Summary
Este artigo demonstra uma abordagem extradural para obliterar o saco endoglifático da cobaia e ferir o ducto endoglicêtico com uma picareta fina, a fim de induzir hidrops endolímfaticos experimentais.
Abstract
Hidrops endoglicêmicos é um alargamento da mídia scala que é mais frequentemente associado à doença de Meniere, embora o mecanismo fisiophysiológico permaneça incerto. Para estudar adequadamente os atributos dos hidrops endoglifáticos, como as origens da perda auditiva de baixa frequência, é necessário um modelo confiável. A cobaia é um bom modelo porque ouve nas regiões de baixa frequência que são putativamente afetadas por hidrops endoglifáticos. Pesquisas anteriores demonstraram que hidrops endoglimáticos podem ser induzidos cirurgicamente através de abordagens intradural ou extradural que envolvem perfuração no ducto endoglifático e sac. No entanto, se era possível criar um modelo de hidrops endoglifático usando uma abordagem extradural que evitasse perfurações perigosas no ducto endoglifático e no saco era desconhecido. O objetivo deste estudo foi demonstrar uma abordagem extradural revisada para induzir hidrops endoglifáticos experimentais aos 30 dias pós-operatórios, obliterando o sac endoglifático e ferindo o ducto endoglimático com uma picareta fina. O tamanho da amostra consistia de sete cobaias. Foram feitas medições funcionais de audição e posteriormente colhidas ossos temporais para análise histológica. A abordagem teve uma taxa de sucesso de 86% na obtenção de hidrops endoglifáticos. O risco de vazamento de fluido cefalorraquidiano era mínimo. Não ocorreram óbitos ou lesões perioperatórias no canal semicircular posterior. O método apresentado demonstra uma maneira segura e confiável de induzir hidrops endoglifáticos em um ponto de tempo relativamente rápido de 30 dias. As implicações clínicas são que o método apresentado fornece um modelo confiável para explorar ainda mais as origens da perda auditiva de baixa frequência que podem ser associadas a hidrops endolímfas.
Introduction
Hidrops endoglicêmicos é um alargamento da mídia scala. A presença de hidrops endoglifáticos pode ser medida utilizando-se a área transversal da mídia scala. Acredita-se que hidrops endoglifáticos clínicos podem estar associados à perda auditiva sensorial de baixa frequência, como a vista na doença de Meniere. Mas a origem da perda auditiva ainda não está clara. Para estudar adequadamente as origens da perda auditiva de baixa frequência associada aos hidrops endoglifáticos, é necessário um modelo confiável.
Em 1965, Kimura e Schuknecht descreveram como induzir hidrops endolímfaticos na cobaia usando uma abordagem intradural1. Sua técnica envolveu o uso de uma abordagem fossa craniana posterior para acessar o operculum e fossa subarcuada. As etapas envolveram a incisiva da dura, retraindo o cerebelo com uma solução de Ringer embebido em algodão, e perfuração através do ducto endoglifático e da porção intermediária do saco endoglifático. A cera óssea foi então colocada no operculum para separar o ducto endoglifático do sac endoglicêtico distal. O defeito da craniotomia foi fechado colocando gelatina absorvível em pó (por exemplo, Gelfoam) e reaproximando os músculos sobrelados. Evidências histológicas de hidrops endoglifáticos foram consistentemente encontradas nos dias pós-operatórios 1, 3, 7, 14, 21 e 30, demonstrando que a abordagem intradural era um método confiável para induzir hidrops endoglifáticos histologicamente confirmados. Usando a mesma abordagem intradural que Kimura e Schuknecht, mas com diferentes pontos de tempo, Salt e DeMott confirmaram que a mídia scala na segunda volta da cóclea foi significativamente ampliada no dia 4 e alémde 2. Embora a morbidade real de induzir um vazamento de fluido cefalorraquidiano (CSF) usando a abordagem intradural de Kimura e Schuknecht não tenha sido relatada no estudo original, a presença de um vazamento de CSF poderia aumentar o risco de meningite. Foi sugerido que a perda de CSF poderia levar a uma saída de perilímph, resultando em uma expansão temporária simultânea do volume endoglifático na cobaia3. Uma abordagem extradural para induzir hidrops endoglifáticos seria uma opção mais segura.
Em 1989, Andrews e Bohmer descreveram duas abordagens cirúrgicas extradural para alcançar o sac e ducto endoglifático, através de uma abordagem fossa craniana média ou abordagem fossa craniana posterior, para obliterar o sac endoglicêtico4. Eles descreveram a remoção do operculum com uma broca de diamante, e, em seguida, perfurando a porção intermediária do sac endoglicêtico ou usando uma picareta fina para interromper o sac endoglifático e o ducto. Em 1993, Lee, Wright e Meyerhoff descreveram uma abordagem semelhante, que incluía perfuração através do sac e ducto endolítico, mas diferia na qual eles também simultaneamente obstruíram o aqueduto coclear5. Eles demonstraram a presença de hidrops endoglifáticos, conforme avaliado via histologia, quatro semanas após obliterar o sac endolítico e obstruir o aqueduto coclear. Megerian et al. foram os primeiros a publicar um artigo em vídeo demonstrando uma obliteração extradural do sac e ducto endoglicêtico que envolvia perfuração diretamente na porção medial do operculum para entrar no sac e ducto endoglicêtico6. Eles demonstraram evidências histológicas de hidrops endoglifáticos em uma cobaia sacrificada às 28 semanas após a cirurgia, bem como perda auditiva na região de 16 kHz6. Não se sabe se era possível induzir hidrops endoglifáticos histologicamente confirmados e perda auditiva de baixa frequência em um momento inicial usando abordagens extradural.
O objetivo geral deste relatório é demonstrar uma abordagem extradural para induzir hidrops endoglifáticos experimentais a 30 dias após obstruindo o sac endoglifático e ferindo o ducto endoglimático com uma picareta fina. A lógica por trás do uso desta técnica é a vantagem de evitar a necessidade de perfurar o osso temporal petroso, removendo assim o risco de ferir acidentalmente a dura dura e causar um vazamento de CSF, mitigando a possibilidade de ferir o canal semicircular posterior, e reduzindo o risco de lesão ao sinusino sigmoide.
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Protocol
Todos os procedimentos listados imediatamente abaixo na seção Protocolo foram conduzidos conforme descrito nos protocolos aprovados pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais da Universidade de Washington em St. Louis.
1. Indução anestésico e monitoramento de sinais vitais
NOTA: Este estudo utilizou cobaias pigmentadas de CEPA NIH obtidas de uma colônia de reprodução interna.
- Use cobaias de ambos os sexos, pesando pelo menos 350 g.
- Coloque o cobaia em uma isolette de aquecimento neonatal e dê uma mistura de cetamina/xilazina intraperitoneal (50 mg/kg de cetamina e 10 mg/kg de xilazina) para anestesia por indução. Observe a cobaia até perder o reflexo do dedo do dedo do dedo do dedo do dia.
- Uma vez que a perda de reflexos de dedo do pé ocorre, raspe o pescoço e a cabeça posterior da cobaia com um aparador de cabelo tipicamente anunciado para uso humano.
- Injete um bolus subcutâneo de 12 mL de solução de Ringer lactado na parte de trás do animal.
- Coloque o supino de cobaia em uma almofada de aquecimento com as pernas levantadas e coloque 27,5 G agulha borboleta intraperitoneally. Verifique se a agulha borboleta está na posição correta no espaço intraperitoneal, garantindo que apenas o ar esteja aspirado. Se o sangue ou fluido for aspirado, há preocupação com o parto no sistema vascular ou intestinal. A agulha borboleta é usada para repetida administração de anestesia.
- Vire a cobaia para a posição propensa e fixe a cabeça em um suporte estereotático.
- Fixar um oxímetro de pulso no pé. Se usar cobaias pigmentadas, patas pigmentadas podem evitar a leitura da saturação de oxigênio. Portanto, coloque o oxímetro de pulso em qualquer pata que não esteja pigmentada.
- Insira uma sonda de temperatura retal para monitorar a temperatura corporal. A sonda retal faz parte de um sistema de manta de aquecimento que mantém a temperatura corporal a 38 °C. Não ligue o cobertor de aquecimento até que a sonda retal esteja no lugar para evitar superaquecimento do cobertor de aquecimento. Se tiver dificuldade em colocar a sonda retal, ela pode ser colocada ao lado do corpo da cobaia.
- Aplique lubrificante em ambos os olhos da cobaia para evitar escoriações corneais.
- Administre oxigênio suplementar conforme necessário através de um tubo de borracha posicionado perto do nariz para manter os níveis de saturação de oxigênio acima de 90%.
- Dê enrofloxacina 0,5 mg/kg subcutânea como uma profilaxia antibiótico.
- Dê 0,25 mg/kg bupivacaína com 1:100.000 epinefrina subcutânea subcutânea no local de incisão antecipada para anestesia local e efeitos vasoconstritivos.
- Forneça anestesia de manutenção a cada 20 minutos para 4 ciclos e, em seguida, apenas conforme necessário com base em sinais vitais. Monitore rotineiramente a profundidade da anestesia pela temperatura corporal, taxa de respiração, saturação de oxigênio e frequência cardíaca.
- Monitore sinais vitais a cada 15 minutos (temperatura, frequência respiratória, frequência cardíaca e saturação de oxigênio).
2. Preparação Cirúrgica
- Uma vez que a cabeça da cobaia esteja posicionada firmemente em um suporte estereotático, coloque um pedaço de fita adesiva sobre a parte de trás para fornecer tensão adequada ao longo da pele sobreposta ao occiput. Fixar as extremidades da fita no suporte estereotático.
- Prepare liberalmente a pele sobreposta ao occiput e pescoço posterior com solução de iodo e 70% de etanol de forma estéril três vezes.
- Neste ponto, use precauções estéreis e instrumentos autoclaved. Coloque cortinas estéreis sobre a cobaia.
3. Procedimento Cirúrgico
- Usando uma lâmina de 15, faça uma pequena incisão de linha média ao longo da occiput posterior estendendo-se até o pescoço posterior. Uma vez sob a pele, use a tesoura de íris para desprender os músculos cervicais posteriores direito do osso occipital. Se ocorrer algum sangramento durante o corte dos músculos, controle aplicando pressão com uma bola de algodão estéril.
-
Usando uma combinação de uma #3 mm, #2 mm, e #1 m de rebarba de diamante com uma sucção 5-0 e irrigação estéril, realize uma craniotomia que é delimitada pela crista externa occipital, cume lamboidal, a linha de sutura occipitomastóida, e a margem dorsal do forame magnum.
- Coloque suavemente um pequeno pedaço de bola de algodão umedecida sob o osso enquanto separa o osso occipital da dura.
- Skeletonize o seio sigmoide com uma rebarba de diamante de #0,5 mm e remova cuidadosamente o osso sobreodendo-o.
- Uma vez que o sinuso sigmoide é exposto, retraia suavemente o sinuso sigmoide medialmente usando uma bola de algodão e mude para usar uma sucção 3-0.
- Identifique o operculum como uma fenda como estrutura que está localizada dentro do osso temporal petroso. A fossa subarcuada estará situada superiormente e o sinuso sigmoide será medial para ele. A porção extra-óssea do sac endoglicêtico é então visualizada como um saco claro entrando no operculum e anexado à dura sobreposta ao sinusino sigmoide. O operculum tem forma oval, aproximadamente 3 a 4 mm por 1,5 a 2 mm. No entanto, como visto na visão cirúrgica, o operculum aparece como uma fenda aproximada de 1 mm. A porção visível do saco da visão cirúrgica é aproximadamente do mesmo tamanho da porção visível do operculum, se não menor.
-
Aplique uma leve retração ao sinusoide sigmoide medialmente, a fim de visualizar claramente a porção extra-óssea do sac endoglicêtico e aumentar a tensão entre as porções extraósas e intraóssas do sac endoglifático.
- Use uma picareta em ângulo fino para expurgar suavemente a porção intermediária do saco endoglifático. É fundamental que o processo de expuração não deixe nenhuma conexão visível entre a dura e o operculum; em seguida, coloque uma picareta fina dentro do operculum para raspar amplamente ao longo do interior do osso para feri-lo.
- Gire a picareta fina na direção do ducto endolíftico e interrompa cegamente o revestimento. Neste ponto, algum sangramento pode ocorrer de um vaso dentro do operculum. Pode ser controlado com um pequeno pedaço de algodão.
- Seque o operículo vazio com um pequeno pedaço de algodão. Usando a sucção 3-0 conforme necessário para manter o algodão seco.
- Obtenha poeira óssea usando uma pequena curette para raspar ao longo da porção esquemal do osso temporal. Generosamente embale o operculum com pó ósseo. Use uma bola de algodão e sucção para manter a área seca enquanto embala-a com pó ósseo.
- Aplique cera óssea no operculum para selá-lo. Certifique-se de que não há excesso de cera óssea desalojada no crânio.
- Use cera óssea para cobrir o defeito do crânio.
- Aproxime os músculos cervicais posteriores com 4-0 trançado, sutura absorvível de forma interrompida.
- Realize um fecho subcuticular usando uma sutura trançada 4-0 e absorvível.
4. Cuidados pós-procedimento
- Remova a cobaia do suporte estereotático personalizado e transfira para uma isolette de aquecimento.
- Dê 2 mg/kg de Atipamezole e 24 mL de solução de Ringer lactado (subcutânea longe da incisão). Dê a solução de Ringer lactada devido aos efeitos diuréticos da xilazina. Administre 0,2 mg/kg de meloxicam subcutâneamente para cobertura analgésica pós-operatória.
- Obtenha sinais vitais a cada 15 minutos até que a cobaia saia totalmente da anestesia.
- Dê um bolus de fluido adicional de 12 mL da solução de Ringer lactado a cerca de 2 horas do fim da cirurgia durante o período de recuperação.
- Uma vez que a cobaia esteja alerta, ambulando, anulando e tendo movimentos intestinais, devolva a cobaia para a instalação animal. Aproximadamente 2 a 4 horas são necessárias para que a cobaia emerja completamente da anestesia.
- Monitore os cobaias duas vezes por dia nos três primeiros dias pós-operatórios. Se forem observados sinais de desconforto, administre 0,2 mg/kg de meloxicam subcutânea a cada 24 horas, conforme necessário. Alternativamente, a buprenorfina (0,05 mg/kg) pode ser administrada subcutâneamente se os sintomas não forem suficientemente controlados pela meloxicam.
- Dê um bolus fluido de 12 mL de solução de Ringer lactado subcutâneamente duas vezes por dia por até três dias até que a cobaia atinja o peso pré-operatório. Se a cobaia atingir seu peso pré-operatório antes do terceiro dia pós-operatório, então pare os bolus de fluido. Se a cobaia continuar a perder peso após os três primeiros dias, use um shake nutricional suplementar normalmente anunciado para consumo humano misturado com pelotas de comida de cobaia esmagada.
- Monitore os cobaias semanalmente até o ponto final.
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Representative Results
O método apresentado utilizou uma abordagem extradural para obliterar o sac endoglifático e ferir o ducto endolímfa com uma picareta fina em sete cobaias composta por dois machos e cinco fêmeas. A duração média da cirurgia foi de 2 horas, da incisão ao fechamento. O tempo total da broca variou de 5 a 10 minutos. Até 4 horas era necessário para que a cobaia emergisse totalmente da anestesia. Não houve mortes intraoperatórias ou pós-operatórias na amostra. Não houve ferimentos no canal semicircular posterior ou na dura em nenhum dos cobaias. A lesão ao sinusino sigmoide ocorreu em uma cobaia (excluída da análise dos dados).
Os cobaias foram submetidos a um segundo procedimento no dia do sacrifício (dia 30 pós-operatório) para fazer medições de função auditiva que incluíam a Forma de Onda Sobreposta do Nervo Auditivo (ANOW) e potenciais de ação composta coclear (CAPs). Foram feitas medições ANOW e CAP e análises realizadas, utilizando métodos descritos anteriormente7,,8,9. O ANOW é uma medição puramente neural que se origina da excitação neural na coclear apical metade7,,8,9. Após os testes de função auditiva, os ouvidos foram imediatamente colhidos e preparados para análise histológica utilizando métodos descritos anteriormente10. A preparação histológica bem sucedida foi concluída em seis ouvidos, mas um ouvido mostrou lágrimas na membrana do Reisner. O ouvido com lágrimas foi eliminado da análise histológica, mas mantido em análise fisiológica. A área transversal da mídia scala foi medida usando ImageJ11. A análise histológica dos ossos temporais revelou hidrops endoglifáticos em seis dos sete cobaias ao longo da cóclea direita em comparação com a cóclea esquerda(Figura 1). Na Figura 1, a área transversal da mídia scala na área operada, orelha direita (vermelha) é ampliada em comparação com o contralateral, orelha esquerda (azul), demonstrando hidrops endolímfas no ouvido direito. A área transversal da mídia scala em cada curva também foi quantificada e comparada com os cobaias de controle(Figura 2). As medidas de um ouvido não foram incluídas na Figura 2 devido a um problema de preparação histológica que causou a ruptura da membrana de Reisner. Os cobaias de controle haviam sido submetidos a uma cirurgia falsa (na qual os sacs endoglifáticos foram identificados, mas não perturbados) ou não haviam sido submetidos a nenhuma cirurgia que não fosse necessária para tomar medidas de função auditiva. Em comparação com o controle, a área transversal foi geralmente maior nos ouvidos que sobreviveram 30 dias após a obliteração do sac endoglifático(Figura 2). Os limiares de ANOW (≤1 kHz) foram aumentados em seis dos sete cobaias que demonstraram hidrops endolímpicos em comparação com cobaias de controle, demonstrando a presença de perda auditiva de baixa frequência(Figura 3). A onda 1 da resposta auditiva do tronco cerebral, ou o potencial de ação composto coclear (CAP), os limiares estavam dentro da faixa normal em frequências acima de 8 kHz em seis dos sete porquinhos-da-índia(Figura 3).
Figura 1: Imagens histológicas de um corte modolar médio de cochlea de cobaia. Este cobaia sobreviveu 30 dias após a obliteração do sac endogliático usando uma abordagem extradural. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: Área transversal da mídia scala em função do comprimento coclear. Medidas de seis das sete orelhas individuais estão em vermelho. As linhas tracejadas cinza representam ±1 desvio padrão das medidas das orelhas de controle. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: Medidas de função auditiva (ANOW e CAPs) medidas no dia 30 pós-operatório. As medidas ANOW são ≤1 kHz e medidas CAP foram feitas >1 kHz. As medidas das orelhas individuais estão em vermelho. As linhas tracejadas cinza representam ±1 desvio padrão de limiares para cobaias de controle. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Discussion
O método extradural apresentado teve uma taxa de sucesso de 86% na obtenção de hidrops endoglifáticos histologicamente confirmados e perda auditiva de baixa frequência. O método alcançou de forma confiável evidências histológicas de hidrops endoglifáticos até o dia 30 pós-operatório, consistente com estudos anteriores que utilizaram uma abordagem intradural2. A significância do método em relação aos métodos existentes é que não é necessário um vazamento de CSF, removendo assim uma variável potencial de confusão que tem sido sugerida para resultar em uma expansão compensatória e temporária do volume endoglifático3. No geral, o método demonstra uma maneira rápida, segura e confiável de induzir hidrops endoglifáticos experimentais.
O método apresentado tem vários pontos fortes em comparação com estudos anteriores. Primeiro, a abordagem foi extradural, minimizando os potenciais efeitos de morbidade e confusão de um vazamento de CSF. Em segundo lugar, usando uma picareta fina em vez de uma broca para expurgar o saco endoglifático e ferir o ducto endoglifático, o método evita qualquer lesão potencial no canal semicircular posterior. Um passo crítico é garantir que não haja conexão visível entre a dura e o operculum. Em terceiro lugar, usando uma picareta fina no osso temporal em vez de uma broca, o método minimizou o potencial de trauma acústico causado pela perfuração no osso temporal petroso. Finalmente, o método fornece um protocolo animal peri-operatório otimizado para garantir uma rápida recuperação e um curso pós-operatório bem-sucedido dos cobaias. Uma limitação do método é o uso de cetamina/xilazina, que pode ser superado usando um dispositivo estereotaxista que permite a entrega de isoflurane.
As implicações científicas dos resultados são o desenvolvimento de uma maneira segura e confiável de induzir hidrops endoglifáticos em um ponto de tempo relativamente rápido de 30 dias. As implicações clínicas são que o método fornece um modelo confiável de hidrops endoglifáticos, a fim de explorar melhor as origens da perda auditiva associada de baixa frequência. Futuras aplicações do método serão utilizadas para estudar melhor a origem da perda auditiva de baixa frequência associada a hidrops endoglifáticos. Em conclusão, o método apresentado é uma abordagem occipital, extradural modificada que envolve obliterar o sac endoglicêtico e ferir o ducto endoglifático com uma picareta fina para induzir hidróps endoglifáticos experimentais aos 30 dias pós-operatórios na cobaia.
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Disclosures
Os autores não têm nada a revelar.
Acknowledgments
Agradecemos a Shannon M. Lefler pela ajuda com os números e a Tabela de Materiais. A pesquisa relatada nesta publicação contou com o apoio do Instituto Nacional de Surdez e Outros Transtornos da Comunicação dos Institutos Nacionais de Saúde, por meio da bolsa de formação "Desenvolvimento de Clínico/Pesquisadores em Ent Acadêmico", prêmio número T32DC000022 (C.V.V.) e R01 DC014997 (J.T.L). O conteúdo é de responsabilidade exclusiva dos autores e não representa necessariamente as opiniões oficiais dos Institutos Nacionais de Saúde.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 12 mL syringe | Henke-Sass Wolf | 5100-X00V0 | |
| 1 mL and 3 mL syringe | BD Precision(Ordered from Fischer Sci) | 14-826-87 15859152 | |
| 27.5 butterfly gauge needle | Terumo Surflo Winged Infusion Set, Terumo Corporation, Japan) (Ordered from McKesson) | 448407 | |
| 4-0 suture | McKesson | 1034507 | |
| 4 x 4 gauze sponges | Dukal (Ordered form McKesson) | 374454 | |
| 60 mL syringe | Fisher Sci | 22-031-375 | |
| Anspach otologic drill | Anspach | SC2100 | |
| atipamezole | Zoetis | 107204-6 | |
| autoclave | Fisher sci | 15-103-0508 | |
| autoclave bags | McKesson | 524881 | |
| bayonet separator | Olympus | AL 130564 | |
| bupivicaine | auro Medics Pharma | 555150-169-10 | |
| clear sterile drape | 3M | 1020 | |
| cotton balls | Fisherbrand (ordered from Fisher Sci) | 22-456-885 | |
| cotton swabs | McKesson | 508716 | |
| diamond burrs #3, #2, #1, and #0.5 mm | Anspach | QD8-3SD; QD8-2SD; QD8-1SD; QD8-05SD | |
| diaper pad | McKesson | 945330 | |
| disposable 15 blade | Swann-Morton | 0305 | |
| enrofloxacin | Hospira | 0409-4888-01 | |
| epinephrine | McKesson | 63739-0456 | |
| eye ointment | Dechra Vet Products | 17033-211-38 | |
| Freer elevator | Grace Medical | 215100FX | |
| gelfoam | Pfizer (Ordered from McKesson) | 82830 | |
| hair trimmers | Oster Power Pro Cordless (ordered from Amazon) | 078400-020-000 | |
| iodine scrub | Purdue Pharma (ordered from mcKesson) | 521243 | |
| iris scissors | Olympus | CL-542114 | |
| ketamine | Henry Schein Animal Health | 55853 | |
| lactated ringers | B. Braun Medical (ordered from McKesson) | 186662 | |
| lancet knife by Rosen | Grace Medical | 151100FX | referred to as curette in the text |
| lubricant | Milex (ordered from Cooper Surgical) | MX5030 | |
| masking tape | 3M (ordered from fisher sci | 19047259 | |
| metal rectangle basin | Amazon | B07NQDBC6T | |
| needle holder | Olympus | CR 213015-ENT | |
| needles: 27 gage, 18 gauge | BD Precision(Ordered from Fischer Sci) | 14-826-48 14-826-5D | |
| neonatal warming isollete | Air Borne Life Support Systems | 731-1800 | |
| operating microscope | Carl Zeiss | OPMI pico | |
| oxygen tank | AirGas | OX USP200 | |
| pulse ox | CapnoTrue (Ordered from Medacx) | M-3090112001 | |
| rectal probe with heating blanket | Harvard Apparatus | probe: PY2 50-7217 Heating Blanket: PY2 50-7214 | |
| red body holder | Lichtenhan Lab | N/A | In-house product |
| right angle | Olympus | BV-230337 | |
| rosen needle | Olympus | AM-130566 | customized, it is the instrument I use to tear the sac |
| rubber tubing for O2 administration | Fisher Sci | 14-171-104 | |
| saran wrap | Fisher Sci | NC9617977 | |
| stereotactic head holder | WUSTL Instrument Machine Shop | N/A | In-house product |
| sterile drapes | Cardinal Health | 7553 | |
| suction tube by Baron | Grace Medical | 034903FX 034905FX | #3 and #5 Suction |
| tissue forceps adson brown | Grace Medical | 325112FX | |
| Weitlander retractor | Olympus Grace Medical | BL200011 100313FX | |
| xylazine | Akorn | 59399-110-20 |
References
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