Summary
Vi beskriver en intracisternal injektion, der beskæftiger en nål bøjet på spidsen, der kan stabiliseres på kraniet, hvilket eliminerer risikoen for skader på den underliggende parenkym. Tilgangen kan bruges til genetisk skæbne kortlægning og manipulationer af leptomeningeal celler og til sporing cerebrospinalvæske bevægelse.
Abstract
Den protokol, der er skitseret her beskriver, hvordan man sikkert og manuelt injicere løsninger gennem cisterna magna samtidig fjerne risikoen for skader på den underliggende parenkym. Tidligere offentliggjorte protokoller anbefaler at bruge lige nåle, der bør sænkes til maksimalt 1-2 mm fra duraloverfladen. Det pludselige fald i modstanden, når duralmembranen er punkteret, gør det vanskeligt at holde nålen i en stabil position. Vores metode, i stedet, beskæftiger en nål bøjet på spidsen, der kan stabiliseres mod occipital knoglen i kraniet, hvilket forhindrer sprøjten i at trænge ind i vævet efter perforering af duralmembranen. Proceduren er ligetil, reproducerbar, og forårsager ikke langvarig ubehag i de opererede dyr. Vi beskriver intracisternal injektion strategi i forbindelse med genetiske skæbne kortlægning af vaskulære leptomeningeal celler. Den samme teknik kan desuden udnyttes til at løse en bred vifte af forskningsspørgsmål, såsom sondering rolle leptomeninges i neurodevelopment og spredning af bakteriel meningitis, gennem genetisk ablation af gener angiveligt impliceret i disse fænomener. Derudover kan proceduren kombineres med et automatiseret infusionssystem til en konstant levering og bruges til sporing af cerebrospinalvæskebevægelse via injektion af fluorescerende mærkede molekyler.
Introduction
Leptomeningeal celler er en fibroblast-lignende population af celler organiseret i et tyndt lag overliggende hjernen og udtrykke gener impliceret i kollagen crosslinking (f.eks Dcn og Lum), og i etableringen af en hjerne-meningeal barriere (f.eks Cldn11)1,2. Leptomeningeal celler er impliceret i en bred vifte af fysiologiske funktioner, fra streng kontrol over cerebrospinalvæske dræning3 til vejledning af neurale forfædre i udviklingslandene hjernen4,5. En nylig undersøgelse har også foreslået, at leptomeninges i den nyfødte kan havnen radiale glia-lignende celler, der migrerer ind i hjernen parenkym og udvikle sig til funktionelle kortikale neuroner6.
Leptomeningeal celler er placeret i nærheden af overfladen astrocytter og dele med dem, samt andre parenkymal astroglia, udtryk for connexin-30 (Cx30)7. Den kirurgiske procedure, der er skitseret nedenfor, giver mulighed for udbredt og specifik mærkning af disse meningeale celler via en engangs-levering af endoxifen i cisterna magna af transgene mus betinget udtrykker tdTomato i Cx30+ celler (dvs. ved hjælp af en CreER-loxP system til skæbne kortlægning). Endoxifen er en aktiv metabolit af Tamoxifen og inducerer rekombination af CreER-ekstynde celler på samme måde som Tamoxifen gør. Det er dog den anbefalede løsning til lokal anvendelse, fordi det opløses i 5-10% DMSO, i stedet for høje koncentrationer af ethanol. Derudover krydser endoxifen ikke hjerne-meningeal barrieren, hvilket muliggør specifik rekombination af leptomeningeale celler uden mærkning af den underliggende Cx30+ astrogliale population (se repræsentative resultater).
Den teknik, der præsenteres her sigter mod manuelt og sikkert at injicere forbindelsen i cerebrospinalvæsken, via direkte adgang til cisterna magna. I modsætning til andre, mere invasive procedurer, der kræver kraniotomi, denne tilgang gør det muligt at indgyde forbindelser uden at forårsage skade på kraniet eller hjernen parenkym. Således er det ikke forbundet med induktion af inflammatoriske reaktioner udløst af aktivering af parenkymale glia celler. Svarende til andre injektion strategier beskrevet før8,9,10, den nuværende tilgang er afhængig af kirurgisk eksponering af atlanto-occipital duralmembran, der dækker cisterna magna, efter stump dissektion af overliggende nakkemuskler. I modsætning til andre procedurer anbefaler vi dog brug af en nål bøjet på spidsen, som kan stabiliseres mod occipital knoglen under administration. Dette vil forhindre risikoen for nålen trænge for dybt og beskadige den underliggende lillehjernen og medulla.
Denne kirurgiske procedure er kompatibel med afstamning sporing undersøgelser, der har til formål at kortlægge ændringer i celle identiteter og migration ruter gennem parenkymale lag. Det kan også tilpasses til genetiske ablation undersøgelser, der har til formål at sonde rolle leptomeningeal celler i sundhed og sygdom, såsom deres bidrag til kortikal udvikling5 eller spredning af bakteriel meningitis3,11. Endelig kan det bruges til at spore cerebrospinalvæske bevægelse, når det kombineres med levering af fluorescerende sporstoffer i vilde type dyr.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
De kirurgiske procedurer, der blev forelagt hermed, blev godkendt af Stockholms Norra Djurförsöksetiska Nämnd og udført efter aftale med specifikationer fra forskningsinstituttet (Karolinska Institutet, Sverige).
BEMÆRK: Intracisternal injektion kan fleksibelt tilpasses til flere forskningsformål. Vi præsenterer nedenfor en procedure udviklet til effektivt at mærke leptomeningeal celler til skæbne kortlægning baseret på injektion af endoxifen i en transgene mus linje transporterer R26R-tdTomato12 og CreER, sidstnævnte under Cx30 promotor13. Mærkning af denne population af celler kan opnås ved injektion af virale konstruktioner efter samme procedure som beskrevet nedenfor. Endelig kan denne fremgangsmåde anvendes til sporing af cerebrospinalvæskeflow ved infusion af fluorescerende sporstoffer.
1. Forberedelse af injektionssystemet
BEMÆRK: Vi anbefaler at udføre proceduren i et passende kirurgisk rum, og i aseptiske forhold. Kirurgiske værktøjer kan steriliseres ved hjælp af varme (autoklave, glas perle sterilisatoriseret) eller desinficeret ved hjælp af et højt niveau kemisk desinfektionsmiddel, hvis de er varmefølsomme. Skyl instrumenterne før brug, når der anvendes kemisk desinfektion, eller lad dem køle af, når dedes med varme.
- Brug pincet, bøj kanylen af injektionssprøjten til 30° ved 3 mm fra spidsen.
BEMÆRK: Brug Hamilton sprøjter med en 30 G skrå nål. - Der fremstilles 1 mg/ml endoxifenopløsning, fortyndet i 10% DMSO og sprøjten fyldes op med den bøjede nål.
BEMÆRK: Administrere 5 μL af forbindelsen for at sikre udbredt eksponering af meningeale celler hos den voksne C57Bl/6j mus (ca. 25-30 g), selv om pilotforsøg, der tester forskellige koncentrationer og injektionsmængder, kan være nødvendige ved behandling af dyr i forskellige aldre og stammer. - Juster musehovedholderen, så mundstykket er ca. 30° fra det kirurgiske bords overflade.
BEMÆRK: En stereotaktisk ramme med trepunktsfiksering (dvs. ører og mund) kan også anvendes til denne procedure. I dette tilfælde vil dyret dog kun blive fastgjort med mundstykket, mens ørestænger kan forlænges under dyrets forlemmer og bruges til at støtte dyrets krop under proceduren.
2. Induktion af anæstesi
- For injicerbar anæstesi anvendes koncentrationer og administrationsmåder anbefalet af veterinærenheden på den lokale institution.
- Til inhalationsbedøvelse, såsom isofluran, skal administrationsenheden klargøres i overensstemmelse med fabrikantens specifikationer.
- Med isofluran indstilles koncentrationen af forbindelsen til 4% for induktion af anæstesi.
- Der leveres luft med en hastighed på 400 ml/min.
- Lad anæstesienheden fylde kammeret med bedøvelsesmiddel i et par minutter og placere musen i kammeret bagefter.
BEMÆRK: Til de nuværende forsøg har vi brugt voksne (>2 måneder gamle og ca. 30 g) mandlige og kvindelige transgene mus med Cx30-CreER og R26R-tdTomato og opdrættet på en C57Bl/6j baggrund. - Overvåg dyret under induktion af anæstesi. Vejrtrækningsmønsteret bør bremse, når musen er under fuld anæstesi.
- Fjern dyret fra kammeret og kontrollere for undertrykkelse af pote refleks ved forsigtigt klemme bagpoterne.
BEMÆRK: Refleksen kan stadig være til stede, men forsinket et par sekunder. Hvis det er tilfældet, skal du placere dyret tilbage i kammeret, indtil der er opnået fuldstændig undertrykkelse af poterefleksen. - Administrere smertestillende (f.eks. Carprofen, 5 mg/kg ved subkutan injektion) for at hjælpe postoperativ smertebehandling.
3. Placering af dyret til proceduren
- Fastgør dyrets hoved på hovedholderen. For at forbedre adgangen til cisterna magna anbringes dyrets krop ca. 30° fra bordets overflade og hovedet nedad for at etablere en vinkel på 120° med resten af kroppen og forlænge bagsiden af halsen for at lette adgangen til cisterna magna (figur 1A).
- Tilføj papirhåndklæder under dyret for at støtte sin krop under hele proceduren.
- Sikker anæstesilevering gennem mundstykket og reducer koncentrationen af isofluran til 2,5% og lufttilførsel til 200 ml/min.
- Påfør oftalmologiske salve.
4. Eksponering af Cisterna Magna
- Barber bagsiden af dyrets hals og desinficere området med 70% ethanol og Betadine.
- Brug kirurgisk saks, udføre en midtline snit (ca. 7 mm i længden) starter på niveau med occipital knoglen og udvide det posteriort.
- Forsigtigt adskille overfladiskbindevæv og nakkemuskler trække sidelæns fra midterlinjen med fine spids pincet. Dette vil udsætte duralmembranen overliggende cisterna magna, formet som en omvendt trekant.
- Brug sterile absorptionspyd eller vatpinde til at kontrollere enhver resulterende blødning.
- Placer en lille kirurgisk separator til at opretholde nakkemusklerne trukket til side og muliggøre visualisering af cisterna magna under hele proceduren.
5. Intracisternal Injektion
- For at få adgang til cisterna magna, identificere caudal ende af occipital knoglen og indsætte nålen, der tidligere var bøjet umiddelbart nedenunder.
BEMÆRK: Der vil være et pludseligt fald i modstanden, når duralmembranen punkteres. Men spidsen af nålen vil kun trænge lidt ind under meningeal overfladen, takket være dens hooked form. - Når duraen er perforeret, skal du lade den bøjede spids af nålen trænge ind under duraloverfladen ved forsigtigt at trække sprøjten opad og parallelt med dyrets krop for at "kroge" nålen til kraniet (se figur 1B). Dette vil sikre bedre stabilitet og vil forhindre nålen i at trænge dybere ind og dermed undgå risikoen for at beskadige det underliggende lillehjernen eller medulla.
- Injicer forbindelsen langsomt for at undgå interferens med cerebrospinalvæskens naturlige flow.
BEMÆRK: Afhængigt af formålet med forsøget kan infusionshastigheden variere. Hvis langsom og stabil infusionshastighed er påkrævet (f.eks. ved anvendelse af proceduren til sporing af cerebrospinalvæskebevægelse), kan det være tilrådeligt at anvende et automatiseret mikroinfusionssystem i kombination med sprøjten. - Efter injektionen skal nålen hvile på stedet i 1 minut og forsigtigt fjerne den. Brug fine spids pincet til at støtte tilbagetrækning af nålen fra sin hooked position.
BEMÆRK: Brugen af en tynd nål (f.eks 30 G) fører ikke til væsentlig skade på meningealmembranen og deraf følgende udstrømning af cerebrospinalvæsken. Hvis større nålestørrelser er påkrævet, anbefaler vi at stoppe lækagen af væske ved at trykke på injektionsstedet ved hjælp af en steril bomuldsspids.
6. Afslutning af proceduren og postoperativ pleje
- Fjern separatoren og lad musklerne gå tilbage til deres oprindelige position overliggende duralmembranen.
- Luk huden snit ved hjælp af et par dråber cyanoacrylat klæbemiddel.
BEMÆRK: Alternativt kan du bruge absorberbare suturer (f.eks. 5-0 vicrylsuturer) og lukke hudsnittet med afbrudte sting. - Påfør lokalbedøvelse (f.eks. 100 μL af 5% lidocain) på incisionsstedet.
- Fjern dyret fra holderen og anbring det i et rent bur placeret på en varmepude. Overvåg dyret, indtil det kommer til bevidsthed.
BEMÆRK: Proceduren forventes ikke at forårsage langvarig smerte eller angst hos dyret. Ikke desto mindre bør musen overvåges nøje i de første postoperative dage, og der kan træffes smertelindringsforanstaltninger, når det skønnes nødvendigt, og i overensstemmelse med anbefalingerne fra veterinærenheden på din institution.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Intracisternal injektion af endeoksifen i transgene mus, der udtrykker CreER under Cx30-promotor13, og en inducible fluorescerende reporter giver mulighed for specifik rekombination af leptomeningeale celler uden at mærke den nærliggende Cx30-ekspresningsoverflade og parenkymale astrocytter i cortex (figur 1). For at få adgang til cisterna magna, er det bestøvede dyr placeret med sin krop og hovedet i en vinkel på ca 120°, således at bagsiden af halsen, der skal strækkes (Figur 1A). Den atlanto-occipital del af duralmembranen er derefter udsat gennem stump dissektion af nakkemusklerne, og dermed få adgang til den underliggende cisterna magna. En sikker manuel injektion udføres med en nål bøjet til ca 30 ° ved 3 mm fra spidsen. Dette gør det muligt at holde sprøjten mod kraniets occipitalknogle, hvilket forbedrer stabiliteten under administration (figur 1B). Drage fordel af den fysiologiske bevægelse af cerebrospinalvæsken, endoxifen opløsning er fordelt i hele subarachnoid rummet til effektivt at rekombinere leptomeningeal celler overliggende olfaktoriske pærer, cortex, og cerebellum (Figur 1C). Som det fremgår af figur 1, krydser opløsningen ikke hjerne-meningeal barrieren og kommer ikke i kontakt med astrogliale celler i parenkymaen, i modsætning til systemisk administration gennem oral sonde (2 mg/ml pr. dag, fem på hinanden følgende dage; Figur 1C-E).
Figur 1: Specifik mærkning af leptomeningeale celler ved intracisternal injektion af endoxifen. Panel A og B illustrerer den procedure, der er udviklet til intracisternal administration. For at få adgang til cisterna magna, bagsiden af halsen skal strækkes. Det bestøvede dyr er derfor placeret i en omtrentlig vinkel på 120° mellem kroppen og hovedet, som vippes nedad (A). Den hooked nål gør det muligt at fastgøre sprøjten til kraniet og sikkert gå videre med en manuel administration af opløsningen (B). Panel C viser en sagittal del af hjernen efter intracisternal administration af endoxifen i en transgene mus model transporterer CreER under Cx30 promotor og uudholdelige udtryk for tdTomato fluorescerende reporter. Stjernen (*) markerer injektionsstedet og påviser, at der ikke er tale om operative skader efter proceduren. Endoxifen inducerer selektivt genetisk rekombination og reporter genekspression i celler i meningeal lag overliggende olfaktoriske pære (Ob), cortex (Ctx), og lillehjernen (Cb). Kun et par astrocytter i midthjernen (pilespids) bliver rekombineret efter intracisternal levering af endoxifen. Paneler D-F er forstørrelser af det indkapslede område i C hos dyr, der er blevet behandlet med køretøjsopløsning (D), og som er blevet tilført intracisternal injektion af endoxifen (E) eller behandles systemisk gennem oral sonde (F). Intracisternal administration specifikt etiketter celler af leptomeninges, systemisk levering fører også til rekombination af Cx30-ekstynde astrocytter i hele kortikale lag (L1 til L6). Panel G illustrerer rekombination af leptomeningeale celler (stjerne), identificeret gennem Pdgfra reaktivitet, efter intracisternal injektion. Derimod, overflade (pilespids) og parenkymal (pil) astrocytter udtrykke Gfap forblive umærket. Skalastænger = 1.000 μm (C), 150 μm (D-F) og 40 μm (G). Klik her for at se en større version af dette tal.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Den protokol, der er skitseret her præsenterer en enkel og reproducerbar procedure til mærkning leptomeningeal celler til skæbne kortlægning. Vi bruger intracisternal injektion af endoxifen, en aktiv metabolit af Tamoxifen, at fremkalde udtryk for tdTomato fluorescerende reporter i Cx30-CreER; R26R-tdTomato mus12,13.
Sammenlignet med andre protokoller, der anvendes til at få adgang til cerebrospinalvæsken gennem cisterna magna9, vores tilgang sikrer en sikker manuel administration takket være brugen af en bøjet nål, der kan stabiliseres til occipital knoglen i kraniet. Når duralmembranen af cisterna magna er perforeret, er der et pludseligt fald i modstanden. På dette tidspunkt anbefaler andre protokoller at sænke nålen til maksimalt 1-2 mm fra duraloverfladen og manuelt holde den i en stabil position under hele proceduren9. I modsætning til en lige nål, er den hooked nål fastgjort til kraniet og kan ikke trænge dybere ind i vævet, hvilket eliminerer risikoen for at beskadige den underliggende lillehjernen eller medulla. Vores hooked system giver mulighed for en sikrere administration af opløsning, især når du bruger en langsom infusionshastighed.
Den procedure, der er skitseret her, forventes ikke at forårsage langvarig ubehag for det opererede dyr. Der skal dog udvises forsigtighed ved administration af store mængder opløsning. En hurtig fremføringshastighed kan føre til ændringer i det intrakranielle tryk og udviklingen af neurologiske symptomer hos musen. Vi foreslår, at der injiceres volumener på op til 5-10 μL for at undgå denne risiko eller samle sprøjten på en mikromanipulator, der har kontrol over leveringshastigheden. Dette er især vigtigt, når man tilpasser denne procedure til studiet af cerebrospinalvæsken bevægelse. Det anbefales at undgå manuel injektion og bruge en langsom infusionshastighed (f.eks. 1 μL/min. ) for at forhindre overdreven perturbance af den fysiologiske strøm. Desuden er denne protokol designet til at udføre en enkelt intracisternal injektion, som effektivt etiketter leptomeningeal celler. Vi anbefaler at overveje etiske specifikationer, samt dyrets evne til at modstå flere kirurgiske procedurer, hvis undersøgelsen kræver gentagen administration af forbindelser.
Ud over endoxifen administration, den teknik, der er skitseret her kan kombineres med levering af vira transporterer reporter gener under en leptomeningeal celle-specifik promotor. Desuden kan det nuværende leveringssystem anvendes til akut sporing af cerebrospinalvæskeflowet10. Til dette formål kan fluorescerende sporstoffer som Cell Tracker (ca. 700 Da) eller Dextran Fluorescin (ca. 3000 Da) leveres gennem cisterna magna, og sprøjten kan monteres på en mikromanipulator for at muliggøre kontrol over infusionshastigheden af forbindelsen. Dette kan være vigtigt for at undgå overdreven forstyrrelse af den naturlige cerebrospinalvæske bevægelse i sporing eksperimenter.
Leptomeningeal celler udtrykke claudin-11 og andre proteiner forbundet med stramme vejkryds, som bidrager til etableringen af en blod-cerebrospinalvæske barriere i suarachnoid rummet og til den hjemostatiske kontrol af væske og næringsstoffer omsætning3. Den tilgang, der er skitseret her, kan kombineres med betinget ablation af gener, der er involveret i den junctionale kontrol af barrieren for at sonde deres formodede rolle i at opretholde strengt reguleret cerebrospinalvæske sammensætning. Derudover celler fra leptomeninges spiller en rolle i udviklingen, hvor de giver ydre signaler, der bidrager til dannelsen af kortikale neuroner5 og dannelsen af ktojoske forbindelser4. Vores metode kan også tilpasses for at få yderligere indsigt i leptomeninges rolle i korrekt kortikal udvikling og aksonal patfinding. Endelig har bakterier som Neisseria meningitidis vist sig at binde sig til humane leptomeningeal celler14, og dyremodeller for sygdommen er blevet udviklet til at studere bakteriel invasion og deraf følgende neurologiske skader15,16, selv om overflade ligander ansvarlig for infektionen er endnu ikke fuldt fastlagt. Selektiv rekombination af leptomeningeale celler opnået med vores teknik kunne hjælpe identifikation af vedhæftningssteder, der anvendes af bakterier til at inficere subaraknoid rummet. Bemærk, at den forelagte protokol kan kræve ændringer for at tage højde for yderligere etiske og sikkerhedsmæssige krav, der er nødvendige for at udføre procedurer, der medfører bakterielle infektioner.
Afslutningsvis repræsenterer den beskrevne intracisternale injektion en enkel og veltolereret kirurgisk tilgang, der giver mulighed for at undersøge en bred vifte af leptomeningeale og cerebrospinalvæskefunktioner, når de kombineres med genredigeringsmetoder eller infusion af mærkede molekyler.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne erklærer ingen konkurrerende interesser.
Acknowledgments
Denne undersøgelse blev støttet af tilskud fra Det Svenske Forskningsråd, Det Svenske Kræftselskab, Den Svenske Fond for Strategisk Forskning, Knut och Alice Wallenbergs Stiftelse og det strategiske forskningsprogram i stamceller og regenerativ medicin ved Karolinska Institutet (StratRegen).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anesthesia unit | Univentor 410 | 8323102 | Complete of vaporizer, chamber, and tubing that connects to chamber and mouse head holder |
| Anesthesia (Isoflurane) | Baxter Medical AB | 000890 | |
| Betadine | Sigma-Aldrich | PVP1 | |
| Carprofen | Orion Pharma AB | 014920 | Commercial name Rymadil |
| Cyanoacrylate glue | Carl Roth | 0258.1 | Use silk 5-0 sutures, in alternative |
| Medbond Tissue Glue | Stoelting | 50479 | |
| DMSO | Sigma-Aldrich | D2650 | |
| Endoxifen | Sigma-Aldrich | E8284 | |
| Ethanol 70% | Histolab | 01370 | |
| Hamilton syringe (30 G beveled needle) | Hamilton | 80300 | |
| Lidocaine | Aspen Nordic | 520455 | |
| Mouse head holder | Narishige International | SGM-4 | With mouth piece for inhalational anhestetics. Alternatively, use a stereotactic frame |
| Scissors | Fine Science Tools | 15009-08 | |
| Shaver | Aesculap | GT420 | |
| Sterile absorption spears | Fine Science Tools | 18105-01 | Sterile cotton swabs are also a good option |
| Surgical separator | World Precision Instrument | 501897 | |
| Tweezers | Dumont | 11251-35 | |
| Viscotears | Bausch&Lomb Nordic AB | 541760 |
References
- Vanlandewijck, M., et al. A molecular atlas of cell types and zonation in the brain vasculature. Nature. 554 (7693), 475-480 (2018).
- Whish, S., et al. The inner CSF-brain barrier: developmentally controlled access to the brain via intercellular junctions. Frontiers in Neuroscience. 9, 16 (2015).
- Weller, R. O., Sharp, M. M., Christodoulides, M., Carare, R. O., Mollgard, K. The meninges as barriers and facilitators for the movement of fluid, cells and pathogens related to the rodent and human CNS. Acta Neuropathologica. 135 (3), 363-385 (2018).
- Choe, Y., Siegenthaler, J. A., Pleasure, S. J. A cascade of morphogenic signaling initiated by the meninges controls corpus callosum formation. Neuron. 73 (4), 698-712 (2012).
- Siegenthaler, J. A., et al. Retinoic acid from the meninges regulates cortical neuron generation. Cell. 139 (3), 597-609 (2009).
- Bifari, F., et al. Neurogenic Radial Glia-like Cells in Meninges Migrate and Differentiate into Functionally Integrated Neurons in the Neonatal Cortex. Cell Stem Cell. 20 (3), 360-373 (2017).
- De Bock, M., et al. A new angle on blood-CNS interfaces: a role for connexins? FEBS Letters. 588 (8), 1259-1270 (2014).
- Ramos, M., et al. Cisterna Magna Injection in Rats to Study Glymphatic Function. Methods in Molecular Biology. 1938, 97-104 (2019).
- Xavier, A. L. R., et al. Cannula Implantation into the Cisterna Magna of Rodents. Journal of Visualized Experiments. (135), (2018).
- Iliff, J. J., et al. A paravascular pathway facilitates CSF flow through the brain parenchyma and the clearance of interstitial solutes, including amyloid beta. Science Translational Medicine. 4 (147), (2012).
- Coureuil, M., Lecuyer, H., Bourdoulous, S., Nassif, X. A journey into the brain: insight into how bacterial pathogens cross blood-brain barriers. Nature Reviews Microbiology. 15 (3), 149-159 (2017).
- Madisen, L., et al. Transgenic mice for intersectional targeting of neural sensors and effectors with high specificity and performance. Neuron. 85 (5), 942-958 (2015).
- Slezak, M., et al. Transgenic mice for conditional gene manipulation in astroglial cells. Glia. 55 (15), 1565-1576 (2007).
- Hardy, S. J., Christodoulides, M., Weller, R. O., Heckels, J. E. Interactions of Neisseria meningitidis with cells of the human meninges. Molecular Microbiology. 36 (4), 817-829 (2000).
- Colicchio, R., et al. The meningococcal ABC-Type L-glutamate transporter GltT is necessary for the development of experimental meningitis in mice. Infection and Immunity. 77 (9), 3578-3587 (2009).
- Ricci, S., et al. Inhibition of matrix metalloproteinases attenuates brain damage in experimental meningococcal meningitis. BMC Infectious Diseases. 14, 726 (2014).
