Summary
Dieses Manuskript beschreibt eine Methode zur kontinuierlichen Video-EEG-Aufzeichnung mit mehreren Tiefenelektroden bei neugeborenen Mäusen, die eine Hypoxie-Ischämie erleiden.
Abstract
Hypoxie-Ischämie ist die häufigste Ursache für neonatale Anfälle. Tiermodelle sind entscheidend für das Verständnis der Mechanismen und der Physiologie, die neonatale Anfälle und Hypoxie-Ischämie zugrunde liegen. Dieses Manuskript beschreibt eine Methode zur kontinuierlichen Überwachung des Videoelektroenzephalogramms (EEG) bei neugeborenen Mäusen, um Anfälle zu erkennen und den EEG-Hintergrund während einer Hypoxie-Ischämie zu analysieren. Die Verwendung von Video und EEG in Verbindung ermöglicht die Beschreibung der Anfallssemilologie und die Bestätigung von Anfällen. Diese Methode ermöglicht auch die Analyse von Leistungsspektrogrammen und EEG-Hintergrundmustertrends über den experimentellen Zeitraum. In diesem Hypoxie-Ischämie-Modell ermöglicht die Methode die EEG-Aufzeichnung vor der Verletzung, um eine normative Baseline und während der Verletzung und Genesung zu erhalten. Die Gesamtüberwachungszeit ist durch die Unfähigkeit begrenzt, Die Welpen länger als vier Stunden von der Mutter zu trennen. Obwohl wir in diesem Manuskript ein Modell hypoxisch-ischämischer Anfälle verwendet haben, könnte diese Methode zur neonatalen Video-EEG-Überwachung auf verschiedene Krankheits- und Anfallsmodelle bei Nagetieren angewendet werden.
Introduction
Hypoxische ischämische Enzephalopathie (HIE) ist eine Erkrankung, die jährlich 1,5 von 1000 Neugeborenen betrifft und die häufigste Ursache für neonatale Anfälle ist1,2. Säuglinge, die überleben, haben ein Risiko für verschiedene neurologische Behinderungen wie Zerebralparese, geistige Behinderung und Epilepsie3,4,5.
Tiermodelle spielen eine entscheidende Rolle beim Verständnis und der Untersuchung der Pathophysiologie von Hypoxie-Ischämie und neonatalen Anfällen6,7. Ein modifiziertes Vannucci-Modell wird verwendet, um eine Hypoxie-Ischämie (HI) am postnatalen Tag 10 (p10)7,8 zu induzieren. Mauswelpen dieses Alters übersetzen neurologisch grob auf den vollen Begriff menschliches Neugeborenes9.
Die kontinuierliche Überwachung der Videoelektroenzephalographie (EEG), die in Verbindung mit diesem Verletzungsmodell verwendet wird, ermöglicht ein weiteres Verständnis und eine Charakterisierung neonataler hypoxischer ischämischer Anfälle. Frühere Studien haben verschiedene Methoden zur Analyse neonataler Anfälle bei Nagetieren verwendet, einschließlich Videoaufnahmen, begrenzter EEG-Aufzeichnungen und Telemetrie-EEG-Aufzeichnungen10,11,12,13,14,15,16. Im folgenden Manuskript diskutieren wir ausführlich den Prozess der Aufzeichnung des kontinuierlichen Video-EEG bei Mauswelpen während einer Hypoxie-Ischämie. Diese Technik zur kontinuierlichen Video-EEG-Überwachung bei neonatalen Mauswelpen könnte auf eine Vielzahl von Krankheits- und Anfallsmodellen angewendet werden.
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Protocol
Alle Tierversuche wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der University of Virginia genehmigt.
1. Elektrodenbau/Kabelaufbau
- Verwenden Sie einen unipolar isolierten Edelstahldraht (0,005 "nackter Durchmesser, 0,008" beschichtet), um eine Elektrode herzustellen, die mit einem buchsenförmigen Steckverbinder (Buchsenanschluss 0,079) verbunden ist.
- Verwenden Sie ein spezielles, maßgefertigtes Kabel, um Tiere an den Verstärker anzuschließen.
- Schließen Sie einen 4-poligen Stecker (Stecker 0,079") an den 4-Kanal-Einheitsverstärkungsimpedanzanpassungs-Operationsverstärker (Operationsverstärker) an. Schließen Sie einen 10K-Widerstand an die Drähte an, die mit der 9-V-Batterie verbunden sind. Ein Massekabel, das nicht mit dem Operationsverstärker verbunden ist, fungiert als Mittelpunkt der Batterie.
- Verbinden Sie ein Ende des Kabels (AWG, 0,012" OD) mit dem Operationsverstärker und verbinden Sie das andere Ende des Kabels mit dem Verstärker.
2. Elektrodenimplantationschirurgie
- Betäuben Sie den Welpen (postnataler Tag 9) mit 4-5% Isofluran in einer nach unten fließenden Haube. Vor Beginn des Eingriffs wird den Welpen Bupivacain injiziert (0,02-0,05 ml, 0,25% subkutane lokale Infiltration).
- Sobald das Tier unbeweglich ist, in ein stereotaktisches Stadium mit einem Nasenkegel überführen. Verwenden Sie die Rückseite der Ohrstange, da sie weich ist, um den Kopf ruhig zu halten. In diesem Alter haben Welpen kein voll entwickeltes Ohr, um das spitze Ende der Ohrstange zu benutzen.
- Drehen Sie den Isofluranfluss herunter und halten Sie ihn bei 2,5-3%. Behalten Sie die stetige Atmung des Welpen während des gesamten chirurgischen Eingriffs im Auge. Kneifen Sie den Schwanz, um die Schmerzreaktion zu überprüfen, und fahren Sie dann mit dem Einschnitt fort.
- Sterilisieren Sie den Einschnittbereich am Schädel mit Betadin und Alkohol (3 Zyklen alternierendes Jod und 70% Ethanol). Drapieren Sie den umgebenden Körperteil so, dass die Inzisionsregion sichtbar ist.
- Öffnen Sie die Kopfhaut anterior-posterior von leicht über den Augen und ziehen Sie etwa 0,5 cm Haut zurück. Positionieren Sie den Mauskopf auf der stereotaktischen Stufe, so dass die Haut nach außen zieht und den Schädel freilegt.
- Tragen Sie Wasserstoffperoxid mit einem Wattestäbchen auf den Schädel auf und kratzen Sie den Schädel mit einer Skalpellklinge sauber. Der Schädel ist sehr weich; Seien Sie beim Schaben vorsichtig.
- Tragen Sie einen Tropfen (ca. 50 μL) Klebstoff auf und verteilen Sie ihn mit seinem Applikator im freiliegenden Schädelbereich. 40 s lang UV-Licht aussetzen, um den Klebstoff einzustellen.
- Messen Sie die Koordinaten mit dem freiliegenden Bregma als Referenz. Implantatelektroden bilateral in der CA1-Region des Hippocampus [-3,5 mm dorsal-ventral (DV), ±2 mm medial-lateral (ML), -1,75 mm tief (D)] und bilateral im parietalen Kortex [-1,22 mm DV, ±0,5 mm ML, -1 mm D] und einer Referenzelektrode im Kleinhirn17. Verwenden Sie eine 32 G Nadel, um ein Loch an der markierten Stelle zu erzeugen.
- Reinigen Sie das Blut von der Oberfläche des Schädels. Untere Elektroden, die an der Buchse befestigt sind, verbinden sich mit Hilfe des stereotaktischen Arms mit dem Gehirn und fixieren sie mit dentalem Acryl. Implantieren Sie die Elektrode in das Gehirn. Das Headset mit Buchsenanschluss sitzt auf dem Schädel, der mit dentalem Acryl zusammengeklebt ist.
- Injizieren Sie Ketoprofen (5 mg/kg) subkutan in den interskapulären Bereich, sobald die Elektrode fixiert ist. Legen Sie die Welpen zurück zur Mutter.
HINWEIS: Bringen Sie die Hälfte des Wurfes mit dem Headset sofort der Mutter vor, anstatt sie einzeln vorzustellen. Dies verhindert, dass die Mutter das Headset des Welpen beschädigt.
3. EEG-Einrichtung und -Aufzeichnung (Baseline/Pre-Injury)
- Nach 24 Stunden Erholung nach der Elektrodenimplantation legen Sie jedes Tier in eine beheizte (37 °C) maßgefertigte Plexiglaskammer für die EEG-Aufzeichnung. Diese Kammer wird auch als Hypoxiekammer dienen.
- Schließen Sie die Welpen in der Kammer über ein flexibles Kabel (maßgefertigtes Operationsverstärkerkabel) an ein Video-EEG-Überwachungssystem an.
HINWEIS: Mit dem Headset sind die Mäuse frei beweglich und zeigen keine Unterschiede im Verhalten. Einmal an den Elektrodendrähten befestigt, müssen die Drähte innerhalb des Kammerstrangs eingestellt werden, um die richtige Menge an Durchhang zu gewährleisten, damit sich der Welpe frei in der Kammer bewegen kann. - Digitalisieren Sie die EEG-Daten bei 1000 Hz mit 1K-Verstärkung mit einem Grasverstärker. Überprüfen Sie das EEG-Signal (Bandpassfilter zwischen 3-70 Hz) später mit der Software (z. B. LabChart Pro).
- Zeichnen Sie ein Basis-EEG vor der Verletzung für 30 Minuten auf, bevor Sie die Tiere für das Ligaturverfahren der Halsschlagader trennen.
4. Ligatur der linken Halsschlagader
- Betäuben Sie den Welpen (postnataler Tag 10) mit 4-5% Isofluran in einer nach unten fließenden Haube und legen Sie ihn auf ein speziell angeordnetes Setup auf einem Wasserbadpolster. Positionieren Sie die Tierlage und sichern Sie die Vorderbeine mit Papierklebeband.
- Senken Sie den Isofluranfluss auf 2-3%. Kneifen Sie den Schwanz für die Schmerzreaktion und überwachen Sie die Atmung während des gesamten Eingriffs.
- Sterilisieren Sie den Inzisionsbereich (zwischen Unterkiefer und Schlüsselbein) auf der linken Halsseite mit Betadin und Alkohol (3 Zyklen alternierend Jod und 70% Ethanol).
- Machen Sie einen ca. 1 cm langen Schnitt auf der linken Seite des Halses mit Mikroscheren. Ziehen Sie mit einem Seziermikroskop das Unterhautgewebe und die Haut vorsichtig zurück, um die Halsschlagader freizulegen. Achten Sie darauf, den Vagusnerv (der seitlich zur Arterie verläuft) zu identifizieren und ihn vorsichtig von der Arterie zu trennen und zurückzuziehen.
- Fädeln Sie eine 5 cm lange sterile Seidennaht unter der Arterie mit Mikroforcepen ein. Binden Sie eine doppelt verknotete Naht um die Arterie, um den Fluss zu verschließen.
- Schneiden Sie die überschüssige Naht ab und schließen Sie die freiliegende Arterie, indem Sie das Unterhautgewebe und die Haut zurückziehen. Verwenden Sie Tierarztbindung, um den Schnitt zu versiegeln.
- Setzen Sie das Tier wieder auf eine kontinuierliche EEG-Überwachung in einer Kammer bei Raumtemperatur, die auf eine wärmende Matratze gelegt wird. Führen Sie stichprobenartige Infrarot-Temperaturüberprüfungen der Kerntemperatur des Welpen durch, um ein Öffnen der Kammer zu vermeiden. Lassen Sie das Tier sich 1 h vor der Hypoxie erholen.
5. EEG und Hypoxie
- Überwachen Sie kontinuierlich FiO2 (Anteil des inspirierten Sauerstoffs) in der Kammer über einen Sauerstoffmonitor.
- Spülen Sie die Kammer mit 60 L/min 100% N2 und 0,415 L/min für 100% O2. Sobald die Sauerstoffsättigung in der Kammer 12% erreicht, verringern Sie den N2-Durchfluss auf 10 l / min, während der O2-Fluss unverändert bleibt. Mit kleinen Anpassungen halten Sie den FiO2 45 Minuten lang bei 8%.
- Nach 45 Minuten Hypoxie-Exposition kehren Sie FiO2 auf 21% zurück.
- Lassen Sie die Welpen sich in der Kammer erholen und überwachen Sie das EEG für 2 h nach Hypoxie.
- Trennen Sie nach Abschluss der Aufzeichnungszeit die Mäuse von der EEG-Aufzeichnung und kehren Sie zur Mutter zurück.
6. EEG-Analyse
- Analysieren Sie die EEG-Datei mit Video in LabChart Pro. Lassen Sie einen verblindeten Forscher das EEG für Anfälle und Hintergrundmuster markieren17. Anfälle sind definiert als ein elektrographisches Ereignis, das länger als 10 Sekunden dauert, mit hochfrequenten rhythmischen Scharfwellenentladungen (≥3x Baseline) mit klarer Evolution17.
- Lassen Sie einen zweiten verblindeten Forscher markierte Ereignisse nach dem Zufallsprinzip überprüfen, um eine Einigung zu erzielen.
- Überprüfen Sie das zugehörige Video für jedes markierte elektrographische Ereignis und analysieren Sie es gemäß dem Neonaten-Verhaltensanfalls-Score16. Kurz gesagt, diese Punktzahl reicht von 0-6 (Unbeweglichkeit bis schweres tonisch-klonisches Verhalten). Um die Anfallssemilologie weiter zu charakterisieren, analysieren Sie das Verhalten auf Lateralität (multifokale / bilaterale Bewegungen vs. fokale / unilaterale vs. gemischte).
- Erstellen Sie ein Leistungsspektrogramm. Verwenden Sie eine Fast-Fourier-Transformation mit einem Cosine-Bell-Datenfenster mit einer Größe von 1024 Datenpunkten. Erstellen Sie eine glatte x-Achse im Spektrogramm mit Hilfe einer Fensterüberlappung von 87,5%. Drücken Sie die Leistung als μV218 aus.
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Representative Results
Anfallssemilologie
Die Neonatale Hypoxie-Ischämie-Exposition führt bei Mäusen sowohl zu generalisierten als auch zu fokalen Anfällen (Abbildung 1A-C). Video-EEG-Aufzeichnungen ermöglichen es, elektrographische Befunde mit dem Verhalten auf Video zu korrelieren. Diese Verhaltensweisen wurden mit einem zuvor veröffentlichten neonatalen Nagetier-Verhaltenskrampf-Score (BSS) bewertet16. Zusätzlich zu BSS kategorisierten wir Ereignisse danach, ob das Verhalten fokal/unilateral, bilateral oder gemischt war (Abbildung 1B).
In diesem Modell zeigten Mäuse im Allgemeinen 3 Muster der Anfallssemilologie: 1) wiederholtes Kreisen zur Seite der Ligatur mit Verlängerung der kontralateralen Extremitäten, 2) Verlust der Haltung mit Körperbeugung und Schwanz zur Seite der Ligatur, oder 3) Verlust der Haltung mit einseitigem oder bilateralem Paddeln der Extremitäten (unterschiedliche Schwere und Länge). Die Mehrzahl der beobachteten Ereignisse betraf fokales/unilaterales oder gemischtes Verhalten (Abbildung 1B). Darüber hinaus zeigte eine Untergruppe von Mäusen während der hypoxischen Periode eine nicht-konvulsive Anfallsaktivität, bei der der Welpe mit anhaltender Anfallsaktivität im EEG unbeweglich war (Abbildung 1C).
Elektrographische Aufnahmen
Die EEG-Aufzeichnung wurde 30 Minuten vor der Carotisligatur begonnen, um eine Baseline vor der Verletzung zu erhalten. Die Baseline-Aktivität (Abbildung 1A und Abbildung 2A) ähnelte dem zuvor beschriebenen Hintergrund bei p10-Mauswelpen17. Nach der Ligatur wurden die Welpen sofort wieder auf Video-EEG gesetzt. Während des Zeitraums zwischen Ligatur und Beginn der Hypoxie zeigt eine Untergruppe von Mäusen krampfhafte Anfälle (Abbildung 1A-C).
Nach der Hypoxie-Induktion reduzierte sich die Hintergrundamplitude des EEG (Abbildung 3B) und zeigte intermittierend Ausbrüche von Spike-Wave-Entladungen, gefolgt von einer Unterdrückung (Abbildung 2A). Mäuse zeigen elektrographische Anfälle, die aus einem unterdrückten Hintergrund als rhythmische Spike-Wave-Entladungen hervorgehen und mit Polyspike-Wellen komplexer und häufiger werden (Abbildung 2B). Während der Hypoxie zeichnete sich die Leistungsspektrogrammanalyse durch Asymmetrien zwischen der ischämischen und der kontralateralen Hemisphäre aus (Abbildung 3A,B). Die ischämische Hemisphäre zeigte ein Burst-Suppressionsmuster und die kontralaterale Hemisphäre einen unterdrückten Hintergrund (Abbildung 1A und Abbildung 3A,B). Im Durchschnitt beginnen die Anfälle 5,5±8,1 Minuten nach Induktion der Hypoxie, wobei jedes Ereignis 56±57 Sekunden dauert. Es gab eine Sterblichkeitsrate von 13% während der Hypoxie (n = 4/30), wobei alle Todesfälle auf einen konvulsiven (BSS = 5-6) Anfall folgten.
Während der Sauerstoffversorgung und Genesung hat eine Untergruppe von Mäusen über den Rest des Aufzeichnungszeitraums (2 h nach Hypoxie) weiterhin Anfälle. Der EEG-Hintergrund wurde im Vergleich zum Ausgangswert nach Hypoxie unterdrückt (Abbildung 1A und Abbildung 3), mit einer allmählichen Erholung während der Post-Hypoxie-Aufzeichnungsphase. Über den gesamten Aufzeichnungszeitraum zeigten Mäuse durchschnittlich 9±5 Anfallsereignisse, die jeweils 54±57,7 s dauerten.
Abbildung 1: Anfallsmerkmale bei p10-Mäusen, die einer neonatalen Hypoxie-Ischämie ausgesetzt waren. (A) Repräsentatives Leistungsspektrogramm von der ischämischen parietalen Kortexelektrode durch die experimentelle Zeitleiste. (Amplitudenfarb-Heatmap-Maßstab x10–6). Pfeile zeigen die Zeit an, die rohe Elektroenzephalogramm-Spuren unterhalb des Spektrogramms darstellen. (B) Anfallsverhalten für das gesamte Experiment, Postischämie / Prähypoxie, während Hypoxie und Posthypoxie. (C) Behavioral Seizure Score (BSS) und Timing für alle Anfallsereignisse (n = 30 Mäuse, jede Maus hat ein eindeutiges Symbol, jeder Punkt ist ein diskretes Anfallsereignis). 100% der Mäuse, die während der Hypoxie beschlagnahmt wurden (blaue Box; Zeit = −60 Minuten ist der Abschluss der Carotisligatur, Zeit = 0 ist der Beginn der Hypoxie). Dreizehn Prozent starben während der Hypoxie nach einem Krampfanfall (Grad 5-6). Diese Zahl wurde von Burnsed et al13 modifiziert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2: Charakteristische Elektroenzephalographie (EEG)-Muster bei Hypoxie-Ischämie. (A) EEG-Hintergrund von links nach rechts: Ausgangswert vor der Verletzung, Burst-Suppression während Hypoxie, Posthypoxie-Suppression. Aufnahme von der ipsilateralen parietalen Kortex-Tiefenelektrode. (B) Entwicklung eines Anfalls während der Hypoxie. Aufnahme von der ipsilateralen Hippocampus-Tiefenelektrode. Schattierte Kästchen (I-V) entsprachen erweiterten EEG-Auszügen rechts von (B). Diese Zahl wurde von Burnsed et al13 modifiziert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3: Asymmetrien im EEG-Hintergrund zwischen ischämischer und kontralateraler Hemisphäre. (A) Asymmetrisches Leistungsspektrogramm bei HI-Mäusen während Hypoxie (45-minütige Periode) im ischämischen Kortex (links) und kontralateralen Kortex (rechts; Amplitudenskala x10–6). Burst-Suppressionsmuster und Anfälle in der ischämischen Hemisphäre, Unterdrückung in der CL-Hemisphäre. (B) Hintergrundunterdrückung während Hypoxie und Reoxygenierung in IL- und CL-Hemisphären. Alle Messungen der mittleren Spannung, die aus zufälligen 10-Sekunden-Ausschnitten desEnzephalogramms über den experimentellen Zeitraum (Baseline, 30 Minuten nach der Geltungsdauer, während der Hypoxie - 15 Minuten und 30 Minuten nach Beginn, nach dem Reoxygenieren - 15 Minuten und 60 Minuten nach Beginn) durchgeführt wurden, wurden mit dem Ausgangswert verglichen. Die Baseline jedes Tieres diente als eigene Kontrolle, und die Daten werden als Prozentsatz der Baseline (n = 5 Mäuse) angegeben. Die Messungen wurden an kortikalen Elektroden durchgeführt. Diese Zahl wurde von Burnsed et al13 modifiziert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
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Discussion
Wir haben ein Modell für die kontinuierliche Video-EEG-Überwachung bei neonatalen Mäusen während hypoxisch-ischämischer Anfälle vorgestellt. Die Videoanalyse in Verbindung mit dem EEG ermöglicht die Charakterisierung der Anfallssemilologie. Die Analyse des EEG ermöglicht die Extraktion von Leistungsspektrogrammen und die Hintergrundamplitudenanalyse.
Die korrekte und sorgfältige Platzierung der Elektroden ist in diesem Protokoll von entscheidender Bedeutung, da Verletzungen während der Elektrodenplatzierung oder eine ungenaue Platzierung die Ergebnisse erheblich beeinträchtigen können. Die Beurteilung der normalen Ausgangs-EEG-Aktivität vor der Verletzung ist von größter Bedeutung, da Blutungen oder Verletzungen während der Elektrodenplatzierung zwar selten sind, aber auftreten können. Zweitens, um die korrekte Platzierung der Elektroden zu bestätigen, können Gehirne geschnitten und auf Elektrodenspuren in der richtigen Platzierung untersucht werden. Darüber hinaus kann das Versäumnis, die Welpen in Gruppen (einzeln) an die Mutter zurückzugeben, dazu führen, dass Elektroden-Headsets beschädigt werden oder Welpen von der Mutter getötet oder vernachlässigt werden.
Eine Einschränkung dieser Methode ist die Grenze der räumlichen Lokalisierung von Tiefenelektrodenaufnahmen in einem kleinen neonatalen Gehirn. Dies schränkt die Fähigkeit ein, bestimmte Anfallsherde auf EEG-Aufnahmen zu lokalisieren. Eine weitere Einschränkung in diesem Modell der Hypoxie-Ischämie ist die Variabilität der Anfallsbelastung. Die Variabilität der Läsionsgröße und der Verhaltensdefizite in diesem Nagetiermodell der Hypoxie-Ischämie wurde zuvor gut beschrieben7,8,19. Es überrascht nicht, dass diese Variabilität in der Anfallsbelastung besteht (sowohl Länge der Anfallsereignisse als auch Anzahl der Anfallsereignisse). Durchweg zeigen jedoch 100% der Welpen in diesem Modell Anfälle während der Hypoxie. Schließlich ist die Zeit, die Welpen auf EEG-Überwachung (weg von der Mutter) sein können, begrenzt. Daher sind wir nicht in der Lage, anhaltende Anfälle mit kontinuierlichem EEG zu späteren Zeitpunkten im Verhältnis zur Verletzung zu charakterisieren.
Obwohl wir in diesem Manuskript ein Hypoxie-Ischämie-Anfallsmodell verwendet haben, könnte diese Methode zur kontinuierlichen Video-EEG-Überwachung bei neonatalen Mauswelpen leicht auf andere Krankheits- / Anfallsmodelle angewendet werden. Anfälle bei neonatalen Nagetieren sind allein anhand des Verhaltens schwer zu erkennen, weshalb die Video-EEG-Überwachung wichtig ist. Zukünftige Untersuchungen könnten diese Techniken verwenden, um die Anfallslast und Semiologie in anderen neonatalen Anfallsmodellen oder das Ansprechen auf Therapeutika und neuroprotektive Maßnahmen zu analysieren.
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Disclosures
Nichts.
Acknowledgments
Wir erkennen die folgenden Finanzierungsquellen an: NIH NINDS - K08NS101122 (JB), R01NS040337 (JK), R01NS044370 (JK), University of Virginia School of Medicine (JB).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| SURGERY | |||
| Ball Point Applicator | Metrex Research | 8300-F | i-bond applicator |
| Cranioplast (Powder/Resin) | Coltene | H00383 | Perm Reline/Power |
| I-Bond | Kulzer GmbH, Germany | ||
| LOOK Silk Suture | Surgical Specialities Corporation | SP115 | LOOK SP115 Black Braided Silk Non absorbable surgical suture |
| RS-5168 Botvin Forceps | Roboz Surgical Instrument | RS5168 | Forcep for surgery/ligation |
| RS-5138 Graefe Forceps | Roboz Surgical Instrument | RS5138 | Forcep for surgery/ligation |
| UV light for I-Bond | Blast Lite By First Media | BL778 | UV ligth for I-bond |
| Vannas Microdissecting Scissor | Roboz Surgical Instrument | RS5618 | Scissor for ligation |
| Vet Bond | 3M Vetbond | 1469SB | Vet Glue |
| HYPOXIA | |||
| Hypoxidial | Starr Life Science | ||
| Oxygen sensor | Medical Products | MiniOxI- oxygen analyzer/sensor for hypoxia rig | |
| EEG RECORDING | |||
| Female receptacle connector 0.079" | Mill-Max Manufacturing Corp | 832-10-024-10-001000 | Ordered from Digikey |
| Grass Amplifier | Natus Neurology Incorporated | Grass Product | |
| LabChart Pro | ADI Instruments | Software to run the system | |
| Male Socket Connector 0.079" | Mill-Max Manufacturing Corp | 833-43-024-20-001000 | Ordered from Digikey |
| Operational Amplifier | Texas Instruments, Dallas, TX, USA | TLC2274CD | TLC2274 Quad Low-Noise Rail-to Rail Operational Amplifier |
| Operational Amplifier | Texas Instruments, Dallas, TX, USA | TLC2272ACDR | TLC2274 Quad Low-Noise Rail-to Rail Operational Amplifier |
| Stainless Steel wire | A-M Systems | 791400 | 0.005" Bare/0.008" Coated 100 ft |
| Ultra-Flexible Wire | McMaster-Carr | 9564T1 | 36 Gauze wire of various color |
References
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