Une approche chirurgicale révisée pour induire des hydrops endolymphatiques dans le cochon de Guinée

Summary

Cet article démontre une approche extradurale pour effacer le sac endolymphatique de cobaye et blesser le conduit endolymphatique avec un pic fin afin d’induire des hydrops endolymphatiques expérimentaux.

Abstract

Les hydrops endolymphatiques sont un élargissement des médias scala qui est le plus souvent associé à la maladie de Meniere, bien que le mécanisme pathophysiologic(s) reste peu clair. Afin d’étudier adéquatement les attributs des hydropes endolymphatiques, tels que les origines de la perte auditive à basse fréquence, un modèle fiable est nécessaire. Le cobaye est un bon modèle parce qu’il entend dans les régions à basse fréquence qui sont putativement touchés par les hydrops endolymphatiques. Des recherches antérieures ont démontré que les hydrops endolymphatiques peuvent être induits chirurgicalement par des approches intradurales ou extradurales qui impliquent le forage sur le conduit et le sac endolymphatiques. Cependant, s’il était possible de créer un modèle d’hydrops endolymphatique utilisant une approche extradurale qui a évité le forage dangereux sur le conduit et le sac endolymphatiques était inconnu. L’objectif de cette étude était de démontrer une approche extradurale révisée pour induire des hydrops endolymphatiques expérimentaux à 30 jours post-opératoirement en effaçant le sac endolymphatique et en blessant le conduit endolymphatique avec une belle pioche. La taille de l’échantillon se composait de sept cobayes. Des mesures fonctionnelles de l’ouïe ont été faites et des os temporels ont été plus tard récoltés pour l’analyse histologic. L’approche a eu un taux de réussite de 86% dans la réalisation des hydrops endolymphatiques. Le risque de fuite de liquide rébrospinal était minime. Aucun décès ou blessure périopératoire au canal semi-circulaire postérieur ne s’est produit dans l’échantillon. La méthode présentée démontre un moyen sûr et fiable d’induire des hydrops endolymphatiques à un point de temps relativement rapide de 30 jours. Les implications cliniques sont que la méthode présentée fournit un modèle fiable pour explorer davantage les origines de la perte auditive à basse fréquence qui peut être associée hydrops endolymphatiques.

Introduction

Les hydrops endolymphatiques sont un élargissement des médias scala. La présence d’hydrops endolymphatiques peut être mesurée à l’aide de la zone transversale des médias scala. On pense que les hydrops endolymphatiques cliniques peuvent être associés à la perte d’audition neurosensorielle à basse fréquence, comme celle vue dans La maladie de Meniere. Mais l’origine de la perte auditive reste incertaine. Pour étudier adéquatement les origines de la perte auditive à basse fréquence associée aux hydrops endolymphatiques, un modèle fiable est nécessaire.

En 1965, Kimura et Schuknecht ont décrit comment induire des hydrops endolymphatiques dans le cobaye à l’aide d’une approche intradurale¹. Leur technique impliquait l’utilisation d’une approche crânienne postérieure fossa pour accéder à l’operculum et subarcuate fossa. Les étapes consistaient à incister dura, à rétracter le cervelet avec la plaque de coton imbibée de solution d’une sonnerie, et à forer le conduit endolymphatique et la partie intermédiaire du sac endolymphatique. La cire d’os a été alors placée dans l’opéculum pour séparer le conduit endolymphatique du sac endolymphatique distal. Le défaut de craniottomie a été fermé en plaçant la poudre absorbable de gélatine (p. ex. Gelfoam) et en récoltant les muscles qui levaient. L’évidence histologic des hydrops endolymphatiques a été uniformément trouvée aux jours postopératoires 1, 3, 7, 14, 21, et 30, démontrant que l’approche intradurale était une méthode fiable pour induire des hydrops endolymphatiques histologically-confirmé. Utilisant la même approche intradurale que Kimura et Schuknecht, mais avec des points de temps différents, Salt et DeMott ont confirmé que les médias scala dans le deuxième tour de la cochlée a été considérablement agrandi au jour 4 et au-delà^{de 2}. Bien que la morbidité réelle d’induire une fuite de liquide phébrospinal (CSF) utilisant l’approche intradurale de Kimura et Schuknecht n’ait pas été rapportée dans l’étude originale, la présence d’une fuite de CSF pourrait augmenter le risque de méningite. Il a été suggéré que la perte de CSF pourrait conduire à une sortie de perilymph, résultant en une expansion temporaire simultanée du volume endolymphatique dans le cobaye³. Une approche extradurale pour induire des hydrops endolymphatiques serait une option plus sûre.

En 1989, Andrews et Bohmer ont décrit deux approches chirurgicales extradurales pour atteindre le sac et le conduit endolymphatiques, par l’intermédiaire d’une approche de fossa crânienne moyenne ou d’approche crânienne postérieure de fossa, pour effacer le sac endolymphatique⁴. Ils ont décrit l’enlèvement de l’opéculum avec une perceuse au diamant, puis soit le forage de la partie intermédiaire du sac endolymphatique ou en utilisant un pic fin pour perturber le sac et le conduit endolymphatiques. En 1993, Lee, Wright et Meyerhoff ont décrit une approche similaire, qui comprenait le forage à travers le sac et le conduit endolymphatiques, mais différé en ce qu’ils ont également simultanément obstrué l’aqueduc cochléaire⁵. Ils ont démontré la présence d’hydrops endolymphatiques, tel qu’évalué par l’histologie, à quatre semaines après avoir effacé le sac endolymphatique et obstruant l’aqueduc cochléaire. Megerian et coll. ont été les premiers à publier un article vidéo démontrant une oblitération extradurale du sac et du conduit endolymphatique qui impliquaient le forage directement sur la partie médiale de l’operculum pour entrer dans le sac et le conduit endolymphatique⁶. Ils ont démontré des preuves histologic des hydrops endolymphatiques dans un cobaye sacrifié à 28 semaines après la chirurgie, aussi bien que la perte d’audition dans la région de 16 kHz⁶. On ignorait s’il était possible d’induire des hydrops endolymphatiques confirmés histologiquement confirmés et une perte auditive à basse fréquence à un point de temps précoce utilisant des approches extradurales.

L’objectif global de ce rapport est de démontrer une approche extradurale pour induire des hydrops endolymphatiques expérimentaux à 30 jours post-opératoirement en effaçant le sac endolymphatique et en blessant le conduit endolymphatique avec une belle pioche. La raison d’être derrière l’utilisation de cette technique est l’avantage d’éviter la nécessité de forer sur l’os temporel pétrous, éliminant ainsi le risque de blesser accidentellement le dura et de causer une fuite de CSF, atténuant la possibilité de blesser le canal semi-circulaire postérieur, et réduisant le risque de blessure au sinus sigmoïde.

Protocol

Toutes les procédures énumérées immédiatement ci-dessous dans la section du Protocole ont été menées comme décrit dans les protocoles approuvés par l’Université de Washington à St. Louis Institutional Animal Care and Use Committee.

1. Induction anesthésique et surveillance des signes vitaux

REMARQUE: Cette étude a utilisé des cobayes pigmentés à souche NIH obtenus d’une colonie de reproduction interne.

1. Utilisez des cobayes de l’un ou l’autre sexe, pesant au moins 350 g.
2. Placer le cobaye dans une isolette néonatale et donner un mélange de kétamine/xylazine intraperitoneally (50 mg/kg de kétamine et 10 mg/kg de xylazine) pour l’anesthésie d’induction. Observez le cobaye jusqu’à ce qu’il perde le réflexe de pincement des pieds.
3. Une fois que la perte de réflexes d’orteil-pincement se produit, rasez le cou postérieur et la tête du cobaye avec un coupe-cheveux typiquement annoncé pour l’usage humain.
4. Injecter un bolus sous-cutané de 12 ml de solution lactated Ringer à l’arrière de l’animal.
5. Placer le cobaye supine sur un coussin chauffant avec les jambes levées et placer 27,5 G aiguille papillon intraperitoneally. Vérifiez que l’aiguille papillon est dans la bonne position dans l’espace intraperitonéal en veillant à ce que seul l’air est aspiré. Si le sang ou le liquide est aspiré, il y a un souci pour l’accouchement dans le système vasculaire ou intestinal. L’aiguille papillon est utilisée pour l’administration répétée de l’anesthésie.
6. Retournez le cobaye à la position encline et fixez la tête à un support stéréotaxique.
7. Fixer un oxymètre à impulsions au pied. Si vous utilisez des cobayes pigmentés, les pattes pigmentées peuvent empêcher la lecture de la saturation en oxygène. Par conséquent, placez l’oxymètre de pouls sur n’importe quelle patte qui n’est pas pigmentée.
8. Insérez une sonde de température rectale pour surveiller la température corporelle. La sonde rectale fait partie d’un système de couverture chauffante qui maintient la température corporelle à 38 oC. N’allumez pas la couverture chauffante jusqu’à ce que la sonde rectale soit en place pour éviter de surchauffer la couverture chauffante. S’il a de la difficulté à placer la sonde rectale, elle peut être posée à côté du corps du cobaye.
9. Appliquer du lubrifiant aux deux yeux du cobaye pour prévenir les abrasions cornéennes.
10. Administrer l’oxygène supplémentaire au besoin par l’intermédiaire d’un tube en caoutchouc placé près du nez pour maintenir des niveaux de saturation en oxygène supérieurs à 90%.
11. Donner de l’enrofloxacine 0,5 mg/kg sous-cutanée comme prophylaxie antibiotique.
12. Donnez 0,25 mg/kg de bupivacaine avec 1:100,000 sous-cutanée d’épinéphrine au site d’incision prévu pour les effets d’anesthésie locale et de vasoconstrictive.
13. Fournir une anesthésie d’entretien toutes les 20 minutes pour 4 cycles, puis seulement au besoin en fonction des signes vitaux. Surveillez régulièrement la profondeur de l’anesthésie par la température corporelle, la respiration, la saturation en oxygène et la fréquence cardiaque.
14. Surveillez les signes vitaux toutes les 15 minutes (température, fréquence respiratoire, fréquence cardiaque et saturation en oxygène).

2. Préparation chirurgicale

1. Une fois que la tête du cobaye est positionnée solidement dans un support stéréotaxique, placez un morceau de ruban adhésif sur le dos pour fournir une tension adéquate le long de la peau sur le bord de l’occiput. Fixez les extrémités de la bande au support stéréotaxique.
2. Bien que la peau prépare la peau en surbaison et le cou postérieur avec une solution d’iode et 70% d’éthanol de façon stérile trois fois.
3. À ce stade, utilisez des précautions stériles et des instruments autoclaved. Placez des rideaux stériles sur le cobaye.

3. Procédure chirurgicale

1. À l’aide d’une lame de 15, faire une petite incision de ligne médiane le long de l’occiput postérieur s’étendant vers le bas dans le cou postérieur. Une fois sous la peau, utilisez des ciseaux d’iris pour détacher les muscles cervicaux postérieurs droits de l’os occipital. Si des saignements se produisent lors de la coupe des muscles, contrôlez en appliquant une pression avec une boule de coton stérile.
2. À l’aide d’une combinaison d’un #3 mm, #2 mm et d’une bavure de diamant #1 mm avec une aspiration 5-0 et une irrigation stérile, effectuer une craniotomie qui est délimitée par la crête occipitale externe, la crête lamboïdale, la ligne de suture occipitomastoid, et la marge dorsale du magnum de foramen.
   1. Placez doucement un petit morceau de boule de coton saline-humidifiée sous l’os tout en séparant l’os occipital de la dura.
3. Squematiquez le sinus sigmoïde avec une bavure de diamant de #0,5 mm et enlevez soigneusement l’os en le sursalant.
4. Une fois que le sinus sigmoïde est exposé, rétractez doucement le sinus sigmoïde medially à l’aide d’une boule de coton et passez à l’aide d’une aspiration 3-0.
5. Identifiez l’opéculum comme une fente comme une structure qui se trouve dans l’os temporel du pétrous. Le fossa subarcuate sera situé de façon supérieure et le sinus sigmoïde sera médial à elle. La partie extra-osseuse du sac endolymphatique est alors visualisée comme un sac clair entrant dans l’operculum et attachée au dura surlysant le sinus sigmoïde. L’opéculum est de forme ovale, d’environ 3 à 4 mm par 1,5 à 2 mm. Cependant, comme on le voit de la vue chirurgicale, l’opéculum apparaît comme une fente approximative de 1 mm. La partie visible du sac de la vue chirurgicale est à peu près de la même taille que la partie visible de l’operculum, si elle n’est pas plus petite.
6. Appliquer une rétraction douce au sinus sigmoïde medially afin de visualiser clairement la partie extra-osseuse du sac endolymphatique et augmenter la tension entre les parties extraossement et intraosseous du sac endolymphatique.
   1. Utilisez un pic à angle fin pour effacer doucement la partie intermédiaire du sac endolymphatique. Il est essentiel que le processus d’expungement ne laisse aucun lien visible entre la dura et l’operculum; puis placez un bon choix à l’intérieur de l’opéculum pour gratter largement le long de l’intérieur de l’os pour le blesser.
   2. Tournez la fine sélection en direction du conduit endolymphatique et perturbez aveuglément la doublure. À ce stade, un saignement peut se produire d’un navire à l’intérieur de l’opéculum. Il peut être contrôlé avec un petit morceau de coton.
7. Sécher l’opéculum vide avec un petit morceau de coton. Utilisation de l’aspiration 3-0 au besoin pour garder le coton sec.
8. Obtenez de la poussière osseuse en utilisant une petite curette pour gratter le long de la partie squamosale de l’os temporel. Emballez généreusement l’opéculum avec de la poussière d’os. Utilisez une boule de coton et une aspiration pour garder la zone sèche tout en l’emballant avec de la poussière d’os.
9. Appliquer la cire osseuse sur l’opéculum pour la sceller. Assurez-vous qu’il n’y a pas d’excès de cire osseuse délogée dans le crâne.
10. Utilisez de la cire osseuse pour couvrir le défaut du crâne.
11. Approximatif les muscles cervicaux postérieurs avec 4-0 tressé, suture absorbable d’une manière interrompue.
12. Effectuez une fermeture sous-cutanée à l’aide d’une suture tressée à 4-0 et absorbable.

4. Soins post-procédure

1. Retirez le cobaye du support stéréotaxique personnalisé et transférez-le à une isolette chauffante.
2. Donnez 2 mg/kg d’atipamezole et 24 ml de solution lactée de Ringer (sous-cutanée loin de l’incision). Donnez la solution lactated Ringer en raison des effets diurétiques de la xylazine. Administrer 0,2 mg/kg de meloxicam sous-cutanée pour une couverture analgésique postopératoire.
3. Obtenez des signes vitaux toutes les 15 minutes jusqu’à ce que le cobaye émerge complètement de l’anesthésie.
4. Donnez un bolus fluide supplémentaire de 12 ml de la solution lactated Ringer à environ 2 heures de la fin de la chirurgie pendant la période de récupération.
5. Une fois que le cobaye est alerte, ambulant, annulant, et ayant des selles, retournez le cobaye à l’installation animale. Environ 2 à 4 heures sont nécessaires pour que le cobaye émerge complètement de l’anesthésie.
6. Surveillez les cobayes deux fois par jour pendant les trois premiers jours postopératoires. Si des signes d’inconfort sont observés, administrer 0,2 mg/kg de meloxicam sous-cutanée toutes les 24 heures au besoin. Alternativement, la buprénorphine (0,05 mg/kg) peut être administrée sous-cutanée si les symptômes ne sont pas suffisamment gérés par le meloxicam.
7. Donnez un bolus fluide de 12 ml de la solution lactée de Ringer sous-cutanée deux fois par jour pendant jusqu’à trois jours jusqu’à ce que le cobaye atteigne le poids préopératoire. Si le cobaye atteint son poids préopératoire avant le troisième jour postopératoire, arrêtez les bolus fluides. Si le cobaye continue de perdre du poids après les trois premiers jours, utilisez un supplément de nutrition shake généralement annoncé pour la consommation humaine mélangé avec des granules de nourriture de cobaye écrasé.
8. Surveillez les cobayes chaque semaine jusqu’à leur point de fin.

Representative Results

La méthode présentée a employé une approche extradurale pour effacer le sac endolymphatique et blesser le conduit endolymphatique avec une pioche fine dans sept cobayes composées de deux mâles et cinq femelles. La durée moyenne de la chirurgie était de 2 heures de l’incision à la fermeture. Le temps total de forage variait de 5 à 10 minutes. Jusqu’à 4 heures ont été nécessaires pour que le cobaye émerge entièrement de l’anesthésie. Il n’y a pas eu de décès intraopératoires ou postopératoires dans l’échantillon. Il n’y a pas eu de blessés dans le canal semi-circulaire postérieur ou le dura dans l’un des cobayes. Des dommages au sinus sigmoïde se sont produits chez le cobaye (exclu de l’analyse des données).

Les cobayes ont subi une deuxième procédure le jour du sacrifice (jour postopératoire 30) pour effectuer des mesures de fonction auditives qui comprenaient la forme d’onde chevauchée des nerfs auditifs (ANOW) et les potentiels d’action composé cochléaire (PAC). Des mesures ANOW et CAP ont été effectuées, et des analyses ont été effectuées, à l’aide de méthodes décrites précédemment^7,8,9. L’ANOW est une mesure purement neuronale qui provient de l’excitation neuronale dans la moitié cochléaire apicale^7,8,9. Après les tests de fonction auditive, les oreilles ont été immédiatement récoltées et préparées pour l’analyse histologic en utilisant des méthodes précédemment décrites¹⁰. La préparation histologique réussie a été accomplie dans six oreilles, mais une oreille a montré des larmes dans la membrane du Reisner. L’oreille avec des larmes a été éliminée de l’analyse histologique mais gardée dans l’analyse physiologique. La zone transversale des médias scala a été mesurée à l’aide d’ImageJ¹¹. L’analyse histologic des os temporels a indiqué des hydrops endolymphatiques dans six des sept cobayes dans toute la cochlée droite comparée à la cochlée gauche(figure 1). Dans la figure 1, la zone transversale des médias scala sur l’oreille droite opérée (rouge) est agrandie par rapport à l’oreille gauche contralatérale (bleu), démontrant des hydrops endolymphatiques dans l’oreille droite. La zone transversale des médias scala à chaque tour a également été quantifiée et comparée aux cobayes témoins(figure 2). Les mesures d’une oreille n’ont pas été incluses dans la figure 2 en raison d’un problème de préparation histologique qui a causé la semement de la membrane du Reisner. Les cobayes témoins avaient subi une chirurgie fictive (dans laquelle les sacs endolymphatiques ont été identifiés mais non dérangés) ou n’avaient subi aucune chirurgie autre que celle nécessaire pour faire des mesures auditives de la fonction. Par rapport au contrôle, la zone transversale était généralement plus grande dans les oreilles survivant 30 jours après l’effacement du sac endolymphatique(figure 2). Les seuils aNOW (1 kHz) ont été augmentés chez six cobayes sur sept qui ont démontré des hydropes endolymphatiques par rapport aux cobayes témoins, ce qui démontre la présence d’une perte auditive à basse fréquence(figure 3). Onde 1 de la réponse auditive au tronc cérébral, ou potentiel d’action composé cochléaire (CAP), les seuils se situaient dans la plage normale à des fréquences supérieures à 8 kHz dans six des sept cobayes(figure 3).

Figure 1 : Images histologic d’une coupe mi-modiolar de cochlée de cobaye. Ce cobaye a survécu 30 jours après l’effacement du sac endolymphatique utilisant une approche extradurale. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 2 : Zone transversale des médias scala en fonction de la longueur cochléaire. Les mesures de six des sept oreilles individuelles sont en rouge. Les lignes pointillées grises représentent l’écart standard de 1 des mesures des oreilles de contrôle. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 3 : Mesures de la fonction auditive (ANOW et PAC) mesurées le jour 30 postopératoire. Les mesures ANOW sont de 1 kHz et des mesures de la PAC ont été prises à 1 kHz. Les mesures des oreilles individuelles sont en rouge. Les lignes pointillées grises représentent l’écart standard de 1 des seuils pour les cobayes de contrôle. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Discussion

La méthode extradurale présentée a eu un taux de réussite de 86% en réalisant des hydrops endolymphatiques confirmés histologically et la perte auditive à basse fréquence. La méthode a réalisé de façon fiable des preuves histologiques des hydrops endolymphatiques par le jour postopératoire 30, compatible avec des études antérieures qui ont employé une approche intradurale². L’importance de la méthode par rapport aux méthodes existantes est qu’une fuite de FSC n’est pas nécessaire, éliminant ainsi une variable de confusion potentielle qui a été suggérée pour entraîner une extension compensatoire et temporaire du volume endolymphatique³. Dans l’ensemble, la méthode démontre un moyen rapide, sûr et fiable d’induire des hydrops endolymphatiques expérimentaux.

La méthode présentée a plusieurs points forts par rapport aux études antérieures. Tout d’abord, l’approche était extradurale, minimisant la morbidité potentielle et les effets confondants d’une fuite de CSF. Deuxièmement, en utilisant une fine pioche au lieu d’une perceuse pour effacer le sac endolymphatique et blesser le conduit endolymphatique, la méthode évite toute blessure potentielle au canal semi-circulaire postérieur. Une étape critique est d’assurer aucun lien visible entre la dura et l’operculum. Troisièmement, à l’aide d’une fine pioche dans l’os temporel au lieu d’une perceuse, la méthode a minimisé le risque de traumatisme acoustique causé par le forage sur l’os temporel du pétrous. Enfin, la méthode fournit un protocole d’animaux périopératoire optimisé pour assurer un rétablissement rapide et un parcours postopératoire réussi des cobayes. Une limitation de la méthode est l’utilisation de la kétamine/xylazine, qui peut être surmontée en utilisant un dispositif stéréotaxique qui permet la livraison d’isoflurane.

Les implications scientifiques des résultats sont le développement d’un moyen sûr et fiable d’induire des hydrops endolymphatiques à un point de temps relativement rapide de 30 jours. Les implications cliniques sont que la méthode fournit un modèle fiable d’hydrops endolymphatiques afin d’explorer davantage les origines de la perte auditive à basse fréquence associée. Les applications futures de la méthode seront utilisées pour étudier plus en détail l’origine (s) de la perte auditive à basse fréquence associée aux hydrops endolymphatiques. En conclusion, la méthode présentée est une approche occipitale modifiée et extradurale qui consiste à effacer le sac endolymphatique et à blesser le conduit endolymphatique avec un pic fin pour induire des hydrops endolymphatiques expérimentaux à 30 jours après l’opération chez le cobaye.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
12 mL syringe	Henke-Sass Wolf	5100-X00V0
1 mL and 3 mL syringe	BD Precision(Ordered from Fischer Sci)	14-826-87 15859152
27.5 butterfly gauge needle	Terumo Surflo Winged Infusion Set, Terumo Corporation, Japan) (Ordered from McKesson)	448407
4-0 suture	McKesson	1034507
4 x 4 gauze sponges	Dukal (Ordered form McKesson)	374454
60 mL syringe	Fisher Sci	22-031-375
Anspach otologic drill	Anspach	SC2100
atipamezole	Zoetis	107204-6
autoclave	Fisher sci	15-103-0508
autoclave bags	McKesson	524881
bayonet separator	Olympus	AL 130564
bupivicaine	auro Medics Pharma	555150-169-10
clear sterile drape	3M	1020
cotton balls	Fisherbrand (ordered from Fisher Sci)	22-456-885
cotton swabs	McKesson	508716
diamond burrs #3, #2, #1, and #0.5 mm	Anspach	QD8-3SD; QD8-2SD; QD8-1SD; QD8-05SD
diaper pad	McKesson	945330
disposable 15 blade	Swann-Morton	0305
enrofloxacin	Hospira	0409-4888-01
epinephrine	McKesson	63739-0456
eye ointment	Dechra Vet Products	17033-211-38
Freer elevator	Grace Medical	215100FX
gelfoam	Pfizer (Ordered from McKesson)	82830
hair trimmers	Oster Power Pro Cordless (ordered from Amazon)	078400-020-000
iodine scrub	Purdue Pharma (ordered from mcKesson)	521243
iris scissors	Olympus	CL-542114
ketamine	Henry Schein Animal Health	55853
lactated ringers	B. Braun Medical (ordered from McKesson)	186662
lancet knife by Rosen	Grace Medical	151100FX	referred to as curette in the text
lubricant	Milex (ordered from Cooper Surgical)	MX5030
masking tape	3M (ordered from fisher sci	19047259
metal rectangle basin	Amazon	B07NQDBC6T
needle holder	Olympus	CR 213015-ENT
needles: 27 gage, 18 gauge	BD Precision(Ordered from Fischer Sci)	14-826-48 14-826-5D
neonatal warming isollete	Air Borne Life Support Systems	731-1800
operating microscope	Carl Zeiss	OPMI pico
oxygen tank	AirGas	OX USP200
pulse ox	CapnoTrue (Ordered from Medacx)	M-3090112001
rectal probe with heating blanket	Harvard Apparatus	probe: PY2 50-7217 Heating Blanket: PY2 50-7214
red body holder	Lichtenhan Lab	N/A	In-house product
right angle	Olympus	BV-230337
rosen needle	Olympus	AM-130566	customized, it is the instrument I use to tear the sac
rubber tubing for O2 administration	Fisher Sci	14-171-104
saran wrap	Fisher Sci	NC9617977
stereotactic head holder	WUSTL Instrument Machine Shop	N/A	In-house product
sterile drapes	Cardinal Health	7553
suction tube by Baron	Grace Medical	034903FX 034905FX	#3 and #5 Suction
tissue forceps adson brown	Grace Medical	325112FX
Weitlander retractor	Olympus Grace Medical	BL200011 100313FX
xylazine	Akorn	59399-110-20