Summary
对疟疾寄生虫的蚊子阶段进行详细调查对于设计有效的传播阻断策略至关重要。该协议展示了如何有效地培养传染性配子体，然后将这些配子体喂给蚊子以产生 恶性疟原虫的蚊子阶段。
Abstract
疟疾仍然是最重要的公共卫生问题之一，导致严重的发病率和死亡率。疟疾是一种蚊子传播的疾病，通过雌性 按蚊 的传染性叮咬传播。疟疾控制最终将取决于多种方法，其中包括阻断与蚊子之间、通过蚊子传播和传播的方法。为了在实验室中研究疟疾寄生虫的蚊子阶段，我们优化了培养高传染性 恶性疟原 虫配子体的方案，这是从人类宿主传播到蚊子媒介所需的寄生虫阶段。 恶性疟原虫 配子体通过五个形态学上不同的步骤成熟，大约需要1-2周。该协议中描述的配子细胞培养在15天内完成，并且从第15-18天对蚊子具有传染性。这些方案的制定是为了维持感染合格配子体的连续循环，并维持寄生虫蚊子阶段的不间断供应。在这里，我们描述了配子体培养的方法，以及如何使用玻璃膜喂食器用这些寄生虫感染蚊子。
Introduction
疟疾是由 疟原虫 寄生虫引起的，并通过雌性 按 蚊的传染性叮咬传播给脊椎动物宿主。根据2019年世界卫生组织（WHO）的报告，估计有405，000人死亡，而疟疾病例总数为2.28亿例1。大多数与疟疾有关的死亡集中在非洲区域，特别是五岁以下儿童。虽然全球疟疾的总体发病率从2010年开始下降，但近年来下降已趋于平稳，迫切需要采取额外的控制战略来消除这种疾病。
疟疾寄生虫的循环无性血液阶段引起疾病发病机制，其中一小部分分化为雌性和雄性配子体。恶性疟原虫配子体本质上是独一无二的，因为它们需要7-10天才能通过五个形态学上不同的阶段发育。从I期到IV期的未成熟配子体被隔离在骨髓实质中，并且在外周循环中基本上不存在2，3，4，5。感染成熟V期配子体的红细胞在血液中释放并自由循环，被蚊子吸收。一旦进入蚊子中肠，配子体就会被激活，通过温度的变化和暴露于中肠环境，转变为雌性和雄性配子并开始蚊子阶段的发展，其最终达到蚊子唾液腺中孢子体的感染阶段6，7。
由于Trager和Jenson8描述了一种培养恶性疟原虫的标准化方法，对无性血阶段的研究有了很大的进展。然而，由于缺乏可靠的性阶段培养系统，使得研究恶性疟原虫配子体，传播生物学和蚊子阶段变得困难。近年来，已经发表了几种方法，这些方法帮助实验室建立了配子体培养物9，10，11，12。本手稿描述了标准化和可靠的恶性疟原虫配子体培养方案，该协议可以代表疟疾研究界的宝贵资源。这种方法能够稳健地产生成熟和传染性的配子体，再加上标准化的蚊子喂养方案，导致高度可靠的蚊子传染性。建立这些方法是为了维持配子体和蚊子期寄生虫的不间断供应。在这份手稿中，我们描述了一个彻底的配子体培养方案（图1），使用这些膜饲养器制备玻璃膜饲养器和蚊子感染（图2），解剖中肠（图3）和蚊子的唾液腺（图4），以及中肠和唾液腺解剖后蚊子感染的定量。
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Protocol
下面描述的血液收集已获得约翰霍普金斯大学机构审查委员会的批准。 恶性疟原虫 在生物安全2级（BSL2）设施的无菌条件下在新鲜红细胞中培养，并谨慎处理生物材料。在涉及血液或血液制品的每个步骤之后，每个塑料器皿或玻璃器皿在正确处理之前，都要在罩内用10%的漂白剂冲洗。
1. 试剂和制备
- 使用寄生虫分离物 恶性疟原虫NF54（ 见材料表），其在连续培养中可产生感染性配子体长达两个月。
注意：并非所有培养适应的寄生虫系都能产生配子体，低通道NF54分离株最一致。 - O+红细胞：通过加入等体积的RPMI 1640培养基稀释全血，并在室温下在旋转转子中以500×g离心5分钟，减加速设置为0。 小心地除去上清液和浅黄色外套（血浆和填充红细胞之间的白色条带，含有大部分白细胞和血小板），并加入等体积的RPMI。重复洗涤步骤两次，最后洗涤后加入一个沉淀体积的RPMI，以获得50%的血细胞比容，以储存在4°C。
注意：配子体在两周内成熟，这使得用新鲜的红细胞开始培养至关重要，通常在一周内绘制的红细胞效果很好。 - O+ 人血清：将至少6个单位的血清混合在一起，以尽量减少来自不同个体的血清正常变化的影响。使用0.2μm过滤瓶对混合的人血清进行灭菌。根据需要以50 mL或更少的份量等分，并储存在-20°C。
注意：红细胞和血清需要来自 恶性疟原虫 培养的相容血型。 - 500x次黄嘌呤（100 mL）溶液：将0.5g次黄嘌呤溶解在100 mL 1 M NaOH中。过滤灭菌并制作5-10 mL等分试样进行储存。库存可以在-20°C下储存长达一年，在4°C下储存长达2周。
- 碳酸氢钠（可选）：将7.5克碳酸氢钠溶解在100毫升去离子组织培养级水中，并用0.2μm过滤器过滤灭菌。
注意：该协议使用蜡烛罐方法为恶性疟原虫体外培养提供微亲氧条件，并且不需要碳酸氢钠。然而，如果使用疟疾气体混合物（5%O 2，5%CO2和90%N2）培养寄生虫，则重要的是用0.2%碳酸氢钠补充培养基。 - 完整培养基：要制备 500 mL 完整培养基，将 1 mL 次黄嘌呤溶液和 50 mL 混合人血清加入 500 mL RPMI 1640 中。如果使用疟疾气体混合物，则加入15 mL 7.5%碳酸氢钠。将整个培养基储存在4°C，如果完整培养基的颜色从橙色变为粉红色，则丢弃。为避免浪费，请在三天内制作足够完整的培养基以供使用。
- 除臭培养基（可选）：通过溶解200mg NaHCO3，5mg次黄嘌呤和100μL黄嘌呤酸（从100mM水中储备）到100mL不完全培养基（RPMI 1640与谷氨酰胺和HEPES）来进行除风或乌根酸盐培养基。
注意：驱虫是雌性按蚊中肠中肠内雄性配子形成的过程，在服用感染配子体的血粉几分钟后。疟原虫的雄性配子体在驱虫事件发生后产生8个雄性配子。在体外，当培养温度降低到室温（RT）时，该过程自发发生，并且可以在培养的成熟配子体中观察到。 - N-乙酰氨基葡萄糖（可选）：在水或不完全介质中制备500mMN-乙酰氨基葡萄糖的储备溶液，等分试样并储存在-20°C。
- NaCl溶液：将0.9g，1.6g和12gNaCl溶解在100mL组织培养级去离子水中，制成0.9%，1.6%和12%NaCl溶液。用0.22μm过滤器过滤灭菌并储存在4°C。
2. 恶性疟原虫无性期培养
- 要开始寄生虫培养，请从液氮罐中取出 恶性疟原虫 NF54的低通道冷冻小瓶，并在设置为37°C的水浴中快速解冻。
- 将内容物（约1毫升）转移到50毫升无菌离心管中，滴加0.2体积的预热12%NaCl，同时轻轻摇动试管以确保均匀混合。在室温下孵育5分钟，间歇性轻轻摇晃。
- 滴加9体积的1.6%NaCl，同时继续温和混合。在室温下以 500×g 离心内容物5分钟，小心地丢弃上清液。滴加9体积的0.9%NaCl，同时确保始终如一地混合寄生虫颗粒。在室温下以 500×g 再次离心5分钟，除去上清液并将寄生虫重悬到5mL完整培养基中。
- 将内容物转移到6孔组织培养板的一个孔中，并加入100-200μL包装的红细胞。
- 将寄生虫培养物在37°C下孵育在蜡烛罐或模块化培养箱中，用5%O 2，5%CO2和90%N2的特殊气体混合物吹扫。
- 每天更换培养基，并在常规更换培养基期间吸入培养物后，通过从沉降的红细胞层抽取几微升来进行薄血涂片来监测生长。
- 使用无菌玻璃巴斯德移液器抽取，然后点击载玻片的中心，将一滴培养物转移到载玻片上。将另一个载玻片放在液滴的前面，然后将其向后拉以接触红细胞，以一个动作快速将其向前推，以使红细胞单层变薄。
- 将载玻片水平放在晾衣架上，让它风干。通过将无水甲醇滴到涂片上来固定血涂片。让固定的涂片完全干燥，然后小心地倒入水中新鲜稀释的10%Geimsa染色剂，直到血涂片完全覆盖。让细胞染色约15分钟。
- 通过在干净的自来水中冲洗载玻片，让载玻片在垂直位置干燥，以洗掉多余的污渍。
- 通过使用油浸100x物镜在显微镜上观察薄血涂片来确定寄生虫血症。计算总共至少 500 个红细胞中受感染的红细胞数量，以确定寄生虫血症的百分比。
3. 恶性疟原虫配子细胞培养
注意：配子体培养物需要两周时间才能产生对蚊子具有传染性的成熟配子体。配子体培养的步骤如图 1所示。 恶性疟原虫 分离株在长期体外培养后通常失去产生配子体的能力13。为确保配子体的质量，培养应从低通道饲养层培养物开始，自解冻后不超过2个月。将培养基预热至37°C，并在设置为38°C的玻片加热器上执行所有程序。 确保配子体培养物不会长时间离开培养箱，以尽量减少温度波动。
- 使用混合无性阶段饲养者培养物接种配子体培养物（第0天），以0.3-1%寄生虫血症和4%血细胞比容进行接种。
- 为了建立六孔配子体培养物，在室温下以 500×g 离心5mL饲养层培养物5分钟。弃去上清液并将沉淀重悬于30mL完整培养基中。
- 加入1.2mL填充的红细胞，混合并分配5mL到6孔板的每个孔中，并在37°C的蜡烛罐中孵育。
注意：上述建立的配子细胞培养是基于5%寄生虫血症下的混合无性阶段饲养者培养。 - 每天更换培养基15-18天，不添加新鲜血液，通过小心吸入约70-80%的培养物上清液以避免去除血细胞。
- 向每个孔中加入5 mL新鲜的完整培养基。更换培养基时，使用血清学移液管缓慢地将培养基添加到孔壁上，以避免干扰沉降的红细胞层。
注意：由于在更换培养基期间将留下1-2 mL培养基，因此在配子体培养第1天后，培养物的总体积将在6-7 mL之间。在调整此方案时，建议每隔一天进行一次血涂片检查，以确保寄生虫健康。进行血涂片通常会耗尽培养物中的细胞数量。为避免这种情况，请绘制一个非常小的体积。 - 为了量化成熟配子细胞血症，在第15-18天之间进行血涂片，并计算成熟配子体在细胞总数中的数量。
注意：成熟的配子体可以很容易地识别出它们的经典新月形，具有光滑的圆形末端（图5B）。 - 计算至少1，000个红细胞，并计算感染成熟配子体的红细胞的百分比。
- 为了量化除疹事件，取200μL配子体培养物，并在预热的管中RT下以 500×g 离心5分钟。将沉淀重悬于20μL除臭介质中，并转移到带有盖玻片的载玻片上。
- 在室温下孵育15分钟后，使用10倍物镜在相差模式下开始计数除疹中心。对至少四个字段中的外除中心进行计数，以计算外除事件。
注意：Delves等人早些时候已经描述了Flagelation测定的详细方法10。每个场超过20个驱虫事件被认为适合膜进料测定。 - 配子体培养物通常具有低水平的残留无性阶段。如果实验需要纯配子体，用50mM N-乙酰氨基葡萄糖处理培养物。
- 从每孔10x储备溶液（5 mL）中加入0.5mL N-乙酰氨基葡萄糖，至少3天，同时更换培养基以清除残留的无性阶段。
注意：N-乙酰氨基葡萄糖也可以阻断性生殖子虫的侵袭，治疗应仅在配子体培养的第7天后开始。
4. 使用标准膜喂养测定法（SMFA）的蚊子感染
注意：体外生长的配子体可以使用玻璃膜喂食器喂给蚊子。采血装置的设置 如图2所示。如上所述，始终将配子体保持在37°C，以避免在蚊子摄入之前激活。预热塑料器皿，试剂和设备与配子体培养物一起使用至37°C。
- 在膜喂养前，通过去除糖水6.5小时或过夜，使3-7天大的雌性 按蚊 挨饿。
- 使用电动或口操作吸气器将它们转移到覆盖有双层细网织物的纸杯中。或者，在冷藏室或冰箱中击倒蚊子，将它们转移到纸杯中。
注意：一品脱大小的杯子可用于喂养多达100只蚊子。 - 在室温下以 500×g 离心洗涤的血液5分钟并丢弃上清液。加入等量新鲜解冻的人血清以重建全血。将血液和血清混合物转移到37°C的水浴中30分钟。
- 将配子体培养物转移到预热的15mL塑料管中，并在37°C下以 600×g 离心5分钟。 如上所述，小心地吸出培养物上清液并进行薄血涂片，以确定成熟的配子细胞血症。
- 为了使最终的血液进料，使用重组的全血将配子体沉淀稀释至所需浓度。将血液喂养保持在37°C，直到蚊子和玻璃喂食器准备就绪。
注意：成熟的配子体浓度在0.02%至0.3%之间，将提供一致的蚊子感染性。然而，建议通过将不同浓度的蚊子喂食到不同的杯子来优化配子细胞血症。 - 确保玻璃膜喂食器有两个开口，一个狭窄的顶部开口用于移液受感染的血液，一个底部开口用于膜附着。将石蜡膜切成正方形，拉伸至均匀厚度，然后粘在喂食器的开口处，为血液喂养创造密封的隔间。
- 通过连接每侧的管道，将膜给料器连接到循环水浴上，以允许温水通过膜给料器周围的护套。
注：多个玻璃喂料器可以串联连接，以适应多种喂料条件。 - 将所有喂料器连接到水浴后，将其打开并检查是否有任何泄漏。
- 将喂食器放在蚊帐的中心，放在膜面朝下的蚊杯上，并用夹子或胶带固定喂食器。确保膜喂食器不向任何一侧倾斜，以便血液喂养均匀分布，并使整个喂食器与杯子上的网紧密接触，以允许蚊子从杯子内部进入。
- 将约200-1000μL血液移液到膜喂养器中。
注意：血液喂养的体积将根据蚊子的数量和膜喂养器的大小而变化。对于14毫米玻璃喂食器和50只蚊子，使用200μL血液喂养。 - 确保正确装载，并将血液喂养覆盖在石蜡膜上。
- 让蚊子喂食约30分钟，并进行间歇性监测。
注意：用嘴轻轻吹蚊子以提供CO2， 这将促进改善血液喂养。 - 在寒冷的房间里将它们击倒，以清除未喂养的蚊子。明显检查蚊子腹部是否有凸起和发红，作为新鲜血粉的征兆。或者，使用口操作的吸气器选择性地去除未接触的蚊子。
- 将未喂养的蚊子浸泡在70%乙醇中后，丢弃它们，并将喂食的蚊子放回蚊子杯中。
- 双笼式蚊杯，并将其转移到为感染人类疟疾寄生虫 恶性疟原虫的蚊子指定的高密闭培养箱中。
- 将浸泡在10%蔗糖中的化妆棉放在蚊香杯上，为他们提供糖粉。每隔一天更换一次化妆棉，直到蚊子被解剖。
5. 蚊子中肠道解剖和卵囊负荷定量
注：中肠解剖示意图 如图3所示。
- 喂血后7-8天，将蚊杯转移到4°C10分钟以击倒蚊子。
- 将蚊子转移到冰上的培养皿中，使用细尖镊子将其解剖。
- 将蚊子浸泡在70%乙醇中1-2分钟，以安乐死它们。将PBS添加到培养皿中，以便在所有蚊子被安乐死后洗掉乙醇。
注意：在添加PBS之前，请确保所有蚊子都已死亡。 - 将载玻片安装在解剖显微镜上，并在中心移液器100μLPBS。小心地使用镊子将一只蚊子转移到PBS中，并将其余的蚊子留在培养皿中冰上。
- 使用细尖镊子，从蚊子的后端握住腹部的第三节，用第二镊子保持胸部和腹部之间的连接处。轻轻拉动腹部，直到中肠完全暴露。
- 丢弃其余的蚊子组织，并将中肠转移到含有几滴PBS的干净载玻片中。
- 当解剖所需数量的蚊子时，使用移液管小心地取出PBS，并用0.2%的亚铬染色中肠2-5分钟。
- 去除载玻片上多余的变色和排列中间图，以便在光学显微镜下轻松可视化它们。
- 放置一个盖玻片，并在10倍物镜下计数每个中肠上的卵囊。卵囊染成粉红色，呈圆形（图6C）。
6. 蚊唾液腺解剖和孢子体负荷定量
注：唾液腺解剖示意图如图 4所示。
- 喂血后14-18天，将蚊杯置于4°C下10分钟。
注意：重要的是要等到蚊子停止移动。 - 在等待蚊子停止移动的同时，准备解剖工具。
- 将玻璃板放在解剖显微镜载物台上。在 1 mL 注射器和 9 英寸巴斯德移液管和橡胶灯泡上准备 2 套 25 G 针头。将70%EtOH和解剖培养基（HBSS，L-15或PBS）置于6孔板中。
- 在冷室中，将麻醉的蚊子转移到含有70%EtOH的6孔板中。用镊子轻轻移动蚊子，以确保所有蚊子都浸泡过，然后使用镊子洗掉70%的EtOH，将蚊子转移到解剖介质中。
- 移动到解剖室，将蚊子放在解剖显微镜台上。
- 从蚊子身上除去多余的培养基，在解剖过程中根据需要添加新的培养基。避免蚊子变干，但过多的液体会使解剖更加困难。
- 使用2个注射器和25 G针头，握住蚊子胸部和头部，轻轻向上拉动头部以将唾液腺从胸部拉出。
- 用针头断开唾液腺与头部和胸部的连接。
- 将唾液腺暂时置于玻璃板上的单独培养基液滴中。
- 解剖15-20个唾液腺后，使用巴斯德移液管将它们收集在低固定管中。
注意：一旦唾液腺进入巴斯德移液器的宽部，它们就会粘在玻璃杯上，很难将它们取出。 - 在台式离心机中通过短脉冲旋转来颗粒唾液腺。除去解剖培养基而不破坏沉淀，并加入100μL新的解剖培养基。
- 用小匀浆机研磨唾液腺1分钟，得到孢子体。
- 将10μL含有孢子体的解剖培养基置于血细胞计数器上。
注意：根据唾液腺的数量，可能需要在计数前用培养基将孢子体溶液稀释至1：10至1：50。 - 计算四个象限中两个象限中的孢子体数量，并计算孢子体/蚊子的数量：
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Representative Results
在这里，我们展示了使用使用上述方案生成的 恶性疟原虫 NF54配子体培养物的一系列膜进料的结果（见（图5）。配子体培养在第0天以约0.5%的混合期无性培养开始，到第4天和第5天生长至约15%的寄生虫血症高峰。如图 5A 所示，在这种高度寄生虫血症下，寄生虫受到压力，无性阶段培养崩溃。然而，这种压力同时导致配子细胞生成的诱导。早期配子体出现在第6天和第7天之后，无性寄生虫血症缓慢下降，但仍处于低水平。无性阶段寄生虫的存在并不影响蚊子喂养实验。然而，如果要将配子体用于需要纯培养物的实验，例如药物敏感性测定和蛋白质组学或转录组学研究，则可以通过用50mM N-乙酰葡糖胺处理来去除残留的无性阶段。大多数配子体在第15天成熟到V期，此时它们会感染蚊子并准备喂养。在开始配子体培养后的不同时间点的Giemsa染色血涂片的代表性图像如图 5B所示。
在喂血后8至10天之间，对蚊子进行解剖以确定感染的患病率和强度。患病率是喂养的蚊子具有卵囊的百分比，而强度是每只蚊子中发现的卵囊数量。两者都是饲料成功与否的重要指标。来自5个独立蚊子饲料的数据如图 6所示。选择饲料以显示从 恶性疟原虫 NF54第16天培养的0.3%成熟配子体喂养后感染水平的正常变化。卵囊强度提供定量数据来确定配子体的蚊子感染性，患病率显示喂养的蚊子被感染的百分比。这些数据可用于评估传播阻断剂，并确定和表征阻断传播疫苗和药物的靶标。卵囊的数量在实验内和实验之间各不相同，每个队列需要25-50只蚊子来确定各种实验条件的影响。
卵囊强度被认为是大多数传播阻断测定和策略的终点，但是孢子体的数量通常对于孢子体生物学和肝期研究很重要。 表1 显示了每只蚊子从12种独立血液喂养中获得的孢子体平均数量。如表中所示，孢子体的平均数量是一致的，但是，有一个实验，我们获得了零孢子体，代表测定的偶尔失败。
图1：恶性疟原虫配子体培养的工作流程和膜喂养方案。请点击此处查看此图的放大版本。
图2：蚊子喂血装置。（A）玻璃喂料机和矩形石蜡膜片（B）两个玻璃喂料器显示前后石蜡膜附着（C）玻璃喂料器在蚊杯顶部并与循环水浴连接。（D，E）将血液移液到玻璃喂食器（F）玻璃喂食器的底部视图显示血液喂养的均匀分布（G）通过parafi膜进食的几只蚊子。（H） 喂食后蚊杯俯视图，显示喂食蚊子在杯子底部排泄的血滴。比例尺 = 10 mm。请单击此处查看此图的放大版本。
图3：显示蚊子中肠解剖步骤的图形表示。请点击此处查看此图的放大版本。
图4：显示蚊子唾液腺解剖步骤的图形表示。请点击此处查看此图的放大版本。
图5： 恶性疟原虫 配子体培养和受感染蚊子中肠上的卵囊可视化。（A）15天配子细胞培养的时间过程，显示无性阶段在头4天内急剧增殖至寄生虫血症高峰，随后是配子细胞发生和随时间成熟。（B） Geimsa 染色的薄血涂片显示配子体培养的各个阶段，第 1 天早期无性阶段，第 4 天无性寄生虫血症高峰期，第 6 天由于寄生虫负荷高而应激培养，第 9 天和第 12 天早期配子体和第 15 天显示成熟的男性和女性配子体。形态学上早期配子体与无性阶段难以区分，但晚期II期显示新月形，末端尖，随着寄生虫发育成III期和IV期而伸长。然而，成熟期V配子体的特征是经典的新月形，末端圆润，宿主细胞可见性最小14。比例尺 = 10 mm 请单击此处查看此图的放大版本。
图6：每个蚊子中肠恶性疟原虫卵囊计数。（A）图显示了多年来的卵囊计数，对于每个实验，蚊子被喂食0.3%的配子体，并在喂血后的第8天解剖中肠。每个点代表来自单个中间点的卵囊数量，水平线代表中位数。（B）表显示了平均卵囊数，受感染蚊子的流行率和感染范围。（C） 图片显示蚊子中肠上的卵囊来自两个单独的喂血实验，以不同的放大倍率。比例尺 = 150 μm。请点击此处查看此图的放大版本。
| 实验 | 解剖日（喂血后） | 平均孢子石/蚊子 |
| 1 | 14 | 42, 000 |
| 2 | 14 | 40, 000 |
| 3 | 14 | 42, 750 |
| 4 | 15 | 25, 411 |
| 5 | 15 | 33, 750 |
| 6 | 14 | 15, 750 |
| 7 | 16 | 0 |
| 8 | 15 | 33, 200 |
| 9 | 14 | 56, 333 |
| 10 | 14 | 45, 333 |
| 11 | 17 | 43, 750 |
| 12 | 16 | 56, 000 |
表1：2年内每只蚊子12个独立周期的唾液腺孢子体平均数量。A. stephensi 蚊子喂食0.3% 恶性疟原虫 配子体，并在喂血后14-17天之间解剖15-20只蚊子。图中显示了每只蚊子的平均孢子体数量。
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Discussion
这里描述的方法已在约翰霍普金斯疟疾研究所成功使用超过10年15、16、17、18、19、20、21、22。使用该协议产生的配子体已被用于高通量配子细胞杀灭测定22，蛋白质组学15，以及转录组学23研究。然而，开发这些方法的一个主要原因是利用成熟的配子体感染蚊子，用于蚊子阶段和孢子体的研究23，24，25，26。本手稿描述了使用玻璃膜喂食器产生成熟恶性疟原虫配子体和感染蚊子的详细方案。这些方法对于任何研究恶性疟原虫传播阻断策略、孢子体阶段和红细胞前肝阶段的实验室都至关重要。
Ifediba和Vanderberg在1981年描述了恶性疟原虫的长期培养，在50μg/ mL次黄嘌呤的存在下产生高度传染性的成熟配子体27。从那时起，有许多出版物描述了为不同应用生产配子体的方法9，10，11，12。这些出版物中的大多数利用先前描述的配子细胞生成诱导条件来增加产量。使用条件培养基，通过突然的寄生虫血症增加，血细胞比容下降以模仿贫血，红细胞裂解和对数期抑制通过体积向上，可用于诱导配子细胞发生。这里描述的方法很简单，经过时间考验。在 4% 血细胞比容下开始 0.3-1% 无性期寄生虫血症的配子细胞培养，并每天更换培养基，直到第 15-18 天。为了获得一致的结果，至关重要的是要从低通道无性阶段寄生虫开始配子体培养，使用新鲜的红细胞（<1周），并确保培养温度在培养基更换过程中不会波动。由于恶性疟原虫配子体发育过程发生在骨髓4、5的血管外空间的静态条件下，因此在整个培养期间不要干扰沉降的红细胞层是很重要的。
以一致性培养恶性疟原虫配子体要求很高，但让它们感染蚊子会带来另一层复杂性。膜喂养受配子体以外的几个变量的影响，例如蚊子，中肠微生物群的年龄和适应性以及喂养行为28，29。通常SMFA数据显示高度的变异性，需要大量的蚊子来识别不同实验条件的影响11，28。对配子体使用低通道培养物，健康的3-6天大的蚊子和优化的膜喂养方案可以帮助卵囊计数的变化。
这里描述的用于配子体培养和膜摄食的方案已经过多年的优化。这些方法为获得成熟传播合格配子体、标准膜喂养测定、蚊中肠解剖和卵囊定量以及唾液腺解剖和孢子体定量提供了详细的描述。这些方案在提供可靠的蚊子传染性和稳健的卵囊计数和孢子体产量所需的配子体数量方面是一致的。
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Disclosures
作者无需透露任何信息。
Acknowledgments
作者感谢彭博慈善基金会对约翰霍普金斯疟疾研究所（JHMRI）的财政支持。如果没有JHMRI昆虫和寄生虫学核心设施提供的专业知识，这项工作是不可能的。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 10% Sugar solution | |||
| 10ml serological pipet | Falcon | 357551 | |
| 15 ml conical tube | Falcon | 352096 | |
| 1ml serological pipet | Falcon | 357521 | |
| 25 ml serological pipet | Falcon | 357535 | |
| 37°C Incubator | |||
| 50 ml conical tube | Falcon | 352070 | |
| 5ml serological pipet | Falcon | 357543 | |
| 6 well tissue culture plates | Falcon | 353046 | |
| 70% Ethanol | |||
| 9" glass pipet | Fisherbrand | 13-678-6B | |
| Anopheles Mosquitoes | JHMRI, Insectary core | We use A. stephensi or A. gambiae (keele) | |
| cell counter | |||
| Circulating water bath | |||
| fine tip forceps | Fisherbrand | 12-000-122 | |
| Geimsa stain | Sigma | GS1L | |
| Glass desiccator | |||
| Glass membrane feeder | Chemglass Life Sciences | CG183570 | |
| Glass slides | Fisherbrand | 12-552-3 | |
| HBSS | Sigma | H6648 | |
| Human Blood O+ | JHU | Wash RBCs three times with RPMI and refrigerate at 50% heamatocrit | |
| Human Serum O+ | Interstate blood bank | Pool at-least 6 units of serum from different donors and freeze down aliquots at -20°C. | |
| Hypoxanthine | Sigma | H9337 | Make 500x stock in 1M NaOH |
| Mercurochrome | Sigma | M7011 | Prepare 1% stock solution in PBS that can be diluted to 0.1% when needed |
| Micro Pipette | |||
| Microscope | Olympus | Any microscope with 10x, 40x and 100x objective will work. | |
| Mosquito cups | Neptune cups | ||
| N-acetylglucosamine | Sigma | A3286 | Optional and needed only when pure gametocytes are required. |
| Netting | Make sure it can contain mosquitoes and allow blood feeding | ||
| Parafilm | |||
| PBS | |||
| Petri dish | Thermo Scientific | 249964 | |
| Pipet tips | |||
| Pipetman | |||
| Plasmodium falciparum NF54 | BEI Resources | MRA-1000 | Freeze down large numbers of early passage culture to make sure you have a constant supply |
| RPMI 1640 | Corning | CV-041-CV | Media contains glutamine and HEPES |
| Slide warmer | |||
| Sodium bicarbonate | Sigma | S6297 | Optional for media, add only when using malaria gas mix during culture incubation |
| water bath | |||
| Xanthurenic Acid | Sigma | D120804 | For flagellation media |
References
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