Summary
В данной рукописи описан метод непрерывной видеозаписи ЭЭГ с использованием многоглубочных электродов у неонатальных мышей, перенесших гипоксию-ишемию.
Abstract
Гипоксия ишемия является наиболее распространенной причиной неонатальных судорог. Животные модели имеют решающее значение для понимания механизмов и физиологии, лежащих в основе неонатальных судорог и гипоксии ишемии. В данной рукописи описан метод непрерывного мониторинга видеоэлектроэнцефалограммы (ЭЭГ) у неонатальных мышей для выявления судорог и анализа фона ЭЭГ при гипоксии ишемии. Использование видео и ЭЭГ в сочетании позволяет описать семиологию судорог и подтвердить судороги. Этот метод также позволяет анализировать силовые спектрограммы и фоновые тренды ЭЭГ за экспериментальный период времени. В этой модели гипоксии ишемии метод позволяет регистрировать ЭЭГ до травмы для получения нормативного исходного уровня, а также во время травмы и восстановления. Общее время наблюдения ограничено невозможностью отделить детенышей от матери дольше четырех часов. Хотя мы использовали модель гипоксически-ишемических припадков в этой рукописи, этот метод для неонатального видеомониторинга ЭЭГ может быть применен к различным моделям заболеваний и судорог у грызунов.
Introduction
Гипоксическая ишемическая энцефалопатия (HIE) является состоянием, которое поражает 1,5 из 1000 новорожденных ежегодно и является наиболее распространенной причиной неонатальных судорог1,2. Младенцы, которые выживают, подвергаются риску различных неврологических нарушений, таких как церебральный паралич, умственная отсталость и эпилепсия3,4,5.
Животные модели играют решающую роль в понимании и исследовании патофизиологии гипоксии ишемии и неонатальных судорог6,7. Модифицированная модель Ваннуччи используется для индуцирования гипоксии ишемии (HI) на постнатальный день 10 (p10)7,8. Мышиные детеныши этого возраста переводят неврологически примерно на полный срок новорожденного человека9.
Непрерывный видеомониторинг электроэнцефалографии (ЭЭГ), используемый в сочетании с этой моделью травмы, позволяет лучше понять и охарактеризовать гипоксические ишемические судороги новорожденных. В предыдущих исследованиях использовались различные методы анализа неонатальных судорог у грызунов, включая видеозаписи, ограниченные записи ЭЭГ и телеметрические записи ЭЭГ10,11,12,13,14,15,16. В следующей рукописи мы подробно обсудим процесс записи непрерывной видеоЭГ у детенышей мышей во время гипоксии-ишемии. Этот метод непрерывного видеомониторинга ЭЭГ у новорожденных детенышей мышей может быть применен к различным моделям заболеваний и судорог.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Все исследования на животных были одобрены Институциональным комитетом по уходу за животными и их использованию (IACUC) Университета Вирджинии.
1. Строительство электродов/кабелей
- Используйте однополярную изолированную проволоку из нержавеющей стали (голый диаметр 0,005 дюйма, покрытие 0,008 дюйма) для изготовления электрода, соединенного с разъемом гнезда (разъем гнезда 0,079).
- Используйте специальный кабель, изготовленный на заказ, чтобы подключить животных к усилителю.
- Подключите штекерный 4-контактный разъем (разъем Male 0.079") к 4-канальному импедансному усилителю (операционному усилителю). Подключите резистор 10K к проводам, которые подключаются к аккумулятору 9 В. Провод заземления, не подключенный к операционному усилителю, действует как средняя точка батареи.
- Подключите один конец кабеля (AWG, 0,012" OD) к операционному усилителю и подключите другой конец кабеля к усилителю.
2. Операция по имплантации электродов
- Обезболить щенка (9-й послеродовой день) 4-5% изофлураном в вытяжке нисходящего потока. Перед началом процедуры детям вводят бупивакаин (0,02-0,05 мл, 0,25% подкожной местной инфильтрации).
- Как только животное станет неподвижным, переведите в стереотаксическую стадию с носовым конусом. Используйте обратную сторону ушной перекладины, так как она мягкая, чтобы удерживать голову устойчиво. В этом возрасте у щенков нет полностью развитого уха, чтобы использовать заостренный конец ушной балки.
- Уменьшите расход изофлурана и поддерживайте его на уровне 2,5-3%. Следите за устойчивым дыханием щенка на протяжении всей процедуры операции. Зажмите хвост, чтобы проверить болевую реакцию, а затем приступайте к разрезу.
- Стерилизуют область разреза на черепе бетадином и спиртом (3 цикла чередования йода и 70% этанола). Задрапируйте окружающую часть тела так, чтобы была видна область разреза.
- Откройте передне-заднюю часть головы слегка над глазами и втяните примерно 0,5 см кожи. Переместите голову мыши на стереотаксическую стадию так, чтобы кожа вытягивала наружу обнажающий череп.
- Нанесите перекись водорода на череп с помощью ватного тампона и очистите череп с помощью лезвия скальпеля. Череп очень мягкий; соблюдайте осторожность во время выскабливания.
- Нанесите одну каплю (примерно 50 мкл) клея и распределите ее по открытой области черепа с помощью аппликатора. Подвергайте воздействию ультрафиолетового излучения в течение 40 с, чтобы установить клей.
- Измерьте координаты, используя открытую брегму в качестве эталона. Имплантируют электроды двусторонне в область CA1 гиппокампа [-3,5 мм дорсально-вентральный (DV), ±2 мм медиально-латеральный (ML), -1,75 мм глубиной (D)] и двусторонне в теменную кору [-1,22 мм DV, ±0,5 мм ML, -1 мм D] и опорный электрод в мозжечок17. Используйте иглу 32 G, чтобы создать отверстие в отмеченной области.
- Очистите кровь от поверхности черепа. Нижние электроды крепятся к женскому разъему гнезда в мозг с помощью стереотаксической руки и фиксируются на месте зубным акрилом. Имплантируйте электрод в мозг. Гнездо разъема гарнитуры находится поверх черепа, склеенного зубным акрилом.
- Вводят кетопрофен (5 мг/кг) подкожно в межлопастную область после фиксации электрода. Поместите щенков обратно к матери.
ПРИМЕЧАНИЕ: Представьте половину помета с гарнитурой сразу матери, а не вводите их по одному. Это предотвратит повреждение матерью гарнитуры щенка.
3. Настройка и запись ЭЭГ (исходный/до травмы)
- После 24 ч восстановления после имплантации электрода поместите каждое животное в нагретую (37 °C) изготовленную на заказ камеру из оргстекла для записи ЭЭГ. Эта камера также будет служить камерой гипоксии.
- Подключите щенков в камере к системе мониторинга видео-ЭЭГ с помощью гибкого кабеля (изготовленный на заказ кабель операционного усилителя).
ПРИМЕЧАНИЕ: С гарнитурой на месте мыши свободно мобильны и не проявляют никаких различий в поведении. После прикрепления к электродным проводам провода должны быть отрегулированы внутри троса камеры, чтобы обеспечить нужное количество слабины, чтобы щенок мог свободно перемещаться по всей камере. - Оцифруйте данные ЭЭГ при частоте 1000 Гц с коэффициентом усиления 1K с помощью травяного усилителя. Просмотрите сигнал ЭЭГ (полосовой фильтр между 3-70 Гц) позже с помощью программного обеспечения (например, LabChart Pro).
- Запишите исходную ЭЭГ до травмы за 30 минут до отключения животных для процедуры перевязки сонной артерии.
4. Перевязка левой сонной артерии
- Обезболить щенка (10-й послеродовой день) 4-5% изофлураном в капюшоне с нисходящим потоком и поместить его на специально организованную установку на прокладке для водяной бани. Расположите животное лежа на спине и закрепите передние конечности бумажной лентой.
- Снижают расход изофлурана до 2-3%. Зажмите хвост для болевой реакции и контролируйте дыхание на протяжении всей процедуры.
- Стерилизуют область разреза (между нижней челюстью и ключицей) на левой стороне шеи бетадином и спиртом (3 цикла чередования йода и 70% этанола).
- Сделайте разрез длиной примерно 1 см на левой стороне шеи с помощью микросублиц. Используя рассекающий микроскоп, осторожно втягивайте подкожную клетчатку и кожу, чтобы обнажить сонную артерию. Позаботьтесь о том, чтобы идентифицировать блуждающий нерв (идущий латерально к артерии) и деликатно отделить и втянуть его из артерии.
- Нанизывайте стерильный шелковый шов длиной 5 см под артерию с помощью микрофорсов. Завяжите двойной узелковый шов вокруг артерии, чтобы перекрыть поток.
- Отрежьте лишний шов и закройте открытую артерию, оттянув назад подкожную клетчатку и кожу. Используйте ветеринарную связь для герметизации разреза.
- Поместите животное обратно на непрерывный ЭЭГ-мониторинг в камеру комнатной температуры, которая помещается на согревающий матрас. Проведите точечные инфракрасные проверки температуры ядра щенка, чтобы избежать открытия камеры. Дайте животному восстановиться за 1 ч до гипоксии.
5. ЭЭГ и гипоксия
- Непрерывный мониторинг FiO2 (фракция вдыхаемого кислорода) в камере с помощью кислородного монитора.
- Промывайте камеру 60 л/мин 100% N2 и 0,415 л/мин для 100% O2. Как только насыщение кислородом в камере достигнет 12%, уменьшите поток N2 до 10 л/мин, сохраняя при этом поток O2 неизменным. С небольшими корректировками поддерживайте FiO2 на уровне 8% в течение 45 минут.
- После 45 мин воздействия гипоксии возвращают FiO2 до 21%.
- Пусть детеныши выздоравливают в камере и контролируют на ЭЭГ в течение 2 ч после гипоксии.
- После завершения периода записи отключите мышей от записи ЭЭГ и вернитесь к матери.
6. Анализ ЭЭГ
- Проанализируйте файл ЭЭГ с помощью видео в LabChart Pro. Попросите ослепленного исследователя отметить ЭЭГ для судорог и фоновых паттернов17. Судороги определяются как электрографическое событие продолжительностью более 10 секунд с высокочастотными ритмическими резкими волновыми разрядами (≥3x базовой линии) с четкой эволюцией17.
- Пусть второй ослепленный исследователь рассмотрит отмеченные события случайным образом для согласия.
- Просмотрите связанное видео для каждого отмеченного электрографического события и проанализируйте в соответствии с оценкой поведенческих судорог новорожденных грызунов16. Вкратце, этот балл колеблется от 0-6 (неподвижность до тяжелого тонико-клонического поведения). Чтобы дополнительно охарактеризовать семиологию судорог, проанализируйте поведение на предмет латеральности (мультифокальные/двусторонние движения против фокальных/односторонних против смешанных).
- Создайте степенную спектрограмму. Используйте быстрое преобразование Фурье с окном данных Cosine-Bell размером 1024 точки данных. Создайте гладкую ось X в спектрограмме с помощью перекрытия окна на 87,5%. Выражайте мощность как μV218.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Судорожная семиология
Воздействие неонатальной гипоксии-ишемии приводит как к генерализованным, так и к фокальным судорогам у мышей (рисунок 1A-C). Видеозаписи ЭЭГ позволяют соотносить электрографические результаты с поведением на видео. Это поведение было оценено с использованием ранее опубликованного показателя поведенческих судорог новорожденных грызунов (BSS)16. В дополнение к BSS мы классифицировали события в зависимости от того, было ли поведение фокусным / односторонним, двусторонним или смешанным (рисунок 1B).
В этой модели мыши обычно демонстрировали 3 паттерна судорожной семиологии: 1) повторяющееся кружение в сторону перевязки с расширением контралатеральных конечностей, 2) потеря осанки при сгибании тела и закручивании хвоста в сторону лигации или 3) потеря осанки при одностороннем или двустороннем гребле конечностей (различной степени тяжести и длины). Большинство наблюдаемых событий включали фокальное/одностороннее или смешанное поведение (рисунок 1B). Кроме того, во время гипоксического периода подгруппа мышей проявляла несудорожную судорожную судорожную активность, где щенок был неподвижн с устойчивой судорожной активностью на ЭЭГ (Рисунок 1С).
Электрографические записи
Запись ЭЭГ была начата за 30 минут до перевязки сонной артерии, чтобы получить исходный уровень до травмы. Базовая активность (Фиг.1А и Фиг.2А) была аналогична ранее описанному фону у щенков мышей p1017. После перевязки детенышей сразу же поместили обратно на видеоЭГ. В период между перевязкой и началом гипоксии у подмножества мышей наблюдаются судорожные судороги (рисунок 1A-C).
После индукции гипоксии фоновая амплитуда на ЭЭГ снижалась (рисунок 3B) и периодически проявлялись всплески спайковых разрядов с последующим подавлением (рисунок 2A). Мыши демонстрируют электрографические припадки, которые возникают из подавленного фона в виде ритмичных спайк-волновых разрядов и прогрессируют, чтобы стать более сложными и частыми, с полиспайковыми волнами (рисунок 2B). Во время гипоксии анализ силовой спектрограммы отличался асимметрией между ишемическим и контралатеральным полушариями (рисунок 3A,B). Ишемическое полушарие демонстрировало паттерн подавления всплеска, а контралатеральное полушарие демонстрировало подавленный фон (рисунок 1A и рисунок 3A, B). В среднем приступы начинаются через 5,5±8,1 минуты после индукции гипоксии, причем каждое событие длится 56±57 секунд. Смертность во время гипоксии составляла 13% (n=4/30), причем все случаи смерти наблюдались после судорожного (BSS=5-6) припадка.
Во время реоксигенации и восстановления подгруппа мышей продолжает иметь судороги в течение оставшегося периода регистрации (2 ч после гипоксии). Фон ЭЭГ подавляли по сравнению с исходным уровнем после гипоксии (рисунок 1А и рисунок 3), с постепенным восстановлением в течение периода регистрации постгипоксии. В течение всего периода записи мыши демонстрировали в среднем 9±5 приступов, каждый из которых длился 54±57,7 с.
Рисунок 1: Судорожные характеристики у мышей p10, подвергшихся воздействию неонатальной гипоксии-ишемии. (A) Репрезентативная степенная спектрограмма от ишемического электрода теменной коры через экспериментальную временную шкалу. (Амплитуда цветовой тепловой карты масштаба x10–6). Стрелки указывают время, которое представляют необработанные трассировки электроэнцефалограммы ниже спектрограммы. (B) Судорожное поведение в течение всего эксперимента, постишемия/прегипоксия, во время гипоксии и постгипоксии. (C) Поведенческий показатель судорог (BSS) и время для всех событий припадка (n = 30 мышей, каждая мышь имеет уникальный символ, каждая точка является дискретным событием припадка). 100% мышей захвачены во время гипоксии (синяя коробка; время = −60 минут — завершение перевязки сонной артерии, время = 0 — начало гипоксии). Тринадцать процентов умерли во время гипоксии после судорожного припадка (5-6 степень). Эта цифра была изменена по сравнению с Burnsed et al13. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2: Характерные электроэнцефалографические (ЭЭГ) паттерны при гипоксии ишемии. (А) Фон ЭЭГ слева направо: исходный уровень до травмы, подавление всплеска во время гипоксии, подавление постгипоксии. Запись с ипсилатерального париетального электрода глубины коры головного мозга. (B) Эволюция припадка во время гипоксии. Запись с ипсилатерального электрода глубины гиппокампа. Затененные поля (I-V) соответствовали расширенным выдержкам ЭЭГ справа от (B). Эта цифра была изменена по сравнению с Burnsed et al13. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 3: Асимметрии в фоне ЭЭГ между ишемическим и контралатеральным полушариями. (A) Асимметричная силовая спектрограмма у мышей HI во время гипоксии (45-минутный период) в ишемической коре (слева) и контралатеральной коре (справа; шкала амплитуды x10–6). Паттерн подавления всплесков и судорог в ишемическом полушарии, подавление в полушарии CL. (B) Подавление фона при гипоксии и реоксигенации в полушариях IL и CL. Все измерения среднего напряжения, взятые из 10-секундных случайных выдержек энцефалограммы за экспериментальный период времени (исходный, 30 минут после лигирования, во время гипоксии — 15 минут и 30 минут после начала, после реоксигенации — 15 минут и 60 минут после начала), сравнивали с исходным уровнем. Базовая линия каждого животного служила его собственным контролем, и данные сообщаются в процентах от исходного уровня (n = 5 мышей). Измерения проводились с корковых электродов. Эта цифра была изменена по сравнению с Burnsed et al13. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Представлена модель непрерывного видео-ЭЭГ мониторинга у неонатальных мышей во время гипоксически-ишемических припадков. Видеоанализ в сочетании с ЭЭГ позволяет охарактеризовать семиологию судорог. Анализ ЭЭГ позволяет извлекать силовые спектрограммы и фоновый амплитудный анализ.
Правильное и тщательное размещение электродов имеет решающее значение в этом протоколе, так как травма во время размещения электродов или неточное размещение могут значительно повлиять на результаты. Оценка нормальной исходной активности ЭЭГ до травмы имеет первостепенное значение, так как кровотечение или травма во время установки электрода, хотя и редко, могут произойти. Во-вторых, чтобы подтвердить правильное размещение электродов, мозги могут быть разделены и исследованы на наличие электродных дорожек в правильном размещении. Кроме того, неспособность вернуть детенышей матери в группах (индивидуально) может привести к повреждению электродных гарнитур или гибели или пренебрежению детенышами матерью.
Одним из ограничений этого метода является предел пространственной локализации глубинных электродных записей в небольшом мозге новорожденного. Это ограничивает способность локализовать специфические приступные очаги на записях ЭЭГ. Другим ограничением в этой модели гипоксии ишемии является вариабельность судорожной нагрузки. Вариабельность в размерах поражения и поведенческих дефицитах в этой модели гипоксии ишемии грызунов была хорошо описана ранее7,8,19. Неудивительно, что эта изменчивость существует в судорожном бремени (как продолжительность приступов, так и количество приступов). Тем не менее, последовательно, 100% щенков в этой модели проявляют судороги во время гипоксии. Наконец, количество времени, в течение которого щенки могут находиться на мониторинге ЭЭГ (вдали от матери), ограничено. Поэтому мы не можем охарактеризовать продолжающиеся судороги с непрерывной ЭЭГ в более поздние моменты времени относительно травмы.
Хотя мы использовали модель судорог гипоксии-ишемии в этой рукописи, этот метод непрерывного видео-ЭЭГ-мониторинга у новорожденных детенышей мышей может быть легко применен к другим моделям заболеваний / судорог. Судороги у неонатальных грызунов трудно распознать, основываясь только на поведении, что делает видео-ЭЭГ-мониторинг важным. Будущие исследования могут использовать эти методы для анализа судорожного бремени и семиологии в других моделях неонатальных судорог или ответа на терапевтические и нейропротекторные меры.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Никакой.
Acknowledgments
Мы подтверждаем следующие источники финансирования: NIH NINDS – K08NS101122 (JB), R01NS040337 (JK), R01NS044370 (JK), Медицинская школа Университета Вирджинии (JB).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| SURGERY | |||
| Ball Point Applicator | Metrex Research | 8300-F | i-bond applicator |
| Cranioplast (Powder/Resin) | Coltene | H00383 | Perm Reline/Power |
| I-Bond | Kulzer GmbH, Germany | ||
| LOOK Silk Suture | Surgical Specialities Corporation | SP115 | LOOK SP115 Black Braided Silk Non absorbable surgical suture |
| RS-5168 Botvin Forceps | Roboz Surgical Instrument | RS5168 | Forcep for surgery/ligation |
| RS-5138 Graefe Forceps | Roboz Surgical Instrument | RS5138 | Forcep for surgery/ligation |
| UV light for I-Bond | Blast Lite By First Media | BL778 | UV ligth for I-bond |
| Vannas Microdissecting Scissor | Roboz Surgical Instrument | RS5618 | Scissor for ligation |
| Vet Bond | 3M Vetbond | 1469SB | Vet Glue |
| HYPOXIA | |||
| Hypoxidial | Starr Life Science | ||
| Oxygen sensor | Medical Products | MiniOxI- oxygen analyzer/sensor for hypoxia rig | |
| EEG RECORDING | |||
| Female receptacle connector 0.079" | Mill-Max Manufacturing Corp | 832-10-024-10-001000 | Ordered from Digikey |
| Grass Amplifier | Natus Neurology Incorporated | Grass Product | |
| LabChart Pro | ADI Instruments | Software to run the system | |
| Male Socket Connector 0.079" | Mill-Max Manufacturing Corp | 833-43-024-20-001000 | Ordered from Digikey |
| Operational Amplifier | Texas Instruments, Dallas, TX, USA | TLC2274CD | TLC2274 Quad Low-Noise Rail-to Rail Operational Amplifier |
| Operational Amplifier | Texas Instruments, Dallas, TX, USA | TLC2272ACDR | TLC2274 Quad Low-Noise Rail-to Rail Operational Amplifier |
| Stainless Steel wire | A-M Systems | 791400 | 0.005" Bare/0.008" Coated 100 ft |
| Ultra-Flexible Wire | McMaster-Carr | 9564T1 | 36 Gauze wire of various color |
References
- Vasudevan, C., Levene, M. Epidemiology and aetiology of neonatal seizures. Seminars in Fetal & Neonatal Medicine. , (2013).
- Volpe, J., et al.
- Shankaran, S., et al. Network EKSNNR. Childhood outcomes after hypothermia for neonatal encephalopathy. New England Journal of Medicine. 366 (22), 2085-2092 (2012).
- Pappas, A., et al. Cognitive outcomes after neonatal encephalopathy. Pediatrics. 135 (3), 624-634 (2015).
- van Schie, P. E., et al. Long-term motor and behavioral outcome after perinatal hypoxic-ischemic encephalopathy. European Journal of Paediatric Neurology. 19 (3), 354-359 (2015).
- Rensing, N., et al. Longitudinal analysis of developmental changes in electroencephalography patterns and sleep-wake states of the neonatal mouse. PLoS One. 13 (11), 1-17 (2018).
- Rice, J. E., Vannucci, R. C., Brierley, J. B. The influence of immaturity on hypoxic-ischemic brain damage in the rat. Annals of Neurology. 9 (2), 131-141 (1981).
- Burnsed, J. C., et al. Hypoxia-ischemia and therapeutic hypothermia in the neonatal mouse brain--a longitudinal study. PLoS One. 10 (3), 0118889 (2015).
- Semple, B. D., et al. Brain development in rodents and humans: Identifying benchmarks of maturation and vulnerability to injury across species. Progress in Neurobiology. , 1-16 (2013).
- Comi, A. M., et al. Gabapentin neuroprotection and seizure suppression in immature mouse brain ischemia. Pediatric Research. 64 (1), 81-85 (2008).
- Comi, A. M., et al. A new model of stroke and ischemic seizures in the immature mouse. Pediatric Neurology. 31 (4), 254-257 (2004).
- Kadam, S. D., White, A. M., Staley, K. J., Dudek, F. E. Continuous Electroencephalographic Monitoring with Radio-Telemetry in a Rat Model of Perinatal Hypoxia-Ischemia Reveals Progressive Post-Stroke Epilepsy. Journal of Neuroscience. 30 (1), 404-415 (2010).
- Burnsed, J., et al. Neuronal Circuit Activity during Neonatal Hypoxic - Ischemic Seizures in Mice. Annals of Neurology. 86, 927-938 (2019).
- Sampath, D., White, A. M., Raol, Y. H. Characterization of neonatal seizures in an animal model of hypoxic-ischemic encephalopathy. Epilepsia. 55 (7), 985-993 (2014).
- Sampath, D., Valdez, R., White, A. M., Raol, Y. H. Anticonvulsant effect of flupirtine in an animal model of neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy. Neuropharmacology. 123, 126-135 (2017).
- Kang, S. K., et al. and sex-dependent susceptibility to phenobarbital-resistant neonatal seizures: role of chloride co-transporters. Frontiers in Cellular Neuroscience. 9, 1-16 (2015).
- Zanelli, S., Goodkin, H. P., Kowalski, S., Kapur, J. Impact of transient acute hypoxia on the developing mouse EEG. Neurobiology of Disease. 68, 37-46 (2014).
- Lewczuk, E., et al. EEG and behavior patterns during experimental status epilepticus. Epilepsia. 59 (2), 369-380 (2017).
- Wu, D., Martin, L. J., Northington, F. J., Zhang, J. Oscillating gradient diffusion MRI reveals unique microstructural information in normal and hypoxia-ischemia injured mouse brains. Magnetic Resonance in Medicine. 72 (5), 1366-1374 (2014).
