Summary
Questo articolo dimostra un approccio extradurale per annientare il sacco endolofico della cavia e ferire il condotto endolintico con un plettro fine al fine di indurre idrami sperimentali endomphatic.
Abstract
Gli idramici endolofili sono un allargamento dei supporti scalatici che è più spesso associato alla malattia di Meniere, anche se i meccanismi di fitofisiologia rimangono poco chiari. Al fine di studiare adeguatamente gli attributi degli idramici endolizzatici, come le origini della perdita dell'udito a bassa frequenza, è necessario un modello affidabile. La cavia è un buon modello perché sente nelle regioni a bassa frequenza che sono putatively colpite da idramici. Ricerche precedenti hanno dimostrato che gli idropi endolofilici possono essere indotti chirurgicamente attraverso approcci intradurali o extradottici che comportano la perforazione sul condotto endolinofico e sul sacco. Tuttavia, non si sa se fosse possibile creare un modello di idrapiliadico utilizzando un approccio extradurale che evitava pericolose perforazioni sul condotto endolittico e sul sac. L'obiettivo di questo studio era dimostrare un approccio extradurale rivisto per indurre idropi endolincici sperimentali a 30 giorni post-operatori, cancellando il sacco endolinctico e ferendo il condotto endolintico con un plettro fine. La dimensione del campione era composta da sette cavie. Sono state effettuate misurazioni funzionali dell'udito e sono state successivamente raccolte le ossa temporali per l'analisi istologica. L'approccio ha avuto un tasso di successo dell'86% nel raggiungere idropi endollymphatic. Il rischio di perdita di liquido cerebrospinale era minimo. Nel campione non si sono verificati decessi perioperatori i feriti o le lesioni al canale semicircolare posteriore. Il metodo presentato dimostra un modo sicuro e affidabile per indurre idropi endolofici ad un punto temporale relativamente rapido di 30 giorni. Le implicazioni cliniche sono che il metodo presentato fornisce un modello affidabile per esplorare ulteriormente le origini della perdita dell'udito a bassa frequenza che possono essere associati idropici endolinfatici.
Introduction
Gli idropi endolofilici sono un allargamento dei media scala. La presenza di idropi endolofilici può essere misurata utilizzando l'area trasversale dei supporti scalari. Si pensa che gli idramici endolofici clinici possano essere associati alla perdita dell'udito neurosensoriale a bassa frequenza, come quella osservata nella malattia di Meniere. Ma l'origine o le sono le origini dell'ipoacusia rimangono poco chiare. Per studiare adeguatamente le origini della perdita dell'udito a bassa frequenza associata agli idramici endolinfatici, è necessario un modello affidabile.
Nel 1965, Kimura e Schuknecht descrissero come indurre idropi endolofici nella cavia usando un approccio intradurale1. La loro tecnica prevedeva l'utilizzo di un approccio fossa cranico posteriore per accedere all'opercolo e alla fossa subarcuate. I passaggi hanno comportato l'incisione della dura, la ritrazione del cervelletto con una soluzione Ringer imbevuta di cotone e la perforazione attraverso il condotto endolizzico e la parte intermedia del sacco endolintico. La cera ossea è stata poi posta nell'opercolo per separare il condotto endolofico dal sacco endolfatico. Il difetto craniotomia è stato chiuso mettendo polvere di gelatina assorbibile (ad esempio, Gelfoam) e riapperificando i muscoli sovrastanti. Prove istologiche di idropi endolinfatici sono state costantemente trovate nei giorni post-operatori 1, 3, 7, 14, 21 e 30, dimostrando che l'approccio intradurale era un metodo affidabile per indurre idropi endolinfatici itologici. Utilizzando lo stesso approccio intradurale di Kimura e Schuknecht, ma con diversi tempi, Salt e DeMott hanno confermato che i supporti scala nel secondo turno della coclea sono stati significativamente ingranditi al giorno 4 e oltre2. Mentre l'effettiva morbilità di indurre una perdita di liquido cerebrospinale (CSF) utilizzando Kimura e l'approccio intradurale di Schuknecht non è stata riportata nello studio originale, la presenza di una perdita di CSF potrebbe aumentare il rischio di meningite. È stato suggerito che la perdita di CSF potrebbe portare ad un deflusso di perilymph, con conseguente espansione temporanea simultanea del volume endolinizzatore nel porcellino d'India3. Un approccio extradurale per indurre idramici endolinatici sarebbe un'opzione più sicura.
Nel 1989, Andrews e Bohmer hanno descritto due approcci chirurgici extraassiali per raggiungere il sacco endolymphatic e il condotto, attraverso un approccio centrale alla fossa cranica o un approccio cranico posteriore, per annientare il sacco endolofico4. Hanno descritto la rimozione dell'opercolo con un trapano di diamante, e poi la perforazione fuori dalla parte intermedia del sacco endolintico o utilizzando un plettro fine per interrompere il sacco endolittico e il condotto. Nel 1993, Lee, Wright e Meyerhoff descrissero un approccio simile, che includeva la perforazione attraverso il sacco endolofico e il condotto, ma differiva in quanto allo stesso tempo ostruivano l'acquedotto cocleare5. Hanno dimostrato la presenza di idropi endolinfatici, come valutato tramite istologia, a quattro settimane dopo aver cancellato il sacco endolittico e ostacolato l'acquedotto cocleare. Megerian et al. è stato il primo a pubblicare un video dimostrando un'annientamento extradurale del sacco e del condotto endolittico che prevedeva la perforazione direttamente sulla porzione mediale dell'operculum per entrare nel sacco endolittico e del condotto6. Hanno dimostrato prove istologiche di idropi endolinfatici in una cavia sacrificata a 28 settimane dopo l'intervento chirurgico, così come la perdita dell'udito nella regione a16kHz 6 . Non si sa se fosse possibile indurre idratico endolittico e perdita dell'udito a bassa frequenza da un momento all'altro utilizzando approcci extramotiviali.
L'obiettivo generale di questa relazione è dimostrare un approccio extradurale per indurre idropi endolincici sperimentali a 30 giorni post-operatori, cancellando il sacco endolofico e ferendo il condotto endolofico con un piccone fine. La logica alla base dell'uso di questa tecnica è il vantaggio di evitare la necessità di perforare sull'osso temporale pettoso, eliminando così il rischio di ferire accidentalmente la dura e causando una perdita di CSF, mitigando la possibilità di ferire il canale semicircolare posteriore e riducendo il rischio di lesioni al sinus sigmoide.
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Protocol
Tutte le procedure elencate immediatamente di seguito nella sezione Protocollo sono state condotte come descritto nei protocolli approvati dalla Washington University nel Comitato per la cura e l'uso degli animali istituzionali di St. Louis.
1. Induzione anestetica e monitoraggio dei segni vitali
NOT: Questo studio ha utilizzato cavie pigmentate di ceppo NIH ottenute da una colonia riproduttiva interna.
- Utilizzare porcellini d'India di entrambi i sessi, pesando almeno 350 g.
- Mettere la cavia in un'isolette riscaldante neonatale e dare una miscela di ketamina/xylazina intraperitonealmente (50 mg/kg di ketamina e 10 mg/kg di xilolazina) per l'anestesia induzione. Osservare la cavia fino a quando non perde il riflesso del pizzicotto.
- Una volta che si verifica la perdita di riflessi di punta,radere il collo posteriore e la testa del porcellino d'India con un trimmer per capelli tipicamente pubblicizzato per uso umano.
- Iniettare un bolo sottocutaneo di 12 mL di soluzione di Ringer latato nella parte posteriore dell'animale.
- Mettere la mensa di cavia su una piastra riscaldante con le gambe sollevate e posizionare 27,5 G ago farfalla intraperitonealmente. Verificare che l'ago della farfalla sia nella posizione corretta nello spazio intraperitoneale assicurando che venga aspirata solo l'aria. Se il sangue o il fluido è aspirato, c'è preoccupazione per la consegna nel sistema vascolare o intestinale. L'ago della farfalla viene utilizzato per la somministrazione ripetuta di anestesia.
- Capovolgere la cavia verso la posizione prona e fissare la testa a un supporto stereotassico.
- Fissare un ossimetro a impulsi al piede. Se si utilizzano porcellini d'India pigmentati, le zampe pigmentate possono impedire la lettura della saturazione di ossigeno. Pertanto, posizionare l'ossimetro dell'impulso su qualsiasi zampa non pigmentata.
- Inserire una sonda di temperatura rettale per monitorare la temperatura corporea. La sonda rettale fa parte di un sistema di coperta riscaldante che mantiene la temperatura corporea a 38 gradi centigradi. Non accendere la coperta riscaldante fino a quando la sonda rettale è in posizione per evitare di surriscaldare la coperta riscaldante. Se ha difficoltà a posizionare la sonda rettale, può essere posato accanto al corpo della cavia.
- Applicare il lubrificante su entrambi gli occhi della cavia per evitare abrasioni corneali.
- Somministrare ossigeno supplementare secondo necessità tramite un tubo di gomma posizionato vicino al naso per mantenere i livelli di saturazione di ossigeno superiore al 90%.
- Dare enrofloxacin 0,5 mg/kg sottocutaneamente come profilassi antibiotica.
- Dare 0,25 mg/kg bupivacaina con 1:100,000 epinefrina sottocutanea al sito di incisione previsto per l'anestesia locale e gli effetti vasoconstruci.
- Fornire anestesia di manutenzione ogni 20 min per 4 cicli e quindi solo se necessario in base a segni vitali. Monitorare regolarmente la profondità dell'anestesia in base alla temperatura corporea, alla frequenza respiratoria, alla saturazione dell'ossigeno e alla frequenza cardiaca.
- Monitorare i segni vitali ogni 15 minuti (temperatura, frequenza respiratoria, frequenza cardiaca e saturazione di ossigeno).
2. Preparazione chirurgica
- Una volta che la testa del porcellino d'India è posizionata saldamente in un supporto stereotassico, posizionare un pezzo di nastro adesivo sulla schiena per fornire una tensione adeguata lungo la pelle sovrastante l'occipite. Fissare le estremità del nastro al supporto stereotassico.
- Prepara liberamente la pelle che sovrasta l'occipite e il collo posteriore con soluzione di iodio e 70% di etanolo in modo sterile tre volte.
- A questo punto, utilizzare precauzioni sterili e strumenti autoclaved. Posizionare tende sterili sopra la cavia.
3. Procedura chirurgica
- Utilizzando una lama di 15, fare una piccola incisione mediana lungo l'occipite posteriore che si estende verso il basso nel collo posteriore. Una volta sotto la pelle, utilizzare forbici dell'iride per staccare i muscoli cervicali posteriori destro dall'osso occipitale. Se si verifica un'emorragia durante il taglio dei muscoli, controllare applicando pressione con un batuffolo di cotone sterile.
-
Utilizzando una combinazione di una #3 mm, #2 mm e #1 diari diamantata mm con un'aspirazione 5-0 e un'irrigazione sterile, eseguire una craniotomia delimitata dalla cresta occipital esterna, dalla cresta lamboidale, dalla linea di sutura occipitomastoide e dal margine dorsale del magnum forame.
- Posizionare delicatamente un piccolo pezzo di batuffolo di cotone inumidito dalla salina sotto l'osso, separando l'osso occipitale dalla dura.
- Scheletrare il sinussigesco sigmoide con una bava di diamante #0,5 mm e rimuovere con attenzione l'osso sovrapposto.
- Una volta esposto il sinus sigmoide, ritrarre delicatamente il sigmoide del sousinoso medialmente utilizzando un batuffolo di cotone e passare all'utilizzo di un'aspirazione 3-0.
- Identificare l'opercolo come una struttura simile a una scia che si trova all'interno dell'osso temporale petbroso. La fossa subarcuate sarà situata in modo superiore e il sinus sigmoide sarà mediale ad esso. La porzione extra-ossea del sacco endolizzatore viene quindi visualizzata come una sacca chiara che entra nell'opercolo e attaccata alla dura che sovrasta il sinus sigmoide. L'opercolo è a forma ovale, approssimativamente da 3 a 4 mm per 1,5-2 mm. Tuttavia, come si vede dalla vista chirurgica, l'opercolo appare come una scissione approssimativa di 1 mm. La parte visibile del sacco dalla vista chirurgica è approssimativamente della stessa dimensione della porzione visibile dell'opercolo, se non più piccolo.
-
Applicare la delicata retrazione al sigmoide sinus medialmente al fine di visualizzare chiaramente la porzione extra-osseosa del sacco enluciattico e aumentare la tensione tra le porzioni estranee e intraosse del sacco endolfatico.
- Utilizzare un plettro angolato fine per eliminare delicatamente la parte intermedia del sacco endolittico. È fondamentale che il processo di espulsione non lasci alcuna connessione visibile tra la dura e l'opercolo; quindi posizionare un plettro fine all'interno dell'opercolo per raschiare ampiamente lungo l'interno dell'osso per ferirlo.
- Ruotare il plettro fine nella direzione del condotto enorilentico e interrompere ciecamente il rivestimento. A questo punto può verificarsi un'emorragia da un recipiente all'interno dell'opercolo. Può essere controllato con un piccolo pezzo di cotone.
- Asciugare l'opercolo vuoto con un piccolo pezzo di cotone. Utilizzando l'aspirazione 3-0 come necessario per mantenere il cotone asciutto.
- Ottenere la polvere ossea utilizzando una piccola curette per raschiare lungo la porzione squamosa dell'osso temporale. Generosamente imballare l'opercolo con la polvere ossea. Utilizzare un batuffolo di cotone e l'aspirazione per mantenere l'area asciutta mentre la si imballa con polvere ossea.
- Applicare la cera ossea all'opercolo per sigillarlo. Assicurarsi che non vi sia eccesso di cera ossea sloggiata nel cranio.
- Utilizzare la cera ossea per coprire il difetto del cranio.
- Approssimare i muscoli cervicali posteriori con 4-0 intrecciato, sutura assorbibile in modo interrotto.
- Eseguire una chiusura subcuticolare utilizzando una sutura intrecciata e assorbebile 4-0.
4. Cura post-procedura
- Rimuovere la cavia dal supporto stereotassico personalizzato e trasferirla in un'isolette riscaldante.
- Dare 2 mg/kg Atipamezole e 24 mL di soluzione di Ringer latato (sottocutaneamente lontano dall'incisione). Dare la soluzione di Ringer latato a causa degli effetti diuretici della xilarina. Amministrare melosticam da 0,2 mg/kg sottocutaneamente per una copertura analgesica post-operatoria.
- Ottenere segni vitali ogni 15 minuti fino a quando la cavia emerge completamente dall'anestesia.
- Dare un ulteriore bolo liquido 12 mL della soluzione di Ringer latato circa 2 ore dalla fine dell'intervento chirurgico durante il periodo di recupero.
- Una volta che la cavia è vigile, ambulante, annullando e avendo movimenti intestinali, riportare il porcellino d'India alla struttura animale. Sono necessarie circa 2 o 4 ore affinché la cavia emerga completamente dall'anestesia.
- Monitorare i porcellini d'India due volte al giorno per i primi tre giorni post-operatori. Se si osservano segni di disagio, somministrare 0,2 mg/kg di meloxicam sottocutaneamente ogni 24 ore, se necessario. In alternativa, la buprenorfine (0,05 mg/kg) può essere somministrata sottocutaneamente se i sintomi non sono sufficientemente gestiti dalla melossima.
- Dare un bolo fluido da 12 mL della soluzione latata Ringer sottocutaneamente due volte al giorno per un massimo di tre giorni fino a quando il porcellino d'India raggiunge il peso pre-operatorio. Se la cavia raggiunge il suo peso pre-operatorio prima del terzo giorno post-operatorio, quindi arrestare i boli fluidi. Se la cavia continua a perdere peso dopo i primi tre giorni, utilizzare un frullato nutrizionale supplemento tipicamente pubblicizzato per il consumo umano mescolato con pellet di cibo porcellino d'India schiacciato.
- Monitorare i porcellini d'India settimanali fino al loro punto finale.
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Representative Results
Il metodo presentato ha utilizzato un approccio extradurale per annientare il sacco endolofico e ferire il condotto endolintico con un plettro fine in sette cavie costituito da due maschi e cinque femmine. La durata media dell'intervento chirurgico è stata di 2 ore dall'incisione alla chiusura. Il tempo totale di perforazione variava da 5 a 10 minuti. Fino a 4 ore erano necessarie fino a 4 ore per la cavia per emergere completamente dall'anestesia. Nel campione non sono stati verificati decessi intraoperatori o post-operatori. Non ci sono state lesioni al canale semicircolare posteriore o dura in nessuno dei porcellini d'India. La lesione al sinus sigmoide si è verificata in un porcellino d'India (escluso dall'analisi dei dati).
I porcellini d'India sono stati sottoposti a una seconda procedura il giorno del sacrificio (giorno post-operatorio 30) per effettuare misurazioni della funzione uditiva che includevano la forma d'onda sovrapposta del nervo uditivo (ANOW) e i potenziali di azione composta cocleare (CAP). Sono state effettuate misurazioni ANOW e CAP e sono state eseguite analisi, utilizzando i metodi descritti in precedenza7,8,9. L'ANOW è una misura puramente neurale che ha origine dall'eccitazione neurale nel cocleare apicale metà7,8,9. A seguito dei test di funzione uditiva, le orecchie sono state immediatamente raccolte e preparate per l'analisi istologica utilizzando metodi precedentemente descritti10. La preparazione istologica di successo è stata completata in sei orecchie, ma un orecchio ha mostrato lacrime nella membrana del Reisner. L'orecchio con le lacrime è stato eliminato dall'analisi istologica ma mantenuto in analisi fisiologica. L'area trasversale del supporto scala è stata misurata utilizzando ImageJ11. L'analisi istologica delle ossa temporali ha rivelato idropi endolinfatici in sei dei sette porcellini d'India in tutta la coclea destra rispetto alla coclea sinistra (Figura 1). Nella Figura 1,l'area trasversale scala multimediale sull'orecchio destro azionato (rosso) viene ingrandita rispetto all'orecchio sinistro contralaterale (blu), dimostrando idropi endolinfatici nell'orecchio destro. Anche l'area trasversale dei supporti scala in ogni turno è stata quantificata e confrontata con le cavie di controllo (Figura 2). Misure da un orecchio non sono stati inclusi in Figura 2 a causa di un problema di preparazione istologica che ha causato la membrana del Reisner a strappare. I porcellini d'India di controllo erano stati sottoposti a un'operazione di routine (in cui le sacche endolinfatiche erano state identificate ma non disturbate) o non avevano subito alcun intervento chirurgico diverso da quello necessario per effettuare misure di funzione uditiva. Rispetto al controllo, l'area trasversale era generalmente più grande nelle orecchie sopravvissute 30 giorni dopo l'annientamento del sacco endolintico (Figura 2). Le soglie di ANOW (1 kHz) sono state aumentate in sei dei sette porcellini d'India che hanno dimostrato idrinazioni endolofiche rispetto ai cavie di controllo, dimostrando la presenza di perdita dell'udito a bassa frequenza (Figura 3). Onda 1 della risposta del tronco encefalico uditivo, o il potenziale di azione composta cocleare (CAP), soglie erano all'interno della gamma normale a frequenze superiori a 8 kHz in sei dei sette porcellini d'India (Figura 3).
Figura 1: Immagini istologiche di un taglio medio-modiolare di coclea di cavia. Questo porcellino d'India è sopravvissuto 30 giorni dopo l'annientamento del sacco endolimphatico utilizzando un approccio extradurale. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: Area trasversale del supporto scala in funzione della lunghezza cocleare. Le misure di sei delle sette singole orecchie sono in rosso. Le linee tratteggiate grigie rappresentano una deviazione standard di misura pari a 1 x dalle orecchie di controllo. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: Misurazioni delle funzioni uditive (ANOW e CAP) misurate al giorno postoperatorio 30. Le misure ANOW sono di 1 kHz e sono state effettuate misure CAP >1 kHz. Le misure delle singole orecchie sono in rosso. Le linee tratteggiate grigie rappresentano una deviazione standard delle soglie di 1 punto per i cavie di controllo. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
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Discussion
Il metodo extradurale presentato ha avuto un tasso di successo dell'86% nel raggiungere idrop endolinfatici storici confermati e perdita dell'udito a bassa frequenza. Il metodo ha ottenuto in modo affidabile prove istologiche di idramici enortici dal giorno post-operatorio 30, coerente con studi precedenti che hanno utilizzato un approccio intradurale2. L'importanza del metodo rispetto ai metodi esistenti è che non è necessaria una perdita di CSF, eliminando così una potenziale variabile confusa che è stata suggerita per provocare un'espansione compensativa e temporanea del volume enoriliatico3. Nel complesso, il metodo dimostra un modo rapido, sicuro e affidabile per indurre idrami sperimentali endolofici.
Il metodo presentato ha diversi punti di forza rispetto agli studi precedenti. In primo luogo, l'approccio è stato extradurale, riducendo al minimo i potenziali effetti di morbilità e confusione di una perdita di CSF. In secondo luogo, utilizzando un plettro fine invece di un trapano per eliminare il sacco endolittico e ferire il condotto endolintico, il metodo evita qualsiasi potenziale lesione al canale semicircolare posteriore. Un passaggio critico consiste nel non verificare alcuna connessione visibile tra la dura e l'opercolo. In terzo luogo, utilizzando un plettro fine nell'osso temporale invece di un trapano, il metodo ha ridotto al minimo il potenziale di trauma acustico causato dalla perforazione sull'osso temporale petrous. Infine, il metodo fornisce un protocollo animale perioperatorio ottimizzato per garantire un rapido recupero e un corso post-operatorio di successo dei porcellini d'India. Una limitazione del metodo è l'uso di ketamina/xylazina, che può essere superata utilizzando un dispositivo stereotassico che consente la consegna isoflurane.
Le implicazioni scientifiche dei risultati sono lo sviluppo di un modo sicuro e affidabile per indurre idropi endolofici ad un punto temporale relativamente rapido di 30 giorni. Le implicazioni cliniche sono che il metodo fornisce un modello affidabile di idramici endolofici al fine di esplorare ulteriormente le origini della perdita dell'udito a bassa frequenza associata. Le future applicazioni del metodo saranno utilizzate per studiare ulteriormente l'origine o le stiche di perdita dell'udito a bassa frequenza associate a idramici endolofici. In conclusione, il metodo presentato è un approccio occipitale e extradurale modificato che comporta l'anlitterazione del sacco endolfatico e il ferimento del condotto endolofico con una plettta fine per indurre idropiesperimentali sperimentali a 30 giorni post-operatori nella cavia.
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Disclosures
Gli autori non hanno nulla da rivelare.
Acknowledgments
Ringraziamo Shannon M. Lefler per l'assistenza con le cifre e la Tabella dei Materiali. La ricerca riportata in questa pubblicazione è stata sostenuta dall'Istituto Nazionale di Sordità e Altri Disturbi della Comunicazione all'interno dei National Institutes of Health, attraverso la borsa di studio "Sviluppo di Clinica/Ricercatori in Orfera Accademica", il numero di premio T32DC000022 (C.V.V.) e da R01 DC014997 (J.T.L. Il contenuto è di esclusiva responsabilità degli autori e non rappresenta necessariamente le opinioni ufficiali dei National Institutes of Health.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 12 mL syringe | Henke-Sass Wolf | 5100-X00V0 | |
| 1 mL and 3 mL syringe | BD Precision(Ordered from Fischer Sci) | 14-826-87 15859152 | |
| 27.5 butterfly gauge needle | Terumo Surflo Winged Infusion Set, Terumo Corporation, Japan) (Ordered from McKesson) | 448407 | |
| 4-0 suture | McKesson | 1034507 | |
| 4 x 4 gauze sponges | Dukal (Ordered form McKesson) | 374454 | |
| 60 mL syringe | Fisher Sci | 22-031-375 | |
| Anspach otologic drill | Anspach | SC2100 | |
| atipamezole | Zoetis | 107204-6 | |
| autoclave | Fisher sci | 15-103-0508 | |
| autoclave bags | McKesson | 524881 | |
| bayonet separator | Olympus | AL 130564 | |
| bupivicaine | auro Medics Pharma | 555150-169-10 | |
| clear sterile drape | 3M | 1020 | |
| cotton balls | Fisherbrand (ordered from Fisher Sci) | 22-456-885 | |
| cotton swabs | McKesson | 508716 | |
| diamond burrs #3, #2, #1, and #0.5 mm | Anspach | QD8-3SD; QD8-2SD; QD8-1SD; QD8-05SD | |
| diaper pad | McKesson | 945330 | |
| disposable 15 blade | Swann-Morton | 0305 | |
| enrofloxacin | Hospira | 0409-4888-01 | |
| epinephrine | McKesson | 63739-0456 | |
| eye ointment | Dechra Vet Products | 17033-211-38 | |
| Freer elevator | Grace Medical | 215100FX | |
| gelfoam | Pfizer (Ordered from McKesson) | 82830 | |
| hair trimmers | Oster Power Pro Cordless (ordered from Amazon) | 078400-020-000 | |
| iodine scrub | Purdue Pharma (ordered from mcKesson) | 521243 | |
| iris scissors | Olympus | CL-542114 | |
| ketamine | Henry Schein Animal Health | 55853 | |
| lactated ringers | B. Braun Medical (ordered from McKesson) | 186662 | |
| lancet knife by Rosen | Grace Medical | 151100FX | referred to as curette in the text |
| lubricant | Milex (ordered from Cooper Surgical) | MX5030 | |
| masking tape | 3M (ordered from fisher sci | 19047259 | |
| metal rectangle basin | Amazon | B07NQDBC6T | |
| needle holder | Olympus | CR 213015-ENT | |
| needles: 27 gage, 18 gauge | BD Precision(Ordered from Fischer Sci) | 14-826-48 14-826-5D | |
| neonatal warming isollete | Air Borne Life Support Systems | 731-1800 | |
| operating microscope | Carl Zeiss | OPMI pico | |
| oxygen tank | AirGas | OX USP200 | |
| pulse ox | CapnoTrue (Ordered from Medacx) | M-3090112001 | |
| rectal probe with heating blanket | Harvard Apparatus | probe: PY2 50-7217 Heating Blanket: PY2 50-7214 | |
| red body holder | Lichtenhan Lab | N/A | In-house product |
| right angle | Olympus | BV-230337 | |
| rosen needle | Olympus | AM-130566 | customized, it is the instrument I use to tear the sac |
| rubber tubing for O2 administration | Fisher Sci | 14-171-104 | |
| saran wrap | Fisher Sci | NC9617977 | |
| stereotactic head holder | WUSTL Instrument Machine Shop | N/A | In-house product |
| sterile drapes | Cardinal Health | 7553 | |
| suction tube by Baron | Grace Medical | 034903FX 034905FX | #3 and #5 Suction |
| tissue forceps adson brown | Grace Medical | 325112FX | |
| Weitlander retractor | Olympus Grace Medical | BL200011 100313FX | |
| xylazine | Akorn | 59399-110-20 |
References
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