Summary
Dieser Artikel zeigt einen außerduralen Ansatz, um den Meerschweinchen-Endolymphatic-Sac auszulöschen und den endolymphatischen Kanal mit einem feinen Pick zu verletzen, um experimentelle endolymphatische Hydrops zu induzieren.
Abstract
Endolymphatic hydrops ist eine Erweiterung von scala Medien, die am häufigsten mit Meniere-Krankheit verbunden ist, obwohl die pathophysiologischen Mechanismus(e) unklar bleiben. Um die Eigenschaften von endolymphatischen Hydrops, wie z. B. die Ursprünge von niederfrequenten Hörverlusten, angemessen zu untersuchen, ist ein zuverlässiges Modell erforderlich. Das Meerschweinchen ist ein gutes Modell, weil es in den niederfrequenten Regionen hört, die angeblich von endolymphatischen Hydrops betroffen sind. Frühere Forschungen haben gezeigt, dass endolymphatische Hydrops chirurgisch über intradurale oder extradurale Ansätze induziert werden können, die Bohrungen auf dem Endolymphatischen Kanal und Sack beinhalten. Ob es jedoch möglich war, ein endolymphatisches Hydrops-Modell mit einem extraduralen Ansatz zu erstellen, der gefährliche Bohrungen auf dem Endolymphatic-Kanal und Sac verhinderte, war nicht bekannt. Das Ziel dieser Studie war es, einen überarbeiteten extraduralen Ansatz zu demonstrieren, um experimentelle endolymphatische Hydrops nach 30 Tagen postoperativ zu induzieren, indem der endolymphatische Sack ausgelöscht und der Endolymphatic-Kanal mit einem feinen Pick verletzt wurde. Der Stichprobenumfang bestand aus sieben Meerschweinchen. Funktionelle Messungen des Hörens wurden durchgeführt und zeitliche Knochen wurden anschließend für die histologische Analyse geerntet. Der Ansatz hatte eine Erfolgsquote von 86% bei der Erreichung endolymphatic hydrops. Das Risiko eines Austritts von Zerebrospinalflüssigkeit war minimal. In der Probe traten keine perioperativen Todesfälle oder Verletzungen des hinteren halbkreisförmigen Kanals auf. Die vorgestellte Methode zeigt einen sicheren und zuverlässigen Weg, um endolymphatische Hydrops zu einem relativ schnellen Zeitpunkt von 30 Tagen zu induzieren. Die klinischen Implikationen sind, dass die vorgestellte Methode ein zuverlässiges Modell bietet, um die Ursprünge von niederfrequenten Hörverlusten, die mit endolymphatischen Hydrops assoziiert werden können, weiter zu erforschen.
Introduction
Endolymphatic hydrops ist eine Erweiterung der scala-Medien. Das Vorhandensein von endolymphatischen Hydrops kann mit dem Querschnittsbereich von Scala-Medien gemessen werden. Es wird angenommen, dass klinische endolymphatische Hydrops mit niederfrequenten sensorischen Hörverlust in Verbindung gebracht werden können, wie bei Meniere-Krankheit gesehen. Die Herkunft(en) des Hörverlusts bleibt jedoch unklar. Um die Ursprünge des niederfrequenten Hörverlusts im Zusammenhang mit endolymphatischen Hydrops angemessen zu untersuchen, ist ein zuverlässiges Modell erforderlich.
1965 beschrieben Kimura und Schuknecht, wie man endolymphatische Hydrops im Meerschweinchen mit einem intraduralen Ansatz induzieren kann1. Ihre Technik beinhaltete die Verwendung eines hinteren Cranial Fossa-Ansatzes, um auf das Operculum zuzugreifen und Fossa zu subarcuate. Die Schritte beinhalteten das Einschneiden von Dura, das Zurückziehen des Kleinhirns mit einem Ringer-Lösung getränkt E-Wattepad, und Bohren über den Endolymphatic Kanal und den Zwischenteil des endolymphatischen Sack. Knochenwachs wurde dann in das Operculum gelegt, um den endolymphatischen Kanal vom distalen Endolymphatischen Sack zu trennen. Der Craniotomie-Defekt wurde durch die Platzierung von resorbierbarem Gelatinpulver (z.B. Gelschaum) und die Neuanadierung der darüber liegenden Muskeln geschlossen. Histologische Beweise für endolymphatische Hydrops wurden an den postoperativen Tagen 1, 3, 7, 14, 21 und 30 konsequent gefunden, was zeigt, dass der intradurale Ansatz eine zuverlässige Methode war, histologisch-bestätigte Endolymphatic Hydrops zu induzieren. Mit dem gleichen intraduralen Ansatz wie Kimura und Schuknecht, aber mit unterschiedlichen Zeitpunkten, bestätigten Salt und DeMott, dass die scala-Medien in der zweiten Runde der Cochlea an Tag 4 unddarüberhinaus signifikant vergrößert wurden. Während die tatsächliche Morbidität der Induktion eines Zerebrospinalflüssigkeitslecks (CSF) mit Kimura und Schuknechts intraduralem Ansatz in der ursprünglichen Studie nicht berichtet wurde, könnte das Vorhandensein eines CSF-Lecks das Risiko einer Meningitis erhöhen. Es wurde vermutet, dass der Verlust von CSF zu einem Abfluss von Perilymphe führen könnte, was zu einer gleichzeitigen vorübergehenden Ausdehnung des endolymphatischen Volumens im Meerschweinchen3führen könnte. Ein extraduraler Ansatz zur Induktion von endolymphatischen Hydrops wäre eine sicherere Option.
1989 beschrieben Andrews und Bohmer zwei extradurale chirurgische Ansätze, um den endolymphatischen Sack und Kanal zu erreichen, entweder über einen mittleren Schädelfossa-Ansatz oder einen hinteren Cranial-Fossa-Ansatz, um den endolymphatischen Sack4auszulöschen. Sie beschrieben, wie das Operculum mit einem Diamantbohrer entfernt wird und dann entweder den Zwischenteil des Endolymphatic-Sacs abbohrt oder mit einer feinen Pick den Endolymphatischen Sack und den Kanal gestört wird. 1993 beschrieben Lee, Wright und Meyerhoff einen ähnlichen Ansatz, der Bohrungen durch den endolymphatischen Sack und Kanal beinhaltete, sich aber dadurch unterschied, dass sie gleichzeitig das Cochlea-Aquädukt5behinderten. Sie zeigten das Vorhandensein von endolymphatischen Hydrops, wie durch Histologie beurteilt, vier Wochen nach dem Auslöschen des Endolymphatischen Sacks und der Behinderung des Cochlea-Aquädukts. Megerian et al. war der erste, der einen Videoartikel veröffentlichte, der eine aussatorische Auslöschung des endolymphatischen Sacks und Kanals zeigte, der Bohrungen direkt auf den medialen Teil des Operculums beinhaltete, um in den endolymphatischen Sack und Kanal6einzutreten. Sie zeigten histologische Beweise für endolymphatische Hydrops in einem Meerschweinchen, das 28 Wochen nach der Operation geopfert wurde, sowie Hörverlust im 16-kHz-Bereich6. Ob es möglich war, histologisch bestätigte endolymphatische Hydrops und niederfrequenten Hörverlust zu einem frühen Zeitpunkt mit extraduralen Ansätzen zu induzieren, war nicht bekannt.
Das übergeordnete Ziel dieses Berichts ist es, einen außerduralen Ansatz zu demonstrieren, um experimentelle endolymphatische Hydrops nach 30 Tagen postoperativ zu induzieren, indem der endolymphatische Sack ausgelöscht und der Endolymphatic-Kanal mit einem feinen Pick verletzt wird. Die Begründung für die Verwendung dieser Technik ist der Vorteil, die Notwendigkeit zu vermeiden, auf den petrous temporalen Knochen zu bohren, wodurch das Risiko einer versehentlichen Verletzung der Dura und verursacht ein CSF Leck, die Verringerung der Möglichkeit der Verletzung der hinteren halbkreisförmigen Kanal, und verringerung des Risikos der Verletzung der Sigmoid Sinus.
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Protocol
Alle unmittelbar unten im Abschnitt Protokoll aufgeführten Verfahren wurden wie in Protokollen beschrieben durchgeführt, die von der Washington University im St. Louis Institutional Animal Care and Use Committee genehmigt wurden.
1. Anästhesie induktion und Überwachung von Vitalzeichen
HINWEIS: Diese Studie verwendete pigmentierte NIH-Stamm-Meerschweinchen, die aus einer hauseigenen Zuchtkolonie gewonnen wurden.
- Verwenden Sie Meerschweinchen beiderlei Geschlechts mit einem Gewicht von mindestens 350 g.
- Das Meerschweinchen in eine neonatale Erwärmungsisolette geben und eine Ketamin/Xylazin-Mischung intraperitoneal (50 mg/kg Ketamin und 10 mg/kg Xylazin) zur Induktionsanästhesie geben. Beobachten Sie das Meerschweinchen, bis es den Zehen-Pinch-Reflex verliert.
- Sobald der Verlust von Zehen-Pinch-Reflexe auftritt, rasieren Sie den hinteren Hals und Kopf des Meerschweinchens mit einem Haarschneider in der Regel für den menschlichen Gebrauch beworben.
- Injizieren Sie einen subkutanen Bolus von 12 ml laktierte Ringer-Lösung in den Rücken des Tieres.
- Legen Sie das Meerschweinchen Supine auf ein wärmendes Pad mit erhobenen Beinen und legen Sie 27,5 G Schmetterlingsnadel intraperitoneal. Stellen Sie sicher, dass sich die Schmetterlingsnadel in der richtigen Position im intraperitonealen Raum befindet, indem Sie sicherstellen, dass nur Luft angesaugt wird. Wenn Blut oder Flüssigkeit angesaugt wird, gibt es Bedenken für die Lieferung in das Gefäß- oder Darmsystem. Die Schmetterlingsnadel wird zur wiederholten Verabreichung von Anästhesie verwendet.
- Drehen Sie das Meerschweinchen in die anfällige Position und sichern Sie den Kopf an einem stereotaktischen Halter.
- Befestivieren Sie ein Pulsoximeter am Fuß. Bei Verwendung von pigmentierten Meerschweinchen können pigmentierte Pfoten das Lesen von Sauerstoffsättigung verhindern. Legen Sie daher das Pulsoximeter auf jede Pfote, die nicht pigmentiert ist.
- Setzen Sie einen rektalen Temperaturfühler ein, um die Körpertemperatur zu überwachen. Die Rektalsonde ist Teil eines wärmenden Deckensystems, das die Körpertemperatur bei 38 °C hält. Schalten Sie die wärmende Decke erst ein, wenn die Rektalsonde an Ort und Stelle ist, um eine Überhitzung der Wärmedecke zu vermeiden. Wenn sie Schwierigkeiten hat, die rektale Sonde zu platzieren, kann sie neben den Körper des Meerschweinchens gelegt werden.
- Schmiermittel auf beide Augen des Meerschweinchens auftragen, um Hornhautabschürfungen zu verhindern.
- Verabreichen Sie zusätzlichen Sauerstoff nach Bedarf über einen Gummischlauch in der Nähe der Nase positioniert, um Sauerstoffsättigung über 90% zu halten.
- Enrofloxacin 0,5 mg/kg subkutan als Antibiotikumprophylaxe geben.
- Geben Sie 0,25 mg/kg Bupivacain mit 1:100.000 Adrenalin subkutan an der erwarteten Einschnittstelle für lokale Anästhesie und vasokonstriktive Wirkungen.
- Bieten Sie Wartungsanästhesie alle 20 min für 4 Zyklen und dann nur nach Bedarf basierend auf Vitalzeichen. Überwachen Sie routinemäßig die Tiefe der Anästhesie nach Körpertemperatur, Atmungsrate, Sauerstoffsättigung und Herzfrequenz.
- Überwachen Sie Vitalzeichen alle 15 Minuten (Temperatur, Atemfrequenz, Herzfrequenz und Sauerstoffsättigung).
2. Chirurgische Vorbereitung
- Sobald der Kopf des Meerschweinchens sicher in einem stereotaktischen Halter positioniert ist, legen Sie ein Stück Klebeband über den Rücken, um eine ausreichende Spannung entlang der Haut über dem Okziput zu gewährleisten. Sichern Sie die Enden des Bandes am stereotaktischen Halter.
- Die Haut, die den Okziput und den hinteren Hals überlagert, mit Jodlösung und 70% Ethanol dreimal steril präparieren.
- Verwenden Sie an dieser Stelle sterile Vorsichtsmaßnahmen und autoklavierte Instrumente. Sterile Vorhänge über das Meerschweinchen legen.
3. Chirurgischer Eingriff
- Mit einer 15 Klinge, machen Sie einen kleinen Mittellinienschnitt entlang der hinteren Okziput bis in den hinteren Hals. Einmal unter der Haut, verwenden IrisSchere, um die rechten hinteren Zervixmuskeln aus dem okzipitalen Knochen zu lösen. Wenn eine Blutung beim Schneiden der Muskeln auftritt, kontrollieren Sie die sdurchatcieren, indem Sie Druck mit einer sterilen Baumwollkugel ausüben.
-
Führen Sie mit einer Kombination aus einem #3 mm, #2 mm und #1 mm Diamantgrat mit einer 5-0-Saug- und sterilen Bewässerung eine Kraniotomie durch, die durch den äußeren Okzipitalkamm, den Lammrücken, die Verschlussnahtlinie und den dorsalen Rand des Foramenmagnums begrenzt wird.
- Legen Sie vorsichtig ein kleines Stück mit einer salinebefeuchteten Baumwollkugel unter den Knochen, während Sie den okzipitalen Knochen von der Dura trennen.
- Skelettieren Sie die Sigmoid-Sinus mit einem #0,5 mm Diamantgrat und entfernen Sie vorsichtig den darüber liegenden Knochen.
- Sobald der Sigmoid-Sinus freigelegt ist, ziehen Sie den Sigmoid-Sinus vorsichtig mit einer Wattekugel ab und schalten Sie ihn mit einer 3:0-Saugung um.
- Identifizieren Sie das Operculum als eine Schlitzstruktur, die sich innerhalb des petrous temporalen Knochens befindet. Die subarcuate fossa wird überlegen gelegen und die Sigmoid-Sinus wird medial zu ihm sein. Der extra-osseöse Teil des endolymphatischen Sacks wird dann als klarer Sack visualisiert, der in das Operculum eintritt und an der Dura befestigt ist, die den Sigmoidsinus überlagert. Das Operculum ist oval geformt, ca. 3 bis 4 mm x 1,5 bis 2 mm. Aus chirurgischer Sicht erscheint das Operculum jedoch als ca. 1 mm Schlitz. Der sichtbare Teil des Sacks aus der chirurgischen Ansicht ist ungefähr die gleiche Größe wie der sichtbare Teil des Operculums, wenn nicht kleiner.
-
Tragen Sie den Sigmoid-Sinus medial sanft an, um den extra-osseösen Teil des endolymphatischen Sacks klar zu visualisieren und die Spannung zwischen den extraosseösen und intraosseösen Teilen des endolymphatischen Sacks zu erhöhen.
- Verwenden Sie einen feinen abgewinkelten Pick, um den Zwischenteil des Endolymphatic-Sac sanft zu entfernen. Es ist entscheidend, dass der Auslungsprozess keine sichtbare Verbindung zwischen Dura und Operculum hinterlässt; dann legen Sie eine feine Pick in das Operculum, um breit entlang der Innenseite des Knochens zu kratzen, um es zu verletzen.
- Drehen Sie den feinen Pick in Richtung des endolymphatischen Kanals und stören Sie blind das Futter. An diesem Punkt können einige Blutungen aus einem Gefäß innerhalb des Operculums auftreten. Es kann mit einem kleinen Stück Baumwolle gesteuert werden.
- Trocknen Sie das leere Operculum mit einem kleinen Stück Baumwolle. Mit der 3-0 Absaugung nach Bedarf, um die Baumwolle trocken zu halten.
- Erhalten Sie Knochenstaub, indem Sie eine kleine Kurette verwenden, um entlang des squamosalen Teils des temporalen Knochens zu kratzen. Das Operculum großzügig mit Knochenstaub verpacken. Verwenden Sie eine Baumwollkugel und Absaugung, um den Bereich trocken zu halten, während Sie ihn mit Knochenstaub verpacken.
- Tragen Sie Knochenwachs auf das Operculum auf, um es zu versiegeln. Stellen Sie sicher, dass kein überschüssiges Knochenwachs in den Schädel ausgemustert wird.
- Verwenden Sie Knochenwachs, um den Schädeldefekt zu bedecken.
- Nähern Sie die hinteren Zervixmuskeln mit 4-0 geflochtene, resorbierbare Naht in einer unterbrochenen Weise.
- Führen Sie einen subcuticularen Verschluss mit einer 4-0 geflochtenen, resorbierbaren Naht durch.
4. Pflege nach dem Eingriff
- Entfernen Sie das Meerschweinchen aus dem benutzerdefinierten stereotaktischen Halter und übertragen Sie es auf eine wärmende Isolette.
- Geben Sie 2 mg/kg Atipamezol und 24 ml laktierte Ringerlösung (subkutan weg vom Einschnitt). Geben Sie laktierte Ringer-Lösung aufgrund der harntreibenden Wirkung von Xylazin. 0,2 mg/kg Meloxicam subkutan zur postoperativen analgetischen Abdeckung verabreichen.
- Erhalten Sie alle 15 Minuten Vitalzeichen, bis das Meerschweinchen vollständig aus der Anästhesie auftaucht.
- Geben Sie eine zusätzliche 12 ml Flüssigkeit Bolus von laktierten Ringer Lösung etwa 2 Stunden nach Dem Ende der Operation während der Erholungsphase.
- Sobald das Meerschweinchen wachsam ist, ambiert, entleert und Darmbewegungen hat, bringen Sie das Meerschweinchen in die Tieranlage zurück. Etwa 2 bis 4 Stunden sind nötig, damit das Meerschweinchen vollständig aus der Anästhesie herauskommt.
- Überwachen Sie Meerschweinchen zweimal täglich für die ersten drei postoperativen Tage. Wenn Anzeichen von Beschwerden beobachtet werden, verabreichen Sie 0,2 mg/kg Meloxicam je nach Bedarf alle 24 Stunden subkutan. Alternativ kann Buprenorphin (0,05 mg/kg) subkutan verabreicht werden, wenn die Symptome nicht ausreichend mit Meloxicam behandelt werden.
- Geben Sie einen 12 ml Flüssigbolus laktiert Ringer-Lösung subkutan zweimal täglich für bis zu drei Tage, bis das Meerschweinchen das präoperative Gewicht erreicht. Wenn das Meerschweinchen vor dem dritten postoperativen Tag sein präoperatives Gewicht erreicht, dann stoppen Sie die Flüssigbolusen. Wenn das Meerschweinchen nach den ersten drei Tagen weiter an Gewicht verliert, verwenden Sie einen Nahrungsergänzungsmittel-Shake, der typischerweise für den menschlichen Verzehr mit zerkleinerten Meerschweinchen-Futterpellets beworben wird.
- Überwachen Sie Meerschweinchen wöchentlich bis zu ihrem Endpunkt.
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Representative Results
Die vorgestellte Methode nutzte einen extraduralen Ansatz, um den endolymphatischen Sack auszulöschen und den Endolymphatic-Kanal mit einem feinen Pick in sieben Meerschweinchen, bestehend aus zwei Männchen und fünf Weibchen, zu verletzen. Die durchschnittliche Dauer der Operation betrug 2 Stunden vom Einschnitt bis zum Abschluss. Die Gesamtbohrzeit reichte von 5-10 Minuten. Bis zu 4 Stunden war nötig, damit das Meerschweinchen vollständig aus der Anästhesie hervorging. Es gab keine intraoperativen oder postoperativen Todesfälle in der Stichprobe. Es gab keine Verletzungen des hinteren halbkreisförmigen Kanals oder Dura bei einem der Meerschweinchen. Eine Verletzung der Sigmoidsinus trat bei einem Meerschweinchen auf (ausgenommen von der Datenanalyse).
Die Meerschweinchen unterzogen sich am Tag des Opfers (postoperativer Tag 30) einem zweiten Verfahren, um auditive Funktionsmessungen durchzuführen, die die Auditory Nerve Overlapped Waveform (ANOW) und Cochlea-Compound-Aktionspotentiale (CAPs) umfassten. Es wurden ANOW- und CAP-Messungen durchgeführt und Analysen mit zuvor beschriebenen Methoden7,8,9durchgeführt. Die ANOW ist eine rein neuronale Messung, die aus der neuronalen Anregung in der apikalen Cochlea-Hälfte7,8,9stammt. Nach den auditiven Funktionstests wurden die Ohren sofort geerntet und mit zuvor beschriebenen Methoden10für die histologische Analyse vorbereitet. Die erfolgreiche histologische Vorbereitung wurde in sechs Ohren abgeschlossen, aber ein Ohr zeigte Risse in der Membran des Reisners. Das Ohr mit Tränen wurde aus der histologischen Analyse eliminiert, aber in der physiologischen Analyse gehalten. Der Querschnittsbereich der scala-Medien wurde mit ImageJ11gemessen. Die histologische Analyse der zeitlichen Knochen ergab bei sechs der sieben Meerschweinchen in der rechten Cochlea im Vergleich zur linken Cochlea(Abbildung 1) endolymphatische Hydrops. In Abbildung 1ist der scala-Medienquerschnittbereich am operierten rechten Ohr (rot) im Vergleich zum kontralateralen, linken Ohr (blau) vergrößert, was endolymphatische Hydrops im rechten Ohr demonstriert. Der Querschnittsbereich der Scala-Medien in jeder Kurve wurde ebenfalls quantifiziert und mit der Kontrolle von Meerschweinchen verglichen (Abbildung 2). Maßnahmen von einem Ohr wurden in Abbildung 2 wegen eines histologischen Präparationsproblems, das die Membran des Reisner sträv machte, nicht berücksichtigt. Kontroll-Meerschweinchen hatten sich entweder einer Scheinoperation unterzogen (in der die endolymphatischen Säcke identifiziert, aber nicht gestört wurden) oder keine andere Operation als die, die für auditive Funktionsmaßnahmen erforderlich war. Im Vergleich zur Kontrolle war der Querschnittsbereich in den Ohren in der Regel größer und überlebte 30 Tage nach der Auslöschung des Endolymphatischen Sacks (Abbildung 2). Die ANOW-Schwellenwerte (1 kHz) wurden bei sechs von sieben Meerschweinchen erhöht, die endolymphatische Hydrops im Vergleich zu Kontrollmeerschweinchen zeigten, was das Vorhandensein von niederfrequenten Hörverlusten belegte(Abbildung 3). Welle 1 der auditiven Hirnstammreaktion oder des Cochlea-Compound-Wirkungspotentials (CAP) lagen bei sechs der sieben Meerschweinchen im Normalbereich bei Frequenzen über 8 kHz (Abbildung 3).
Abbildung 1: Histologische Bilder eines mittelmodiolaer Schnitts von Meerschweinchen-Cochlea. Dieses Meerschweinchen überlebte 30 Tage nach der Auslöschung des Endolymphatischen Sacks mit einem extraduralen Ansatz. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2: Querschnittsbereich von Scala-Medien als Funktion der Cochlea-Länge. Die Maße von sechs von sieben Einzelohren sind rot. Graue gestrichelte Linien stellen eine Standardabweichung der Messwerte von den Kontrollohren dar. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3: Auditorische Funktionsmessungen (ANOW und CAPs), gemessen am postoperativen Tag 30. Die ANOW-Maßnahmen belaufen sich auf 1 kHz, und es wurden CAP-Maßnahmen >1 kHz durchgeführt. Die Maße von einzelnen Ohren sind rot. Graue gestrichelte Linien stellen eine Standardabweichung von 1 für Versuchskaninchen zur Kontrolle dar. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
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Discussion
Die vorgestellte extradurale Methode hatte eine Erfolgsrate von 86% bei der Erreichung histologisch bestätigter endolymphatischer Hydrops und niederfrequenter Hörverluste. Die Methode erreichte zuverlässig histologischen Nachweis der endolymphatischen Hydrops bis zum postoperativen Tag 30, im Einklang mit früheren Studien, die einen intraduralen Ansatz2verwendeten. Die Bedeutung der Methode im Vergleich zu bestehenden Methoden besteht darin, dass kein CSF-Leck erforderlich ist, wodurch eine potentielle Störvariable entfernt wird, die zu einer kompensatorischen, temporären Ausdehnung des endolymphatischen Bandes3führen soll. Insgesamt zeigt die Methode eine schnelle, sichere und zuverlässige Möglichkeit, experimentelle endolymphatische Hydrops zu induzieren.
Die vorgestellte Methode hat im Vergleich zu früheren Studien mehrere Stärken. Erstens war der Ansatz extradural, die mögliche Morbidität und verwirrende Auswirkungen eines CSF-Lecks zu minimieren. Zweitens vermeidet die Methode durch die Verwendung eines feinen Pick anstelle eines Bohrers, um den Endolymphatic-Sack zu entfernen und den Endolymphatic-Kanal zu verletzen, jede mögliche Verletzung des hinteren halbkreisförmigen Kanals. Ein kritischer Schritt ist die Sicherstellung einer sichtbaren Verbindung zwischen Dura und Operculum. Drittens minimierte die Methode mit einer feinen Pick im temporalen Knochen anstelle eines Bohrers das Potenzial für akustische Traumata, die durch Bohrungen auf dem petrous temporalen Knochen verursacht wurden. Schließlich bietet die Methode ein optimiertes perioperatives Tierprotokoll, um eine schnelle Genesung und einen erfolgreichen postoperativen Verlauf der Meerschweinchen zu gewährleisten. Eine Einschränkung der Methode ist die Verwendung von Ketamin/Xylazin, die durch die Verwendung eines stereotaxic-Geräts überwunden werden kann, das die Lieferung von Isofluran ermöglicht.
Die wissenschaftlichen Implikationen der Ergebnisse sind die Entwicklung einer sicheren und zuverlässigen Möglichkeit, endolymphatische Hydrops zu einem relativ schnellen Zeitpunkt von 30 Tagen zu induzieren. Die klinischen Implikationen sind, dass die Methode ein zuverlässiges Modell von endolymphatischen Hydrops bietet, um die Ursprünge des damit verbundenen niederfrequenten Hörverlusts weiter zu erforschen. Zukünftige Anwendungen der Methode werden verwendet, um den Ursprung(en) von niederfrequentem Hörverlust im Zusammenhang mit endolymphatischen Hydrops weiter zu untersuchen. Zusammenfassend ist die vorgestellte Methode ein modifizierter okzipitaler, extraduraler Ansatz, bei dem der endolymphatische Sack ausgelöscht und der endolymphatische Kanal mit einem feinen Pick verletzt wird, um experimentelle endolymphatische Hydrops nach 30 Tagen postoperativ im Meerschweinchen zu induzieren.
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Disclosures
Die Autoren haben nichts zu verraten.
Acknowledgments
Wir danken Shannon M. Lefler für die Unterstützung bei den Zahlen und dem Tisch der Materialien. Die in dieser Publikation berichtete Forschung wurde vom National Institute of Deafness and Other Communication Disorders innerhalb der National Institutes of Health durch das Ausbildungsstipendium "Development of Clinician/Researchers in Academic ENT" mit der Vergabenummer T32DC000022 (C.V.V.) und von R01 DC014997 (J.T.L.) unterstützt. Der Inhalt liegt allein in der Verantwortung der Autoren und stellt nicht unbedingt die offizielle Meinung der National Institutes of Health dar.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 12 mL syringe | Henke-Sass Wolf | 5100-X00V0 | |
| 1 mL and 3 mL syringe | BD Precision(Ordered from Fischer Sci) | 14-826-87 15859152 | |
| 27.5 butterfly gauge needle | Terumo Surflo Winged Infusion Set, Terumo Corporation, Japan) (Ordered from McKesson) | 448407 | |
| 4-0 suture | McKesson | 1034507 | |
| 4 x 4 gauze sponges | Dukal (Ordered form McKesson) | 374454 | |
| 60 mL syringe | Fisher Sci | 22-031-375 | |
| Anspach otologic drill | Anspach | SC2100 | |
| atipamezole | Zoetis | 107204-6 | |
| autoclave | Fisher sci | 15-103-0508 | |
| autoclave bags | McKesson | 524881 | |
| bayonet separator | Olympus | AL 130564 | |
| bupivicaine | auro Medics Pharma | 555150-169-10 | |
| clear sterile drape | 3M | 1020 | |
| cotton balls | Fisherbrand (ordered from Fisher Sci) | 22-456-885 | |
| cotton swabs | McKesson | 508716 | |
| diamond burrs #3, #2, #1, and #0.5 mm | Anspach | QD8-3SD; QD8-2SD; QD8-1SD; QD8-05SD | |
| diaper pad | McKesson | 945330 | |
| disposable 15 blade | Swann-Morton | 0305 | |
| enrofloxacin | Hospira | 0409-4888-01 | |
| epinephrine | McKesson | 63739-0456 | |
| eye ointment | Dechra Vet Products | 17033-211-38 | |
| Freer elevator | Grace Medical | 215100FX | |
| gelfoam | Pfizer (Ordered from McKesson) | 82830 | |
| hair trimmers | Oster Power Pro Cordless (ordered from Amazon) | 078400-020-000 | |
| iodine scrub | Purdue Pharma (ordered from mcKesson) | 521243 | |
| iris scissors | Olympus | CL-542114 | |
| ketamine | Henry Schein Animal Health | 55853 | |
| lactated ringers | B. Braun Medical (ordered from McKesson) | 186662 | |
| lancet knife by Rosen | Grace Medical | 151100FX | referred to as curette in the text |
| lubricant | Milex (ordered from Cooper Surgical) | MX5030 | |
| masking tape | 3M (ordered from fisher sci | 19047259 | |
| metal rectangle basin | Amazon | B07NQDBC6T | |
| needle holder | Olympus | CR 213015-ENT | |
| needles: 27 gage, 18 gauge | BD Precision(Ordered from Fischer Sci) | 14-826-48 14-826-5D | |
| neonatal warming isollete | Air Borne Life Support Systems | 731-1800 | |
| operating microscope | Carl Zeiss | OPMI pico | |
| oxygen tank | AirGas | OX USP200 | |
| pulse ox | CapnoTrue (Ordered from Medacx) | M-3090112001 | |
| rectal probe with heating blanket | Harvard Apparatus | probe: PY2 50-7217 Heating Blanket: PY2 50-7214 | |
| red body holder | Lichtenhan Lab | N/A | In-house product |
| right angle | Olympus | BV-230337 | |
| rosen needle | Olympus | AM-130566 | customized, it is the instrument I use to tear the sac |
| rubber tubing for O2 administration | Fisher Sci | 14-171-104 | |
| saran wrap | Fisher Sci | NC9617977 | |
| stereotactic head holder | WUSTL Instrument Machine Shop | N/A | In-house product |
| sterile drapes | Cardinal Health | 7553 | |
| suction tube by Baron | Grace Medical | 034903FX 034905FX | #3 and #5 Suction |
| tissue forceps adson brown | Grace Medical | 325112FX | |
| Weitlander retractor | Olympus Grace Medical | BL200011 100313FX | |
| xylazine | Akorn | 59399-110-20 |
References
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