Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove

Medicine

Invasieve hemodynamische beoordeling voor het rechter ventrikel systeem en hypoxie-geïnduceerde pulmonale arteriële hypertensie bij muizen

doi: 10.3791/60090 Published: October 24, 2019

Summary

Hier presenteren we een protocol voor het uitvoeren van een invasieve hemodynamische beoordeling van de rechter ventrikel en longslagader bij muizen met behulp van een open-borstchirurgie aanpak.

Abstract

Pulmonale arteriële hypertensie (PAH) is een chronische en ernstige Cardiopulmonaire aandoening. Muizen zijn een populair diermodel dat wordt gebruikt om deze ziekte na te bootsen. De evaluatie van rechter ventriculaire druk (RVP) en pulmonale slagader druk (PAP) blijft echter technisch uitdagend bij muizen. RVP en PAP zijn moeilijker te meten dan de linker ventriculaire druk vanwege de anatomische verschillen tussen de linker en rechter hart systemen. In dit artikel beschrijven we een stabiele rechter hart hemodynamische meetmethode en de validatie ervan met behulp van gezonde en PAH muizen. Deze methode is gebaseerd op open-borstchirurgie en mechanische ventilatie ondersteuning. Het is een ingewikkelde procedure in vergelijking met gesloten borst procedures. Hoewel een goed opgeleide chirurg nodig is voor deze operatie, is het voordeel van deze procedure dat het zowel RVP-als PAP-parameters tegelijkertijd kan genereren, dus het is een voorkeurs procedure voor de evaluatie van PAH-modellen.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Pulmonale arteriële hypertensie (PAH) is een chronische en ernstige cardiopulmonale stoornis met een hoogte in longslagader druk (PAP) en rechter ventriculaire druk (RVP) die wordt veroorzaakt door cellulaire proliferatie en fibrose van kleine longslagaders 1. longslagader katheters, ook wel Swan-Ganz katheters2genoemd, worden vaak gebruikt in de klinische controle van RVP en PAP. Bovendien is een draadloos PAP-bewakingssysteem klinisch3,4,5gebruikt. Om de ziekte na te bootsen voor onderzoek bij muizen, wordt een hypoxische omgeving gebruikt om humane Klinische manifestaties van PAH6te simuleren. Bij de evaluatie van PAP bij dieren zijn grote dieren relatief gemakkelijk te controleren door middel van longslagader katheters met dezelfde techniek als voor menselijke proefpersonen, maar kleine dieren zoals ratten en muizen zijn moeilijk te beoordelen vanwege hun kleine lichaamsgrootte. Hemodynamische meting van het rechter ventrikel systeem bij muizen is mogelijk met een ultrakleine maat 1 FR katheter7. Een methode voor het meten van RVP en PAP bij muizen is gerapporteerd in de literatuur8,9, maar de methodologie mist een gedetailleerde beschrijving. RVP en PAP zijn moeilijker te meten dan de linker ventriculaire druk vanwege de anatomische verschillen tussen de linker en rechter hart systemen.

Om zowel PAP-als RVP-parameters in dezelfde muis te krijgen, beschrijven we een open-borstchirurgie-gebaseerde aanpak voor rechter hart hemodynamische metingen, de validering ervan met gezonde en PAH muizen, en hoe om te voorkomen dat kunstmatige gegevens worden gegenereerd tijdens de gecompliceerde open-Chest Chirurgie. Hoewel deze techniek het beste kan worden uitgevoerd door een goed opgeleide chirurg, heeft het het voordeel om PAP en RVP in dezelfde muis te kunnen beoordelen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Het Animal protocol werd herzien en goedgekeurd door het institutioneel Dierenzorg-en gebruiks Comité in het Fuwai Hospital, de Chinese Academie van medische wetenschappen, Peking Union Medical College (NO. 0000287). De proefdieren werden ondergebracht en gevoed volgens de richtlijnen van dierenwelzijn in China.

Let op: acht tot 12 weken oude mannelijke C57BL muizen werden ondergebracht in een omgeving met een 12 h donker/12 h licht cyclus. De PAH muizen werden 4 weken ondergebracht onder een zuurstofconcentratie van 10%, onderhouden door een zuurstof geregelde hypoxie kamer om pulmonale hypertensie te induceren, en controle muizen werden onder identieke omstandigheden in kamerlucht ondergebracht (21% zuurstof). RVP en PAP metingen werden uitgevoerd aan het einde van de 4 weken van hypoxie Challenge.

1. preoperatieve voorbereiding

  1. De katheter van de drukomvormer (grootte: 1 FR) in 0,9% zoutoplossing bij kamertemperatuur gedurende ten minste 30 minuten voor het hemodynamische experiment weken.
  2. Filter 2, 2, 2-Tribromoethanol oplossing met 0,22 μm filter en bewaar in 4-graden koelkast.
  3. Bereid gereinigd chirurgie gereedschappen en benodigdheden zoals handschoenen voor chirurgie.
  4. Bereid 10 mL van 1,0% spijsverterings enzym oplossing voor de reiniging van de katheter.
  5. Sluit de catheter van de drukomvormer aan op een druk volume systeem.
  6. Kalibreer de druk transducer vóór het verkrijgen van drukmetingen voor elke muis.
    1. Draai de kalibratieknop op 0 mmHg en 25 mmHg om een verificatie druk signaal naar de software voor gegevensverzameling te sturen en de kalibratie-instelling in de software te configureren.
    2. Draai de knop naar de transducer en stel de balans knop in op nulwaarde.
  7. Stel een standaard stereomicroscoop en een temperatuurgestuurde kleine dier chirurgische tafel voor lichaamstemperatuur onderhoud tijdens de operatie.
  8. Stel een licht verlichtingssysteem in voor microchirurgie om voldoende licht te geven over het chirurgische gebied.

2. Open-borstchirurgie en hemodynamische meting

  1. Anesthetize muizen met 250 mg/kg 2, 2, 2-Tribromoethanol via intraperitoneale (i.p.) injectie. Indien nodig, herhaal de aanvullende doses bij 1/3 tot 1/2 van de oorspronkelijke dosis tijdens de procedure.
  2. Verwijder borst en nek vacht met behulp van een scheerapparaat en ontharings lotion (Figuur 1a, 2a).
  3. Beveilig elke muis in rugligging op een kleine chirurgische tafel met temperatuurregeling om de lichaamstemperatuur (37 °C) tijdens de operatie te handhaven.
  4. Reinig de operatieplaats met 70% ethanal.
  5. Zodra anesthesie is in werking, bevestig adequate anesthesie inductie met behulp van een teen knijpen.
  6. Maak een middenlijn incisie op de nekhuid (Figuur 1a).
  7. Ontleden de skeletspieren met behulp van gebogen Tang en stel de luchtpijp bloot (Figuur 1B, 1c).
  8. Voer intubatie door de mond met behulp van een gemodificeerde 22 G intraveneuze schede katheter. Bevestig dat de slang in de luchtpijp met behulp van een tang (Figuur 1D).
  9. Sluit de slang aan op een kleine dierlijke ventilator. Bereken en stel de ademhalingssnelheid en het getijden volume in op basis van het lichaamsgewicht volgens de gebruikershandleiding van de ventilator10. Stel bijvoorbeeld de ademhalingssnelheid in op 133/min en het getij volume tot 180 μL voor een 30 g muis op basis van de beschreven berekening.
  10. Beveilig de slang voor ventilatie met behulp van tape.
  11. Bevestig adequate anesthesie inductie met behulp van een teen pinch.
  12. Maak een middenlijn incisie op de borst huid en voorzichtig ontleden de borstspieren met behulp van een cauterie tool (Figuur 2B, 2c).
  13. Snijd het borstbeen met een schaar over het midden en stel de thoracische holte bloot (Figuur 2D).
  14. Voorkom bloedingen met behulp van het hulpmiddel tijdens de open-borstchirurgie.
  15. Stel de rechter ventrikel bloot met oprolmechanismen (Figuur 2E).
  16. Plaats de door zout geweekte katheter van de drukomvormer via een kleine tunnel die is gemaakt met een 25 G naald in de rechter ventrikel om de RVP te meten (Figuur 2F en Figuur 3a, 3c).
  17. Houd de katheter kabel en steek de pulmonaire klep op een coaxiale manier met de longslagader. Observeer de druk golfvorm en verkrijg een stabiel PAP-signaal (Figuur 3B, 3D).
  18. Hemodynamische gegevens opnemen met behulp van het gegevensverwervings systeem en de software.
  19. Na de laatste metingen euthaniseer muizen humaan door middel van i.p. injectie van een overtollige dosis van 2, 2 en 2-Tribromoethanol oplossing.
  20. Verwijder voorzichtig katheter uit het rechter hartsysteem en plaats in een 1 mL spuit met 1% verterings enzym oplossing.
  21. Gebruik gedestilleerd water om de katheter continu voorzichtig te spoelen en op te slaan in de originele doos.

3. gegevensanalyse voor hemodynamiek

Opmerking: de hemodynamische gegevens werden geregistreerd en geanalyseerd met behulp van Analysis software11 (tabel met materialen).

  1. Selecteer voor elke muis ten minste 10 continue en stabiele heartbeat-cycli zonder ruis om de gemiddelde gegevens van RVP-of PAP-gegevens voor elke parameter te verkrijgen.
  2. Gebruik de t-toets van de student om de normale lucht controle-en hypoxie-groepen te vergelijken. Opmerking: p < 0,05 werd als statistisch significant beschouwd. Gegevens worden gepresenteerd als het gemiddelde ± SD.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

De sonde van de drukomvormer werd in de rechter ventrikel (Figuur 3A) ingebracht via een tunnel die door een 25 G-naald werd geëxpandeerd, en een typische RVP-golfvorm (Figuur 3C) werd verkregen. De katheter werd voortdurend aangepast en langzaam gevorderd en bewaard in dezelfde as als de longslagader tijdens het passeren van de pulmonaalklep (Figuur 3B). Toen de druksensor met succes in de longslagader werd gestoken, verscheen een typische PAP-golfvorm met een karakteristieke dicrotische inkeping (Figuur 3D). Om het genereren van kunstmatige gegevens te voorkomen, hebben we geconstateerd of de golfvorm ruis had (Figuur 4) of dat het nulniveau van de katheter was gedrift (Figuur 5). Als dit gebeurde, werden correcties aangebracht en werden deze segmenten met ruis uitgesloten van gegevensanalyse.

PAH wordt gekenmerkt door een aanhoudende hoogte in PAP en RVP, veroorzaakt door verhoogde weerstand in kleine longslagaders. PAH wordt gedefinieerd door een gemiddelde PAP van ≥ 25 mmHg in rust, gemeten bij de juiste hartkatheterisatie in de kliniek12. We hebben de RVP en PAP in de muizen gemeten met de geïnduceerde chronische hypoxie (bewaard bij 10% zuurstof gedurende 4 weken) of een controlegroep (bewaard in normale lucht). De resultaten worden weergegeven in Figuur 6. Vergeleken met die in de normale luchtcontrole groep, systolische PAP (Figuur 6A), diastolische PAP (Figuur 6B), gemiddelde PAP (Figuur 6C) en rechter ventriculaire systolische druk (Figuur 6D) waren allemaal significant toegenomen in de chronische hypoxie groep. Onderzoekers hebben ook gemeld dat in vergelijking met hypoxie alleen, een combinatie van een vegfr remmer met chronische hypoxie gedurende 3 weken voor het opwekken van ernstige Pah bij muizen kan resulteren in significant toegenomen RVP13,18.

Figure 1
Figuur 1: intubatie voor mechanische ventilatie ondersteuning bij muizen. (a) de nekvacht wordt verwijderd met behulp van de ontharings lotion om een schoon gebied voor chirurgie te verkrijgen. Een middenlijn incisie wordt gemaakt op de huid van de nek. B) de skeletspieren die de luchtpijp bedekken, worden blootgesteld. C) de skeletspieren worden met de ontleed aan de luchtpijp blootgesteld. De gele pijl geeft de luchtpijp aan. D) de slang (gemodificeerd met behulp van een intraveneuze katheter van 22 G) wordt in de luchtwegen ingebracht, waarbij de plaatsing wordt bevestigd met behulp van een tang. De gele pijl geeft de slang aan in de luchtpijp. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Figure 2
Figuur 2: open-borstchirurgie voor hemodynamische meting bij het rechter ventrikel systeem. (a) de borst vacht wordt verwijderd met behulp van een ontharings lotion om een schoon gebied voor chirurgie te verkrijgen. B) er wordt een middenlijn incisie gemaakt om de skeletspieren van de borstkas en het borstbeen bloot te leggen. C) er wordt een hulpmiddel gebruikt om bloedingen te minimaliseren tijdens het openen van de borst (de pijl geeft de oordopje aan). D) het borstbeen wordt langs de middenlijn gesneden (de gele streep lijn). E) twee OPROLMECHANISMEN worden gebruikt om het hart bloot te leggen (de bovenste pijl geeft de rechter atriale wand aan, en de onderste pijl geeft de rechter ventriculaire vrije wand aan). F) een katheter (de onderste pijl) wordt in de rechter ventrikel kamer gestoken met behulp van een prik hulpmiddel (naald van 25 G, de bovenste pijl) om een kleine tunnel op de rechter ventriculaire vrije wand te produceren. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Figure 3
Figuur 3: representatieve RVP-en PAP-curven. De katheter van de drukomvormer wordt in de rechter ventriculaire kamer (a) ingebracht om de RVP-golfvorm (C) te verkrijgen. Het katheter van de drukomvormer gaat door de pulmonaalklep en blijft dan in de longslagader (B) om de pap-golfvorm te genereren. De pijlen geven de karakteristieke dicrotische inkeping op de PAP-golfvorm (D) aan, wat een teken is van een pulmonale klepsluiting. RA = rechter Atrium, RV = rechter ventrikel, PA = longslagader, LV = linker ventrikel. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Figure 4
Figuur 4: RVP-golfvorm ruis veroorzaakt door aanraking van het oppervlak van de druksensor aan de ventriculaire wand. Het pijlpunt toont een scherpe toename van de druk op de RVP-curve (het bovenste kanaal), die tegelijkertijd een kunstmatige verandering in dP/DT (het onderste kanaal) produceert. dP/DT wordt berekend op basis van RVP. De onderbroken lijnen geven dP/DT ruis aan. Als het geluid voortdurend aanwezig is, kan de aanpassing van de katheter sensorpositie in de ventrikel ruis voorkomen. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Figure 5
Figuur 5: nuldrift van de druk transducer tijdens de RVP-meting. Het linker venster toont kunstmatig licht verhoogde end-diastolische RVP. De rechter uitgevouwen venster toont verhoogde end-diastolische RVP (pijlen geven end-diastolische RVP). Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Figure 6
Figuur 6: hypoxie-geïnduceerde pulmonale arteriële hypertensie bij C57BL muizen. (a) systolische PAP (SPAP). B) diastolische PAP (DPAP). C) de gemiddelde PAP (mpap). (D) rechter ventriculaire systolische druk (rvsp). E) enF), representatieve PAP-golfvormen voor respectievelijk controle-en PAH muizen *p < 0,05; Student t-toets; controlegroep n = 10; Hypoxie groep n = 3. Gegevens worden gepresenteerd als het gemiddelde ± SD. PAP = pulmonale slagader druk, RVP = rechter ventriculaire druk. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Tracheale intubatie is de eerste belangrijke stap voor open-thorax operaties. De klassieke methode van tracheale intubatie voor kleine dieren, zoals ratten of muizen, omvat het maken van een T-vormige incisie op de luchtpijp en het rechtstreeks inbrengen van Y-type tracheale slangen in de luchtpijp. In de praktijk vinden we dat deze methode niet gemakkelijk is tijdens het gebruik. De Y-type tracheale slang is te groot voor kleine dieren en vormt een hoek met de luchtpijp. Het is dus moeilijk om de slang op zijn plaats te bevestigen. Bovendien, zodra de intubatie slang per ongeluk uit de luchtweg komt tijdens een open-borstoperatie, resulteert dit meestal in dierlijke dood vanwege verlies van mechanische ventilatie ondersteuning. Daarom hebben we de methode van Endotracheale intubatie14 aangepast door een incisie op de huid te maken, de spierlaag te scheiden om de luchtpijp bloot te leggen (Figuur 1C), en de tracheale slang rechtstreeks in de luchtweg te plaatsen door de de mond van het dier. De plaatsing van slangen in de luchtpijp kan gemakkelijk worden bevestigd door het klemmen van de luchtpijp met behulp van een tang (Figuur 1D). Na het verwijderen van de geleidenaald en alleen met behulp van de schede katheter, wordt een 22 G intraveneuze katheter gebruikt als de intubatie slang. De slang kan gemakkelijk worden vastgezet na intubatie. Dit is een veilige manier om intubatie te beheren tijdens een operatie en kan het succespercentage van kleine dieren open-borstchirurgie aanzienlijk verbeteren. Echter, deze methode vereist training en praktijk.

De gesloten-borst benadering voor de hemodynamische meting van het juiste hart is beschreven in detail15,16. Een beperking van de gesloten-borst methode is dat het kan worden gebruikt om alleen RVP te evalueren, omdat de katheter geen toegang heeft tot de longslagader bij muizen. We gebruiken een middenlijn borstkas incisie waar de rechter ventriculaire vrije muur is gelegen, net onder het borstbeen (Figuur 2D). Na rechter ventriculaire katheterisatie om RVP te verkrijgen, is het gemakkelijk om de katheter op een coaxiale manier in te voegen met de longslagader om PAP te krijgen (Figuur 2E). Wanneer het borstbeen wordt gesneden tijdens de open-borstchirurgie, wordt een elektrocoagulatie tool gebruikt om borstbeen snij sectie bloeden te voorkomen om kunstmatige bloeddrukdaling veroorzaakt door bloedverlies (Figuur 2C) te vermijden. Het is optioneel voor deze open-borstchirurgie om een P-V loop katheter te gebruiken om zowel RVP-als volume-informatie17te krijgen. Het is echter het beste om het niet te gebruiken om PAP te verkrijgen vanwege de grotere omvang. Hoewel deze methode het beste kan worden uitgevoerd door een goed opgeleide chirurg, is het beter dan de gesloten-borst benadering, omdat het het onderhoud van tracheale intubatie en preventie van bloedingen tijdens open-borstchirurgie mogelijk maakt om de dood van dieren te voorkomen.

Bovendien wordt de rechter ventriculaire vrije muur doorprikt met een 25 G of kleinere naald om de weerstand tijdens het inbrengen van de katheter in de ventrikel te verminderen. Tijdens de katheterisatie mag het oppervlak van de druksensor niet afwijken van de schuine kant van de naald om accidentele beschadiging van de katheter sensor door het scherpe metalen oppervlak te voorkomen. Het verdient de voorkeur om geen grote naald te gebruiken om de ventriculaire vrije wand te prikken, omdat het meestal verder bloeden veroorzaakt, en het onvoldoende bloed volume in omloop veroorzaakt ook kunstmatige drukgegevens.

Vanwege het kleine volume van de ventrikel en de onregelmatige grootte van de rechter ventriculaire kamer in muizen, de druksensor van de katheter gemakkelijk raakt de rechter ventriculaire vrije muur tijdens de hoge hartslag snelheid. Dit genereert ruis op de ventriculaire druk curve (Figuur 4), die rechtstreeks van invloed is op de ventriculaire druk analyse. In dit geval moeten de hoek en diepte van de katheter worden aangepast totdat het geluid verdwijnt om opnieuw een gladde ventriculaire druk golfvorm te verkrijgen.

Door de geringe omvang van de 1 FR-drukomzetter katheter7 is het een zeer precieze, nauwkeurige drukomzetter. Zero drift wordt over het algemeen niet ervaren tijdens een standaard katheter test in zoutoplossing in vitro tenzij de katheter defect of beschadigd is. Echter, in aanwezigheid van lichaams bloed, bloedbestanddelen die zich aan het oppervlak van de druksensor bevinden, kunnen ervoor zorgen dat de katheter tijdens een in vivo experiment nul drift ondergaat (Figuur 5). Om dit probleem op te lossen, doen we het volgende: Verwijder tijdelijk de katheter uit de ventriculaire kamer en plaats de sensortip van de katheter in warme 1,0% spijsverterings enzym oplossing; inincuberen om de bloedbestanddelen die op het sensoroppervlak zijn bevestigd te verteren; en na het zachtjes vegen van de katheter met zout-geweekte gaas, steek de katheter terug naar de ventriculaire kamer om een stabiele, niet-nul drift ventriculaire drukgolf vorm te verkrijgen.

De bereiding van een katheter van de drukomvormer is ook essentieel voor het verkrijgen van stabiele gegevens. De druksensor punt van de katheter moet worden geweekt gedurende ten minste 30 min in 0,9% zoutoplossing bij kamertemperatuur vóór de in vivo-procedure om de stabiliteit van de katheter te handhaven. Op deze manier kunnen de elektrische eigenschappen van de katheter van de drukomvormer optimaal worden gestabiliseerd.

Tot slot, de hypoxie periode is haalbaar van 3 tot 4 weken voor de hypoxie-geïnduceerde hypertensie model in muizen6,14,17,18. Onze gegevens toonden aan dat 4 weken van hypoxie een stabiel pulmonale hypertensie model in C57BL muizen kunnen induceren, en de PAP-en RVP-niveaus zijn vergelijkbaar met de literatuur. Verder onderzoek is nodig om aan te pakken hoe lang het PAH-model kan worden gehandhaafd als de muizen worden teruggeplaatst in normoxische omstandigheden voor verschillende hypoxie-protocollen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

De auteurs hebben niets te onthullen.

Acknowledgments

Dit onderzoek wordt ondersteund door het postdoctoraal onderwijs-en Onderwijshervormings project van Peking Union Medical College (10023-2016-002-03), het Fuwai Hospital Youth Fund (2018-F09), en het directeur Fonds van Beijing Key Laboratory van preklinisch onderzoek en Evaluatie voor cardiovasculaire implantaat materialen (2018-PT2-ZR05).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
2,2,2-Tribromoethanol Sigma-Aldrich T48402-5G For anesthesia
Animal temperature controller Physitemp Instruments, Inc. TCAT-2LV For temperature control
Dissection forceps Fine Science Tools, Inc. 11274-20 For surgery
Gemini Cautery System Gemini GEM 5917 For surgery
Intravenous catheter (22G) BD angiocath 381123 For intubation
LabChart 7.3 ADInstruments For data analysis
Light illumination system Olympus For surgery
Mikro-Tip catheter Millar Instruments, Houston, TX SPR-1000 For pressure measurement
Millar Pressure-Volume Systems Millar Instruments, Houston, TX MVPS-300 For pressure measurement
O2 Controller and Hypoxia chamber Biospherix ProOx 110 For chronic hypoxia
PowerLab Data Acquisition System ADInstruments PowerLab 16/30 For data recording
Scissors Fine Science Tools, Inc. 14084-08 For surgery
Small animal ventilator Harvard Apparatus Mini-Vent 845 For surgery
Stereomicroscope Olympus SZ61 For surgery
Surgery tape 3M For surgery
Terg-a-zyme enzyme Sigma-Aldrich Z273287-1EA For catheter cleaning

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Humbert, M., et al. Advances in therapeutic interventions for patients with pulmonary arterial hypertension. Circulation. 130, (24), 2189-2208 (2014).
  2. Chatterjee, K. The Swan-Ganz catheters: past, present, and future: a viewpoint. Circulation. 119, (1), 147-152 (2009).
  3. Adamson, P. B., et al. CHAMPION trial rationale and design: the long-term safety and clinical efficacy of a wireless pulmonary artery pressure monitoring system. Journal of Cardiac Failure. 17, (1), 3-10 (2011).
  4. Abraham, W. T., et al. Wireless pulmonary artery haemodynamic monitoring in chronic heart failure: a randomised controlled trial. The Lancet. 377, (9766), 658-666 (2011).
  5. Adamson, P. B., et al. Wireless pulmonary artery pressure monitoring guides management to reduce decompensation in heart failure with preserved ejection fraction. Circulation: Heart Failure. 7, (6), 935-944 (2014).
  6. Shatat, M. A., et al. Endothelial Kruppel-like Factor 4 modulates pulmonary arterial hypertension. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 50, (3), 647-653 (2014).
  7. SPR-1000 Mouse Pressure Catheter. Available from: https://millar.com/products/research/pressure/single-pressure-no-lumen/spr-1000 (2019).
  8. Tabima, D. M., Hacker, T. A., Chesler, N. C. Measuring right ventricular function in the normal and hypertensive mouse hearts using admittance-derived pressure-volume loops. American Journal of Physiology Heart and Circulatory Physiology. 299, (6), 2069-2075 (2010).
  9. Skuli, N., et al. Endothelial deletion of hypoxia-inducible factor-2alpha (HIF-2alpha) alters vascular function and tumor angiogenesis. Blood. 114, (2), 469-477 (2009).
  10. Harvard Inspira Advanced Safety Ventilator User's Manual. Available from: http://www.harvardapparatus.com/media/harvard/pdf/Inspira_557058_9.pdf. (2019).
  11. LabChart. Available from: https://www.adinstruments.com/products/labchart?creative=290739105773_keyword=labchart_matchtype=e_network=g_device=_gclid=CjwKCAjwxrzoBRBBEiwAbtX1n42I2S06KmccVncUHkmExU8KKOXXREyzx8bvTrxYMSze-ooE0atcbRoCliwQAvD_BwE (2019).
  12. Marius, M. H., et al. Definitions and diagnosis of pulmonary hypertension. Journal of the American College of Cardiology. 62, (25), 42-50 (2013).
  13. Ciuclan, L., et al. A novel murine model of severe pulmonary arterial hypertension. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 184, (10), 1171-1182 (2011).
  14. Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. Journal of Applied Physiology. 87, (6), 2362-2365 (1999).
  15. Chen, W. C., et al. Right ventricular systolic pressure measurements in combination with harvest of lung and immune tissue samples in mice. Journal of Visualized Experiments. (71), 50023 (2013).
  16. Ma, Z., Mao, L., Rajagopal, S. Hemodynamic characterization of rodent models of pulmonary arterial hypertension. Journal of Visualized Experiments. (110), 53335 (2016).
  17. Chen, M. Berberine attenuates hypoxia-induced pulmonary arterial hypertension via bone morphogenetic protein and transforming growth factor-β signaling. Journal of Cellular Physiology. (2019).
  18. Bueno-Beti, C., Hadri, L., Hajjar, R. J., Sassi, Y. The Sugen 5416/Hypoxia mouse model of pulmonary arterial hypertension. Experimental Models of Cardiovascular Diseases. Methods in Molecular Biology. vol 1816. Ishikawa, K. Humana Press. New York, NY. (2018).
Invasieve hemodynamische beoordeling voor het rechter ventrikel systeem en hypoxie-geïnduceerde pulmonale arteriële hypertensie bij muizen
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Luo, F., Wang, X., Luo, X., Li, B., Zhu, D., Sun, H., Tang, Y. Invasive Hemodynamic Assessment for the Right Ventricular System and Hypoxia-Induced Pulmonary Arterial Hypertension in Mice. J. Vis. Exp. (152), e60090, doi:10.3791/60090 (2019).More

Luo, F., Wang, X., Luo, X., Li, B., Zhu, D., Sun, H., Tang, Y. Invasive Hemodynamic Assessment for the Right Ventricular System and Hypoxia-Induced Pulmonary Arterial Hypertension in Mice. J. Vis. Exp. (152), e60090, doi:10.3791/60090 (2019).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter