Summary
自動化は、セル製造におけるアップスケーリングとコスト管理の鍵となります。本稿は、小規模バイオプロセッシングのための緩衝交換および細胞濃度ステップを自動化するための逆流遠心細胞処理装置の使用について説明する。
Abstract
遺伝子および細胞ベースの治療法の商業化を成功させるには、費用対効果が高くスケーラブルな製造プロセスが必要です。バッファー交換と製品濃度は、ほとんどの製造プロセスに不可欠なコンポーネントです。ただし、製品開発の初期段階では、これらの手順は手動で実行されることがよくあります。バッファ交換のための手動行き止まり遠心分離は、手間がかかり、コストがかかり、スケーラブルではありません。閉じた自動化システムは、この面倒なステップを効果的に排除できますが、実装は困難な場合があります。ここでは、小規模から中規模の細胞処理に適した新開発の細胞処理装置を紹介し、手動処理と大規模自動化のギャップを埋めることを目的としています。このプロトコルは、流量と遠心分離速度を変更することで、さまざまなセルタイプやプロセスに簡単に適用できます。当社のプロトコルは、手動プロセスと比較して、処理時間が短い高いセルリカバリを実証しました。自動化されたプロセスから回収された細胞はまた、その増殖速度を維持した。装置は緩衝交換、細胞製剤および凍結保存のようなステップを収容するために閉じた製造プロセスのモジュラー部品として適用することができる。
Introduction
現代医学の風景は、遺伝子および細胞ベースの治療法(GCT)の最近の発展によって急速に変化しました。翻訳研究で最も急速に成長している分野の1つとして、GCTセクターはユニークで前例のない課題にも直面しています。堅牢な臨床成果に加えて、GCTの商業的成功には効率的で費用対効果の高い製造プロセスが不可欠であり、小規模製造業では特に達成が困難である1.時間、労力、品質保証のコストは、細胞の各バッチが数百または数千の代わりに1人の患者に対して数回の用量しか生成する場合に拡大されます。製造プロセスが抗体および組換えタンパク質の産生に近い同種細胞療法とは異なり、自家細胞療法は、典型的には小規模な操作1として産生される。バイオ医薬品製造における比較的新しい現象として2は、小規模な細胞処理の選択肢が非常に限られている。
細胞製造には緩衝液交換が不可欠です。これは、細胞が培養媒体から取り出され、凍結保存または注入のために濃縮される下流のプロセスの一つです。現在、小規模な細胞製造は、多くの場合、学術研究の設定と同様のプロセスを適用し、不妊3を維持するために専門のクリーンルームに依存しています。手動下流プロセスは、多くの場合、ボリューム削減とバッファー交換のために細胞をペレット化し、再サスペンドするためにベンチトップ遠心分離機を使用します。これらのオープンプロセスは高価であり(すなわち、労働およびクリーンルームのメンテナンス)、商業生産2、3に理想的ではない限られた製造能力を有する。
製造効率を向上させ、商業規模の生産を達成するためのソリューションとして自動化を導入することが提案されている2.ガンマ照射や末端濾過などの生物学的製剤に使用される従来の方法では、細胞ベースの製品では無菌性を達成できません。代わりに、自動クローズドシステムを導入して、汚染のリスクを軽減し、オペレータは無菌性を維持するためにクリーンルームに依存しています。また、プロセス自動化は、複数のシステムを並列に実行 (スケールアウト) するか、個々のデバイスの処理能力を増やす (スケールアップ) ことでスケーラビリティの問題に対処し、オペレーター間の変動を最小限に抑えます。さらに、自家療法のコストモデリング分析は、自動化が製造5、6のコストを削減する可能性があることを示唆しています。しかし、自動化された製造プラットフォームが7を使用した自家幹細胞臨床試験では、費用便益は見つかっておらず、自動化のコストメリットは個々の製造プロセスに依存する可能性があることを示唆している。
自動化を既存の製造プロセスに導入できるさまざまな戦略があります。これは、完全に統合されたプラットフォームまたはモジュラーベースの処理チェーンを実装することによって実現できます。CliniMACS Prodigy(ミルテニ・バイオテック)、コクーン(オクタンバイオテック)、量子(テルモBCT)など、自家用細胞製造に市販されている完全に統合されたプラットフォームがいくつかあります。「GMP-in-a-box」と呼ばれることが多いこれらの統合プラットフォームは、インフラストラクチャに対する要求が少なく、運用が容易です。ただし、完全に統合されたセットアップの製造能力は、システムに取り付けられたインキュベーターによって制限される場合があります。例えば、Prodigyの培養能力は、その400 mLチャンバー8に制限され、量子カートリッジは、2.1m2(120 T175フラスコに相当)7に設定された制限表面積を有し、より高い細胞用量9、10を必要とする患者には十分ではないかもしれない。さらに、ProdigyおよびQuantumは、その使用を制限する共通の属性を有する:操作単位は、細胞膨張期間を通じて細胞の単一のバッチによって占有され、したがって、各ユニット11によって製造することができるバッチの数を制限する。自動化へのモジュラーアプローチは、商業製造プロセス12、13をシミュレートする複数のモジュラーユニットを有する製造チェーンを作成することです。このアプローチは、培養装置と細胞洗浄装置を分離し、これにより製造効率を最大化することができる。理想的な処理装置は、製造ニーズ12に適応性と拡張性を備えたものであろう。
1970年代にさかのぼる逆流遠心分離(CFC)技術は、細胞処理14に長い歴史を持っています。遠心力と逆流力のバランスをとることで細胞濃度と分離を実現します。典型的には、細胞懸濁液は、遠心力を受けながら一定の流量下で細胞チャンバの狭い端から入る(図1A)。流体の流れは遠心力とは逆の方向に発揮される。これは、細胞チャンバ内に勾配を形成する逆流力と呼ばれる。逆流力は、細胞チャンバーが円錐形の細胞チャンバの先端から広がるにつれて減少します。より高密度で大きな直径を持つ細胞は、より高い沈下速度を有し、したがって、それらは円錐形の細胞チャンバーの先端に向かって力平衡に達する。より小さい粒子は、チャンバーの基部に向かって平衡に達するか、またはチャンバーに保持するには小さすぎて洗い流される。CFC技術は、樹状細胞療法のための単球を単球を分離するなどの血液アペレーシス製品の処理における応用で主に知られている15、16。緩衝液交換の面では、CFC技術は大規模な製造17年にのみ適用され、自家細胞療法の小規模な製造にはまだ使用されていません。
小規模なセル製造に適した装置の必要性に対処するために、自動化されたCFC装置(材料表参照)が最近開発された。自動セル処理装置は、逆流遠心分離技術を使用して細胞破片を除去し、バッファ交換を容易にします。この装置は細胞移動袋に無菌接続することができる単一使用キットとの緩衝交換を行い、細胞は無菌の封入されたシステムの中で処理することを可能にする。ここでは、自動プロトコルで哺乳動物細胞培養物の緩衝交換を行うカウンターフロー遠心装置の使用を検討する。本研究では、ユルカト細胞と間葉系間質細胞(MSC)を用いて緩衝交換プロトコルを試験し、それぞれ非付着細胞型と付着細胞型をモデル化した。ユルカート細胞は、急性T細胞白血病19、20の研究にしばしば使用される不死化T細胞である。MSCは、広範囲の疾患9に対するヒト臨床試験で研究されている成体幹細胞である。
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Protocol
1. 緩衝交換のための試薬および細胞の調製
- クラス 2 層流フードにバッファーを準備します(「材料の表」を参照)。注射器と針のアセンブリを使用して、500 mLの生理行袋から50 mLの生理行溶液を取り除きます。これを20%ヒト血清アルブミン(HSA)の50mLに交換して、生理線中に2%HSAを作り、洗浄バッファーとして機能します。
- 培養容器から細胞を取り出し、細胞数を実行して、トリパンブルーの除外によって開始細胞の量と生存率を決定します。セルを転送バッグにロードします。
注:このプロトコルでは、Jurkat細胞をRPMIで培養し、MSCをDMEM:F12で培養した。両方の媒体は、10%胎児ウシ血清(FBS)および1%抗生物質抗粘液を補った。細胞を5%CO2で37°Cで培養した。MSCまたは付着細胞の場合、細胞を剥離するために消化酵素(例えばトリプシン)を培養容器に添加し、細胞が剥離したら培養媒性でクエンチする。培養容器内で細胞が膨張したため、このプロトコルでは転写袋が使用された。しかし、細胞が細胞培養袋内で培養される場合、滅菌管溶接を介して単独使用キットに直接接続することができる。このプロトコルでは、3 x 107 Jurkat細胞または1 x 107 MSCのいずれかを各実行に使用し、そこで細胞を40mLの培養媒性で懸濁させた。- 滅菌チューブ溶接機を使用して、搬送袋を単一使用処理キットに接続できる場合は、シリンジと針アセンブリを使用して、搬送バッグにセルをロードします(材料の表を参照)。
- または、オートクレーブされたハサミを使用して、転写袋に取り付けた残り約10cmの接続チューブを切断し、チューブの端にメスのルアーコネクタを追加します。注射器を使用して細胞とメディアを吸引し、そのシリンジをLuerコネクタとロードセルを転送バッグに接続します。
- 細胞を含む袋を接続し、ステップ1.1で調製した洗浄バッファ500mLを含む洗浄バッファバッグ、廃棄物袋、および注射器をシングルユースキットに回収する(図1B)。
メモ:各バッグの接続位置は、プログラムの設定によって異なります。このプロトコルでは、廃棄物袋を位置Aに接続し、位置Bでバッファを洗浄し、セルバッグを位置DとFに、位置Hに回収シリンジを接続した(図1C)。
2. 自動バッファ交換プロトコルのプログラム
- デバイスのグラフィック ユーザー インターフェイス (GUI) を開き、ラップトップ PC またはタブレットの[START]ボタンを押します。次に、既存のプロトコルを開くか、または [新規作成] をクリックして新しいプロトコルを作成します。
- [進む] ボタンと [後方へ] ボタンを使用して各ステップをナビゲートし、開閉するバルブ、遠心速度、ポンプ速度、ポンプ方向、およびアクション トリガを選択します。各手順の設定を表 1にまとめます。次に、プロトコルを保存します。
3. マシンのセットアップ
- 単独使用の処理キットを機械に置き、それに応じて接続された袋を掛けます。赤い[停止/リセット]ボタンを押して、すべてのバルブをデフォルトの閉じた位置にリセットします。
メモ:ドアを閉めると、キットが正しく配置され、すべてのバルブが適切に機能していることを確認するために、マシンはテストを実行します。 - GUIを処理デバイスに接続し、「接続」ボタンを押します。次に、保存したプログラムをダウンロードします。緑色の [再生] ボタンが点灯すると、プロトコルを開始する準備ができたことを示します。
- トランスファーバッグチューブの手動クランプを開きます。
メモ:オペレータがクランプを開け忘れると、デバイスが停止し、圧力センサの警告が表示されます。[停止] ボタンを押してデバイスをリセットし、クランプを開いてもう一度起動します。
4. 自動バッファ交換
- [開始]をクリックして、バッファ交換プログラムを開始します。
注 : 自動化されたプロセスを手動で変更するには、[次へ] ボタンを押して次の手順に進み、[トリガ] に到達する前に [一時停止] をクリックしてプロセスを保留にします。これは、バルブJとKのみを開いたまま、キットを通して細胞を再循環します(図1C)。 - オートメーションステップ6(表1)の終了時に、空になったバッグ内の空気がバブルセンサーをトリガーすると、プロセスが一時停止します。[次へ] をクリックして、バッグが実際に空の場合は次の手順に進むか、または [一時停止] を押して、行のバブルによってセンサーがトリガーされた場合は処理を再開します。
5. セルの収集とサンプリング
- 自動化されたプロセスが完了したら、すべてのチューブクランプを閉じます。ドアを開け、シングルユースキットをデバイスから取り出します。注射器を取り外して、後続のプロセスのためにセルを収集します。細胞数と生存率チェックのために収集された細胞のサンプルを採取します(ステップ6.2を参照)。
6. プロセス検証
- 手動バッファ交換プロトコルを使用して制御実験を実行します。
- 200 x gでの遠心分離剤を5分間廃棄し、30mLの細胞洗浄緩衝液で細胞を再懸濁する。200 x gで再び細胞懸濁液を5分間遠心分離し、上清を廃棄し、10mLの細胞洗浄緩衝液で細胞を再懸濁する。
- トリパンブルー除外アッセイを介して細胞カウントを実行し、自動セルカウンタを使用して細胞生存率を評価します。
- MTSアッセイを行い、細胞増殖を2、24、および48時間で定量する。
注:MTSアッセイは、メーカーの指示に従って96ウェル組織培養プレート上で行われました。ウェル当たり100μLの細胞培養媒体(10,000ユルカット細胞または1,500個を含む)を、緩衝交換処理後にめっきした。各時点で、MTS試薬の20μLを各ウェルに添加し、37°Cで2時間インキュベートした。吸光度はプレートリーダーを用いて490nmで評価した。 - 機能アッセイを実行して、自動プロセスの影響と Jurkat 細胞および MSC 関数に対する手動プロセスの影響を比較します。
- 1x 106細胞/mLの密度で96ウェルプレート中のJurkat細胞を培養し、50ng/mL phorbol 12-ミリステート13-アセテート(PMA)および1μg/mLイオノマイシン(細胞刺激カクテル)で刺激したDMEM:F12媒体中で10%胎児ウシ血清(FBS)を24時間分 5%CO2で37°Cで細胞をインキュベートします。
- メーカーの指示に従って、ビーズベースのELISAアッセイ(材料表参照)を使用して培養上清からのインターロイキン-2産生を測定します。
- DMEMの1mLで10,000細胞/cm2の密度で12ウェルプレート中のMSCを培養する:10%FBSを含む10%FBSを含む10%FBSを含む48時間50単位/mL. キヌレニン濃度アッセイの上清を集めて、MSCのインドールミン2,3-ジオキシゲナーゼ(IDO)酵素活性を測定する。
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Representative Results
このプロトコルでは、Jurkat セルと MSC を代表的な例として使用して、自動バッファー交換プロセスを示しました。この過程で、JurkatセルとMSCは、流量を制御する遠心力とポンプ速度の差を伴う同じ処理ステップを共有しました(表1)。図2は、緩衝交換処理中に流動細胞床がどのように現れるかについてカメラによって撮影された代表的な画像を示す。通常、流動セルベッドは図2Aの画像に似ており、細胞がチャンバーの先端に小さなスペースを持つ円錐の中央と前方に向かって蓄積し、細胞が蓄積せず、細胞負荷入口の開口部が見える。流動細胞床は、異なる粘度または密度にある新しい緩衝液を導入する際に圧縮され得る(図2B)。このプロトコルでは、ポンプ速度を洗浄工程開始時に30~35mL/minから20 mL/minに下げた。チャンバーが新しい緩衝液で満たされると、ポンプ速度はチャンバの先端の細胞をペレット化しないように正常に戻した。死細胞が小さく軽く、流量を増やすことによってチャンバーから強制的に外に出すことができるので、高い流量(図2C)が生細胞の選択に適用され得る。
緩衝交換の自動化プロセスは、まず細胞を濃縮し、次いで洗浄緩衝液を導入し、これは流動細胞床の体積の約10倍であった。次いで、細胞を所望の体積に配合した。これら 3 つの処理手順は、手動バッファー交換と同じ原則に従うように設計されています。典型的には、2サイクル遠心分離(200 x g、5分)を使用して手動緩衝交換を行い、細胞を濃縮するためにペレット化し、洗浄するために再懸濁し、次いで再び遠心分離し、最終体積に再懸濁する。自動化されたプロセスの処理時間は、手動プロセスに比べて短かった (図 3)。手動プロセスと自動化プロセスの間の回復率は Jurkat 細胞と MSC の両方で類似しており、細胞の生存率はプロセスの影響を受けませんでした (図 4)。細胞質を細胞増殖(MTSアッセイ)およびサイトカイン/酵素産生により検証した。回収された細胞は、マニュアルと自動化プロセスの間で同様の増殖速度を示した(図5A)。ユルカート細胞からのインターロイキン-2産生のレベルとMSCのIDO活性も、2つのグループ間で同等であった(図5B及び5C)。
| ステップ番号 | 説明 | オープンバルブ | 遠心速度(g) | ポンプ速度(ml/分) | トリガー | |
| 1 | BからAへのプライムチューブ | A, B, K | 10 | 50 | 容量: 45 ml | |
| 2 | AからBへのバブルトラップを埋める | A, B, K | 100 | 50 (逆) | 容積: 10 ml | |
| 3 | プライムチューブA~D | A, D, K | 100 | 50 (逆) | 容積: 2 ml | |
| 4 | プライムチューブJからK | J,K | 100 | 50 | 容量: 3 ml | |
| 5 | ロード セル – 初期開始 D から G | D, K, G | 1600 (ユルカト) 1500 (MSC) | 25 (ユルカット) 30 (MSC) | 容積: 100 ml | |
| 6 | バブル検出付きのロードセル[バブル/空のチューブの検出時に、プログラムは一時停止し、オペレータのコマンドを待ち、'一時停止'または'次'を押します] | A, D, K | = 最後のステップ | 30 (ユルカット) 35 (MSC) | バブルセンサーD | |
| 7 | ポート D チューブの空の残りのメディア | A, D, K | = 最後のステップ | = 最後のステップ | 容量: 1.5 ミリリットル | |
| 8 | 洗浄細胞 1 | A, B, K | = 最後のステップ | 20 | 容積: 20 ml | |
| 9 | 洗濯速度の上昇 | A, B, K | = 最後のステップ | 35 | タイマー:5秒の速度ランピング | |
| 10 | ウォッシュセル 2 | A, B, K | = 最後のステップ | = 最後のステップ | 容積: 20 ml | |
| 11 | 収穫の準備 | J,K | = 最後のステップ | = 最後のステップ | タイマー:2秒 | |
| 12 | セルをリカバリして出力し、ターゲット・ボリュームに希釈 | B, J, K | = 最後のステップ | 60 (逆) | 容積: 10 ml | |
| 注: '= 最後のステップ' は、GUI で遠心分離速度とポンプ速度を設定するためのオプションです。 | ||||||
表 1: Jurkat セルおよび MSC の自動バッファー交換 GUI セットアップ
図1:カウンターフロー遠心細胞処理システム(A)逆流遠心分離の原理を示す模式図。逆流力は、細胞チャンバー内の勾配中に存在する。遠心分離(灰色の矢印)の間、より大きな直径を有する細胞は、細胞がチャンバーの狭い端に向かって力平衡に達し、流動化された細胞床を形成する、より高い沈み込み力を受ける。室内に残るには小さすぎる細胞の破片や小さな粒子が洗い流されます。(B)カウンターフロー遠心処理システムは、処理装置と単独使用処理キットで構成されています。(C) バッファ交換プロトコルの単独使用キット構成。この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
図2:細胞室内の流動化細胞床。(A)培地下、(B)低、および(C)高流量下の流動細胞床の代表的な画像。点線は、チャンバー内の流動化セルベッドの面積を示す。この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
図3:Jurkat細胞とMSCの細胞処理時間と手動処理と自動処理の比較(各群においてn=3~4、データは平均±SDとして提示される)。この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
図4:Jurkat細胞とMSCの細胞生存率と生細胞回収と手動および自動処理の比較細胞生存率(A)及び生細胞回収(B)を、自動細胞カウンターを用いてトリパンブルー除外アッセイにより測定した。生細胞回収は、血清がない場合、または3x106または1x106細胞のみが処理された場合に減少した。(各群においてn=4~9、データは平均±SDとして提示される)。この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
図5:手動および自動処理からの細胞増殖および細胞機能。(A)ユルカト細胞およびMSCのMTSアッセイは、緩衝交換後2、24、および48時間で行った。回収された細胞の品質は、Jurkat細胞(B)からのインターロイキン-2産生、およびMSC(C)におけるIDO活性により定量した。(各群においてn=4~8、データは平均±SDとして提示される)。この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
図6:様々な流量での流動化細胞床安定性。セルタイプごとに2つのプロセスを実行した。1 つのプロセスで、3 x 107 Jurkat セルまたは 1 x 107 MSC のいずれかです。第2のプロセスでは、10倍の細胞数を使用した。どちらのプロセスでも、このプロトコルに示されている遠心分離速度(Jurkatセルの場合は1,600 x g、MSCの場合は1,500 x g)を使用して、10 mLのセル溶離物を様々な流量でポートAから収集しました。溶出物中の細胞数を決定し、チャンバにロードされた細胞の総量に対するパーセンテージとして提示した。(n=3群について、データは平均±SDとして提示される)。この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
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Discussion
説明されている自動バッファ交換プロトコルは、シンプルで使いやすいプロトコルです。それにもかかわらず、このプロトコルには、重要で特定の注意が必要ないくつかの重要な手順があります。私たちの経験では、MSC(平均直径10~15μm)などの大きなセルを処理する場合、各実行に最適な細胞回収を達成するために少なくとも1 x 107個のセルを含める必要があります(図4B)。Jurkat細胞のような小さい細胞(直径は平均〜10μm)を処理するには、安定した流動細胞床を達成するために約3x107細胞が必要です(図4B)。細胞数が少なすぎると、流動層から細胞が取り出される可能性が高くなり、最終的な細胞回収に影響を及ぼします。さらに、一定の遠心速度を加えると、異なるポンプ速度でのセル損失率を比較しました。ここでは、流動層の不安定性が高い流量に起因する流量(図6)に伴って細胞損失が増加することを観察した。しかし、10倍のセル数がチャンバーにロードされた場合の細胞損失の割合は低く、より多くの細胞を処理して処理を高速化する場合に、より高いポンプ速度を適用できることを示唆しています。プロセスのステップ5では、100mLの培養媒体をチャンバから細胞移動袋に再循環させ、流動床が体積減少および緩衝交換の前に形成および安定化することを可能にした。細胞濃度が低い場合(例えば、0.2 x 106/mL未満)、再循環ステップを延長して、流動細胞床を形成するのに十分な細胞を作ることができるようにする必要がある。同様に、細胞濃度が高い場合は、再循環工程を短くすることができる。
洗浄緩衝液中の血清の存在は、細胞回収にも重要である。これまでの研究では、流体力学的ストレスが緩衝タンパク質22、23がない場合に壊死細胞死を引き起こす可能性があることを示している。カウンターフロー遠心システムの流れダイナミックは非常に複雑です。このプロトコルでは、血清がない場合に細胞回収率が約70%に低下した(図4B)。正確なメカニズムは明らかではないが、培養媒体中の血清または洗浄緩衝液中のアルブミンの存在は、細胞に対する潜在的な機械的損傷を軽減することができた。無血清緩衝液を必要とする用途のために、ヒドロキシエチル澱粉およびデキストラン40は、流体力学的ストレス24、25から保護するために細胞製造にしばしば使用される非タンパク質添加剤の例である。
逆流遠心分離技術は、大規模なバイオ医薬品製造および血液製品処理17に使用されている。小規模な細胞製造におけるCFC技術の応用(すなわち、0.1~10L)は、多くの場合、エルトラ(TerumoBCT)26などのアフェレーシス製品から単核細胞を分離することに限定され、洗浄および濃縮工程を行うために追加の手動介入が必要となる。他の小規模な細胞処理プラットフォームは、LOVO(フレゼニウス・カビ)27およびセパックス(GEヘルスケア)28などの垂直遠心分離分離などの膜濾過ベースの緩衝交換システムを含む。デバイス間の直接比較は困難ですが、このカウンターフロー遠心デバイスの利点の 1 つは、現在利用可能なセル処理プラットフォームの中で最も小さい出力ボリューム (最小 5 mL) を提供できることです。この小さな出力容積は、局所注射用の細胞を処方する、または新生児30のための注入のような適用に適している。デバイスに埋め込まれたカメラは、プロセス開発段階で流動化されたセルベッドの視覚化を提供するユニークな機能でもあります。
CFC技術の制限の1つは、細胞の大きさと密度に敏感であることです。異なるセルタイプのバッファ交換プロトコルを設定する場合、ここで示すプロトコルは、ユーザーが対象となるセルのサイズと細胞懸濁液の密度を念頭に置いて、ニーズに応じて最適化するためのガイドラインとして機能する必要があります。現在のプロトコルは最大 5 L のメディアの処理に使用できますが、処理時間は大幅に延長されます (つまり、1 ~ 2 時間)。この研究では、長時間の処理時間が細胞の品質に及ぼす影響は検討されていないことに注意することが重要です。
今後の研究では、処理速度と処理時間がセル関数に与える影響を評価し、デバイスの最大処理能力を決定します。さらに、今後の研究では、凍結保存物からのジメチルスルホキシド(DMSO)の除去や死細胞の選択的除去など、他の用途も検討する可能性がある。
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Disclosures
SW、IF、およびDJは、シノジーPty株式会社のCOO、CTO、およびCEOです。CFCデバイスへのアクセスは、Scinogyによっても提供されました。
Acknowledgments
この作業は、ビクトリア州政府の運用インフラ支援プログラムと、経済開発・雇用・運輸・資源省が提供するビクトリア州政府技術バウチャーによって支援されています。RLは、国民健康医療研究評議会キャリア開発フェローシップの受賞者です。ALはオーストラリアの大学院賞を受賞しています。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 20 ml Luer lock syringes | BD | 302830 | |
| 20% Human serum albumin (HSA) | CSL Behring | AUST R 46283 | |
| 4-(Dimethylamino)benzaldehyde | Sigma-Aldrich | 156477-25g | |
| 500ml IV saline bag | Fresenius Kabi | K690521 | |
| Antibiotic-Antimycotic | Thermo Fisher Scientific | 15240112 | |
| Automated cell counter (Countess) | Thermo Fisher Scientific | N/A | |
| Cell counting chamber slides | Thermo Fisher Scientific | C10228 | |
| Cell stimulation cocktail (500x) | Thermo Fisher Scientific | 00-4970-93 | |
| Cell transfer bags | Terumo | T1BBT060CBB | |
| CellTiter AQueous One Solution Cell Proliferation Assay (MTS) | Promega | G3582 | |
| Centrifuge | Eppendorf | 5810R | |
| DMEM: F12 media | Thermo Fisher Scientific | 11320082 | |
| EnVision plate Reader | Perkin Elmer | N/A | |
| Fetal bovine serum (FBS) | Thermo Fisher Scientific | 10099141 | |
| Human Interleukin 2 (IL2) Kit | Perkin Elmer | Al221C | |
| Luer (female) fittings | CPC | LF41 | |
| PC laptop or PC tablet device | ASUS | N/A | |
| Plate reader (SpectraMax i3) | Molecular Device | N/A | |
| Recombinant Human IFN-γ | PeproTech | 300-02 | |
| Rotea counterflow centrifuge cell processing device | Scinogy | N/A | |
| Rotea single-use processing kit | Scinogy | N/A | |
| RPMI media | Thermo Fisher Scientific | 11875119 | |
| Surgical scissors | ProSciTech | 420SS | |
| Trichloroacetic acide | Sigma-Aldrich | T6399-250g | |
| Trypan Blue stain | Thermo Fisher Scientific | T10282 | |
| Trypsin digestion enzyme (TrypLE Express Enzyme) | Thermo Fisher Scientific | 12604013 |
References
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