Summary
Здесь мы описываем точный метод сбора лимфоцитов грудного протока и наблюдения за миграцией кишечных лимфоцитов в патчах крысы Пейера в течение 3 часов с помощью замедленной фотографии. Этот метод может прояснить, как динамика лимфоцитов страдают при воспалительных условиях.
Abstract
Наивные лимфоциты рециркуляции из крови в лимфоидные ткани в физиологическом состоянии, и это обычно признается в качестве важного явления в кишечнике иммунитета. Строма вторичных лимфоидных органов, таких как патчи Пейера (PPs) или мезентерические лимфатические узлы, где наивные лимфоциты смысле антигенов. Наивные лимфоциты циркулируют через кровоток, чтобы достичь высоких эндотелиальных венул, портал входа в PPs. Некоторые иммуномодуляторы, по оценкам, влияют на миграцию лимфоцитов, но точная оценка динамики микроциркуляции очень сложна, и создание метода наблюдения за миграцией лимфоцитов in vivo может способствовать уточнению точных механизмов. Мы усовершенствовали метод сбора лимфоцитов из лимфатического протока и наблюдения за детальной динамикой кишечных лимфоцитов в крысиных PPs. Мы выбрали конфокалиптальный лазерного сканирования микроскопии для наблюдения крыс PPs in vivo и записал его с помощью замедленной фотографии. Теперь мы можем получить четкие изображения, которые могут способствовать анализу динамики лимфоцитов.
Introduction
Патчи Пейера (PPs) состоят из сотен лимфоидных фолликулов в ламина проприя тонкой кишки. PPs разделены на фолликулы, межфолликулярной области, и зародышевых центров, расположенных в нижней части фолликулов, где лимфоциты стимулируются антиген презентации. Есть нет афферентных лимфатических сосудов, и антигены вторгаются в ламина проприя из кишечного люмена через эпителиальный слой клеток. Эпителиальная область, покрывающая лимфоидные фолликулы, называется связанный с фолликулом эпителий, в рамках которого специализированные перемежаются M-клетки поглощения слизистых антигенов. M клетки принимают в антигены с люминесцентной стороны и антигены затем захвачены дендритных клеток и представлены к наивным лимфоцитов, которые входят в PPs через эндотелий высоких эндотелиальных венул (HEVs)1. PPs играют важную роль в кишечном иммунитете и связаны с ранней стадией воспаления. Многие молекулярные взаимодействия включают вход лимфоцитов во вторичные лимфоидные органы (СЛО), включая молекулы адгезии,хемокины 2,3и сфингозин-1-фосфат4; таким образом, существует много ожидаемых терапевтических целей. Таким образом, наблюдение за динамикой лимфоцитов в PPs позволяет нам мельком увидеть очень раннюю стадию воспаления и изучить полезность нескольких перспективных препаратов.
Метод здесь фокусируется на миграции лимфоцитов в PPs, которая включает в себя несколько процедур (каннуляция в груднойпроток 5 и сбор лимфоцитов и долгосрочное наблюдение после инъекции в собранные лимфоциты). Поскольку эти процедуры являются сложными и было трудно понять, как именно каждая процедура была выполнена в предыдущих докладах, мы упомянули здесь несколько советов для достижения успешного наблюдения. Например, канюляция труб в грудной проток была очень трудной, а первоначальный показатель успеха канюляции был менее 50%. Тем не менее, мы усовершенствовали метод и достигли успеха, превышающего 80%. Мы упомянули некоторые другие советы в этой рукописи, которые необходимы для успешного наблюдения, чтобы дать количественную оценку трансендотелиальной миграции лимфоцитов при нескольких условиях.
В предыдущих докладах, было трудно понять трехмерные изменения с течением времени, такие как внутривенные инъекции чернил Индии, чтобы испачкатьсосудистую структуруPPs 6 , или микроскоп, будучи монофокальные7. В последние годы, наблюдательный метод с использованием некоторых фотоконвертируемых флуоресценции белка трансгенных животных, таких как мышей Kaede уточнили систематические клеточные движения in vivo8. Другое исследование уточнило CD69 независимое отключение лимфоцитов выход из PPs9. Мы использовали конфокальцированную микроскопию лазерного сканирования (CLSM) из-за ее высокой аналитической способности. Теперь мы можем легко получить изображения с высоким разрешением и использовать их для анализа динамики лимфоцитов.
В этом докладе мы продемонстрировали ряд методов оценки миграции лимфоцитов в PPs. Во-первых, мы показали усовершенствованные методы каннуляции грудного протока для сбора лимфоцитов. Во-вторых, мы усовершенствовали методы наблюдения несколькими способами поддержания объективных органов, когда это возможно, под микроскопическим наблюдением, что позволило нам получить высококачественные изображения в течение 3 часов. В-третьих, мы количественно клеточной миграции лимфоцитов для оценки последствий некоторых лекарств. Эти измененные протоколы будут способствовать разработке мукосал иммунологических оценок.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Экспериментальный протокол был одобрен Комитетом по исследованиям животных Национального оборонного медицинского колледжа (No 16058). Звери были сохранены на стандартной лабораторной чау (CLEA Japan Inc, Токио, Япония). Лабораторные животные лечились в соответствии с руководящими принципами Национальных институтов здравоохранения.
1. Сбор и разделение лимфоцитов
ПРИМЕЧАНИЕ: Поскольку лимфоциты должны быть свежими и не могут храниться, они должны быть собраны из крыс для каждого эксперимента. Кроме того, кишечные тропные лимфоциты должны быть собраны непосредственно из грудного протока, где они циркулируют. Ожидается, что все процедуры будут завершены в течение 6 часов, а все инструменты, перчатки и поверхности будут чистыми. Для того, чтобы держать животных в физиологически стабильном состоянии, все солевые и другие жидкости, используемые в эксперименте, должны быть теплыми.
- Сформив канкуляционную трубку (диаметр 1 мм) как кривую гепарина (радиус около 5 мм) после погружения в горячую воду (около 80-90 градусов по Цельсию) и зафиксирует ее на пластиковой доске с помощью клейкой ленты на несколько часов вперед.
- Обезболить самца крысы Wistar (8-12 недель) с внутриперитонеальной инъекцией смеси мидазолама (2 мг/кг), Домитора (0,15 мг/кг) и Белульфара (2,5 мг/кг) и подстричь волосы на теле живота с помощью ножницы для волос. Удалите волосы твердо после бритья, так что волосы не попадают в брюшную полость.
- После подтверждения того, что стабильная глубина анестезии, необходимая для процедуры, получена с помощью щепотки, сделайте разрез хирургическими ножницами горизонтально от средней линии до левой подреберной области. Будьте осторожны, чтобы не повредить кровеносные сосуды в теменной брюшной полы, наблюдая за сосудами под светом.
- Оберните желудок влажной марлей и аккуратно переместите желудок вправо за пределами тела, чтобы выявить ретроперитонеальные органы. Вставьте выемку между мышцами позвоночника и жировой ткани с помощью хирургических ножниц и прямо отделить их пальцами.
- Аккуратно сдирайте соединительной ткани вокруг грудного протока. Избыток соединительной ткани увеличивается с возрастом. Разоблачить грудной проток из чуть ниже левой крест диафрагмы caudally до 20 мм длина грудного протока была видна. Аккуратно отделить спайки между грудным протоком и аортой с использованием точного пинцета или мокрых ватных тампонов.
- Выполните этот процесс тщательно, потому что некоторые крысы артериолы ветвясь от брюшной артерии пересечения через грудной проток или короткий грудной проток из-за более высокого положения лимфатического сплетения (малые грудные протоки распространяется как паутина). Избегайте ненужного контакта с грудным протоком, чтобы избежать индуцирования отеков.
- Нанесите лигатуру на струну (3-0 шелка) на грудной проток прямо под левым крестом диафрагмы. Хвостовой грудной проток становится разтянутым.
- Сделать отверстие (5 мм диаметром) в брюшной стенке, колоть передний край хирургических ножниц, пройти шпильки изогнутые трубки канюляции, и ligate трубки на мышце iliopsoas в одной точке. Заполните каннуляционную трубку нормальным солевым раствором, содержащим гепарин 10 U/mL.
- После размещения строки (3-0 шелка) под разтянутый грудной проток, удар грудной проток с резко сократить край канюляционной трубки, cannulate его к хвосту около 5 мм, и ligate грудной проток с канюляционной трубки для фиксации.
- Чтобы поставлять солевой раствор для предотвращения обезвоживания, создайте отверстие (диаметр 3 мм) на передней стенке желудочного стекла с помощью точного пинцета и перейдите кремниевую трубку (2 мм в диаметре) в двенадцатиперстную часть через пилорическое кольцо. После зашивания раны и поддержания животных в клетках Боллмана, начать вливать сахар груженый солевой раствор в двенадцатиперстной клетке каждой крысы из кремниевой трубки со скоростью потока 3 мл/ч. Обложка всей клетке с бумажным полотенцем, чтобы держать его в тепле.
- Зафиксируйте каннуляционную трубку к отверстию в центре крышки конической трубки 50 мл на льду, содержащей 6 Гепарин U/mL, 10% сыворотки крупного рогатого скота плода и RPMI 1640 средний (рН 7.4; см. таблицу материалов), и соберите на льду лимфоциты грудного протока (TDL). Будьте осторожны, чтобы не связаться с кончиком трубки к стене конической трубки, чтобы предотвратить канюле-трубку окклюзии из-за образования сгустка фибрина внутри трубки. Лимфатическая жидкость (около 20 мл), в том числе около 1,0 х 108 х109 лимфоцитов могут быть получены в 6 часов. Для получения лимфоцитов под полной анестезией контролируется плоскость анестезии и надлежащим образом наблюдается лимфоток. Те же анестетики добавляются в той же дозе примерно через 3 часа после того, как крысы помещены в клетку Баллмана, чтобы получить глубокую анестезию непрерывно в течение 6 часов.
2. Лимфоцит маркировки с carboxyfluorescein диацетат succinimidyl эстер (CFDSE)
- Растворите CFDSE(Таблица материалов)в диметилсульфоксиде (DMSO) до 15,6 мМ (500 мкг CFDSE, растворенного в 60 МКЛ ДМСО).
- Инкубировать лимфоциты (1 х10 8х 10 9) в 50 мл RPMI 1640 с 50 йл раствора CFDSE в течение 30 мин при 37 градусов по Цельсию, как описаноранее 10.
3. Экспериментальная установка для микрососудистых исследований
- Анестезировать крыс-реципиентов (8-12 недель) с внутриперитонеальной инъекцией смеси мидазолам (2 мг/кг), Домитор (0,15 мг/кг) и Betulphar (2,5 мг/кг) и подтвердить глубину анестезии с помощью щепотки. Влажный живот перед уходом меха, чтобы свести к минимуму загрязнение волос. Затем откройте брюшную полость реципиента Wister крысы через разрез средней линии.
- Положите крысу на портативную пластину из нержавеющей стали (около 120 х 300 мм) с прямоугольным отверстием вокруг центра, покрытого стеклянной горкой (24 х 50 мм). Выберите около 10 см сегмента ileal, включая PPs для наблюдения.
- Держите кишечник как можно более теплым и влажным с фосфатом буферного солевого раствора (PBS) нагревается до 37 градусов по Цельсию. Замочите марлю, которая используется для покрытия тонкой кишки с PBS.
- Давая непрерывную анестезию с 2% изофлюраном (см. таблицу материалов), положите слайд на сцену микроскопа и выберите подходящие области для наблюдения микроциркуляции в PPs, где некоторые HEVs проходят через серозу. PPs варьируются в размерах; более крупные из них подходят для наблюдения за микроциркуляцией с использованием CLSM. Тонкий кишечник не прямо в местах; прямой сегмент длиной не менее 2 см без напряжения подходит для наблюдения.
- Обложка смежных кишечного сегмента и мезентерии с абсорбентом хлопка пропитанной PBS. Поместите сегмент кишечника между двумя свернутых ватных шариков и распоить его как можно ближе от тела крысы, чтобы предотвратить его от вибрирует сердцебиение крысы и дыхание.
- Используя шприц 1 мл, медленно впрыскивает (более 1 мин) TDLs с маркировкой CFSE (1 x 108 клеток) в яремную вену крыс-реципиентов. Быстрая внутривенная инъекция может повлиять на системное кровообращение.
4. Микроциркуляция лимфоцитов
- Непрерывно контролировать TDLs в микроваскулатуре PPs с помощью CLSM и записывать на компьютере в течение 3 часов с использованием замедленной фотографии с интервалом 30 с. Глубина от серозы до HEV PPs составляет около 25 мкм, что позволяет наблюдение стромы и капиллярных лимфатических сосудов на глубину 30 мкм.
- Введите Техас Красно-декстран (25 мг/кг) в яремной вены каждого получателя крысы, чтобы окрашивать кровоток и Hoechest 33342 (5 мг/кг), чтобы испачкать ядра клеток.
- (По желанию) Для количественной оценки динамики лимфоцитов, определить лимфоцитов, придерживающихся HEVs более 30 секунд, как "клей лимфоцитов" и лимфоцитов эмиграции из HEVs в Строма, как "мигрирующих лимфоцитов". Затем вычислите средний процент миграции (мигрирующие лимфоциты / клеевые лимфоциты и мигрирующие лимфоциты) на поле зрения (примерно 0,3мм 2).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Сбор лимфоцитов из лимфы
Чтобы подготовить крысу к каннуляции грудного протока, сделайте разрез в напряженном грудном протоке, как показано на рисунке 1, а затем поддерживать крысу в клетке Боллмана, как показано на рисунке 2.
Когда лимфоциты хорошо собраны, мы можем получить около 20 мл/ 6 ч лимфатической жидкости, содержащей около 107 х108/мл лимфоцитов. Из TDL, 70% выражают CD4, среди которых около 90% клеток выражают CD62L, то есть основной состав TDLs (nogt;60%) состоит из наивных кишечных лимфоцитов. Поскольку лимфоциты, собранные здесь клетки, которые специально мигрируют в желудочно-кишечный тракт, они подходят для оценки состояния миграции в патчи Пейера.
Микроскопическое наблюдение
После введения адекватной дозы флуоресцентных лимфоцитов, смонтировать кишечник реципиента крысы на стеклянной слайде, как показано на рисунке 3. Микроскопическое изображение PPs в физиологическом состоянии показано на рисунке 4.
Для микро-наблюдения, крысы могут быть стабилизированы под лапаротомией в течение 3 часов. Лимфоциты придерживаются HEVs, ролл, и мигрировать в окружающие стромы, а затем мигрировать в лимфатические капилляры. Мы количественно оценили и оценили процент лимфоцитов, которые мигрировали в строме в течение периода наблюдения.
После инъекции адекватной дозы флуоресцентных лимфоцитов, кишечные тропные лимфоциты начинают придерживаться HEVs и мигрировать через эндотелий в строму примерно через 1 час. Большинство двигаться в строме, в то время как другие мигрируют в лимфатических капилляров примерно в 2-3 часов. Хорошо развитая флуоресценция маркировки ex vivo в этом исследовании привела к высокой интенсивности, и это позволяет нам наблюдать динамику лимфоцитов очень глубокой области. Кроме того, используя различные виды маркировки флуоресценции, мы можем легко наблюдать динамику различного вида лимфоцитов одновременно. Эта миграция кишечных лимфоцитов может быть визуально выяснена для подавления некоторыми иммуномодуляторами, такими как FTY720, как показано в нашем предыдущем докладе.
Наблюдение за самой микроциркуляторной системой крайне затруднено, и желательно установить простой метод оценки. Это исследование также сделало возможным выяснить, где место действия препарата находится в патчи Пейера. В частности, ex vivo администрации FTY720 к лимфоцитам сделал возможным ограничить место действия только лимфоцитов, но не эндотелия. В сочетании с сортировкой конкретных лимфоцитов, более подробные результаты будут получены.
Рисунок 1: Процедура разоблачения грудного протока и выполнения канюляции. После резки брюшной продольно, грудной проток может подвергаться путем перемещения желудка черепно-мозговой и вскрытия соединительной ткани на спинной правой стороне брюшной аорты. Соединительная ткань вокруг диафрагмы должна быть тщательно рассечена, чтобы предотвратить травму. Грудной проток должен подвергаться как можно более широкому черепно-мозговому воздействию, чтобы создать достаточное пространство для каннуляции, а затем перевязан 3-0 шелковый шов только под диафрагмой, чтобы остановить поток лимфы и сохранить жидкость caudally. Молочная лимфатическая жидкость видна через лимфатический проток, где катетер может быть вставлен. Грудной проток крысы должен быть слегка процежен, чтобы обеспечить гладкую канюляцию. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 2: Изображение всей настройки для сбора торакального протока лимфоцитов (TDLs). Крысы поддерживаются в клетках Боллмана и TDLs собираются через трубку канкуляции в каждом флаконе. Флаконы устанавливаются на лед и заменяются каждые 12 часов для сбора свежей лимфатической жидкости. Сахар нагруженный солевой раствор вводят через силиконовую трубку с помощью шприц насоса со скоростью около 3 мл / ч, чтобы предотвратить обезвоживание. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 3: Крыса ставится на стадии микроскопа, подключенной к анестезии машины, и флуоресцентное вещество или флуоресцентно помечены лимфоциты вводятся из венозного катетера через внутреннюю яремную вену (A). Зона наблюдения желудочно-кишечного тракта была аккуратно закреплена между двумя свернутых ватными шариками. Кишечный тракт был закреплен далеко от ствола, чтобы избежать вибрации дыхательными движениями. Свернутые ватные шарики были пропитаны фосфатным буферным солевым раствором, чтобы предотвратить высыхание кишечника в течение периода наблюдения(B). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 4: Микроскопическое изображение патчей Пейера в физиологическом состоянии(A). Ядра сосудистых эндотелиальных клеток окрашены в синий цвет. Плазма крови красная, а кровоток обнаруживается потоком необленных клеток. Гут-тропические лимфоциты (окрашенные зеленые), придерживающиеся высоких эндотелиальных венул(B). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Здесь мы описали протокол для сбора наивных кишечных тропических лимфоцитов и наблюдения за их миграцией в крысиных PPs. Эти процедуры могут выявить, как лимфоциты движутся в микроваскулатуре PPs и дать возможность визуально сравнить их динамику при нормальном или лекарственном состоянии. Прямое наблюдение за этой динамикой имеет большое достоинство, чтобы получить ключ к иммунологической модификации некоторых препаратов, хотя период наблюдений ограничен лишь несколькими часами.
Мы упомянули некоторые советы в методах. Среди них, одна из самых деликатных процедур является то, что оператор должен cannulate грудной проток быстро и точно. Если операция занимает много времени и включает в себя ненужные повреждения, значительное кровотечение и воспаление происходят, в результате чего снижение сбора TDL из-за отеков соединительной ткани и обструкции грудного протока. Мы использовали для cannulate трубки после создания небольшого разреза на грудной проток с помощью ножниц с небольшой передний край. Однако, эта процедура мешает с местом cannulation из-за стекать лимфу. Поэтому сейчас мы не вырезаем грудной проток; скорее, мы ударяем его острым краем. Этот метод упрощает канюляцию и повышает показатели успеха. Кроме того, место разреза в грудном протоке очень важно из-за ограниченной брюшной полости. Если участок разреза находится слишком близко к диафрагме, изогнутая часть канюляционной трубки столкнется с диафрагмой. Если это слишком далеко от диафрагмы, это также трудно cannulate трубки достаточно глубоко, чтобы обеспечить фиксацию из-за лимфатического сплетения хвостового грудного протока. Даже в случаях хорошей канюляции, каннуляционная трубка может быть легко затухается образованием фибрина. Таким образом, мы рекомендуем периодически аккуратно промывки трубки с гепарином.
Последние достижения в ОБЛАСТИ CLSM сделали возможным более четкое и точное наблюдения за сфокусированной областью в режиме реального времени по сравнению с предыдущимисследованием 11. Сейчас мы используем CLSM в нашей лаборатории, но мы можем наблюдать микроциркуляцию более четко с помощью мультифотонного микроскопа. Хотя протокол требует изменения в нескольких точках наряду с техническим прогрессом, он позволяет наблюдение локализованной области органаинтересов 12,13.
Достоинство и ключ метода заключается в том, что он включает в себя отделение лимфоцитов от животных-реципиентов, инкубацию их с использованием любых соединений в пробирке, и наблюдение за ними после их инъекции в животных-реципиентов. Это позволяет выяснить последствия лимфоцитов в одиночку. Напротив, если мы хотим прояснить влияние любых соединений на клетки, кроме лимфоцитов, таких как сосудистый эндотелий, мы можем лечить животных-реципиентов с любыми соединениями и наблюдать за ними после инъекции контрольных лимфоцитов. Чтобы прояснить одно и то же с помощью мышей, мы должны создавать условных генетически манипулируемых животных один за другим. Кроме того, сортировка изолированных лимфоцитов с помощью специфического поверхностного маркера позволит изучить динамику конкретных типов лимфоцитов.
Как показано на видео этого исследования, лимфоциты перемещаются бесконечно и боково через сосудистый эндотелий фактического тела, поэтому трудно оценить влияние на их поведение, используя только наблюдения in vivo. Кроме того, для изучения механизма действия вводимого препарата первоначально непригоден для изучения каждого места действия. Достоинство этого исследования заключается в том, что путем разделения лимфоцитов и инкубации их в пробирке, лекарственные эффекты могут быть рассмотрены отдельно на сосудистой и лимфоцитов сторон. Меньше переменных легче анализировать.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторов нечего раскрывать.
Acknowledgments
Это исследование было поддержано грантами Национального медицинского колледжа обороны и грантом на исследования в области здравоохранения и трудовых наук для исследования неразрешимых заболеваний от Министерства здравоохранения, труда и социального обеспечения Японии.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| A1R+ | Nikon | Comfocal Laser Scanning Microscopy | |
| Carboxyfluorescein diacetate succinimidyl ester | Thermo Fisher Scientific | C1157 | |
| Hoechest 33342 | Thermo Fisher Scientific | H3570 | |
| Isoflurane | Wako Pure Chemical Industries | 099-06571 | |
| RPMI 1640 medium | GIBCO | 11875093 | |
| Texas Red–dextran | Thermo Fisher Scientific | D1863 |
References
- Miura, S., Hokari, R., Tsuzuki, Y. Mucosal immunity in gut and lymphoid cell trafficking. Annals of Vascular Diseases. 5, 275-281 (2012).
- Stein, J. V., Nombela-Arrieta, C. Chemokine control of lymphocyte trafficking: a general overview. Immunology. 116, 1-12 (2005).
- Yopp, A. C., et al. Sphingosine-1-phosphate receptors regulate chemokine-driven transendothelial migration of lymph node but not splenic T cells. The Journal of Immunology. 175, 2913-2924 (2005).
- Lucke, S., Levkau, B.
- Bollman, J. L., Cain, J. C., Grindlay, J. H. Techniques for the collection of lymph from the liver, small intestine, or thoracic duct of the rat. The Journal of Laboratory and Clinical. 333, 1349-1352 (1948).
- Bhalla, D. K., Murakami, T., Owen, R. L. Microcirculation of Intestinal Lymphoid Follicles in Rat Peyer's Patches. Gastroenterology. 81, 481-491 (1981).
- Miura, S., et al. Intravital Demonstration of Sequential Migration Process of Lymphocyte Subpopulations in Rat Peyer's Patches. Gastroenterology. 109, 1113-1123 (1995).
- Tomura, M., et al. Monitoring cellular movement in vivo with photoconvertible fluorescence protein "Kaede" transgenic mice. Proceeding of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105, 10871-10876 (2008).
- Schulz, O., et al. Hypertrophy of Infected Peyer's Patches Arises From Global, Interferon-Receptor, and CD69-independent Shutdown of Lymphocyte Egress. Mucosal Immunology. 7, 892-904 (2014).
- Higashiyama, M., et al. P-Selectin-Dependent Monocyte Recruitment Through Platelet Interaction in Intestinal Microvessels of LPS-Treated Mice. Microcirculation. 15, 441-450 (2008).
- Shirakabe, K., et al. Amelioration of colitis through blocking lymphopcytes entry to Peyer's patches by sphingosine-1-phosphate lyase inhibitor. Journal of Gastroenterology and Hepatology. 33, 1608-1616 (2018).
- Cenk, S., Thorsten, R. M., Irina, B. M., Ulrich, H. A. Intravital Microscopy: Visualizing Immunity in Context. Immunity. 21, 315-329 (2004).
- Alex, Y. C. H., Hai, Q., Ronald, N. G. Illuminating the Landscape of In Vivo Immunity: Insights from Dynamic In Situ Imaging of Secondary Lymphoid Tissues. Immunity. 21, 331-339 (2004).
