldrich | 151882 | 99.9 atom % D |
| d6-DMSO | Sigma Aldrich | 151874 | 99.9 atom % D |
| d8-glycerol | Sigma Aldrich | 447498 | ≥99 atom % D |
| Dialysis tubing 3.2 kDa | Sigma Aldrich | D2272 | 132724 |
| Dipotassium Phosphate | VWR | BDH9266 | ≥98 % |
| Glycerol | Sigma Aldrich | G5516 | ≥99.5 % |
| Heraus Megafuge 16R Centrifuge | Thermo Fischer Scientific | 750004271 | Maximum RCF 25,830 x g |
| HR-MAS Disposable Insert Kit | Bruker | B4493 | Kel-F |
| Iron(II) Sulfate Heptahydrate | Alfa Aesar | 14498 | ≥99+ % |
| Magnesium Sulfate Heptahydrate | VWR | 10034998 | store at 18-26 °C |
| Manganese(II) Chloride Tetrahydrate | Alfa Aesar | 11563 | ≥99 % |
| Monopotassium Phosphate | VWR | 470302-254 | ≥99 % |
| pH Meter | Mettler Toledo | B706689216 | |
| Tetrasodium Ethylenediaminetetraacetate | Acros Organics | 13235-36-9 | ≥99.5 % |
| Zinc Sulfate Heptahydrate | Alfa Aesar | 33399 | ≥98 % |
| 12C3, d8-glycerol | Cambridge Isotope Laboratory | CDLM-8660 | 12C3, 99.95%; D8, 98% |
| 13C6-glucose | Sigma Alrdrich | 364606 | ≥99 % (CP) |
| 15N-sodium nitrate | Sigma Aldrich | 364606 | ≥98 % 15N, ≥99 (cp) |
| 3.2 mm sapphire NMR rotor | Cortecnet | B6939 | |
| 3.2 mm Silicone plug | Bruker | B7089 | |
| 4 mm MAS Rotor Kit | Bruker | H14355 | Zirconia |
References
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