Summary
Vi beskriver en intracisternal injeksjon som bruker en nål bøyd på spissen som kan stabiliseres til skallen, og dermed eliminere risikoen for skade på den underliggende parenchyma. Tilnærmingen kan brukes til genetisk skjebnekartlegging og manipulasjoner av leptomeningeale celler og for sporing av cerebrospinalvæskebevegelse.
Abstract
Protokollen som er skissert her beskriver hvordan man trygt og manuelt injiserer løsninger gjennom cisternamagnamens eliminere risikoen for skade på den underliggende parenchyma. Tidligere publiserte protokoller anbefaler å bruke rette nåler som bør senkes til maksimalt 1-2 mm fra duraloverflaten. Det plutselige fallet i motstand når duralmembranen er punktert gjør det vanskelig å opprettholde nålen i en jevn posisjon. Vår metode bruker i stedet en nål bøyd på spissen som kan stabiliseres mot halebenets oksipitalbe, og dermed hindrer sprøyten i å trenge inn i vevet etter perforering av duralmembranen. Prosedyren er enkel, reproduserbar, og forårsaker ikke langvarig ubehag hos de opererte dyrene. Vi beskriver den intracisternal injeksjon strategi i sammenheng med genetisk skjebne kartlegging av vaskulære leptomeningeal celler. Den samme teknikken kan videre brukes til å ta opp et bredt spekter av forskningsspørsmål, for eksempel å undersøke leptomeningenes rolle i nevroutvikling og spredning av bakteriell meningitt, gjennom genetisk ablasjon av gener som er putativt innblandet i disse fenomenene. I tillegg kan prosedyren kombineres med et automatisert infusjonssystem for en konstant levering og brukes til å spore cerebrospinalvæskebevegelse via injeksjon av fluorescerende merkede molekyler.
Introduction
Leptomeningeal celler er en fibroblast-lignende populasjon av celler organisert i et tynt lag overliggende hjernen og uttrykker gener innblandet i kollagen crosslinking (f.eks Dcn og Lum),og i etableringen av en hjerne-meningeal barriere (f.eks Cldn11)1,2. Leptomeningeal celler er innblandet i et bredt spekter av fysiologiske funksjoner, fra streng kontroll over cerebrospinalvæskedrenering3 til veiledning av nevrale stamfarer i den utviklende hjernen4,5. En fersk studie har også foreslått at leptomeninger hos nyfødte kan havne radiale glia-lignende celler som migrerer inn i hjernen parenchyma og utvikle seg til funksjonelle kortikale nevroner6.
Leptomeningeal celler ligger i nærheten av overflate astrocytter og dele med dem, samt andre parenchymal astroglia, uttrykk for connexin-30 (Cx30)7. Den kirurgiske prosedyren som er skissert nedenfor, tillater utbredt og spesifikk merking av disse meningealcellene via en engangslevering av endoksifen i cisternamagnat av transgene mus som betinget uttrykker tdTomato i Cx30+ celler (dvs. ved hjelp av et CreER-loxP-system for fate mapping). Endoxifen er en aktiv metabolitt av Tamoxifen og induserer rekombinasjon av CreER-uttrykkende celler på samme måte som Tamoxifen gjør. Det er imidlertid den anbefalte løsningen for aktuell applikasjon fordi den oppløses i 5-10% DMSO, i stedet for høye konsentrasjoner av etanol. I tillegg krysser endoksifen ikke hjerne-meningeal barrieren, og muliggjør dermed spesifikk rekombinasjon av leptomeningeal celler, uten merking av den underliggende Cx30+ astroglial populasjonen (se Representative Resultater).
Teknikken som presenteres her tar sikte på manuelt og trygt injisere forbindelsen i cerebrospinalvæsken, via direkte tilgang til cisterna magna. I motsetning til andre, mer invasive prosedyrer som krever kraniotomi, gjør denne tilnærmingen det mulig å infuse forbindelser uten å forårsake skade på skallen eller hjerneparenchyma. Dermed er det ikke forbundet med induksjon av inflammatoriske reaksjoner utløst av aktivering av parenchymal gliaceller. I likhet med andre injeksjonsstrategier beskrevet før8,9,10, er den nåværende tilnærmingen avhengig av kirurgisk eksponering av atlanto-occipital dural membran som dekker cisterna magna, etter sløv disseksjon av overliggende nakkemuskler. Men i motsetning til andre prosedyrer anbefaler vi bruk av en nål bøyd på spissen, som kan stabiliseres mot occipital bein under administrasjon. Dette vil forhindre risikoen for at nålen trenger for dypt og skader den underliggende lillehjernen og medulla.
Denne kirurgiske prosedyren er kompatibel med avstamning sporing undersøkelser som tar sikte på å kartlegge endringer i celle identiteter og migrasjon ruter gjennom parenchymal lag. Det kan også tilpasses genetiske ablasjonsstudier som har til hensikt å undersøke rollen som leptomeningeal celler i helse og sykdom, for eksempel deres bidrag til kortikal utvikling5 eller spredning av bakteriell meningitt3,11. Til slutt kan det brukes til å spore cerebrospinalvæskebevegelse når det kombineres med levering av fluorescerende tracers i villtypedyr.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
De kirurgiske prosedyrene som herved ble presentert ble godkjent av Stockholms Norra Djurförsöksetiska Nämnd og gjennomført i samsvar med spesifikasjoner fra forskningsinstituttet (Karolinska Institutet, Sverige).
MERK: Intracisternal injeksjon kan fleksibelt tilpasses for flere forskningsformål. Vi presenterer under en prosedyre utviklet for å effektivt merke leptomeningeal celler for skjebne kartlegging basert på injeksjon av endoksifen i en transgen muselinje bærer R26R-tdTomato12 og CreER, sistnevnte under Cx30 arrangør13. Merking av denne populasjonen av celler kan oppnås ved injeksjon av virale konstruksjoner ved hjelp av samme prosedyre som er beskrevet nedenfor. Til slutt kan denne tilnærmingen brukes til å spore cerebrospinalvæskestrømning, ved infusjon av fluorescerende tracers.
1. Tilberedning av injeksjonssystemet
MERK: Vi anbefaler å utføre prosedyren i et egnet kirurgisk rom, og i aseptiske forhold. Kirurgiske verktøy kan steriliseres ved hjelp av varme (autoklav, glassperlesterilisator) eller sanitisert ved hjelp av et kjemisk desinfeksjonsmiddel på høyt nivå hvis de er varmefølsomme. Skyll instrumentene før bruk ved bruk av kjemisk desinfeksjon eller la dem avkjøles når de er sanitisert med varme.
- Bruk tang til å bøye kanylen på injeksjonssprøyten til 30° ved 3 mm fra spissen.
MERK: Bruk Hamilton sprøyter med en 30 G skrå kanyle. - Forbered 1 mg/ml endoksifenoppløsning, fortynnet i 10 % DMSO og fyll sprøyten bak med den bøyde nålen.
MERK: Administrer 5 μL av forbindelsen for å sikre utbredt eksponering av meningealceller i den voksne C57Bl/6j-musen (ca. 25-30 g), selv om piloteksperimenter som tester forskjellige konsentrasjoner og injeksjonsvolumer kan være nødvendig ved behandling av dyr i ulike aldre og stammer. - Juster musehodeholderen slik at munnstykket er ca. 30° fra overflaten av det kirurgiske bordet.
MERK: En stereotaktisk ramme med trepunktsfiksering (dvs. ører og munn) kan også brukes til denne prosedyren. I dette tilfellet vil imidlertid dyret bare bli festet med munnstykket, mens ørestenger kan utvides under dyrets forben og brukes til å støtte dyrets kropp under prosedyren.
2. Induksjon av anestesi
- For injiserbare bedøvelsesmiddel, bruk konsentrasjoner og administrasjonsmåter anbefalt av veterinærenheten ved den lokale institusjonen.
- For inhalasjonsbedøvelse, som isofluran, klargjør administrasjonsenheten i henhold til produsentens spesifikasjoner.
- Med isofluran, sett konsentrasjon av forbindelsen på 4% for induksjon av anestesi.
- Lever luft med en hastighet på 400 ml/min.
- La anestesienheten fylle kammeret med bedøvelse i noen minutter og plasser musen i kammeret etterpå.
MERK: For dagens eksperimenter har vi brukt voksne (> 2 måneder gammel og ca 30 g) mannlige og kvinnelige transgene mus som bærer Cx30-CreER og R26R-tdTomato, og avlet på en C57Bl /6j bakgrunn. - Overvåk dyret under induksjon av anestesi. Pustemønsteret bør bremse ned når musen er under full anestesi.
- Fjern dyret fra kammeret og se etter undertrykkelse av poterefleksen ved å klemme bakpotene delikat.
MERK: Refleksen kan fortsatt være til stede, men forsinket et par sekunder. Hvis det er tilfelle, plasser dyret tilbake i kammeret til fullstendig undertrykkelse av poterefleksen er oppnådd. - Administrer smertestillende midler (f.eks. Karprofen, 5 mg/kg gjennom subkutan injeksjon) for å hjelpe postoperativ smertebehandling.
3. Plassering av dyret for prosedyren
- Fest dyrets hode på hodeholderen. For å forbedre tilgjengeligheten til cisterna magna, plasser dyrets kropp på ca 30 ° fra overflaten av bordet og hodet med tittelen nedover, for å etablere en vinkel på 120° med resten av kroppen og utvide baksiden av nakken for å lette tilgangen til cisterna magna (Figur 1A).
- Legg til papirhåndklær under dyret for å støtte kroppen gjennom hele prosedyren.
- Sikre anestesilevering gjennom munnstykket og reduser konsentrasjonen av isofluran til 2,5 % og luftlevering til 200 ml/min.
- Påfør oftalmisk salve.
4. Eksponering av Cisterna Magna
- Barber baksiden av dyrets nakke og sanitiser området med 70% etanol og Betadine.
- Bruk kirurgisk saks, utfør et mellomsnitt (ca. 7 mm i lengde) som starter på nivået av occipital benet og utvide det posteriorly.
- Ta forsiktig av overfladisk bindevev og nakkemuskler som trekker sidelengs fra midtlinjen med fine spisspinsett. Dette vil avsløre duralmembranen som overlegger cisternamagnaen, formet som en omvendt trekant.
- Bruk sterile absorpsjonsspyd eller bomullspinne for å kontrollere eventuelle resulterende blødninger.
- Plasser en liten kirurgisk separator for å opprettholde nakkemusklene trukket til side og muliggjøre visualisering av cisterna magna gjennom hele prosedyren.
5. Intracisternal injeksjon
- For å få tilgang til cisterna magna, identifisere den caudale enden av occipital bein og sette inn nålen som tidligere var bøyd umiddelbart under.
MERK: Det vil være en plutselig nedgang i motstand som dural membranen er punktert. Spissen av nålen vil imidlertid bare trenge litt under den meningeale overflaten, takket være den hekta formen. - Når dura har blitt perforert, la den bøyde spissen av nålen trenge under duraloverflaten ved å forsiktig trekke sprøyten oppover og parallelt med dyrets kropp, for å "hekte" nålen til skallen (se figur 1B). Dette vil sikre bedre stabilitet og vil hindre nålen fra å trenge dypere, og dermed unngå risikoen for å skade den underliggende lillehjernen eller medulla.
- Injiser forbindelsen langsomt for å unngå interferens med cerebrospinalvæskens naturlige strømning.
MERK: Avhengig av formålet med eksperimentet, kan infusjonshastigheten variere. Hvis langsom og jevn infusjonshastighet er nødvendig (f.eks. når du bruker prosedyren for å spore cerebrospinalvæskebevegelse), kan det være tilrådelig å bruke et automatisert mikroinfusjonssystem i kombinasjon med sprøyten. - Etter injeksjonen, la nålen hvile på stedet i 1 min og forsiktig fjerne den. Bruk fine spisstang for å hjelpe tilbaketrekking av nålen fra sin hektaposisjon.
MERK: Bruk av en tynn nål (f.eks. 30 G) fører ikke til betydelig skade på meningealmembranen, og påfølgende utstrømning av cerebrospinalvæsken. Hvis det er behov for større nålstørrelser, anbefaler vi at du stopper lekkasjen av væske ved å bruke trykk på injeksjonsstedet ved hjelp av en steril bomullsspiss.
6. Avslutte prosedyren og postoperativ omsorg
- Fjern separatoren og la musklene gå tilbake til sin opprinnelige posisjon overliggende duralmembranen.
- Lukk hudsnittet ved hjelp av noen dråper cyanoakrylatlim.
MERK: Alternativt kan du bruke absorberbare suturer (f.eks. 5-0 vicryl suturer) og lukk hudsnittet med avbrutte masker. - Påfør lokalbedøvelse (f.eks. 100 μL av 5 % lidokain) på snittstedet.
- Fjern dyret fra holderen og legg i et rent bur plassert på en varmepute. Overvåk dyret til det gjenvinner bevisstheten.
MERK: Prosedyren forventes ikke å forårsake langvarig smerte eller nød hos dyret. Likevel bør musen overvåkes nøye for de første postoperative dagene, og smertelindringstiltak kan utføres når det anses nødvendig, og i samsvar med anbefalinger fra veterinærenheten ved institusjonen din.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Intracisternal injeksjon av endoksifen hos transgene mus som uttrykker CreER under Cx30-promotoren13 og en udugelig fluorescerende reporter gjør det mulig å kombinere leptomeningceller uten å merke den nærliggende Cx30-uttrykkende overflaten og parenchymal astrocytter i cortex (Figur 1). For å få tilgang til cisterna magna, er det bedøvede dyret plassert med kroppen og hodet i en vinkel på ca. 120°, slik at baksiden av nakken kan strekkes (figur 1A). Den atlanto-occipital delen av dural membran blir deretter utsatt gjennom sløv disseksjon av nakkemusklene, og dermed få tilgang til den underliggende cisterna magna. En sikker manuell injeksjon utføres med en nål bøyd til ca 30° ved 3 mm fra spissen. Dette gjør at sprøyten kan holdes mot kraniets oksipitalbe, og dermed forbedre stabiliteten under administrering (figur 1B). Ved å dra nytte av den fysiologiske bevegelsen av cerebrospinalvæsken, fordeles endoksifenløsningen gjennom hele det subarachnoid-rommet for å effektivt kombinere leptomeningeale celler som overlegger olfaktoriske pærer, cortex og cerebellum (figur 1C). Som vist i figur 1, krysser løsningen ikke hjerne-meningeal barrieren og kommer ikke i kontakt med astrogliale celler i parenchyma, i motsetning til systemisk administrasjon gjennom oral gavage (2 mg / ml per dag, på fem påfølgende dager; Figur 1C-E).
Figur 1: Spesifikk merking av leptomeningeale celler via intracisternal injeksjon av endoksifen. Panel A og B illustrerer prosedyren utviklet for intracisternal administrasjon. For å få tilgang til sisternen magna, bør baksiden av nakken strekkes. Det bedøvede dyret er derfor plassert i en omtrentlig vinkel på 120° mellom kroppen og hodet, som vippes nedover (A). Den krokede kanylen gjør det mulig å feste sprøyten til skallen og trygt fortsette med en manuell administrering av oppløsningen (B). Panel C viser en sagittal del av hjernen etter intracisternal administrasjon av endoksifen i en transgen musemodell som bærer CreER under Cx30-arrangøren og udukbart uttrykk for tdTomato fluorescerende reporter. Stjernen (*) markerer injeksjonsstedet og viser fravær av operativ skade etter prosedyren. Endoxifen induserer selektivt genetisk rekombinasjon og reporter genuttrykk i celler i meningeal laget overlaying olfactory pære (Ob), cortex (Ctx), og lillehjernen (Cb). Bare noen få astrocytter i midbrain (arrowhead) blir recombined etter intracisternal levering av endoksifen. Paneler D-F er forstørrelser av det bokseområdet hos C hos dyr som ble behandlet med kjøretøyoppløsning (D), utsatt for intracisternal injeksjon av endoksifen (E)eller behandlet systemisk gjennom oral gavage (F). Mens intracisternal administrasjon spesifikt etiketter celler av leptomeninger, systemisk levering fører også til rekombinasjon av Cx30-uttrykkende astrocytter i hele kortikale lag (L1 til L6). Panel G illustrerer rekombinasjon av leptomeningeale celler (stjerne), identifisert gjennom Pdgfra reaktivitet, etter intracisternal injeksjon. Derimot forblir overflate (pilhode) og parenchymal (pil) astrocytter som uttrykker Gfap, umerket. Skala stenger = 1000 μm (C), 150 μm (D-F)og 40 μm (G). Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Protokollen skissert her presenterer en enkel og reproduserbar prosedyre for å merke leptomeningeal celler for skjebnekartlegging. Vi bruker intracisternal injeksjon av endoksifen, en aktiv metabolitt av Tamoxifen, for å indusere uttrykk for tdTomato fluorescerende reporter i Cx30-CreER; R26R-tdTomatmus12,13.
Sammenlignet med andre protokoller som brukes for å få tilgang til cerebrospinalvæsken gjennom cisterna magna9, sikrer vår tilnærming en sikker manuell administrasjon takket være bruk av en bøyd nål som kan stabiliseres til halebenet. Når den durale membranen til cisternamagnaeren er perforert, er det en plutselig nedgang i motstand. På dette punktet anbefaler andre protokoller å senke nålen til maksimalt 1-2 mm fra duraloverflaten og manuelt holde den i en stødig posisjon gjennom hele prosedyren9. I motsetning til en rett nål, er den hekta nålen festet til skallen og kan ikke trenge dypere inn i vevet, og eliminerer dermed risikoen for å skade det underliggende lillehjernen eller medulla. Vårt hekta system gir en sikrere administrasjon av oppløsning, spesielt når du bruker en langsom infusjonshastighet.
Prosedyren som er skissert her forventes ikke å forårsake langvarig ubehag for det opererte dyret. Det må imidlertid utvises forsiktighet ved administrering av store mengder oppløsning. En rask leveringshastighet kan føre til endringer i det intrakranielle trykket og utviklingen av nevrologiske symptomer i musen. Vi foreslår at du injiserer volumer på opptil 5-10 μL for å unngå denne risikoen eller montere sprøyten på en mikromanipulator som har kontroll over leveringshastigheten. Dette er spesielt viktig når du tilpasser denne prosedyren til studiet av cerebrospinalvæskebevegelsen. Det anbefales å unngå manuell injeksjon og bruk en langsom infusjonshastighet (f.eks. 1 μL/min) for å forhindre overdreven perturbance av den fysiologiske strømmen. Videre er den nåværende protokollen designet for å utføre en enkelt intracisternal injeksjon, som effektivt merker leptomeningeal celler. Vi anbefaler å vurdere etiske spesifikasjoner, samt dyrets evne til å tåle flere kirurgiske prosedyrer, dersom studien krever gjentatt administrasjon av forbindelser.
I tillegg til endoksifen administrasjon, teknikken skissert her kan kombineres med levering av virus bærer reporter gener under en leptomeningeal celle-spesifikk arrangør. Videre kan dagens leveringssystem benyttes for akutt sporing av cerebrospinalvæskestrømmen10. For dette formål kan fluorescerende tracers som Cell Tracker (ca. 700 Da) eller Dextran Fluorescin (ca. 3000 Da) leveres gjennom sisternenmagna, og sprøyten kan monteres på en mikromanipulator for å muliggjøre kontroll over infusjonshastigheten av forbindelsen. Dette kan være viktig for å unngå overdreven forstyrrelse av den naturlige cerebrospinalvæskebevegelsen i sporing eksperimenter.
Leptomeningeal celler uttrykke claudin-11 og andre proteiner forbundet med trange veikryss, noe som bidrar til etablering av en blod-cerebrospinalvæskebarriere i det subarachnoid rommet og til homeostatisk kontroll av væske og næringsstoffer sirkulasjon3. Tilnærmingen som er skissert her kan kombineres med betinget ablasjon av gener involvert i junctional kontroll av barrieren for å undersøke deres antatte rolle i å opprettholde strengt regulert cerebrospinalvæskesammensetning. I tillegg spiller celler fra leptomeningene en rolle i utviklingen, hvor de gir extrinsic signaler som bidrar til generering av kortikale nevroner5 og dannelsen av callosal tilkoblinger4. Vår metode kan også tilpasses for å få ytterligere innsikt i leptomeningenes rolle i riktig kortikal utvikling og aksonal banefunn. Til slutt har bakterier som Neisseria meningitidis vist seg å feste seg til humane leptomeningeal celler14, og dyremodeller for sykdommen er utviklet for å studere bakteriell invasjon og resulterende nevrologisk skade15,16, selv om overflateligander som er ansvarlige for infeksjonen, ennå ikke er helt bestemt. Selektiv rekombinasjon av leptomeningeal celler oppnådd med vår teknikk kan hjelpe identifisering av vedhesjonsstedene som brukes av bakterier for å infisere subaraknoidrommet. I notatet kan protokollen som herved presenteres kreve endringer for å ta hensyn til ytterligere etiske og sikkerhetskrav som er nødvendige for å utføre prosedyrer som medfører bakterielle infeksjoner.
Til slutt representerer den intracisternalinjeksjonen heri beskrevet en enkel og godt tolerert kirurgisk tilnærming som gir mulighet til å undersøke et bredt spekter av leptomeningeale og cerebrospinalvæskefunksjoner, kombinert med genredigeringstilnærminger eller infusjon av merkede molekyler.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne erklærer ingen konkurrerende interesser.
Acknowledgments
Denne studien ble støttet av tilskudd fra Det svenske forskningsrådet, Det svenske kreftforbundet, Den svenske stiftelsen for strategisk forskning, Knut och Alice Wallenbergs Stiftelse og Det strategiske forskningsprogrammet i stamceller og regenerativ medisin ved Karolinska Institutet (StratRegen).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anesthesia unit | Univentor 410 | 8323102 | Complete of vaporizer, chamber, and tubing that connects to chamber and mouse head holder |
| Anesthesia (Isoflurane) | Baxter Medical AB | 000890 | |
| Betadine | Sigma-Aldrich | PVP1 | |
| Carprofen | Orion Pharma AB | 014920 | Commercial name Rymadil |
| Cyanoacrylate glue | Carl Roth | 0258.1 | Use silk 5-0 sutures, in alternative |
| Medbond Tissue Glue | Stoelting | 50479 | |
| DMSO | Sigma-Aldrich | D2650 | |
| Endoxifen | Sigma-Aldrich | E8284 | |
| Ethanol 70% | Histolab | 01370 | |
| Hamilton syringe (30 G beveled needle) | Hamilton | 80300 | |
| Lidocaine | Aspen Nordic | 520455 | |
| Mouse head holder | Narishige International | SGM-4 | With mouth piece for inhalational anhestetics. Alternatively, use a stereotactic frame |
| Scissors | Fine Science Tools | 15009-08 | |
| Shaver | Aesculap | GT420 | |
| Sterile absorption spears | Fine Science Tools | 18105-01 | Sterile cotton swabs are also a good option |
| Surgical separator | World Precision Instrument | 501897 | |
| Tweezers | Dumont | 11251-35 | |
| Viscotears | Bausch&Lomb Nordic AB | 541760 |
References
- Vanlandewijck, M., et al. A molecular atlas of cell types and zonation in the brain vasculature. Nature. 554 (7693), 475-480 (2018).
- Whish, S., et al. The inner CSF-brain barrier: developmentally controlled access to the brain via intercellular junctions. Frontiers in Neuroscience. 9, 16 (2015).
- Weller, R. O., Sharp, M. M., Christodoulides, M., Carare, R. O., Mollgard, K. The meninges as barriers and facilitators for the movement of fluid, cells and pathogens related to the rodent and human CNS. Acta Neuropathologica. 135 (3), 363-385 (2018).
- Choe, Y., Siegenthaler, J. A., Pleasure, S. J. A cascade of morphogenic signaling initiated by the meninges controls corpus callosum formation. Neuron. 73 (4), 698-712 (2012).
- Siegenthaler, J. A., et al. Retinoic acid from the meninges regulates cortical neuron generation. Cell. 139 (3), 597-609 (2009).
- Bifari, F., et al. Neurogenic Radial Glia-like Cells in Meninges Migrate and Differentiate into Functionally Integrated Neurons in the Neonatal Cortex. Cell Stem Cell. 20 (3), 360-373 (2017).
- De Bock, M., et al. A new angle on blood-CNS interfaces: a role for connexins? FEBS Letters. 588 (8), 1259-1270 (2014).
- Ramos, M., et al. Cisterna Magna Injection in Rats to Study Glymphatic Function. Methods in Molecular Biology. 1938, 97-104 (2019).
- Xavier, A. L. R., et al. Cannula Implantation into the Cisterna Magna of Rodents. Journal of Visualized Experiments. (135), (2018).
- Iliff, J. J., et al. A paravascular pathway facilitates CSF flow through the brain parenchyma and the clearance of interstitial solutes, including amyloid beta. Science Translational Medicine. 4 (147), (2012).
- Coureuil, M., Lecuyer, H., Bourdoulous, S., Nassif, X. A journey into the brain: insight into how bacterial pathogens cross blood-brain barriers. Nature Reviews Microbiology. 15 (3), 149-159 (2017).
- Madisen, L., et al. Transgenic mice for intersectional targeting of neural sensors and effectors with high specificity and performance. Neuron. 85 (5), 942-958 (2015).
- Slezak, M., et al. Transgenic mice for conditional gene manipulation in astroglial cells. Glia. 55 (15), 1565-1576 (2007).
- Hardy, S. J., Christodoulides, M., Weller, R. O., Heckels, J. E. Interactions of Neisseria meningitidis with cells of the human meninges. Molecular Microbiology. 36 (4), 817-829 (2000).
- Colicchio, R., et al. The meningococcal ABC-Type L-glutamate transporter GltT is necessary for the development of experimental meningitis in mice. Infection and Immunity. 77 (9), 3578-3587 (2009).
- Ricci, S., et al. Inhibition of matrix metalloproteinases attenuates brain damage in experimental meningococcal meningitis. BMC Infectious Diseases. 14, 726 (2014).
