Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Immunology and Infection

Birincil Murine Hipokampal Nöronlarda Majör Histocompatibility Complex Class I'in Akış Sitometrisi ile İfadesinin Değerlendirilmesi

doi: 10.3791/61436 Published: May 19, 2020

Summary

Bu protokol, embriyonik fare beyninden birincil hipokampal nöronları kültleme için bir yöntem açıklanmaktadır. Kültürlü nöronların hücre dışı yüzeyinde majör histocompatibility complex class I'in ekspresyolü daha sonra akış sitometrik analizi ile değerlendirilir.

Abstract

Artan kanıtlar, nöro-immün etkileşimlerin hem homeostatik hem de patolojik koşullarda sinir sistemi işlevini etkilediği hipotezini desteklemektedir. Majör histocompatibility complex class I'in (MHCI) iyi çalışılmış bir işlevi, hücre türevi peptitlerin adaptif bağışıklık sistemine, özellikle enfeksiyona yanıt olarak sunulmasıdır. Daha yakın zamanda, MHCI moleküllerinin nöronlar üzerindeki ekspresyonunun, normal gelişim ve nörolojik bozukluklar sırasında sinaptik bağlantıdaki aktiviteye bağlı değişiklikleri modüle edebileceği gösterilmiştir. Bu fonksiyonların beyin sağlığı için önemi, nöronlar üzerinde MHCI ekspresyonunu kolayca tespit eden hassas bir test ihtiyacını desteklemektedir. Burada murine hipokampal nöronların birincil kültürü için bir yöntem ve daha sonra akış sitometrik analizi ile MHCI ekspresyonunun değerlendirilmesi için bir yöntem açıklıyoruz. Murine hipokampus embriyonik gün 18 prenatal fare yavru mikrodissected. Doku, enzymatic ve mekanik teknikler kullanılarak tek bir hücre süspansiyonuna ayrışır, daha sonra nöronal olmayan hücrelerin büyümesini sınırlayan serumsuz bir ortamda kültüre edilir. 7 gün in vitrodan sonra kültürlü hücreler farmakolojik olarak beta interferon ile tedavi ederek MHCI ekspresyonu uyarılır. MHCI molekülleri floresan etiketli bir antikor ile yerinde etiketlenir, daha sonra hücreler enzmatik olmayan bir şekilde tek bir hücre süspansiyonuna ayrışır. Nöronal kimliği doğrulamak için hücreler paraformaldehit ile sabitlenir, permeabilize edilir ve nöronal nükleer antijen NeuN'u tanıyan floresan etiketli bir antikorla etiketlenir. MHCI ekspresyotiği daha sonra akış sitometrik analizi ile nöronlar üzerinde ölçülür. Nöronal kültürler, belirli hipotezleri test etmek için genetik değişiklikler veya farmakolojik müdahalelerle kolayca manipüle edilebilir. Hafif değişikliklerle, bu yöntemler diğer nöronal popülasyonları kültüre etmek veya diğer ilgi çekici proteinlerin ekspresyonlarını değerlendirmek için kullanılabilir.

Introduction

Merkezi sinir sisteminin (CNS) bir zamanlar "bağışıklık ayrıcalıklı1"olarak adlandırılan bağışıklık gözetiminden yoksun olduğu düşünülüyordu. Bu ayrıcalığın bağışıklık bileşenlerinin mutlak yokluğuna eşit olmadığı, aksine, immünopatoloji ile ilişkili hasarı sınırlamak için işlev gören özel bir düzenleme olduğu açıktır1. Aslında, CNS ve bağışıklık sistemi arasındaki iletişim, sağlıklı beyin gelişimi ve enfeksiyonlara yanıt için gerekli olan devam eden bir konuşmadır2,3.

Majör histocompatibility complex sınıf I (MHCI) molekülleri, enfeksiyon sırasında CD8+ T hücrelerine antijenik peptitlerin sunulmasındaki işlevleriyle bilinen polijenik ve polimorfik transmembran proteinleridir4. Klasik MHCI kompleksleri transmembran α zinciri ve β2-mikroglobulin adı verilen hücre dışı bir ışık zincirinden oluşur. α zinciri, sunum için antijenik bir peptit bağlayan polimorfik bir oluk içerir5. MHCI'nın hücre dışı membran üzerinde doğru ifadesi, yüksek benzeşimli peptit ligand5'inyüklenmesiyle birlikte α zinciri ve β2 mikroglobulinin düzgün bir şekilde katlanmasını sağlamak için endoplazmik retikülumdaki moleküler refakatçilerin koordineli bir şekilde hareket etmesini gerektirir. Mhci kompleksleri bir araya getirildikten sonra, endoplazmik retikülükten plazma membran6'yaihraç edilir. Kognate T hücre reseptörünün peptit yüklü MHCI kompleksi ile angajmanı üzerine, CD8+ T hücreleri, perforin ve granzim içeren litik granülleri serbest bırakarak veya hedef hücre zarı üzerindeki Fas reseptörü bağlama yoluyla kesme ilamsını indükleyerek hücre öldürmeye aracılık eder7. Ek olarak, CD8+ T hücreleri, sitopatik etkileri olmadan enfekte hücrelerde antiviral mekanizmaları aktive ürkütebilen gama interferonu (IFNφ) ve tümör nekroz faktörü alfa (TNFα) gibi sitokinler üretir8,9. Birçok nörotropik virüs için, CD8+ T hücreleri enfeksiyonu CNS10 , 11,12'den temizlemek için gereklidir.

Daha önce nöronların MHCI'yı sadece hasar, viral enfeksiyon veya in vitro sitokin stimülasyonu ile ifade ettiği düşünülüyordu. Son zamanlarda, araştırmalar mhci nöronal ekspresyotiği için sinaptik remodeling ve plastisitede bir rol belirlemiştir13,14. Sinaps düzenlemesinin altında kalan kesin mekanizmalar iyi anlaşılmasa da, veriler MHCI ifade düzeyinin sinaptik aktivite15,16ile düzenlendiğini göstermektedir. Bir hipotez, nöronların, MHCI'yi transiplaptik olarakbağlayanimmünoglobulin benzeri reseptör B 'yi (PirB) presynaptik olarak ifade ettiğini önesürmektedir. Bu etkileşim, PirB tarafından sinaptik yeniden şekillendirmede yer alan yollara karşı çıkan bir sinyal basamaklama başlatır, böylece sinaptik bağlantıyı güçlendirir ve stabilize eder17,18,19. Nöronal aktivitenin yokluğunda, MHCI ekspresyasyonu14azalır ve MHCI kaybı kusurlu sinaps eliminasyonu ve yanlış düzenlenmiş sinaptik devreler20,21ile sonuçlanır.

Burada açıklanan ve Chevalier ve ark.9'danuyarlanan test, MHCI'nın murine hipokampal nöronların birincil kültürleri üzerindeki hücre dışı protein ekspresyonını nicel olarak değerlendirmek için akış sitometrik analizini kullanır. Bu protokol, embriyonik fare yavrularından hipokampal dokuyu mikrosekse etmek için ilk teknikleri göstermektedir. Daha sonra dokunun tek bir hücre süspansiyonuna enzipmatik ve mekanik ayrışması için süreçleri ve kültürleri in vitro olarak koruma yöntemlerinidetaylandırıyor. Bölünmedikleri için, kültüre girdikten sonra, nöronlar deneysel uç noktalarına uygun bir tabakta ve yoğunlukta kaplanmalıdır. Daha sonra, beta interferon (IFNβ) ile MHCI ekspresyonını indükleme, MHCI ve nöronal çekirdek belirteci NeuN için immünoplabeling ve akış sitometrisi ile hücreleri analiz etme adımlarını özetler. Son olarak, MHCI pozitif nöronları tanımlamak ve MHCI ekspresyonunun seviyesini ölçmek için akış sitometri verilerini değerlendirme prosedürlerini açıklar. Ayrıca bu protokolde, hipokampal nöronlara ek olarak veya bunun yerine kortikal nöronları kültüre etmek için yapılabilecek küçük ayarlamalar da belirtilmektedir. Bu protokol, genetik varyasyonlar veya farmakolojik tedaviler kullanılarak belirli hipotezleri test etmek için kolayca değiştirilebilir.

Protocol

Tüm prosedürler, Ulusal Sağlık Enstitüleri Laboratuvar Hayvanlarının Bakımı ve Kullanımı Kılavuzu'ndaki önerilere uygun olarak ve Hayvanları İçeren Biyomedikal Araştırmalar için Uluslararası Rehberlik İlkelerine göre gerçek gerçekleştirildi. Protokol, Charlotte Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi'nde (Protokol #19-020) Kuzey Carolina Üniversitesi tarafından onaylandı.

1. Kültüre hazırlık

NOT: Bu işlemler doku kültürüne göre belirlenmiş bir biyogüvenlik kabininde steril koşullarda yapılmalıdır. Medya ve çözümler için Tablo 1'e bakın.

  1. Kendinden sızdırmaz sterilizasyon torbalarında otoklavlayarak tüm diseksiyon aletlerini sterilize edin.
  2. 12 kuyulu kültür yemeklerinin tedavisi için poli-D-lizin çalışma stoklarını hazırlayın.
    1. Poli-D-lizini 1x borat tamponunda 100 μg/mL (10x konsantre) konsantrasyonda çözün. Yaklaşık 1 mL aliquots'u ihtiyaç duyulana kadar -20 °C'de saklayın.
    2. DPBS'de 10x konsantre poli-D lizin'i 10 μg/mL 'ye (1x) seyreltin ve sterilize edin.
    3. 12 kuyulu kültür plakalarını 1x poli-D-lizin kuyusu başına 0,5 mL ile oda sıcaklığında en az 1 saat veya ertesi gün kullanmak için bir gecede tedavi edin. Poli-D-lizin hacminin kültür alanının altını tamamen kaplayacak kadar yeterli olduğundan emin olun.
    4. Kullanımdan hemen önce, poli-D-lizini kültür plakasından çıkarın, steril suda 3x durulayın ve hücreleri kaplamaya hazır olana kadar steril suda saklayın. Hücreleri kaplamadan önce tüm sıvı izlerini kapsamlı bir aspirasyonla çıkarın.
  3. Neuron Growth Media ve FACS tamponu hazırlayın. Sterilize edin ve kullanıma kadar 4 °C'de saklayın. Nöron Büyüme Ortamı yaklaşık 2 wks boyunca tutulabilir; FACS arabelleği yaklaşık 4 wks boyunca saklanabilir.

2. Embriyonik hipokampüsün diseksiyonu

NOT: Bu işlem, menenjitlerin giderilmesi ve hipokampüsün mikro diseksiyonu için stereo mikroskop kullanılmasını gerektirdiğinden tezgahta yapılabilir. Olası kontaminasyonu en aza indirmek için katı aseptik tekniğe uyun.

  1. Embriyonik 18. günde co2 odasında zamanlanmış hamile bir C57BL/6J dişi fareyi ötenazi edin.
  2. Karın derisini ve kürkü % 70 EtOH ile püskürtün, ardından cildi doku asaları ile sıkıştırın ve cerrahi makasla küçük kesi yapın. İç organları ve uterusun ortaya çıkması için peritonları kuluçkaya yatırın.
  3. Uterusun standart desenli tokmaklarla kavrayın, boşluktan kaldırın ve mesometrium bağlantısını ince makasla kesin. Embriyolu uterusun buza yerleştirilen 100 mm steril plastik kültür çanaklarına aktarılması.
  4. İnce makas ve ince tokmaklar kullanarak uterusun dikkatlice kesilmesi ve embriyoların serbest bırakılması için embriyonik keseciklerin çıkarılması. Embriyoları buza yerleştirilen dPBS içeren 100 mm steril plastik kültür kabına aktarın.
  5. İnce makas kullanarak embriyonik yavruların kafasını kopar ve kafaları buza yerleştirilmiş Hibernate-E ortamı içeren yeni 100 mm steril plastik kültür kabına aktarın.
  6. Beyni çıkarmak için, bir elinde bir çift ince tokmak ile başı tutun. Kavisli Dumont #7 önps kullanarak, kafatasının tabanınaps ucunu yerleştirin ve kemiği kıstırın ve beyni delmeden ön çizgi boyunca hareket eden cildi aşırı sıkıştırın.
  7. Kavisli tokalar kullanarak beyni açığa çıkarmak için deriyi ve kafatasını ayırın. Beynin altındaki kavisli tokaları açıkta kalan koku ampulünden beyinciklere süpürerek beyni kafatasından çıkar. Beyni, buza yerleştirilmiş Hibernate-E ortamını içeren 100 mm steril plastik kültür kabına aktarın. Her beyin için tekrarlayın.
    NOT: Deneye özgü amaçlar için ayrı olmak gerekmedikçe tüm beyinler tek bir kültür çanasında toplanabilir.
  8. Stereo diseksiyon mikroskobu altında, aynı anda bir beyin ve iki çift steril Dumont #5 toka ile çalışmak, koku ampullerini çimdiklemek ve menenajları çekmek. Menenjitlerin iyice çıkarılması, diğer hücreler tarafından kültür kirlenmesini önlemek ve daha fazla diseksiyona izin vermek için gereklidir.
  9. Menenjitler düzgün bir şekilde çıkarıldıktan sonra, korteksin üst tarafı yanal olarak açılır ve bu da hipokampusu açığa çıkarır. Dumont #5 tokalarını kullanarak hipokampusu ekli korteksten uzaklaştırın ve izole hipokampusu buz üzerinde 5 mL Hibernate-E ortamı içeren steril 15 mL konik bir tüpe dikkatlice aktarın.
  10. Her embriyonik fare yavrusu için her iki beyin yarımküresi için diseksiyonu tekrarlayın ve deneye özel amaçlar için ayrı ayrı gerekmedikçe tüm hipokampileri tek bir 15 mL konik tüpte birleştirin.
    1. Kortikal nöronları kültüre etmek için korteks alt metinden ayrılabilir ve hipokampal nöronlarla aynı şekilde işlenebilir.
      NOT: Bu noktada, protokol duraklatılabilir. B27 ile desteklenmiş Hibernate-E ortamında beyinleri veya parçalanmış hipokampileri saklayın (%2) 1 aya kadar 4 °C'de, ancak uzatılmış gecikme canlı hücre sayısını tehlikeye atabilir.

3. Hipokampal nöronların ayrıştırıcı ve kültlü

NOT: Tüm işlemler steril koşullarda biyogüvenlik kabininde doku kültürüne göre yapılmalıdır.

  1. Hipokampal ayrışma için embriyo başına 0,5 mL papain ayrıştırma çözeltisi hazırlayın. İhtiyaç duyulan ayrışma çözeltisinin hacmi, parçalanan embriyonik beyin sayısına bağlı olarak değişecektir.
    NOT: Kortikal nöron kültürü için embriyo başına 1,0 mL papain çözeltisi hazırlayın.
    1. Yaklaşık 3 dakika boyunca girdap yaparak Hibernate E ortamının 1 mL'si başına 20 μL papain süspansiyonu çözün.
    2. Papain çözüldükten sonra, çözeltinin 1 mL'si başına 1 μL DNase I ekleyin. Enzimi devre dışı bırakabileceğinden, I. Danoz eklendikten sonra çözeltiyi girdap etmeyin.
  2. Santrifüj 15 mL konik tüp hipokampal doku içeren (adım 2.10) 1,000 x g 5 dakika boyunca. Üstnatanı çıkarın ve papain çözeltisi ekleyin. Birkaç kez ters çevirerek dokuyu yeniden dirsin. 37 °C'de 30 dakika kuluçkaya yatırarak, her 10 dakikada bir dokuyu yeniden canlandırmayı tersine çevirin.
    1. Kortikal nöronları kültlüyorsanız, tüm kortikalleri yeni bir 100 mm steril kültür çanağine aktarın, plakadan medyayı dikkatlice aspire edin ve ince makas veya jiletle kıyma dokusu. Kültür çanağına papain çözeltisi ekleyin ve steril bir transfer pipeti kullanarak papain çözeltisi ile kortikal dokuyu 15 mL konik tüpe aktarın. 37 °C'de 30 dakika boyunca her 10 dakikada bir ajite olan doku ve enzim çözeltisinin kuluçkaya yatır.
  3. 30 dakikalık inkübasyon sırasında, 3 yangın cilalı cam Pasteur pipet hazırlayın: 1 tamamen açık, 1 yarı açık ve 1 çeyrek açık.
  4. 30 dk inkübasyondan sonra, sindirilmiş beyin dokularını içeren 15 mL konik tüpü 10 dakika boyunca 125 x g'da santrifüj edin. Enzim çözeltisini çıkarın ve eşit miktarda taze Hibernate E ortamı ile değiştirin.
  5. Tamamen açık Pasteur pipet kullanarak, dokuyu 10x üçleme. Dokunun 2 dakika yerleşmesine izin verin, ardından süpernatan hücre süspansiyonu steril 50 mL konik tüpe aktarın. Dokuya eşit miktarda Hibernate E ortamı ekleyin.
  6. Yarı açık Pasteur pipet kullanarak, üçleme dokusu 10x. Dokunun 2 dakika yerleşmesine izin verin, ardından süpernatan hücre süspansiyonu önceki adımda olduğu gibi aynı 50 mL konik tüpe aktarın. Dokuya eşit miktarda Hibernate E ortamı ekleyin.
  7. Çeyrek açık Pasteur pipet kullanarak, üçleme dokusu 10x. Dokunun 2 dakika yerleşmesine izin verin, ardından süpernatan hücre süspansiyonu tekrar önceki adımlarda olduğu gibi aynı 50 mL konikine aktarın. Ayrışmamış kalan dokuları atın.
  8. Hücre süspansiyonundan süpernatantı içeren 50 mL konik tüpü 5 dakika boyunca 125 x g'da santrifüj edin. Henüz yapılmamışsa, poli-D-lizin kaplı plakaları steril suyla yıkayın ve santrifüjleme sırasında tüm sıvı izlerini iyice aspirasyonla temizleyin.
  9. Santrifüjlemeden sonra, süpernatantı atın ve hücre peletini 5 mL Nöron Büyüme Ortamı'nda yeniden dirildi. Trippan mavisi ve hemositometre kullanarak canlı hücreleri sayın.
    1. Kortikal nöronları kültlüyorsanız, daha az yoğun hücreler ve daha doğru sayım için en az 10 mL Nöron Büyüme Ortamı ekleyin.
  10. Ml başına 5 x 10 5 uygulanabilir hücrenin son kaplama yoğunluğu için hücreleri Nöron Büyüme Ortamı ile seyreltin ve 12 kuyu plakasının her kuyusuna 1 mL seyreltilmiş hücre süspansiyonu ekleyin. %5 CO2ile nöronları 37 °C'de koruyun.
    NOT: Tipik olarak, 1 embriyonik fare beyninden hipokampi, yani 2 hipokampi, yaklaşık 1 x 106 canlı hücre verir. Bu sayı yalnızca deneme planlaması amacıyla sağlanır ve her kültür için hücreleri saymak için bir ikame olarak düşünülmemelidir.
  11. Her kuyudan medya hacminin yarısını, yani 0,5 mL'yi kaldırarak kültürden sonraki gün büyüme medyasını değiştirin ve kültürlü hücreleri bozmamak için kuyunun kenarına eşit miktarda taze ortam ekleyin. Kültürün ömrü boyunca haftada iki kez yarım medya değişikliklerini tamamlayın.

4. MHCI ekspresyonlarının akış sitometrisi ile değerlendirilmesi

  1. Interferon beta (IFNβ) veya Nöron Büyüme Ortamı'nda eşit miktarda seyrelterek tedaviyi hazırlayın. Medya değişikliği yarım hacimli bir değişiklik olacağından, 2x konsantre IFNβ ile tedavi ortamı hazırlayın. yani, 100 U/mL IFNβ ile 12 kuyu plakasının 3 kuyusunun tedavisi için, 200 U/mL IFNβ ile 1,5 mL veya medya ile tedavi edilen kontroller için eşit hacimde IFNβ seyreltici hazırlayın.
  2. Her nöron kuyusundan 0,5 mL çıkarın ve her kuyuya IFNβ olsun veya olmayın 0,5 mL Nöron Büyüme Ortamı ekleyin. Deneysel koşullara ve sinyal optimizasyonuna bağlı olarak6-72saat boyunca normal büyüme koşullarında (%37 °C, %5 CO 2) kuluçkaya yatın.
  3. Tedavi süresinden sonra, tüm kültür medyasını çıkarın ve takviyeleri olmayan soğuk Nörobasal medyada bir kez hafifçe yıkayın (B27, L-glutamin, Pen-Strep).
  4. Her kuyuya 1 μg/mL Fc bloğu ve 1 μg/mL floresan konjuge anti-MHCI antikoru içeren 0,5 mL takviyesiz soğuk Nörobakal ortam ekleyin. 4 °C'de kuluçkaya yatarak 45 dakika boyunca ışıktan korunsun.
  5. Antikor içeren ortamı çıkarın ve soğuk dPBS'de bir kez dikkatlice yıkayın. Her kuyuya 0,5 mL oda sıcaklığı enzimsiz hücre ayrıştırma tamponu ekleyin ve hücreleri yerinden çıkarmak için ajite edin. Ters doku kültürü mikroskobu kullanarak ayrışmalara dikkat edin.
  6. Hücreler kültür çanaktan ayrıldıktan sonra, her kuyuya 0,5 mL FACS arabelleği ekleyin, kümeleri dağıtmak için hücreleri üç katına çıkarın ve her kuyunun toplam hacmini tek tek 1,7 mL mikrosantrifüj tüplerine aktarın.
  7. 5 dakika boyunca 1.000 x g'da santrifüj. Süpernatant çıkarın, hücre peletini 100 μL FACS tamponunda yeniden çıkarın ve her tüpün toplam hacmini 96 kuyu U-alt plakasının ayrı kuyularına aktarın.
  8. Her kuyuya 100 μL sabitleyici reaktif ekleyin. Hücrelerin topaklanmaması için birkaç kez tritüre edin ve ışıktan korunan oda sıcaklığında 15 dakika kuluçkaya yatsın.
  9. 5 dakika boyunca 500 x g'da santrifüj. 200 μl FACS arabelleği içinde süpernatant ve resuspend çıkarın.
  10. 5 dakika boyunca 500 x g'da santrifüj. Her kuyuya floresan konjuge anti-NeuN antikoru (1:100 seyreltme) içeren 100 μL permeabilizasyon reaktifinde süpernatantı ve resüspend'i çıkarın. İyice karıştırın, ardından 20 dakika boyunca sallanan ışıktan korunan oda sıcaklığında kuluçkaya yatın.
  11. Kuluçkadan sonra, 5 dakika boyunca 500 x g'da santrifüj. 100 μL FACS arabelleği içinde süpernatant ve resuspend çıkarın. 2x'i tekrarlayın.
  12. Son yıkamadan sonra, hücreleri 100 μL%2 paraformaldehit içinde FACS tamponunda seyreltilir. Hücrelerin topaklanmasını önlemek için iyice karıştırın. Bir akış sitometresinde okumaya hazır olana kadar ışıktan korunan 4 °C'de saklayın. Örnekleri 1 hafta içinde en kısa sürede okuyun.

5. Verilerin ölçülmesi ve değerlendirilmesi

  1. Her floresan boya için kompanzasyon kontrollerini ölçün ve spektral çakışmaları düzeltin. İdeal kompanzasyon kontrolleri, el altından, sadece ANTI-MHCI ile lekelenmiş ve sadece Anti-NeuN ile lekelenmiş kültürlü nöronları içerir.
  2. Mümkünse, her örnek için 100.000 olay kaydedin (en az 10.000) ve FCS dosyaları olarak kaydedin.
  3. Verileri analiz etmek için, uygun analiz yazılımını kullanarak, NeuN pozitif nöronları seçmek için Şekil 1A-C'de gösterildiği gibi sıralı kapılar kurun.
    1. SSC-A (günlük) ve FSC-A (doğrusal) çizin. Analizden hücresel kalıntıları ortadan kaldırmak için hücresel popülasyona (P1) bir kapı çizin.
    2. P1 hücresel popülasyonu içinde FSC-H (doğrusal) ve FSC-A (doğrusal) grafiğini çizin. Tek hücreli nüfusa bir kapı çizin.
    3. Tek hücre popülasyonu içinde, SSC-A (günlük) vs NeuN (günlük) çizin. Kılavuz olarak ellenmemiş veya yalnızca MHCI lekeli hücreler kullanarak NeuN pozitif popülasyona bir kapı çizin.
    4. Y ekseninde moda normalleştirilmiş hücresel olaylarla MHCI floresan histogramı çizin. Kılavuz olarak sadece lekelenmemiş veya NeuN lekeli nöronları kullanarak, MHCI için pozitif olan nöronların yüzdesini ölçmek için yatay bir kapı çizin.
    5. MHCI için pozitif yüzde hücrelerin yanı sıra istatistiksel değerlendirme ve grafik çizim için NeuN pozitif popülasyonda MHCI için ortanca floresan yoğunluğunu (MFI) dışa aktarın.

Representative Results

Burada sunulan prosedür kullanılarak embriyonik 18. Doku, enzymatic ve mekanik yöntemler kullanılarak tek bir hücre süspansiyonuna ayrıştırıldı, daha sonra poli-D-lizin ile önceden tedavi edilen 12 kuyu plakasında kültürlendi. 7 günlük in vitrodan sonra, hücreler sadece 72 saat boyunca 100 U/mL IFNβ veya media ile tedavi edildi ve bu da MHCI ekspresyonunun uyarılmasıydı. Nöronlar, enzmatik olmayan bir şekilde tek bir hücre süspansiyonuna dönüşmeden önce MHCI için yerinde boyandı. Nöronlar sabitlendi ve permeabilize edildi, daha sonra nöronal çekirdek belirteci NeuN için hücre içi lekelendi. Örnekler akış sitometrisi ile değerlendirildi ve veriler ilişkili yazılım kullanılarak analiz edildi. Nöronlar, hücresel döküntüleri ve çiftleri dışlamak için toplam olayların sıralı gating yoluyla tanımlanmıştır (Şekil 1A,B). Nöronlar kesin olarak NeuN-pozitiflik ile tanımlanmıştır (Şekil 1C). NeuN+ hücreleri, y eksenindeki moda normalleştirilmiş hücre sayısı ve x eksenindeki MHCI floresan ile bir histogramdaki hücreler çizilerek MHCI pozitifliği açısından daha fazla analiz edildi. Pozitif ve negatif zirvelerin ayrıştığı noktada bir MHCI+ kapısı çizildi (Şekil 1D). Bundan, MHCI boyama için pozitif nöronların yüzdesi (Şekil 1E) ve ortanca floresan yoğunluğu (MFI; Şekil 1F) hesaplandı. Sonuçlar, IFNβ tedavisinin MHCI'nın hücre dışı lekelenme için pozitif nöron yüzdesini ve MFI tarafından belirtildiği gibi ifade seviyesini önemli ölçüde yükselttiğını göstermektedir. İstatistiksel analiz ve grafiksel gösterim, piyasada bulunan istatistiksel yazılım kullanılarak yapıldı.

Figure 1
Şekil 1: Temsili gating stratejisi ve MHCI nicelemesi.
Primer hipokampal nöronlar sadece IFNβ veya media 100 U/mL ile tedavi edildi. 72 saat sonra, nöronlar Pasifik Mavi konjuge MHCI (1 μg/mL H2-Kb),daha sonra PE-konjuge NeuN (1:100 seyreltme) ile hücre içi olarak etiketlendi. Hücresel floresan akış sitometrisi ile değerlendirildi ve veriler analiz edildi. (A) Toplam olaylar SSC-A (günlük) vs FSC-A (doğrusal) olarak çizildi ve hücreler (P1) enkaz dışlamak için kapılıydı. (B) P1 popülasyonu içinde, hücreler tek hücre popülasyonu geçidi için FSC-H (doğrusal) vs FSC-A (doğrusal) olarak çizildi. (C) Tek hücre popülasyonu içinde hücreler SSC-A (log) vs NeuN-PE (log) olarak çizildi. NeuN+ hücreleri nöronları tanımlamak için kapılıydı. (D) Nöron popülasyonu içinde hücreler x ekseninde MHCI-PacBlu ile bir histogram üzerinde çizildi ve hücre sayıları y ekseninde moda normalleştirildi. MHCI lekeleme için pozitif nöronların yüzdesini ölçmek için yatay bir kapı çizildi. (E) Sadece medyada ve IFNβ ile tedavi edilen nöronlarda NeuN+ hücrelerinin yüzde MHCI+ miktarının ölçülmesi. (F) Medya (siyah) ve IFNβ ile tedavi edilen (kırmızı) nöronlardaki NeuN+ hücrelerinde MHCI'nın ortanca floresan yoğunluğunun (MFI) ölçülmesi. İstatistiksel önem, eşleşmeyen t testi ile hesaplandı. **, P < 0.01. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Nöron Büyüme Ortamı (50 ml)
reaktif Son Konsantrasyon Stok Konsantrasyonu 50 ml için
B27 eki 2% 100% 1,0 ml
L-glutamin 2 mM 200 mM 0,5 ml
Penisilin-Streptomisiin 100 U/ml 10.000 U/ml 0,5 ml
Nörobakal medya 48,0 ml
FACS arabelleği (500 ml)
reaktif Son Konsantrasyon Stok Konsantrasyonu 500 ml için
Fetal Sığır Serumu 2% 100% 10 ml
Edta 1 mM 500 mM 1 ml
dPBS 489 ml
Papain Ayrışma Çözümü
reaktif Son Konsantrasyon Stok Konsantrasyonu 1 ml için
Papain Süspansiyon 20 U/ml 1000 U/ml 0.020 ml
DNase I 2,5 U/ml 2500 U/ml 0.001 ml
Hazırda Beklet-E 1,0 ml
Not: İhtiyaç duyulan Papain Ayrıştırma Çözeltisi'nin hacmi, parçalanan embriyonik beyin sayısına bağlı olarak değişecektir. Hipokampal nöronlar için beyin başına 0,5 ml veya kortikal nöronlar için beyin başına 1,0 ml hazırlayın.
Not: Hibernate-E'de papain süspansiyonunu yaklaşık 3 dakika boyunca girdaplayarak ayrışma çözeltisi hazırlayın. Papain iyice çözüldükten sonra, DNase I ekleyin. Girdap DNase I.

Tablo 1: Medya ve çözümler.

Discussion

Bu protokol embriyonik 18. günde doğum öncesi fare yavrularından primer hipokampal nöronların diseksiyon ve kültürünü açıklar. Kemirgenlerden kültürlenmiş birincil nöronların kullanımı, modern nörobiyolojide geliştirilen en temel metodolojilerden biridir22. Ölümsüzleştirilmiş hücre hatları nöronların belirli yönlerini modelleyebilse de, tümör türevi hücreler olarak doğaları, tanımlanmış aksonların geliştirilememesi ve hücre bölünmesinin devam etmesi, mitotik nöronların özelliklerini in vivo23'tesadık bir şekilde yeniden toplayıp toplamadıkları konusunda şüphe uyandırır. Primer nöronlara bir diğer alternatif de insan indüklenmiş pluripotent kök hücrelerin (HiPSC) kullanılmasıdır. HiPSC'leri kullanma teknolojisi, özellikle hasta kaynaklı olanlar, son yıllarda hızla ilerlemiştir24. Bununla birlikte, hücre hatları arasındaki değişkenlik, fonksiyonel olgunluk eksikliği ve epigenetik profillerdeki farklılıklar da dahil olmak üzere HiPSC'lerle çalışmanın hala sınırlamaları vardır25. Birincil kemirgen nöronlarının indirgemeci modeliyle çalışmanın sınırlamaları da olsa, kültürlü nöronlar in vivo nöronların mitotik sonrası doğasını korur. Ayrıca, fareler için mevcut olan geniş moleküler biyoloji araçları ve genetik değişiklikler, birçok uygulama için HiPSC'lere göre birincil nöronların kullanılmasını tercih eder ve fare çalışmaları deneysel genetik sistemi kaybetmeden daha karmaşık in vivo organizmaya kolayca çevrilebilir. Bu nedenlerden dolayı, birçok araştırmacı, araştırmalarının toplu olmasa da temel yönlerini doğrulamak için birincil kemirgen nöronlarını kullanır.

Bazı tahliller için, nöronlar doğrudan beyin eks vivo izolasyonundan sonra analizedilebilir. Bu, belirli deneysel koşullara maruz kalabilen veya birden fazla hücre tipinin etkileşimlerine bağlı olabilecek yetişkin fareleri içeren deneyler için özellikle arzu edilir; ancak, yapılabilecek analizlerin türünü sınırlayan birkaç konu vardır. Nöronların yetişkin farelerin beyinlerinden tek bir hücre süspansiyonu hazırlamak teknik olarak zordur, çünkü nöronlar benzersiz bir şekilde birbirine bağlıdır ve miyelin26ile kaplanır. Doku tritürasyonunun enzymatik olmayan yöntemleri, dokuyu ayırmada ve hücre ölümüne neden olmakta verimsizdir, oysa enzymatik preparatlar genellikle hücre yüzeyi antijenlerini ayırır27. Ayrıca, miyelin embriyonik farelerde büyük ölçüde bulunmamakla birlikte, yetişkin beyninin yaklaşık% 20'sini oluşturur ve canlı hücre izolasyonuna engel olabilir ve akış sitometrisi analizini28. Geliştirilen tekniklerin çoğu nihayetinde sitozollerinin nöronlarını soyun ve öncelikle çekirdek29'danoluşan küçük, yuvarlatılmış hücre gövdeleri bırakın. Bu bazı analizler için kabul edilebilir olsa da, sitoplazmik veya hücre dışı protein ekspresyonlarını ölçmek için uygun değildir. Ayrıca, indirgemeci hücre kültürü sistemi, belirli mekanistik soruların in vivo sistemle sık karşılaşılandan daha kısa bir zaman ölçeğinde test edilir.

Ayrıca bu protokolde, MHCI ekspresyonunun IFNβ ile farmakolojik olarak uyarılması ve hücre dışı MHCI ekspresyonunun akış sitometrisi ile ölçülmesi yöntemleri açıklanmaktadır. IFNβ tarafından stimülasyon diğer deneysel durumları test etmek için yararlı bir pozitif kontroldür, ancak IFNφ ve kainic asidin nöronlarda MHCI ekspresyonunu da uyarabileceği belirtilebilir9,30, tetrodotoxin ise MHCI ekspresyonunu azaltır14. MHCI ekspresyonunu tespit etmek için önceki yöntemler in situ hibridizasyon ve immünohistokimyasal analiz14,15,20,31 'edayanıyordu. In situ hibridizasyon ve qRT-PCR gibi mRNA tabanlı tahliller mekansal lokalizasyonu, hücre tipi özgüllüğünü ve gen transkripsiyon seviyelerini belirleyebilirken, bu tahliller protein çevirisini veya plazma zarı için taşımayı değerlendiremez. İmmünistokimyasal ve batı leke analizi protein ekspresyasyonu ve potansiyel olarak hücresel lokalizasyondaki farklılıkları belirleyebilir, ancak doğru bir şekilde ölçmek zor olabilir. Ayrıca, birçok MHCI antikoru kompleksin üçüncül yapısını tanır ve konformasyonel değişikliklere karşı oldukça hassastır. Böylece permeabilizasyon veya denatüre etme koşulları MHCI immünoreaktivite kaybına neden32. Burada sunulan yöntem, proteinin doğal uyumundaki antikor tarafından tanınmasını sağlayan MHCI için yerinde immünostaining ve ardından fiksasyon ve permeabilizasyon yöntemlerini kullanır.

Hafif değişikliklerle, burada açıklanan yöntemler diğer nöronal popülasyonları kültüre etmek veya diğer hücre dışı ilgi proteinlerinin ekspresyonlarını değerlendirmek için kullanılabilir. Bu protokolde kortikal nöronları kültüre etmek için yapılabilecek kolay değişiklikler olduğu belirtilmektedir, ancak burada açıklanan yöntemler striatal nöronlar33gibi diğer nöronal popülasyonları kültüre etmek için de kullanılabilir. Ayrıca, bu protokol MHCI ve NeuN'un immün yetisini belirtse de, diğer hücresel belirteçler benzer şekilde tanımlanabilir. Genel olarak, hücre dışı belirteçler MHCI gibi, hücre içi belirteçler ise NeuN gibi tedavi edilebilir. Bununla birlikte, hücresel ayrışma adımı sırasında aksonal projeksiyonların somadan koptuğu belirtilmelidir. Burada tanımlanan gating stratejisi hücresel kalıntıları elediği ve nöronal çekirdek belirteci NeuN'a odaklandığı için, sadece aksonal projeksiyonlarda ifade edilen proteinler tespit edilemeyebilir.

Yakın zamana kadar, nöronların MHCI'yı sadece sitotoksik CD8+ T hücrelerini meşgul etmek için hasara, enfeksiyona veya in vitro sitokin stimülasyonuna yanıt olarak ifade etmesi düşünülüyordu9. Yeni araştırmalar, geliştirme sırasında sinaptik bağlantıların düzenlenmesinde MHCI'nın başka bir işlevini ortaya çıkarmıştır13. Burada açıklanan protokol, wildtype kültürlü nöronlarda MHCI ekspresyonını uyarmak için IFNβ kullanır, ancak benzer yöntemler belirli hipotezleri test etmek için çeşitli hücresel uyaranlar veya genetik değişikliklerle kullanılabilir. Bu yöntem, araştırmacıların MHCI ekspresyonunu düzenleyen moleküler mekanizmaları araştırmalarını sağlayacak ve bu da MHCI'nın bu iki farklı hücresel işlev üzerindeki iki yönlü rolünün anlaşılmasını artıracaktır.

Disclosures

Yazarların açıklayacak bir şeyi yok.

Acknowledgments

Bu çalışma NIA R00 AG053412 (KEF) tarafından desteklendi.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1.5 ml Microcentrifuge Tubes Fisher 05-408-129 Laboratory Supplies
100 mm sterile culture dish Fisher FB012924 Tissue Culture Supplies
15 ml Centrifuge Tubes Genesee 21-103 Laboratory Supplies
50 ml centrifuge tube Genesee 21-108 Laboratory Supplies
500 mM EDTA Invitrogen AM9260G FACS Buffer Reagent
70% Ethanol Fisher BP82031Gal Tissue Culture Supplies
96 well U-bottom plate Genesee 25-221 Flow Cytometry Supplies
B27 Gibco 17504044 Neuron Culture Reagent
Borate Buffer Thermo Scientific 28341 Tissue Culture Supplies
Borosilicate Glass Pasteur Pipette Fisher 13 678 20C Laboratory Supplies
Cell Dissociation Buffer Gibco 13 151 014 Flow Cytometry Supplies
DNase I Thermo 90083 Dissociation Solution Reagent
dPBS Gibco 14190-235 Tissue Culture Supplies
Dumont #5 Forceps Fine Science Tools 91150-20 Dissection Tool
Dumont #7 Forceps Fine Science Tools 91197-00 Dissection Tool
Fetal Bovine Serum Gibco 26140079 Tissue Culture Supplies
Fine Forceps Fine Science Tools 91113-10 Dissection Tool
Fine Scissors Fine Science Tools 91460-11 Dissection Tool
Fix and Perm Cell Permeabilization Kit Invitrogen GAS003 Flow Cytometry Supplies
Glutamax Gibco 35050061 Neuron Culture Reagent
Hibernate-E Medium Gibco A1247601 Neuron Culture Reagent
Instant Sealing Sterilization Pouches Fisher 181254 Tissue Culture Supplies
Interferon Beta PBL Assay Science 12405-1 Flow Cytometry Supplies
Milli-Mark Anti-NeuN-PE Antibody, clone A60 MilliporeSigma FCMAB317PE Flow Cytometry Antibody
Neurobasal Media Gibco 21103049 Neuron Culture Reagent
Pacific Blue anti-mouse H-2Kb Antibody BioLegend 116513 Flow Cytometry Antibody
Papain Solution Worthington LS003126 Dissociation Solution Reagent
Paraformaldehyde Electron Microscopy Sciences 15714 Fixative
Penicillin-Streptomycin Gibco 15140122 Neuron Culture Reagent
Poly-D-Lysine Sigma P7280 Neuron Culture Reagent
Standard Pattern Forceps Fine Science Tools 91100-12 Dissection Tool
Stereo dissection microscope Swift M29TZ-SM99CL-BTW1 Dissection Tool
Surgical Scissors Fine Science Tools 91401-10 Dissection Tool
Transfer Pipets Corning 357575 Laboratory Supplies
TruStain FcX (anti-mouse CD16/32) Antibody BioLegend 101319 Flow Cytometry Antibody
Trypan Blue Sigma T8154-100ML Tissue Culture Supplies

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Galea, I., Bechmann, I., Perry, V. H. What is immune privilege (not). Trends in Immunology. 28, (1), 12-18 (2007).
  2. Morimoto, K., Nakajima, K. Role of the Immune System in the Development of the Central Nervous System. Frontiers in Neuroscience. 13, 916 (2019).
  3. Klein, R. S., et al. Neuroinflammation During RNA Viral Infections. Annual Review of Immunology. 37, 73-95 (2019).
  4. Janeway, C. A. The T cell receptor as a multicomponent signalling machine: CD4/CD8 coreceptors and CD45 in T cell activation. Annual Review of Immunology. 10, 645-674 (1992).
  5. Peaper, D. R., Cresswell, P. Regulation of MHC class I assembly and peptide binding. Annual Review of Cell and Developmental Biology. 24, 343-368 (2008).
  6. Donaldson, J. G., Williams, D. B. Intracellular Assembly and Trafficking of MHC Class I Molecules. Traffic. 10, (12), Copenhagen, Denmark. 1745-1752 (2009).
  7. Charles, A., Janeway, J., Travers, P., Walport, M., Shlomchik, M. J. T cell-mediated cytotoxicity. Immunobiology: The Immune System in Health and Disease. 5th edition. (2001).
  8. Guidotti, L. G., Chisari, F. V. Noncytolytic control of viral infections by the innate and adaptive immune response. Annual Review of Immunology. 19, 65-91 (2001).
  9. Chevalier, G., et al. Neurons are MHC class I-dependent targets for CD8 T cells upon neurotropic viral infection. PLoS Pathogens. 7, (11), 1002393 (2011).
  10. Shrestha, B., Diamond, M. S. Role of CD8+ T Cells in Control of West Nile Virus Infection. Journal of Virology. 78, (15), 8312-8321 (2004).
  11. Plaisted, W. C., Weinger, J. G., Walsh, C. M., Lane, T. E. T cell mediated suppression of neurotropic coronavirus replication in neural precursor cells. Virology. 449, 235-243 (2014).
  12. Marten, N. W., Stohlman, S. A., Zhou, J., Bergmann, C. C. Kinetics of virus-specific CD8+ -T-cell expansion and trafficking following central nervous system infection. Journal of Virology. 77, (4), 2775-2778 (2003).
  13. Shatz, C. J. MHC class I: an unexpected role in neuronal plasticity. Neuron. 64, (1), 40-45 (2009).
  14. Corriveau, R. A., Huh, G. S., Shatz, C. J. Regulation of class I MHC gene expression in the developing and mature CNS by neural activity. Neuron. 21, (3), 505-520 (1998).
  15. Goddard, C. A., Butts, D. A., Shatz, C. J. Regulation of CNS synapses by neuronal MHC class I. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104, (16), 6828-6833 (2007).
  16. Needleman, L. A., Liu, X. B., El-Sabeawy, F., Jones, E. G., McAllister, A. K. MHC class I molecules are present both pre- and postsynaptically in the visual cortex during postnatal development and in adulthood. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107, (39), 16999-17004 (2010).
  17. Syken, J., Grandpre, T., Kanold, P. O., Shatz, C. J. PirB restricts ocular-dominance plasticity in visual cortex. Science. 313, (5794), New York, N.Y. 1795-1800 (2006).
  18. Atwal, J. K., et al. PirB is a functional receptor for myelin inhibitors of axonal regeneration. Science. 322, (5903), New York, N.Y. 967-970 (2008).
  19. Takai, T. Paired immunoglobulin-like receptors and their MHC class I recognition. Immunology. 115, (4), 433-440 (2005).
  20. Lee, H., et al. Synapse elimination and learning rules co-regulated by MHC class I H2-Db. Nature. 509, (7499), 195-200 (2014).
  21. Ribic, A., et al. Activity-dependent regulation of MHC class I expression in the developing primary visual cortex of the common marmoset monkey. Behavioral and Brain Functions. 7, 1 (2011).
  22. Sahu, M. P., Nikkilä, O., Lågas, S., Kolehmainen, S., Castrén, E. Culturing primary neurons from rat hippocampus and cortex. Neuronal Signaling. 3, (2), (2019).
  23. Gordon, J., Amini, S., White, M. K. General overview of neuronal cell culture. Methods in Molecular Biology. 1078, Clifton, N.J. 1-8 (2013).
  24. Zhang, X., Hu, D., Shang, Y., Qi, X. Using induced pluripotent stem cell neuronal models to study neurodegenerative diseases. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Molecular Basis of Disease. 1866, (4), 165431 (2020).
  25. Berry, B. J., Smith, A. S. T., Young, J. E., Mack, D. L. Advances and Current Challenges Associated with the Use of Human Induced Pluripotent Stem Cells in Modeling Neurodegenerative Disease. Cells, Tissues, Organs. 205, (5-6), 331-349 (2018).
  26. Ho, H., et al. A Guide to Single-Cell Transcriptomics in Adult Rodent Brain: The Medium Spiny Neuron Transcriptome Revisited. Frontiers in Cellular Neuroscience. 12, 159 (2018).
  27. Panchision, D. M., et al. Optimized Flow Cytometric Analysis of Central Nervous System Tissue Reveals Novel Functional Relationships Among Cells Expressing CD133, CD15, and CD24. Stem Cells. 25, (6), 1560-1570 (2007).
  28. Snaidero, N., Simons, M. Myelination at a glance. Journal of Cell Science. 127, (14), 2999-3004 (2014).
  29. Martin, D., Xu, J., Porretta, C., Nichols, C. D. Neurocytometry: Flow Cytometric Sorting of Specific Neuronal Populations from Human and Rodent Brain. ACS Chemical Neuroscience. 8, (2), 356-367 (2017).
  30. Lv, D., et al. Neuronal MHC Class I Expression Is Regulated by Activity Driven Calcium Signaling. PLoS One. 10, (8), 0135223 (2015).
  31. Barco, A., et al. Gene expression profiling of facilitated L-LTP in VP16-CREB mice reveals that BDNF is critical for the maintenance of LTP and its synaptic capture. Neuron. 48, (1), 123-137 (2005).
  32. Glynn, M. W., et al. MHCI negatively regulates synapse density during the establishment of cortical connections. Nature Neuroscience. 14, (4), 442-451 (2011).
  33. Facci, L., Skaper, S. D. Culture of Rodent Cortical, Hippocampal, and Striatal Neurons. Methods Molecular Biology. 1727, 39-47 (2018).
Birincil Murine Hipokampal Nöronlarda Majör Histocompatibility Complex Class I'in Akış Sitometrisi ile İfadesinin Değerlendirilmesi
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Funk, K. E., Lotz, S. K. Assessing the Expression of Major Histocompatibility Complex Class I on Primary Murine Hippocampal Neurons by Flow Cytometry. J. Vis. Exp. (159), e61436, doi:10.3791/61436 (2020).More

Funk, K. E., Lotz, S. K. Assessing the Expression of Major Histocompatibility Complex Class I on Primary Murine Hippocampal Neurons by Flow Cytometry. J. Vis. Exp. (159), e61436, doi:10.3791/61436 (2020).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter