Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Neuroscience

Induksjon av diffus axonal hjerneskade hos rotter basert på rotasjonsakselerasjon

doi: 10.3791/61198 Published: May 9, 2020
* These authors contributed equally

Summary

Denne protokollen validerer en pålitelig, lett-å-utføre og reproduserbar gnagermodell av hjernediffus aksonal skade (DAI) som induserer utbredt hvit materieskade uten kraniebrudd eller kontusjoner.

Abstract

Traumatisk hjerneskade (TBI) er en viktig årsak til død og funksjonshemning. Diffus aksonal skade (DAI) er den dominerende skademekanismen hos en stor andel TBI-pasienter som krever sykehusinnleggelse. DAI innebærer omfattende aksonalskade fra risting, rotasjon eller blastskade, noe som fører til rask aksonal strekkskade og sekundære aksonale endringer som er forbundet med en langvarig innvirkning på funksjonell gjenoppretting. Historisk har eksperimentelle modeller av DAI uten fokalskade vært vanskelig å designe. Her validerer vi en enkel, reproduserbar og pålitelig gnagermodell av DAI som forårsaker omfattende hvit materieskade uten kraniebrudd eller kontusjoner.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Traumatisk hjerneskade (TBI) er en viktig årsak til død og funksjonshemning i USA. TBIer bidrar til ca 30% av alle skaderelaterte dødsfall1,2. De viktigste årsakene til TBI varierer blant aldersgrupper og inkluderer fall, høyhastighetskollisjoner under sport, forsettlig selvskading, motorvognkrasj og angrep1,2,3.

Hjernediffus aksonal skade (DAI) er en bestemt type TBI indusert av rotasjonsakselerasjon, risting eller blast skade av hjernen som følge av ubegrenset hodebevegelse i umiddelbar tid etter skade4,5,6,7,8. DAI innebærer omfattende aksonal skade som fører til langvarig nevrologisk svekkelse som er forbundet med dårlig resultat, tyngende helsekostnader og en 33-64% dødelighet1,2,4,5,9,10,11. Til tross for betydelig nyere forskning på patogenesen av DAI, har det ikke vært en konsensus om beste behandlingstilbud11,12,13,14.

I løpet av de siste tiårene har mange eksperimentelle modeller forsøkt å nøyaktig gjenskape ulike aspekter ved DAI11,12,15,16. Disse modellene har imidlertid begrensninger gitt den unike presentasjonen av DAI sammenlignet med andre fokusskader. Disse tidligere modellene forårsaker ikke bare aksonalskade i hvite substansregioner, men resulterer også i fokale hjerneskader. Klinisk er DAI ledsaget av mikroblødninger, noe som kan utgjøre en viktig årsak til skade på hvit substans.

Bare to dyremodeller har vist seg å gjenskape de viktigste kliniske egenskapene til DAI. Gennarelli og kolleger produserte den første laterale hoderotasjonsenheten i 1982, ved hjelp av rotasjonsakselerasjon for ikke-støt for å indusere koma med DAI i en ikke-menneskelig primatmodell15. Denne primatmodellen brukte kontrollert enkeltrotasjon for akselerasjon og retardasjon for å fortrenge hodet gjennom 60° innen 10-20 ms. Denne teknikken var i stand til å etterligne nedsatt bevissthet og utbredt aksonal skade som lignet effekten av alvorlig TBI observert i menneskelige hjerner. Men primat modeller er svært dyrt4,11,16. Basert delvis på den forrige modellen, ble en grismodell av rotasjonsakselerasjon hjerneskade designet i 1994 (Ross et al.) med lignende resultater14.

Disse to dyremodellene, selv om de produserte forskjellige presentasjoner av typisk patologi, har lagt sterkt til begrepene DAI patogenese. Rask hoderotasjon er generelt akseptert som den beste metoden for å indusere DAI, og gnagere gir en billigere modell for de raske hoderotasjonsstudiene11,16. Her validerer vi en enkel, reproduserbar og pålitelig gnagermodell av DAI som forårsaker omfattende skade på hvit materie uten kraniebrudd eller kontusjoner. Denne nåværende modellen vil muliggjøre bedre forståelse av patofysiologien til DAI og utvikling av mer effektive behandlinger.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Forsøkene ble utført etter anbefalingene fra Helsingfors- og Tokyo-erklæringene og retningslinjene for bruk av eksperimentelle dyr i Det europeiske fellesskap. Eksperimentene ble godkjent av Animal Care Committee of Ben-Gurion University of the Negev.

1. Klargjøre rotter for eksperimentell prosedyre

MERK: Velg voksne sprague-Dawley rotter som veier 300-350 g.

  1. Få godkjenning for å utføre disse eksperimentene fra Institutional Animal Care and Use Committee.
  2. Vedlikehold rotter ved en romtemperatur på 22 ± 1 °C, med 12 timers lys og 12 timers mørke sykluser. Gi rotte chow og vann ad libitum.
  3. Utfør alle eksperimenter mellom 06:00 og 12:00
  4. Bruk et kontinuerlig administreringssystem for isofluran til å indusere anestesi. Pass på at fordampersystemet er fylt med isofluran.
    1. Bedøve rotter med 2% isofluran.
    2. Bekreft at rotten er fullstendig bedøvet ved å observere mangel på bevegelse eller pedalrefleks som svar på en ekstern stimuli.

2. Induksjon av diffus aksonal skade

MERK: Enheten består av følgende komponenter: 1) gjennomsiktig plastsylinder, 2) jernvekt (1308 g), 3) rotasjonsmekanisme bestående av et sylindrisk rør, to lagre som aksen roterer og en hodefiksering (for ørepinner); 4) horisontal plattform som er faste to lagre.

  1. Plasser enheten på et tungt, stabilt laboratoriebord.
  2. Fest vekten til en streng som er forhøyet til en høyde på 120 cm.
  3. La den fritt fallende vekten treffe bolten, aktivere rotasjonsmekanismen. Ved hjelp av sidehodet rotasjonenhet, gnagerens hode er slått raskt fra 0 til 90°.
  4. Etter induksjon av diffus aksonal hjerneskade, overfør rotten til et gjenopprettingsrom.

3. Måling av rotasjonskinematikk/biomekaniske parametere.

  1. Mål roterende kinematikk/biomekaniske parametere som følger:
    Equation 1
    Equation 2
    Equation 3
    hvor Fo - kraft påført dyrehodet (kg); M – øyeblikk av makt; K – kinetisk energi; m – masse av den fallende vekten; g - gravitasjonsakselerasjon; h – høyde (cm); D – avstand mellom ørepinnene (cm).
    MERK: For å beregne kraften som brukes på dyrets hode (Fo),er det nødvendig å kjenne massen av den fallende vekten, høyden som vekten faller, og avstanden mellom ørepinnene. De andre parametrene forblir uendret.

4. Evaluering av nevrologisk alvorlighetsgrad score etter 48 timer

MERK: Nevrologiske underskudd ble vurdert og gradert ved hjelp av en nevrologisk alvorlighetsgrad score, som tidligere beskrevet17,18,19. Endringer i motorisk funksjon og atferd vurderes av et punktsystem slik at en maksimal score på 24 representerer alvorlig nevrologisk dysfunksjon. En score på 0 indikerer intakt nevrologisk status. Følgende atferdsfunksjoner vurderes.

  1. Vurder rottens manglende evne til å gå ut av en sirkel (50 cm i diameter) når den er igjen i midten. Utfør dette i tre individuelle økter som varer 30 min, 60 min og mer enn 60 min.
  2. Test rotten for tap av rettingrefleks i tre økter som varer 20 min, 40 min og over 60 min.
  3. Utfør testen for hemiplegi, rottens manglende evne til å motstå tvungen endringer i posisjon.
  4. Løft rotten med halen for å teste bøyningen av bakbenet.
  5. Plasser rotten på gulvet for å teste evnen til å gå rett.
  6. Test for tre separate reflekser: pinnarefleksen, hornhinnenrefleksen og startrefleksen.
  7. Vurder rotten med en klinisk karakter basert på tap av søkeratferd og utmattelse.
  8. Test lemreflekser for plassering. Utfør testen på venstre og høyre forben, og deretter venstre og høyre bakben.
  9. Utfør en funksjonell test via strålebalanseringsoppgaven. Strålen skal måle 1,5 cm bred. Kjør testen for økter på 20 s, 40 s og mer enn 60 s.
  10. Utfør strålegangtest på rotten med bjelker på tre forskjellige bredder: 8,5 cm bred, 5 cm bred og 2,5 cm bred.

5. Hjernesamling for histologisk undersøkelse etter 48 timer

  1. Ved 48 timer etter skade, euthanize rotter ved å erstatte deres inspirerte gassblanding med 20% O2/80% CO2. Sørg for at CO2 leveres i en forhåndsbestemt hastighet i henhold til retningslinjene for institusjonell dyrepleie og brukskomité.
    1. Sikre dødsbekreftelse i samsvar med retningslinjene for institusjonell dyrepleie og brukskomité.
  2. Transcardiacally perfuse rotte med 0,9% heparinisert saltvann ved temperatur 4 °C, etterfulgt av 500 ml av 4% paraformaldehyd i 0,1 M fosfat buffer saltvann (pH 7.4).
  3. Etter perfusjon, utføre halshugging med en giljotin.
  4. Utfør hjernesamling ved å fjerne calvarias med beinskjærende tang for å unngå å skade hjernevev.
  5. Fjern hjernen umiddelbart og fest i en 4% bufret formaldehydløsning i 48 timer ved 4 °C.
  6. Blokker hjernen i 5 mm koronale seksjoner fra olfaktorisk pære ansikt til visuell cortex og bisect cerebellums og hjernestammer.
  7. Etter parafininnebygging, kutt koronale og sagittale seksjoner (5 μm) vekk fra thalamus ved mikrotomsnitt.

6. Immunkjemisk farging og undersøkelse

  1. Plasser skivene forsiktig på glasssklier med en myk børste, 1 skive per lysbilde.
  2. Produser immunkjemisk farging av βAPP.
    1. Deparaffiniserskiver med xylen (3 ganger i 5 min hver) og rehydrere med gradvis reduserte konsentrasjoner av etanol ved romtemperatur: 3 min i 100% etanol to ganger, 3 min i 95% etanol to ganger, 3 min i 90% etanol, 3 min i 70% etanol og 3 min i DDW.
    2. Behandle deparaffiniserte og rehydrerte hjerneseksjoner med 3 % H2O2 i 15 min ved romtemperatur for å blokkere endogen peroksidaseaktivitet.
    3. Inkuber seksjoner med 0,01 M natriumsitrat (pH 6.0) ved 98 °C i 5 min for antigenhenting.
    4. Hold lysbildene i bufferen i 20 minutter ved romtemperatur for å avkjøles.
    5. Vask seksjoner med fosfatbufret saltvannsløsning (PBS) to ganger i 5 min.
    6. Blokker seksjonene med 2,5% normalt hesteserum i 1 time ved romtemperatur og inkuber over natten ved 4 °C i primærkaninanti-APP (1:4000) fortynnet i det blokkerende serumet.
    7. Etter inkubasjon i primær antistoff, vask seksjoner i PBS ved romtemperatur.
    8. Inkuber seksjoner i riktig fortynnet biotinylated sekundærantistoff i 15 min og vask med PBS i 3 min to ganger ved romtemperatur.
    9. Inkuber i streptavidin-peroxidase i 15 min og vask igjen i PBS i 3 min to ganger ved romtemperatur.
    10. Inkuber seksjoner med bufret substratløsning (pH 7.5) som inneholder hydrogenperoksid og 3,3-diaminobenzidin kromogen løsning og beskytte mot lys til fargen er utviklet.
    11. Inkuber lysbildene med DDW ved romtemperatur i 5 min for å stoppe reaksjonen.
    12. Counterstain seksjoner med Hematoxylin i 3 min ved romtemperatur og vask i 5 min med rennende vann fra springen.
    13. Dehydrere lysbildene med gradvis økende konsentrasjoner av etanol ved romtemperatur: 2 min i DDW, 2 min i 70% etanol, 2 min i 90% etanol, 2 min i etanol 95%, 2 min i 100% etanol, og 3 min i xylen tre ganger.
    14. Tørk og monter med monteringsmedium.
  3. Undersøk skivene under mikroskopforstørrelse på 200x med et objektivt objektivobjektiv på 20 mm ved hjelp av et mikroskop.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Tabell 1 illustrerer protokolltidslinjen. Dødeligheten i denne modellen av DAI var 0%. En Mann-Whitney-test indikerte at nevrologisk underskudd var signifikant større for de 15 DAI-rottene sammenlignet med de 15 sham-rottene ved 48 timer etter intervensjon (Mdn = 1 vs. 0), U = 22,5, p < 0,001, r = 0,78 (se tabell 2). Dataene måles i tellinger og presenteres som median og 25–75 persentilområde.

Representative fotomikrografer av thalamic deler av hjernevev er vist i figur 1. Fotomikrografer viste aksonal og nevronal βAPP immunreaktiviteter etter isolert DAI hos rotter 48 timer etter skade sammenlignet med kontrollgruppen (67,46 ± 30 vs. 0 ± 0), U = 0, p < 1.1E-06, r = 0,92. Dataene måles som teller og presenteres som gjennomsnittlig ± SD.

Grupper Tid Prosedyrer
DAI (15 rotter) 0 t. Induksjon diffus axonal skade
Sham (15 rotter) 48 timer Nevrologisk alvorlighetsgrad Vurdering,
DAI (15 rotter) Immunkjemisk farging av BAPP.

Tabell 1: Demonstrasjon av protokolltidslinjen. De ulike gruppene av rotter til forskjellige tider er vist: DAI = Diffus aksonal hjerneskade i begynnelsen av eksperimentet; Ved 48 timer ble en nevrologisk alvorlighetsgrad bestemt og immunokjemisk farging av βAPP ble utført i begge gruppene.

NSS-verdier for de ulike gruppene ved 48 timer
Dyr Gruppe N NSS 48 timer etter DAI
Humbug 15 0 (0-0)
Dai 15 1 (1-1)*

Tabell 2: Nevrologisk alvorlighetsgrad. Nevrologisk underskudd 48 timer etter DAI for 2 studiegrupper. En Mann-Whitney-test indikerte at nevrologisk underskudd var signifikant større for de 15 DAI-rottene sammenlignet med de 15 sham-rottene ved 48 timer etter intervensjon (Mdn = 1 vs. 0), U = 22,5, p < 0,001, r = 0,78. Dataene måles i tellinger og presenteres som median og 25–75 persentilområde.

Figure 1
Figur 1: Immunkjemisk undersøkelse. Representative fotomikrografer av thalamiske deler av hjernevevet avslørte aksonale og nevronale immunreaktiviteter etter isolerte DAI hos rotter (B) 48 timer etter skade sammenlignet med kontrollgruppen (A). βAPP immunreaktivitet ble påvist i regionen av interesse i alle 15 DAI rotter, og ikke i det hele tatt i noen av de sham-opererte rotter. Mann-Whitney-testen indikerte at antall βAPP-positive aksoner var signifikant større for 15 DAI-rotter enn for sham-skadde dyr ved 48h etter DAI (67,46 ± 30 vs. 0 ± 0), U = 0, p < 1.1E-06, r = 0,92. Bilder er på den opprinnelige forstørrelsen * 200. Dataene måles som teller og presenteres som gjennomsnitt ± SD. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Denne protokollen beskriver en gnagermodell av DAI. I DAI forårsaker rotasjonsakselerasjon på hjernen en skjæreffekt som utløser aksonale og biokjemiske endringer som fører til tap av aksonal funksjon i en progressiv prosess. Sekundære aksonale endringer produseres av en rask aksonal strekkskade og er variabel i deres grad og alvorlighetsgrad4,5,10. Innen timer til dager etter den primære skaden, vil biokjemiske endringer føre til tap av aksonal funksjon4,5,10. Etter skaden endres permeabiliteten til aksonen membran, slik at en massiv kalsiumtilstrømning. Inntaket av kalsium fører til at mitokondriene svulmer og bryter, frigjør caspaser og utløser caspase mediert progressiv celledød4,5,10,11,20. Sekundær aksonal skade kan finnes i form av aksonal pærer på sprukket ende eller i form av varicosities langs lengden av akson4,,21,22. Tap av nerveimpulsovergang uttrykkes ved aggregering av β-amyloid forløperproteinet (βAPP), et enkelt transmembranprotein tilstede i de fleste celler og vev4,23,24,25,26. Immunohistokjemisk analyse av βAPP akkumulering er for tiden gullstandard klinisk og eksperimentell teknikk for vurdering av DAI4,9,10,20,27. Studier har rapportert βAPP immunreaktivitet starter ca 2 timer etter skade, men det er bevis for at pågående endringer fortsetter i ett eller flere år etter skade23,28,29. De mest sårbare områdene er hjernestammen, parasagittal hvit materie av hjernebarken, og corpus callosum11.

Vanlige in vivo dyremodeller av DAI er lateral væskeperkusjonsmodell30,31, slagakselerasjonsskaden32,33 og den kontrollerte kortikale slagmodell34,35,36. Disse modellene gir noen nyttige resultater, men med betydelige begrensninger.

Væskeperkusjonsmodeller i dyremodeller induserer hjerneskade ved å injisere varierende mengder saltvann i lukket kranialhulrom på midtlinjen, spesielt hos katt- og kaninmodeller, eller senere i gnagermodeller30,31. Alvorlighetsgraden av skader kan varieres fra mild til alvorlig ved å justere væsketrykket. Selv om denne modellen er pålitelig og reproduserbar, er det ikke en ideell modell av menneskelig DAI, fordi perkusjonsskade produserer kontusjon og / eller subaraknoid blødning og typen primær innvirkning er forskjellig fra virkelige skader37,38. Videre gjør effekten av hjernegeometri og intrakraniell struktur på retning, forskyvning og hastighet det svært vanskelig å utføre en presis biomekanisk analyse av skaden39.

Slagakselerasjonsskademodellen32,33 bruker segmenterte messingvekter fritt fallende fra en spesifisert høyde gjennom et Plexiglas-føringsrør på en metallisk hjelm festet av tannakryl til skallen topdyr av rotten. Denne modellen er billig, lett å utføre, og kan produsere gradert DAI, men det er også en mulighet for kontusjoner og kraniebrudd, noe som går på bekostning av reproduserbarheten til modellen. I tillegg innebærer den induserte skaden et uforholdsmessig mindre volum av hjernen enn hos mennesker39.

Modellen av kontrollert kortikal innvirkning benytter en pneumatisk eller elektromagnetisk slagenhet for å drive en stiv impactor på den eksponerte, hele dura gjennom en ensidig kraniotomi, noe som fører til deformasjon av den underliggende cortex16,17. Lufttrykk er ansvarlig for slaghastigheten, og dybden av kortikal deformasjon reguleres ved vertikal justering av tverrliggeren der sylinderen er festet. Som væskeperkusjonsmodellen forårsaker det hovedsakelig fokusskade.

Når det gjelder disse ulempene, har en ny modifisert gnagermodell blitt utviklet med åpning av dura mater over den kontralaterale halvkule for å produsere mer utbredt aksonal skade40. De fleste tidligere modeller krever imidlertid kraniotomi, og resultatene av aksinell patogenese kan påvirkes av kontusjon og blødning som vanligvis vises i tidligere modeller. Videre er mekanismen for skade i disse modellene forskjellig fra den menneskelige DAI forårsaket av akselerasjon-retardasjonbevegelser i hjernen.

Det er flere trinn i protokollen som er kritisk og fortjener nøye vurdering. Man bør vurdere at hodet på rotten skal festes godt til ørepinnene, eller rotten kan falle fra enheten. Når de faller, kan andre krefter spille en rolle som vil påvirke nøyaktigheten av eventuelle beregninger. Jernvekten må også være den spesifikke vekten og falt i den spesifikke høyden som er angitt i denne protokollen. Disse målingene er bestemt empirisk og er obligatoriske forhold for reproduksjon av modellen. Installasjonen av plastsylinderen skal være i en vinkel på 90° i forhold til rotasjonsmekanismen, nemlig bolten. Dette er fordi det er treffet på bolten som driver rotasjonsmekanismen. Ellers innføres friksjonen av jernvekten i forhold til plastsylinderen, noe som vil føre til en reduksjon i kraften som påføres rottens hode.

Det er noen begrensninger for denne modellen. Utviklingen av DAI hos mennesker er hovedsakelig sekundær til en innvirkning fra et annet objekt. I dette tilfellet beveger personen seg mot objektet, objektet beveger seg mot personen, eller de beveger seg begge mot hverandre. I en slik kollisjon utvikler en pasient en kombinert hodeskade, hvor diffus aksonal skade bare er en del av TBI. Her er den anvendte rotasjonsakselerasjonen den viktigste mekanismen som fører til utvikling av DAI uten andre elementer av hodeskade.

Modellen foreslått her ser ut til å lindre komplikasjoner av kraniefrakturer og kontusjoner som forårsaket utbredt hvit materieskade uten begrenset ekstra skade. I likhet med andre nyere gnagermodeller, er denne modellen effektiv og gir en lav (0%) Dødelighet. Det er en reproduserbar og rimelig teknikk som kan tjene som en verdifull ressurs for bedre å forstå patofysiologien til DAI for å utvikle mer effektive behandlinger.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har ingenting å avsløre.

Acknowledgments

Forfatterne anerkjenner takknemlig Dr. Nathan Kleeorin (Institutt for maskinteknikk, Ben-Gurion University of the Negev) for hans hjelp med de biomekaniske målingene. Også, vi takker professor Olena Severynovska, Maryna Kuscheriava, Maksym Kryvonosov, Daryna Yakumenko og Evgenia Goncharyk av Institutt for fysiologi, Fakultet for biologi, økologi og medisin, Oles Honchar Dnipro University, Dnipro, Ukraina for hennes støtte og nyttige bidrag til våre diskusjoner.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
0.01 M sodium citrate SIGMA - ALDRICH
2.5% normal horse serum SIGMA - ALDRICH H0146 Liquid
4 % buffered formaldehyde solution
Anti-Amyloid Precursor Protein, C - terminal antibodyproduced in rabbit SIGMA - ALDRICH Lot 056M4867V
biotinylated secondary antibody Vector BA-1000-1.5 10 mM sodium phosphate, pH 7.8, 0.15 M NaCl, 0.08% sodium azide, 3 mg/ml bovine serum albumin
bone-cutting forceps
DAB Peroxidase (HRP) Substrate Kit (with Nickel), 3,3’-diaminobenzidine vector laboratory
embedding cassettes
ethanol 99.9 % ROMICAL Flammable Liquid
guillotine
Hematoxylin SIGMA - ALDRICH H3136-25G
Hydrogen peroxide solution Millipore 88597-100ML-F
Isofluran, USP 100% Piramamal Critical Care, Inc
Olympus BX 40 microscope Olympus
paraffine paraplast plus leica biosystem Tissue embedding medium
phosphate-buffered saline (PBS) SIGMA - ALDRICH P5368-10PAK Contents of one pouch, when dissolved in one liter of distilled or deionized water, will yield 0.01 M phosphate buffered saline (NaCl 0.138 M; KCl - 0.0027 M); pH 7.4, at 25 °C.
Streptavidin HRP ABCAM ab64269 Streptavidin-HRP for use with biotinylated secondary antibodies during IHC / immunohistochemistry.
xylene

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Faul, M., Wald, M. M., Xu, L., Coronado, V. G. Traumatic brain injury in the United States; emergency department visits, hospitalizations, and deaths, 2002-2006. US Government. (2010).
  2. Taylor, C. A., Bell, J. M., Breiding, M. J., Xu, L. Traumatic Brain Injury-Related Emergency Department Visits, Hospitalizations, and Deaths - United States, 2007 and 2013. MMWR Surveillance Summaries. 66, 1-16 (2017).
  3. Peterson, A. B., Xu, L., Daugherty, J., Breiding, M. J. Surveillance report of traumatic brain injury-related emergency department visits, hospitalizations, and deaths, United States, 2014. US Government. (2014).
  4. Su, E., Bell, M. Diffuse axonal injury. Translational Research in Traumatic Brain Injury. 57, 41 (2016).
  5. Hammoud, D. A., Wasserman, B. A. Diffuse axonal injuries: pathophysiology and imaging. Neuroimaging Clinics. 12, 205-216 (2002).
  6. Adams, J. H., Graham, D. I., Gennarelli, T. A., Maxwell, W. L. Diffuse axonal injury in non-missile head injury. Journal of Neurology, Neurosurgery, and Psychiatry. 54, 481-483 (1991).
  7. Slazinski, T., Johnson, M. C. Severe diffuse axonal injury in adults and children. Journal of Neuroscience Nursing. 26, 151-154 (1994).
  8. Gentleman, S. M., et al. Axonal injury: a universal consequence of fatal closed head injury. Acta Neuropathologica. 89, 537-543 (1995).
  9. Marehbian, J., Muehlschlegel, S., Edlow, B. L., Hinson, H. E., Hwang, D. Y. Medical Management of the Severe Traumatic Brain Injury Patient. Neurocritical Care. 27, 430-446 (2017).
  10. Adams, J. H., et al. Diffuse axonal injury in head injury: definition, diagnosis and grading. Histopathology. 15, 49-59 (1989).
  11. Xiao-Sheng, H., Sheng-Yu, Y., Xiang, Z., Zhou, F., Jian-ning, Z. Diffuse axonal injury due to lateral head rotation in a rat model. Journal of Neurosurgery. 93, 626-633 (2000).
  12. Ross, D. T., Meaney, D. F., Sabol, M. K., Smith, D. H., Gennarelli, T. A. Distribution of forebrain diffuse axonal injury following inertial closed head injury in miniature swine. Experimental Neurology. 126, 291-299 (1994).
  13. Bullock, R. Opportunities for neuroprotective drugs in clinical management of head injury. Journal of Emergency Medicine. 11, Suppl 1 23-30 (1993).
  14. Gennarelli, T. A. Mechanisms of brain injury. Journal of Emergency Medicine. 11, Suppl 1 5-11 (1993).
  15. Gennarelli, T. A., et al. Diffuse axonal injury and traumatic coma in the primate. Annals of Neurology. 12, 564-574 (1982).
  16. Xiaoshengi, H., Guitao, Y., Xiang, Z., Zhou, F. A morphological study of diffuse axonal injury in a rat model by lateral head rotation trauma. Acta Neurologica Belgica. 110, 49-56 (2010).
  17. Zlotnik, A., et al. beta2 adrenergic-mediated reduction of blood glutamate levels and improved neurological outcome after traumatic brain injury in rats. Journal of Neurosurgical Anesthesiology. 24, 30-38 (2012).
  18. Boyko, M., et al. An Alternative Model of Laser-Induced Stroke in the Motor Cortex of Rats. Biological Procedures Online. 21, 9 (2019).
  19. Boyko, M., et al. The neuro-behavioral profile in rats after subarachnoid hemorrhage. Brain Research. 1491, 109-116 (2013).
  20. Ma, J., Zhang, K., Wang, Z., Chen, G. Progress of Research on Diffuse Axonal Injury after Traumatic Brain Injury. Neural Plasticity. 2016, 9746313 (2016).
  21. Medana, I. M., Esiri, M. M. Axonal damage: a key predictor of outcome in human CNS diseases. Brain. 126, 515-530 (2003).
  22. Tang-Schomer, M. D., Johnson, V. E., Baas, P. W., Stewart, W., Smith, D. H. Partial interruption of axonal transport due to microtubule breakage accounts for the formation of periodic varicosities after traumatic axonal injury. Experimental Neurology. 233, 364-372 (2012).
  23. Johnson, V. E., Stewart, W., Smith, D. H. Traumatic brain injury and amyloid-beta pathology: a link to Alzheimer's disease. Nature Reviews Neuroscience. 11, 361-370 (2010).
  24. Sherriff, F. E., Bridges, L. R., Sivaloganathan, S. Early detection of axonal injury after human head trauma using immunocytochemistry for beta-amyloid precursor protein. Acta Neuropathologica. 87, 55-62 (1994).
  25. Reichard, R. R., White, C. L., Hladik, C. L., Dolinak, D. Beta-amyloid precursor protein staining of nonaccidental central nervous system injury in pediatric autopsies. Journal of Neurotrauma. 20, 347-355 (2003).
  26. Gentleman, S. M., Nash, M. J., Sweeting, C. J., Graham, D. I., Roberts, G. W. Beta-amyloid precursor protein (beta APP) as a marker for axonal injury after head injury. Neuroscience Letters. 160, 139-144 (1993).
  27. Smith, D. H., Hicks, R., Povlishock, J. T. Therapy development for diffuse axonal injury. Journal of Neurotrauma. 30, 307-323 (2013).
  28. McKenzie, K. J., et al. Is beta-APP a marker of axonal damage in short-surviving head injury. Acta Neuropathologica. 92, 608-613 (1996).
  29. Wilkinson, A., Bridges, L., Sivaloganathan, S. Correlation of survival time with size of axonal swellings in diffuse axonal injury. Acta Neuropathologicaogica. 98, 197-202 (1999).
  30. Thompson, H. J., et al. Lateral fluid percussion brain injury: a 15-year review and evaluation. Journal of Neurotrauma. 22, 42-75 (2005).
  31. Alder, J., Fujioka, W., Lifshitz, J., Crockett, D. P., Thakker-Varia, S. Lateral fluid percussion: model of traumatic brain injury in mice. Journal of Visualized Experiments. e3063 (2011).
  32. Povlishock, J., Marmarou, A., McIntosh, T., Trojanowski, J., Moroi, J. Impact acceleration injury in the rat: evidence for focal axolemmal change and related neurofilament sidearm alteration. Journal of Neuropathology & Experimental Neurology. 56, 347-359 (1997).
  33. Heath, D. L., Vink, R. Impact acceleration-induced severe diffuse axonal injury in rats: characterization of phosphate metabolism and neurologic outcome. Journal of Neurotrauma. 12, 1027-1034 (1995).
  34. Lighthall, J. W. Controlled cortical impact: a new experimental brain injury model. Journal of Neurotrauma. 5, 1-15 (1988).
  35. Palmer, A. M., et al. Traumatic brain injury-induced excitotoxicity assessed in a controlled cortical impact model. Journal of Neurochemistry. 61, 2015-2024 (1993).
  36. Hamm, R. J., et al. Cognitive deficits following traumatic brain injury produced by controlled cortical impact. Journal of Neurotrauma. 9, 11-20 (1992).
  37. Nyanzu, M., et al. Improving on Laboratory Traumatic Brain Injury Models to Achieve Better Results. International Journal of Medical Sciences. 14, 494-505 (2017).
  38. Xiong, Y., Mahmood, A., Chopp, M. Animal models of traumatic brain injury. Nature Reviews Neuroscience. 14, 128-142 (2013).
  39. Lighthall, J. W., Dixon, C. E., Anderson, T. E. Experimental models of brain injury. Journal of Neurotrauma. 6, 83-97 (1989).
  40. Meaney, D. F., et al. Modification of the cortical impact model to produce axonal injury in the rat cerebral cortex. Journal of Neurotrauma. 11, 599-612 (1994).
Induksjon av diffus axonal hjerneskade hos rotter basert på rotasjonsakselerasjon
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Frank, D., Melamed, I., Gruenbaum, B. F., Grinshpun, J., Kuts, R., Shvartsur, R., Azab, A. N., Assadi, M. H., Vinokur, M., Boyko, M. Induction of Diffuse Axonal Brain Injury in Rats Based on Rotational Acceleration. J. Vis. Exp. (159), e61198, doi:10.3791/61198 (2020).More

Frank, D., Melamed, I., Gruenbaum, B. F., Grinshpun, J., Kuts, R., Shvartsur, R., Azab, A. N., Assadi, M. H., Vinokur, M., Boyko, M. Induction of Diffuse Axonal Brain Injury in Rats Based on Rotational Acceleration. J. Vis. Exp. (159), e61198, doi:10.3791/61198 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter