Summary
Das aktuelle Protokoll beschreibt Methoden zur Etablierung von vom Patienten abgeleiteten Xenograft-Modellen (PDX) und primären Krebszelllinien aus chirurgischen Magenkrebsproben. Die Methoden sind ein nützliches Instrument für die Arzneimittelentwicklung und die Krebsbiologieforschung.
Abstract
Die Verwendung präklinischer Modelle, um unser Verständnis der Tumorbiologie zu verbessern und die Wirksamkeit von therapeutischen Wirkstoffen zu untersuchen, ist der Schlüssel zur Krebsforschung. Obwohl es viele etablierte Magenkrebszelllinien und viele konventionelle transgene Mausmodelle für die präklinische Forschung gibt, schränken die Nachteile dieser In-vitro- und In-vivo-Modelle ihre Anwendungen ein. Da sich die Merkmale dieser Modelle in der Kultur verändert haben, modellieren sie keine Tumorheterogenität mehr, und ihre Reaktionen waren nicht in der Lage, Reaktionen beim Menschen vorherzusagen. So werden alternative Modelle entwickelt, die die Tumorheterogenität besser repräsentieren. Patientenabgeleitete Xenograft-Modelle (PDX) bewahren das histologische Erscheinungsbild von Krebszellen, behalten die intratumorale Heterogenität bei und spiegeln besser die relevanten menschlichen Komponenten der Tumormikroumgebung wider. Allerdings dauert es in der Regel 4-8 Monate, um ein PDX-Modell zu entwickeln, das länger ist als das erwartete Überleben vieler Magenpatienten. Aus diesem Grund kann die Etablierung primärer Krebszelllinien eine wirksame ergänzende Methode für Studien zur Wirkstoffreaktion sein. Das aktuelle Protokoll beschreibt Methoden zur Erstellung von PDX-Modellen und primären Krebszelllinien aus chirurgischen Magenkrebsproben. Diese Methoden sind ein nützliches Instrument für die Arzneimittelentwicklung und die Krebsbiologieforschung.
Introduction
Magenkrebs ist die fünfthäufigste Krebsart weltweit und die dritthäufigste Krebstodesursache. Im Jahr 2018 wurden weltweit über 1.000.000 neue Fälle von Magenkrebs diagnostiziert, und schätzungsweise 783.000 Menschen wurden durch diese Krankheit getötet1. Die Inzidenz und Sterblichkeit von Magenkrebs ist in den nordöstlichen asiatischen Ländern nach wie vor sehr hoch2,3. Trotz signifikanter Fortschritte auf dem Gebiet der Krebstherapeutika bleibt die Prognose von Patienten mit fortgeschrittenem Magenkrebs schlecht, mit einer 5-Jahres-Überlebensrate von ca. 25%4,5,6, 7,. Daher besteht ein dringender Bedarf für die Entwicklung neuer therapeutischer Strategien für Magenkrebs
Die Behandlung von Magenkrebs ist aufgrund seiner hohen Heterogenität eine Herausforderung8,9. So ist die Frage, wie man die Herausforderungen der Tumorheterogenität angehen kann, um Präzisionsmedizin zu realisieren, von zentraler Bedeutung für die Krebsforschung. In-vitro- und In-vivo-Modelle spielen eine entscheidende Rolle bei der Aufklärung der heterogenen Mechanismen und der Biologie von Magenkrebs. Obwohl es zahlreiche Magenkrebszelllinien und viele konventionelle transgene Mausmodelle für die präklinische Forschung gibt, schränken die Nachteile dieser Modelle ihre Anwendungenein 10. Da sich die Merkmale dieser Modelle in der Kultur verändert haben, modellieren sie keine Tumorheterogenität mehr, und ihre Reaktionen waren nicht in der Lage, Reaktionen beim Menschen vorherzusagen11. Diese Probleme schränken die Möglichkeit der Identifizierung von Untergruppen von Krebspatienten, die auf gezielte Medikamente ansprechen, stark ein. Die kurzfristige Kultur der Primärtumoren bietet eine relativ schnelle und personalisierte Möglichkeit, anticancer pharmakologische Eigenschaften zu untersuchen, die wahrscheinlich das Markenzeichen der personalisierten Krebsbehandlung sein wird.
Patienten-abgeleitete Xenografts (PDXs) werden als alternatives präklinisches Modell für die Wirkstoff-Profilierung12bevorzugt. Darüber hinaus bieten PDX-Modelle ein leistungsfähiges Werkzeug zur Untersuchung der Initiierung und des Fortschreitens von Krebs13,14. PDX-Modelle bewahren das histologische Erscheinungsbild von Krebszellen, behalten intratumorale Heterogenität und spiegeln besser die relevanten menschlichen Komponenten der Tumormikroumgebung15,16wider. Die Einschränkung der weit verbreiteten PDX-Modelle ist jedoch die geringe Erfolgsrate bei der Etablierung und seriellen Verbreitung von soliden Tumoren beim Menschen. In dieser Studie werden anständig erfolgreiche Methoden zur Erstellung von PDX-Modellen und primären Zelllinien beschrieben.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Diese Studie am Menschen wurde vom Institutional Ethics Review Board des Sun Yat-sen University Cancer Center (SYSUCC, Guangzhou, China) genehmigt. Die Tierstudie wurde vom Institutional Animal Care and Use Committee der Sun Yat-sen University genehmigt. Hinweis: Alle Experimente wurden in Übereinstimmung mit den einschlägigen Gesetzen und institutionellen Richtlinien durchgeführt, einschließlich der Leitlinie für den Schutz der beruflichen Exposition gegen blutübertragene Krankheitserreger.
1. Probenvorbereitung
- Erhalten Sie Magenkrebsgewebe (P0 = Durchgang 0) direkt aus der Operation. Die Tumorprobe sollte größer als 0,5 cm3sein.
- Bereiten Sie 3-4 ml Stammlösung vor: zum Beispiel RPMI-1640 medium (1x) ergänzt mit 10% fetalem Rinderserum (FBS), 100 U/ml Penicillin und 0,1 mg/ml Streptomycin.
- Die frische Tumorprobe nicht länger als 4 Stunden in die Stammlösung bei 4 °C einlagern.
2. Einrichtung des PDX-Modells (Abbildung 1)
- Um einen sterilen Operationsbereich zu gewährleisten, desinfizieren Sie alle Materialien mit ultraviolettem Licht für mehr als 30 min vor der Übertragung in das Tierlabor.
Hinweis: Der Operationssaal muss 30 min lang mit ultraviolettem Licht desinfiziert werden, bevor wir den Schreibtisch mit dichlorisocyanurinsäureNatrium-Suppositorien-Desinfektionsmittel reinigen. Dann wird Povidon-Jod verwendet, um die Haut zu desinfizieren. - Mit Zangen und Schere die Tumorgewebe sorgfältig sezieren und unter sterilen Bedingungen in mehrere kleine Stücke (ca. 1 mm3 Würfel) schneiden.
- Anästhetisieren Sie weibliche 5- bis 7 Wochen alte NOD-SCID-IL2rg (NSG) Mäuse durch Exposition gegenüber 1-1,5% Isofluran mit einer Anästhesiemaschine.
- Anästhesisieren Sie die Maus, bis sie aufhört zu kämpfen, aber hält sogar Atmung.
HINWEIS: Das 50 ml Rohr ist ein einfaches Gerät, das einer Anästhesiemaschine ähnelt. Der Einsatz von tierärztlicher Augensalbe zur Trockenheitistierung ist aufgrund der kurzen Betriebszeit unnötig.
- Anästhesisieren Sie die Maus, bis sie aufhört zu kämpfen, aber hält sogar Atmung.
- Machen Sie einen 1 cm Schnitt auf beiden Rückenflanken mit steriler Schere, und implantieren Sie ein Tumorstück in jede Flanke der Maus.
- Um sicherzustellen, dass das Tumorstück nicht ausrutscht, verwenden Sie sterile Zangen, um das unterkutane Gewebe zu stören. Schneiden Sie dann ein Stück des Tumorgewebes ab und legen Sie es in die tiefe Stelle.
- Schließen Sie den Implantatbereich durch subkutane Naht mit chirurgischen Nahtnadeln, und markieren Sie die Mausohren mit beschrifteten Ohrmarken
- Sterilisieren Sie die Wunde mit Jod.
- Legen Sie die Mäuse nach der Operation vorsichtig in einen leeren Käfig, während Sie die Brustbelebung beibehalten. Achten Sie genau auf den Zustand der Mäuse; sie wachen auf und beginnen ca. 3-4 min später zu gehen. Platzieren Sie Mäuse, die operiert werden, in einem anderen neuen Käfig, getrennt von denen, die nicht operiert werden.
- Bewerten Sie die Tumorgröße durch Palpation der Implantationsstelle. Messen Sie die Tumore zweimal pro Woche mit einem Vernier-Sättel.
- Sobald der Tumor einen Durchmesser von 10 mm erreicht, verschlechtert sich der Zustand des Tieres oder der Tumor ulcerates, euthanisieren Sie die Maus mit einer IRB-zugelassenen Methode. Reimplant erntete frische Tumorfragmente in 2 neue Mäuse für die Passierung oder lagern die Proben vorübergehend in PBS auf Eis, um primäre Zelllinien zu isolieren.
3. Gewebekryokonservierung
HINWEIS: Dieser Teil verweist in erster Linie auf die Methoden für das Live Tissue Kit Cryo Kit. Die wichtigsten Bausätze und Ausrüstungen sind in der Tabelle der Materialienaufgeführt.
- Euthanisieren Sie die Mäuse mit einer IRB-zugelassenen Methode, wenn der Tumor einen Durchmesser von mehr als 10 mm hat.
- Mit sterilen Zangen und Scheren, langsam isolieren den Tumor von den Mäusen.
- Waschen Sie das Tumorgewebe mit DPBS in einer 10 cm Schale. Sezieren und entfernen Nekrotische Bereiche, Fettgewebe, Blutgerinnsel und Bindegewebe mit Zangen und Schere.
- Schneiden Sie das Tumorgewebe mit einer Form auf eine Dicke von maximal 1 mm ab.
- Waschen Sie die Scheiben mit DPBS in einer 10 cm Schale.
HINWEIS: Bei der Verglasung werden Rohre mit der Bezeichnung V1/V2/V3 in den Schritten 3.6-3.8 verwendet. Die Hauptbestandteile sind DMSO und Saccharose. - Die Scheiben mit Zangen in Rohr V1 geben und das Rohr bei 4 °C für 4 min inkubieren. Das Rohr kurz rollen und invertieren und bei 4 °C für weitere 4 min legen.
- Gießen Sie die V1-Lösung und schneiden Sie in eine 10 cm Schale. Die Scheiben mit Zangen in Rohr V2 geben und Tube V2 bei 4 °C für 4 min inkubieren. Das Rohr kurz rollen und invertieren und bei 4 °C für weitere 4 min legen.
- Gießen Sie die V2-Lösung und in Scheiben in eine 10 cm Schale. Übertragen Sie die Scheiben in Dasröhre V3 mit Zangen, und inkubieren Sie das Rohr bei 4 °C für 5 min. Rollen und invertieren Sie das Rohr kurz, und legen Sie es bei 4 °C für mindestens 5 min. Stellen Sie sicher, dass die Scheiben alle auf den Boden des Rohres sinken.
- Wenn mehrere Scheiben schweben bleiben, rollen und invertieren Sie das Rohr kurz, und legen Sie das Rohr wieder auf 4 °C, bis alle Scheiben vollständig sinken; Falls erforderlich, entsorgen Sie die schwebenden Slices.
- Gießen Sie die V3-Lösung und schneiden Sie in eine 10 cm Schale.
- Schneiden Sie die Gewebehalter auf die richtige Länge, und legen Sie sie auf sterile Gaze. Übertragen Sie die Scheiben auf die Halter. Wickeln Sie die Halter mit der Gaze, und legen Sie sie in flüssigen Stickstoff mit Zangen, gefolgt von inkubation für 5 min.
- Beschriften Sie die kryogenen Durchstechflaschen mit den Gewebeinformationen.
- Übertragen Sie die Halter mit Gewebescheiben in kryogene Durchstechflaschen, die in flüssigem Stickstoff gelagert werden.
4. Isolierung von Primärzellen (Abbildung 2)
- Sterilisieren Sie Zangen und Scheren mit Hochdruckdampf bei 121 °C für 30 min.
- Resektmagen-Krebs-Proben von resektierten Proben oder geernteten PDX-Geweben. Legen Sie das Gewebe auf Eis, und dann übertragen Sie das Gewebe auf eine 10 cm sterile Kulturschale.
- Sezieren und entfernen Nekrotische Bereiche, Fettgewebe, Blutgerinnsel und Bindegewebe mit Zangen und Schere.
- Waschen Sie das Tumorgewebe einmal mit DPBS, das 100 U/ml Penicillin und 0,1 mg/ml Streptomycin in einer 10 cm Schale enthält.
- Schneiden Sie das Tumorgewebe in 1 mm3 Stück auf dem Deckel der Schale; die maximale Dicke jedes Stücks sollte 1 mm betragen.
- Übertragen Sie das Gewebe in ein 50 ml Zentrifugenrohr mit ca. 7 ml Typ-1-Kollagenase und Trypsin (1:14) Lösung. Wirbeln Sie die Mischung kurz.
- Inkubieren Sie das Rohr in einem Wasserbad bei 37 °C für 30-40 min. Wirbel die Mischung alle 5 min.
- Fügen Sie ein gleiches Volumen von RPMI-1640 medium (1x) hinzu, das mit 10% FBS ergänzt wird. Wirbel nisch die Mischung gründlich.
- Übertragen Sie das Gemisch durch langsame Filtration durch einen 40-m-Filter in ein neues 50 ml Zentrifugenrohr.
HINWEIS: Verwenden Sie 40-m-Filter, um ein höheres Verhältnis von Krebszellen zu gewährleisten. Bei Bedarf können 100-m-Filter verwendet werden, um mehr Zelltypen, wie z. B. immunologische Zellen, zu konservieren. - Zentrifugieren Sie die Filtrate bei 113-163 x g für 5-7 min bei RT. Entfernen Sie den Überstand vorsichtig.
- Waschen Sie das Pellet mit 5 ml PBS, und entfernen Sie vorsichtig den Überstand.
- Wenn das Pellet rot ist, enthält es viele Erythrozyten. Das Pellet vorsichtig mit 500 L roter Blutzelllysepuffer wieder aufhängen. Nach einer Inkubation von 5 min 5 ml PBS hinzufügen und den Überstand vorsichtig entfernen.
- Das Pellet mit Kulturmedium aussetzen und die Mischung in eine sterile 10 cm Schale geben.
- Ersetzen Sie das Medium alle 2-3 Tage durch serumhaltiges Medium.
- Durchfluss der Primärzellen mit Trypsin/EDTA, wenn sie 50% Zusammenfluss erreichen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Hier wurden Tumorgewebe aus einer Operation bis zum nächsten Schritt in Stammlösung konserviert. Innerhalb von 4 Stunden wurden Tumorgewebe in kleine Stücke geschnitten und in die dorsalen Flanken von NSG-Mäusen implantiert, die mit isoflurangetränkter Baumwolle betäustt worden waren. Tumoren größer als 1 cm3 könnten zur Implantation in neue Mäuse resektiert werden (Abbildung 1) oder sorgfältig geschnitten und gemäß dem Protokoll in flüssigem Stickstoff konserviert werden. In dieser Studie wuchsen die Tumoren der ersten Generation langsamer als in späteren Generationen und dauerten 3 Wochen oder länger, um die entsprechende Größe zu erreichen. Die Erfolgsrate der subkutanen Tumorbildung der ersten Generation betrug mehr als 80%. Wir bestätigten die Identität der Krebszellen aus PDX-Modellen durch H&E-Färbung unter dem Mikroskop (Abbildung 3C). Schließlich lag die Erfolgsrate der Tumorbildung aus kryokonserviertem Tumorgewebe bei etwa 95%.
Primäre Krebszellen wurden als eine weitere Möglichkeit isoliert, den einzelnen Tumor zu untersuchen. Die Zellen wurden entweder aus operativen Proben oder PDX-Modellen isoliert. Das Tumorgewebe wurde mit DPBS gewaschen und in Stücke geschnitten. Die Gewebefragmente wurden vor der Filtration mit Typ-1-Kollagenase und Trypsin (1:14) gründlich verdaut. Nach der Entfernung von Erythrozyten wurden die Zellen auf die gleiche Weise wie andere Krebszellen kultiviert. Die überlebenden mesenchymalen Zellen sterben in nachfolgenden Passagen ab (Abbildung 2). Basierend auf Unterschieden in der Morphologie können wir Tumorzellen leicht erkennen. Normale Zellen haben eine einheitliche Form und Größe, aber Krebszellen gibt es in verschiedenen Größen und Formen. Zusätzlich hat der Zellkern in Krebszellen unregelmäßige Strukturen und ein relativ kleines Zytoplasma. Daher wurden die Primärzellen unabhängig von zwei Pathologen unter dem Mikroskop authentifiziert (Abbildung 3A). Zur weiteren Bestätigung wurde h&E-Färbung verwendet, um die Morphologie von Krebszellen nach der Fixierung zu beobachten (Abbildung 3B). Die Rate der erfolgreichen Isolierung von primären Zelllinien betrug etwa 40%. Die primären Zellen müssen 4 oder 5 Mal nach der Isolierung durchgesieben werden, und es ist eine pathologische Authentifizierung erforderlich. Diese Schritte können etwa 20 Tage dauern.
Abbildung 1. Schema für die Etablierung von patientenabgeleiteten Xenograft-Modellen (PDX).
Um ERFOLGREICH PDX-Modelle zu etablieren, resektieren Sie die Tumormassen im Operationssaal zur sofortigen Verarbeitung. Teilen Sie den Tumor in mehrere kleine Stücke. Setzen Sie isoflurangetränkte Baumwollkugeln in ein 50 ml Rohr, um die Mäuse zu betäuschen, und schneiden Sie Wunden in dorsale Flanken. Blunt sezieren subkutane Gewebe mit Zangen, und verwenden Zangen, um ein Stück des Tumors subkutan weg von der Wunde zu platzieren. Naht und sterilisieren die Wunden. Der Anästhesieprozess erfordert eine sorgfältige Überwachung der Maus Vitalzeichen, wie Atmungsrate. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2. Schema für die Isolierung von Primärzellen.
Erhalten Sie Tumorproben aus dem Operationssaal. Waschen Sie das Tumorgewebe schnell und schneiden Sie es in Stücke. Verdauen Sie die Tumorproben mit Typ-1-Kollagenase und Trypsin bei 37 °C für 30-40 min, wobei das Rohr alle 5 min gemischt wird. Fügen Sie dann ein gleiches Volumen des Mediums mit 10% FBS hinzu, zentrifugieren Sie das Gemisch und legen Sie das Filtrat in ein neues Rohr. Entfernen Sie den Überstand, und waschen Sie das Pellet. Basierend auf der Farbe des Pellets, entscheiden, ob rote Blutkörperchen lysieren. Übertragen Sie das Pellet in eine neue 10 cm sterile Schale und kultichen Sie die Zellen für mehrere Passagen vor dem Krebszellscreening. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3. Authentifizierung von primären Krebszellen.
(A) Primärzellbilder von GC-Patienten. Die Zellen wurden direkt aus frischem Gewebe isoliert und mehr als 5 Mal durchgesiebar. Skalenbalken: 200 m (links), 100 m (Mitte) und 50 m (rechts). (B) Bilder von H&E-gefärbten primären Magenkrebszellen. Skalenbalken: 500 m (links), 200 m (Mitte) und 100 m (rechts). (C) Bilder von H&E-gefleckten PDX-Tumoren. Skalenbalken: 500 m (links), 200 m (Mitte) und 100 m (rechts). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Magenkrebs ist eine aggressive Erkrankung mit begrenzten therapeutischen Möglichkeiten; So sind Modelle von Magenkrebs zu einer kritischen Ressource geworden, um funktionelle Forschungsstudien mit direkter Übersetzung in die Klinik4,8,17zu ermöglichen. Hier haben wir die Methoden und das Protokoll zur Etablierung von Magenkrebs-PDX-Modellen und primären Zelllinien beschrieben. Wichtig ist, dass sowohl morphologische als auch biologische Eigenschaften von Magenkrebsproben meist in den PDX-Modellen beibehalten wurden.
Es gibt einige kritische Punkte im Protokoll zum Einrichten von PDX-Modellen, die hervorgehoben werden müssen, um die Engraftmentrate zu erhöhen. NSG -Mäuse (NOD-SCID-IL2rg) werden als immundefizientes Mausmodell empfohlen, da diese Mäuse stärker immunsuppressiv sind und einen Mangel an T-, B- und NK-Zellen18,19,20,21haben. Zusätzlich muss aufgrund der schweren Immunschwäche der Mäuse die Sterilität in allen Experimenten aufrechterhalten werden. Alle Werkzeuge, einschließlich Zangen und Scheren, müssen steril gehalten werden. NSG-Mäuse sollten mit geringer Dichte gezüchtet werden, um eine Infektion zu vermeiden. Darüber hinaus können viele Faktoren auch die Tumorbildung beeinflussen, wie z. B. die Probengröße, den Anteil der mesenchymalen Zellen in der Probe und die Implantationsstelle.
Ein wichtiger Aspekt bei der Etablierung von primären Krebszellen ist die Sterilität. Da mesenchymale Zellen in der Regel schneller wachsen als primäre Krebszellen, müssen Zellen möglicherweise mehrere Generationen lang durchgesieben werden, bis die mesenchymalen Zellen aussterben. Schließlich müssen die kultivierten Zellen authentifiziert werden.
Wir verwendeten die verglaste Kryokonservierungsmethode, um die PDX-Tumorproben zu erhalten. Die Hauptvorteile dieser Konservierungsmethode sind: 1) eine langfristige Lagerung nach dem Einfrieren ist möglich (ca. 10 Jahre); 2) die Morphologie nach dem Tauwetter mit der des frischen Gewebes übereinstimmt; 3) primäre Tumorzellen können nach dem Auftauen noch isoliert werden; 4) die Tumorbildungsfähigkeit von PDXs bleibt vor und nach der Kryokonservierung grundsätzlich unverändert; 5) die Gewebe können verwendet werden, um gefrorene Abschnitte zu machen und können mit Paraffin fixiert werden; 6) DNA-, RNA- und Proteinaktivität bleibt erhalten; und 7) dieses Verfahren gilt sowohl für chirurgische Proben als auch für Biopsiegewebe.
Die Hauptbeschränkung der PDX-Modelle beinhaltet die Verwendung von immungeschwächten Mäusen, die die Auswirkungen der Tumormikroumgebung auf das Tumorwachstum und die Wirkstoffreaktionen abmildern und somit die Anwendung von PDX-Modellen in Screening-Immunmodulatorischen Wirkstoffen einschränken können. Darüber hinaus dauert es in der Regel 4-8 Monate, um ein PDX-Modell zu entwickeln, das länger ist als das erwartete Überleben vieler Magenpatienten. Aus diesem Grund kann die Etablierung primärer Krebszelllinien eine wirksame ergänzende Methode für Studien zur Wirkstoffreaktion sein.
PDX-Modelle und primäre Zelllinien werden zu einem integralen Bestandteil der Arzneimittelentwicklung und der Einleitung und Progression der Tumorbiologieforschung. Diese Modelle bieten genauere Darstellungen von menschlichem Krebs als herkömmliche Krebszelllinien und haben das Potenzial, die präklinische Bewertung neuartiger Krebstherapien zu verbessern. Darüber hinaus können diese Modelle nützlich sein, um molekulare Eigenschaften oder Tumorsignaturen zwischen verschiedenen Untergruppen von Krebspatienten zu vergleichen. Es besteht kein Zweifel, dass diese Instrumente letztendlich eine breitere Rolle in der Arzneimittelentwicklung und der Krebsbiologieforschung spielen werden.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Die Autoren haben nichts zu verraten.
Acknowledgments
Diese Arbeit wurde von der National Natural Science Foundation of China (81572392) unterstützt; das Nationale Schlüsselforschungs- und Entwicklungsprogramm Chinas (2016YFC1201704); Tip-top Wissenschaftliche und Technische innovative Jugendtalente des Guangdong Special Support Program (2016TQ03R614).
Wir danken Guangzhou Sagene Biotech Co., Ltd. ausdrücklich für die Unterstützung bei der Erstellung der Zahlen.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 40 μm Cell Strainer | Biologix, Shandong, China | 15-1040 | |
| Biological Microscope | OLYMPUS, Tokyo, Japan | OLYMPUS CKX41 | |
| Centrifuge | Eppendorf, Mittelsachsen, Germany. | 5427R | |
| CO2 Incubator | Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, California, USA | HERACELL 150i | |
| DPBS | Basalmedia Technology, Shanghai, China | L40601 | |
| Electro-Thermostatic Water Cabinet | Yiheng, Shanghai, China | DK-8AXX | |
| Fetal bovine serum | Wisent Biotechnology, Vancouver, Canada | 86150040 | |
| Isoflurane | Baxter, China | CN2L9100 | |
| Live Tissue Kit Cryo Kit | Celliver Biotechnology, Shanghai, China | LT2601 | |
| Live Tissue Thaw Kit | Celliver Biotechnology, Shanghai, China | LT2602 | |
| NSG | Biocytogen, Beijing, China | B-CM-002-4-5W | |
| Penicilin&streptomycin | Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, California, USA | 15140122 | |
| Red blood cell lysis buffer | Solarbio, Beijing, China | R1010 | |
| RPMI-1640 medium | Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, California, USA | 8118367 | |
| Surgical Suture Needles with Thread | LingQiao, Ningbo, China | 3/8 arc 4×10 | |
| Tissue-processed molds and auxiliary blades | Celliver Biotechnology, Shanghai, China | LT2603 | |
| Trypsin-EDTA | Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, California, USA | 2003779 | |
| Type 1 collagenase | Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, California, USA | 17100017 |
References
- Bray, F., et al. Global cancer statistics 2018: GLOBOCAN estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries. Ca-a Cancer Journal for Clinicians. 68 (6), 394-424 (2018).
- Sugano, K. Screening of gastric cancer in Asia. Best Practive & Research in Clinical Gastroenterology. 29 (6), 895-905 (2015).
- Nikfarjam, Z., et al. Demographic survey of four thousand patients with 10 common cancers in North Eastern Iran over the past three decades. Asian Pacific Journal of Cancer Prevention. 15 (23), 10193-10198 (2014).
- Coccolini, F., et al. Advanced gastric cancer: What we know and what we still have to learn. World Journal of Gastroenterology. 22 (3), 1139-1159 (2016).
- Goetze, O. T., et al. Multimodal treatment in locally advanced gastric cancer. Updates in Surgery. 70 (2), 173-179 (2018).
- Graziosi, L., Marino, E., Donini, A. Multimodal Treatment of Locally Advanced Gastric Cancer: Will the West Meet the East? Annals of Surgical Oncology. 26 (3), 918 (2019).
- Choi, Y. Y., Noh, S. H., Cheong, J. H. Evolution of Gastric Cancer Treatment: From the Golden Age of Surgery to an Era of Precision Medicine. Yonsei Medical Journal. 56 (5), 1177-1185 (2015).
- Zhang, W. TCGA divides gastric cancer into four molecular subtypes: implications for individualized therapeutics. Chinese Journal of Cancer Research. 33 (10), 469-470 (2014).
- Tirino, G., et al. What's New in Gastric Cancer: The Therapeutic Implications of Molecular Classifications and Future Perspectives. International Journal of Molecular Sciences. 19 (9), (2018).
- Roschke, A. V., et al. Karyotypic complexity of the NCI-60 drug-screening panel. Cancer Research. 63 (24), 8634-8647 (2003).
- Wilding, J. L., Bodmer, W. F. Cancer cell lines for drug discovery and development. Cancer Research. 74 (9), 2377-2384 (2014).
- Siolas, D., Hannon, G. J. Patient-derived tumor xenografts: transforming clinical samples into mouse models. Cancer Research. 73 (17), 5315-5319 (2013).
- Xu, C., et al. Patient-derived xenograft mouse models: A high fidelity tool for individualized medicine. Oncology Letters. 17 (1), 3-10 (2019).
- Lai, Y., et al. Current status and perspectives of patient-derived xenograft models in cancer research. Journal OF Hematology & Oncology. 10 (1), 106 (2017).
- Kawaguchi, T., et al. Current Update of Patient-Derived Xenograft Model for Translational Breast Cancer Research. Journal of Mammary Gland Biology and Neoplasia. 22 (2), 131-139 (2017).
- Cassidy, J. W., Caldas, C., Bruna, A. Maintaining Tumor Heterogeneity in Patient-Derived Tumor Xenografts. Cancer Research. 75 (15), 2963-2968 (2015).
- Liu, X., Meltzer, S. J. Gastric Cancer in the Era of Precision Medicine. Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 3 (3), 348-358 (2017).
- Shultz, L. D., et al. Human cancer growth and therapy in immunodeficient mouse models. (7), Cold Spring Harbor. 694-708 (2014).
- McDermott, S. P., et al. Comparison of human cord blood engraftment between immunocompromised mouse strains. Blood. 116 (2), 193-200 (2010).
- Ito, M., et al. NOD/SCID/gamma (c) (null) mouse: an excellent recipient mouse model for engraftment of human cells. Blood. 100 (9), 3175-3182 (2002).
- Wege, A. K., et al. Co-transplantation of human hematopoietic stem cells and human breast cancer cells in NSG mice: a novel approach to generate tumor cell specific human antibodies. MAbs. 6 (4), 968-977 (2014).
