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Developmental Biology

Changements de température progressifs pour la reproduction et le frai maximaux chez Astyanax mexicanus

Published: February 14, 2021 doi: 10.3791/61708

Summary

Cet article décrit les conditions et les protocoles de laboratoire de base pour un régime de température incrémentale afin de stimuler le frai maximal dans le tétra mexicain Astyanax mexicanus,qui est un modèle émergent pour les études développementales et évolutives.

Abstract

Le tétra mexicain, Astyanax mexicanus, est un système modèle émergent pour les études de développement et d’évolution. L’existence de morphes de surface aux yeux (poissons de surface) et de grottes aveugles (poissons des cavernes) chez cette espèce offre l’occasion d’interroger les mécanismes sous-jacents à l’évolution morphologique et comportementale. Les poissons des cavernes ont développé de nouveaux traits constructifs et régressifs. Les changements constructifs comprennent l’augmentation des papilles gustatives et des mâchoires, des organes sensoriels de la ligne latérale et de la graisse corporelle. Les changements régressifs comprennent la perte ou la réduction des yeux. Pigmentation de mélanine, comportement scolaire, agression, et sommeil. Pour interroger expérimentalement ces changements, il est crucial d’obtenir un grand nombre d’embryons frayés. Depuis que les poissons de surface et les poissons des cavernes A. mexicanus ont été collectés au Texas et au Mexique dans les années 1990, leurs descendants ont été régulièrement stimulés à se reproduire et à frayer un grand nombre d’embryons tous les deux mois dans le laboratoire Jeffery. Bien que la reproduction soit contrôlée par l’abondance et la qualité de la nourriture, les cycles clair-foncé et la température, nous avons constaté que les changements de température progressifs jouent un rôle clé dans la stimulation du frai maximal. L’augmentation progressive de la température de 72 ° F à 78 ° F dans les trois premiers jours d’une semaine de reproduction fournit deux-trois jours de frai consécutifs avec un nombre maximal d’embryons de haute qualité, qui est ensuite suivie d’une diminution progressive de la température de 78 ° F à 72 ° F au cours des trois derniers jours de la semaine de frai. Les procédures présentées dans cette vidéo décrivent le flux de travail avant et pendant une semaine de reproduction en laboratoire pour le frai stimulé par la température incrémentielle.

Introduction

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Le téléostéen Astyanax mexicanus a une forme de surface(poisson de surface) et de nombreuses formes aveugles de grottes (poissons des cavernes)1,2. Les poissons des cavernes ont évolué dans l’obscurité perpétuelle et sous des limites alimentaires, ce qui a entraîné l’apparition de nouveaux traits constructifs et régressifs3. Les traits constructifs comprennent l’augmentation des papilles gustatives et de la taille de la mâchoire, les organes sensoriels de la ligne latérale et les réserves de graisse. Les traits régressifs incluent la perte ou la réduction de la pigmentation de mélanine, des yeux, et des comportements, tels que le sommeil, l’école, et l’agression. Un attribut du système Astyanax est la fertilité complète entre les deux formes, permettant l’utilisation de la cartographie des loci de caractères quantitatifs (QTL) pour déterminer la ou les régions génomiques associées à l’évolution constructive et régressive4,5,6,7. A. mexicanus offre un système avantageux pour étudier le développement car il peut être amené à frayer fréquemment en laboratoire. Les embryons de A. mexicanus sont translucides, légèrement plus gros que ceux du poisson zèbre, produits en grande quantité et se développent en adultes sexuellement matures en environ 8 à 12 mois. Leur période de capacité de frai maximale est d’environ 5 ans. Ce protocole décrit le flux de travail nécessaire dans une installation d’élevage d’A. mexicanus au cours d’une semaine de reproduction typique et comprend les détails de l’entretien du système de pêche et du régime de contrôle de la température pour le frai maximal.

A. mexicanus est un poisson tropical qui vit dans les rivières provenant de plateaux calcaires (poissons de surface) et dans les mares dans les grottes calcaires (poissons des cavernes)8. Le calcaire se dissout pour produire de l’eau dure, et A. mexicanus prospère dans l’eau dure. Les poissons adaptés aux conditions d’eau dure peuvent tolérer une gamme de conditions salées, mais se reproduisent généralement dans des conditions spécifiques9. L’induction du comportement de frai est accomplie par une combinaison de facteurs. Parce que les poissons sont à sang froid et dépendent de leur environnement pour maintenir l’homéostasie, leur métabolisme est sensible aux changements environnementaux et ils réagissent plus rapidement aux facteurs de stress10. A. mexicanus doit être cultivé dans des systèmes aquatiques dans des conditions soigneusement réglementées d’écoulement de l’eau, de pH, de conductivité, de pression osmotique, d’éclairage et de température de l’eau.

Dans le laboratoire Jeffery, les poissons sont maintenus dans deux systèmes d’eau courante : (1) un « système pour bébés » pour les jeunes poissons adultes avant la maturité sexuelle et (2) un système adulte (ou principal) pour les adultes reproducteurs sexuellement matures. Le « système bébé » se compose de réservoirs de 8 L et 15 L alimentés en eau courante. Le « système bébé » est ensemencé par des alevins et de jeunes juvéniles métamorphosés cultivés à partir de larves dans des réservoirs plus petits (1-10 L), dans lesquels l’eau est échangée chaque semaine. Les larves, les alevins et les juvéniles sont extrêmement dépendants de la nourriture et doivent être nourris avec des aliments vivants (crevettes en saumure) une fois par jour pour assurer un taux de survie élevé. Les jeunes mineurs du « système pour bébés » sont placés dans le système pour adultes après environ 1 à 1,5 an. Au début, ils sont nourris avec des tétra flocons pulvérisés et, après une croissance ultérieure, ils sont transférés au régime alimentaire régulier des adultes. La maturité sexuelle peut être évaluée par volume abdominal chez les femelles, et les méthodes de détermination du sexe ont été décrites11. Dans le système adulte, l’eau est échangée automatiquement dans des réservoirs de 42 L 3 fois par période de 24 heures. Le système pour adultes est surveillé quotidiennement par une inspection visuelle et des lectures automatiques de température, de pH et de conductivité à partir de sondes. Le pH optimal est d’environ 7,4 et peut varier entre 6,8 et 7,5, la température de base du système est de 72/73 °F et les plages de conductivité idéales entre 600 et 800 mS. Des lectures automatiques sont affichées sur un écran de contrôleur et des vérifications visuelles de la pression de l’eau sont lues aux débitmètres répartis dans tout le système. Des vérifications indépendantes de la qualité de l’eau sont effectuées chaque semaine en testant la température et en mesurant les paramètres de qualité de l’eau pour le pH, l’ammoniac et le nitrate à l’aide d’un test colorimétrique. Les concentrations d’ammoniac et de nitrate sont maintenues à zéro ou près de zéro en ajoutant des bactéries bénéfiques (p. ex. cycle de nutafine) au système. L’éclairage de la pièce est contrôlé par une minuterie ajustée à une lumière de 14 heures et à des périodes sombres de 10 heures. En plus des paramètres globaux de qualité de l’eau mentionnés ci-dessus, les considérations suivantes nécessitent une attention particulière au cours d’une semaine de reproduction.

La première considération est la photopériode, car les poissons (même les poissons des cavernes en laboratoire) dépendent des cycles de lumière pour régler leur horloge circadienne. Les rythmes circadiens peuvent affecter tout, de la reproduction et de l’alimentation à la santé du système immunitaire12,13 et doivent être cohérents pour un maximum d’avantages pour la santé. Les poissons sont maintenus dans un système d’eau courante sur une photopériode lumineuse de 14 heures et une photopériode sombre de 10 heures. Les poissons de surface commencent généralement à frayer une heure après l’assombrissement du système, et la lumière introduite pendant cette période peut interférer avec le frai et y mettre fin. Le frai des poissons des cavernes aveugles est moins perturbé par la lumière. Par rapport au frai des poissons de surface, le frai des poissons des cavernes est retardé, commençant généralement de quatre à cinq heures après l’assombrissement du système.

La deuxième considération est la nutrition. Les poissons adultes sont normalement nourris avec un régime de tétra flocons une fois par jour. Avant le frai, les poissons sont nourris avec un régime riche en protéines complété par des quantités supplémentaires de tétra flocons et d’autres aliments: flocons de jaune d’œuf et vers noirs de Californie occasionnellement vivants (Lumbriculus variegatus) pour compenser la perte de protéines due à la production d’œufs au cours du cycle de frai précédent. Pendant la semaine de reproduction, les poissons sont nourris deux fois par jour, une fois le matin et une autre fois l’après-midi/soir. L’alimentation des poissons une seule fois par jour, mais avec une seule très grande portion de nourriture, doit être évitée, car cela peut causer de la malnutrition14.

La troisième considération est l’espace. Les besoins en espace sont basés sur la masse corporelle moyenne d’un adulte ainsi que sur des considérations comportementales, telles que le comportement de banc ou agressif du poisson. Le surpeuplement ou le sous-encombrement des réservoirs peut entraîner une agressivité accrue et un stress constant, rendant les poissons vulnérables aux blessures de leurs compagnons de réservoir et réticents à participer au frai15. Nous hébergeons généralement 10-20 poissons par réservoir de 42 L.

La quatrième considération est la température. Comme mentionné ci-dessus, les poissons sont des animaux à sang froid et dépendent de l’environnement pour maintenir la température corporelle. Parce que la température a un effet direct sur les processus métaboliques, les changements de température peuvent déclencher des altérations comportementales chez les poissons16. Ce programme de reproduction se compose de cycles de température de deux semaines: la première semaine introduit un pic de température à 78 ° F, et la semaine suivante maintient une température statique de 72 ° F. Au cours de la première semaine (de reproduction), des filets de reproduction à bords de plastique sont placés au fond des réservoirs chaque soir. Les filets de reproduction servent de barrière entre les poissons dans les bassins et les œufs frayés, qui seraient autrement consommés. La température est augmentée de 2 ° F par jour jusqu’à un maximum de 78 ° F en milieu de semaine, et le frai est induit en fonction du cycle de lumière dans les 2-3 premières soirées de cette semaine. La température est ensuite abaissée par incréments de 2 °F à 72 °F pendant les jours restants de la semaine, et la température de base est maintenue jusqu’au début de la semaine de reproduction suivante. La reproduction n’est généralement stimulée pas plus de deux fois par mois pour laisser le temps au poisson de se rétablir.

Dans l’ensemble, cette méthode permet le frai de grandes quantités d’embryons de la plus haute qualité sur une plus longue période de temps.

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Protocol

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Cette procédure a été approuvée par les directives de soins institutionnels aux animaux de l’Université du Maryland, College Park (actuellement IACUC 469 #R-NOV-18-59; Projet 1241065-1).

Figure 1
Figure 1. Calendriers pendant une semaine de reproduction et une semaine de non-reproduction. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

1. Lundi

  1. De 9 h à 10 h, effectuer des essais d’eau et les étapes 1.1.1 à 4 ci-dessous.
    1. Enregistrez les températures de la pièce, du réservoir et du réservoir à l’aide d’un thermomètre.
    2. Enregistrez les niveaux d’ammoniac, de nitrate et de nitrate à l’avec un kit de test colorimétrique.
    3. Enregistrez le pH du système de surveillance ainsi que du kit de test colorimétrique.
    4. Enregistrez la conductivité du moniteur carboy et du moniteur principal du système.
  2. À partir de 10 h, nourrissez tous les poissons.
    1. Nourrissez tous les poissons du système adulte avec des tétra flocons, en écrasant les flocons dans les réservoirs avec de jeunes poissons. Nourrissez seulement autant de flocons qu’un réservoir de poisson peut consommer complètement en 3-5 minutes, environ un « pincement de doigt ».
  3. Vérifiez l’incubateur utilisé pour abriter les fingerbowls d’embryons en développement et changez l’eau si nécessaire.
    1. Ouvrez l’incubateur d’embryons et vérifiez les niveaux d’eau dans tous les réservoirs. S’ils manquent d’eau, ajoutez l’eau du système. Vérifiez les paramètres de température de l’incubateur. Élever des embryons à 73-77 °F (23-25 °C).
  4. Nettoyez le flux en direct.
    1. Pour nettoyer les vers noirs, retirez les bassins Tupperware non couverts contenant leurs cultures du réfrigérateur d’alimentation en direct et versez l’excès d’eau au-dessus des grappes de vers dans l’évier. À l’aide d’eau distillée, suspendre et rincer les vers à plusieurs reprises jusqu’à ce que l’eau d’eau de coulée soit claire.
    2. Ajoutez suffisamment d’eau propre pour que les grappes de vers soient à moitié couvertes. Remplacez les vers restants dans le réfrigérateur d’alimentation en direct, non couvert.
  5. Nourrir les poissons.
    1. Au moins 30 min après la première alimentation, nourrissez les poissons dans les réservoirs dans lesquels la reproduction est souhaitée avec des flocons de jaune d’œuf, des vers noirs ou les deux. Ajoutez un « fingerpinch » de flocons de jaune par réservoir. Ajoutez suffisamment d’amas de vers noirs pour permettre à chaque poisson du réservoir de consommer environ 5 à 10 vers.
  6. De 10 h à 13 h, réglez la température de l’eau à 74 °F.
  7. Frottez les réservoirs de reproduction au besoin et placez les filets de reproduction.
  8. Nettoyez les réservoirs et placez les filets au moins une heure après la dernière alimentation. Nettoyez tous les réservoirs dans lequel les filets sont placés à l’avance. Placez soigneusement les filets de reproduction afin de ne pas interférer avec l’alimentation en air du réservoir.

2. Mardi

  1. Recueillir les embryons et laver tous les filets de reproduction.
    1. De 9 h à 10 h, retirez les filets de reproduction du fond des réservoirs du système pour adultes. Rincez doucement les embryons dans un filet portatif à l’aide du tuyau fixé au carboy, et inversez le filet portatif en un fingerbowl d’eau propre pour expulser les embryons.
    2. Recueillir et laver chaque ensemble d’embryons, puis placer dans un fingerbowl de l’eau propre du système contenant 0,00003% de bleu de méthylène (eau bleue). S’il y a un nombre exceptionnellement élevé d’embryons d’un seul réservoir, séparez-les en plusieurs bols. La concentration d’embryons vivants devrait être d’environ 100 par 200 mL d’eau bleue dans chaque fingerbowl.
    3. Estimer le moment de la fécondation en échafaudant les embryons au microscope à l’aide du tableau chronologique de développement publié par A. mexicanus 17.
    4. Surveillez fréquemment les fingerbowls contenant des embryons. Enlevez les embryons et les débris morts ou déformés, comme les aliments ou les matières fécales non consommés, à l’aide d’une pipette Pasteur. Changez fréquemment l’eau bleue dans les fingerbowls.
    5. Placez les fingerbowls dans un incubateur pendant 5-7 jours. À ce stade, le jaune a été épuisé et nourrir les cultures avec des crevettes saumure vivantes est nécessaire pour un développement ultérieur.
  2. Prenez les données de frai.
    1. Pour chaque réservoir qui laisse tomber des embryons, enregistrez les informations suivantes.
      1. Notez la date et le numéro du réservoir.
      2. Noter le nombre approximatif d’embryons largués (Figure 2):
        Élevé (500+)
        Moyen (200-500)
        Faible(<200)
      3. Consigner la qualité des embryons lâchés(figure 2):
        Élevé (>75 % vivant)
        Moyen (25-50% vivant)
        Faible (<25 % vivant)
      4. Estimer le temps de frai d’origine en consultant le tableau de mise en scène d’Astyanax mexicanus 17.
      5. Notez la température à laquelle le système a été réglé lorsque le poisson a frayé.
  3. Nourrissez tous les poissons.
  4. Réglez la température de l’eau à 76 °F.
  5. Préparez un flux en direct.
  6. Nourrissez les poissons #2.
  7. Ramasser l’excès de nourriture et les débris des réservoirs et des broussailles avant de réinitialiser les filets.

3. Mercredi

  1. Répétez les étapes 2.1-2.2. Recueillir des embryons et laver tous les filets de reproduction.
  2. Prenez les données de frai comme avant.
  3. Effectuer des tests d’eau comme avant.
  4. Nourrissez tous les poissons.
  5. Réglez la température de l’eau à 78 ° F.
  6. Préparez le flux en direct.
  7. Vérifiez les embryons dans l’incubateur.
    1. Nettoyez et changez l’eau des embryons dans les fingerbowls qui seront éventuellement utilisés pour reconstituer le stock reproducteur adulte général. Utilisez de l’eau de système traitée au bleu de méthylène.
  8. Nourrissez à nouveau les poissons.
  9. Nettoyez les réservoirs au besoin et réinitialisez les filets.

4. Jeudi

  1. Répétez les étapes 2.1-2.2. Recueillir des embryons et laver et entreposer les filets de reproduction.
  2. Prenez les données de frai comme avant.
  3. Réglez la température de l’eau à 76 °F.
  4. Nettoyez le flux en direct.
  5. Nettoyez tous les réservoirs individuels.
  6. Vérifiez les embryons dans l’incubateur.
  7. Nourrissez les poissons #2.

5. Vendredi

  1. Nourrissez tous les poissons.
  2. Réglez la température de l’eau à 74 ° F.
  3. Nettoyez le flux en direct.
  4. Vérifiez les embryons dans l’incubateur.

6. Samedi

  1. Nourrir les poissons.

7. Dimanche

  1. Nourrir les poissons.

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Representative Results

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Nous élevons et frappons généralement les descendants de poissons de surface collectés à l’origine à Nacimiento del Rio Choy à San Luis Potosi, au Mexique (poissons de surface rio Choy) et à San Solomon Springs dans le parc d’État de Balmorhea, au Texas (poissons de surface du Texas) et de poissons des cavernes dérivés de Cueva de El Pachón (poisson des cavernes de Pachón) à Tamaulipas, au Mexique, et cueva de los Sabinos (poisson des cavernes de Los Sabinos) et sotano de la Tinaja (poisson des cavernes de Tinaja) à San Luis Potosi Mexique.

Tout au long d’une semaine de reproduction, des données sont collectées pour divers réservoirs. Les embryons frayés dans chaque réservoir sont observés pour la quantité et la qualité. La quantité est enregistrée comme élevée, moyenne ou faible. Une quantité de high est enregistrée si le nombre d’embryons lâchés est supérieur à 500, une quantité de milieu est enregistrée si le nombre d’embryons lâchés est compris entre 200 et 500, et une quantité de faible est enregistrée si le nombre d’embryons lâchés est inférieur à 200. La qualité est également enregistrée comme élevée, moyenne ou faible. Une qualité élevée est enregistrée si plus de 75% des embryons dans le bol sont vivants, une qualité de milieu est enregistrée si environ 25% à 75% des embryons dans le bol sont vivants, et une qualité faible est enregistrée si moins de 25% des embryons sont vivants. Ces indications de quantité et de qualité se voient alors attribuer un nombre élevé de 3, moyen de 2 et faible de 1. S’il n’y avait pas d’embryons frayés ou d’embryons vivants dans le frai, un nombre de 0 est attribué.

Les données de reproduction de juillet 2017 à mars 2020 pour les poissons de surface de Rio Choy et du Texas et les poissons des cavernes de Los Sabinos, Tinaja et Pachón sont illustrées à la figure 2. Les données ont été analysées par semaine de reproduction et en faisant la moyenne des nombres résultant de chaque jour de collecte d’embryons au cours d’une seule semaine de reproduction. Les données indiquent que la reproduction a été continue tout au long de l’année à Rio Choy et au Texas et chez les poissons des cavernes de Pachón. La quantité et la qualité de la plupart des poissons de surface de Rio Choy étaient entre faible et élevée, tandis que la quantité et la qualité de la plupart des poissons de surface du Texas et des poissons des cavernes de Pachón étaient entre faible et moyenne. La fréquence du frai n’a pas été continue chez les poissons des cavernes de Tinaja ou de Los Sabinos : le frai était faible ou inexistant de la fin de l’été (juillet) à l’automne (octobre). Bien que les niveaux les plus bas de frai aient été enregistrés pour les poissons des cavernes de Los Sabinos, la qualité des embryons était la meilleure. En général, les poissons de surface montrent une meilleure quantité et qualité de frai que les poissons des cavernes.

Figure 2
Figure 2. Données de reproduction pour différentes populations de poissons de surface et de poissons des cavernes de juillet 2017 à mars 2020. De haut en bas se trouvent les poissons de surface rio Choy, les poissons de surface du Texas, les poissons des cavernes de Pachón, les poissons des cavernes de Tinaja et les poissons des cavernes de Los Sabinos. Lignes ininterrompues: qualité du frai. Lignes brisées: quantité de spawn. Les semaines sans lignes représentent des périodes au cours desquelles le frai n’a pas été tenté. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

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Discussion

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Astyanax mexicanus est un nouveau modèle biologique qui fraie fréquemment et peut être élevé facilement en laboratoire1,2. Parce que nous nous intéressons aux mécanismes de développement qui sous-tendent les changements évolutifs chez les poissons des cavernes A. mexicanus, la production et l’utilisation d’embryons sont essentielles à nos objectifs de recherche. L’objectif principal du maintien d’un stock de poissons adultes est la production d’embryons et de jeunes alevins destinés à des expériences de développement et à la reconstitution des stocks reproducteurs adultes. Occasionnellement, les adultes peuvent également être utilisés pour la physiologie, le comportement ou les expériences génétiques. Les expériences génétiques nécessitent un accouplement apparié ou une fécondation in vitro18. Pour la fécondation in vitro, les animaux présentant un comportement de frai19 peuvent être retirés des réservoirs et utilisés pour les croisements pendant le régime de reproduction induit par la température.

Pour maximiser la qualité et la quantité d’embryons pour la recherche, il existe des détails opérationnels qui nécessitent une attention particulière avant la semaine de reproduction. Lorsque vous manipulez des poissons dans les réservoirs, n’utilisez que des filets portatifs désignés, plongez-les dans une solution de trempage de filet entre chaque utilisation et rincez-les à l’eau chaude du robinet entre les utilisations pour éviter la contamination entre les réservoirs. Lavez et désinfectez soigneusement tous les instruments utilisés pour prendre soin du poisson. Retirez et nettoyez les filets de reproduction dans l’eau du système avant de les remplacer dans les réservoirs. À la fin de la semaine, tous les filets de reproduction sont stockés à sec sur des étagères dans la salle des poissons. Au cours d’une semaine de reproduction, vérifiez chaque réservoir pour les embryons dans les filets de reproduction ou pour les poissons présentant un comportement de frai (c.-à-d. nager en cercles appariés les uns contre les autres), car les femelles dans ces réservoirs sont probablement prêtes à frayer. Cela devrait être fait en utilisant la lumière rouge pendant les heures sombres de la photopériode. A. mexicanus fraie dans l’obscurité en dispersant les œufs et le sperme dans les nuages. Un réservoir avec une population d’environ 10-20 poissons et un ratio mâle/femelle d’environ 1:1 peut produire jusqu’à 500 embryons fécondés dans un frai par réservoir, et chaque réservoir de poissons peut frayer deux ou trois fois au cours d’une même semaine de reproduction. Dans un bon frai, la plupart des embryons survivront par l’éclosion, une étape critique. Les cultures doivent être vérifiées fréquemment et les œufs non fécondés, les embryons morts ou déformés ou les débris, y compris les restes alimentaires ou les parasites, doivent être enlevés. Les cultures avec des embryons pour la plupart vivants doivent être « nettoyées » toutes les quelques heures pendant la période embryonnaire et la période larvaire précoce en enlevant manuellement les embryons morts ou anormaux (qui finiront par mourir) et les débris à l’aide d’une pipette Pasteur. Les cultures avec une grande proportion d’embryons morts peuvent encore être utilisées en transférant les embryons normalement en développement à de nouveaux fingerbowls avec de l’eau bleue fraîche. Habituellement, ce processus doit être répété plusieurs fois pour obtenir les cultures les plus pures d’embryons vivants. Dans les deux cas, une concentration finale d’environ 100 embryons par 200 mL est idéale, car l’encombrement des embryons peut affecter le développement, en particulier pour les poissons des cavernes. Les cultures devraient être davantage « nettoyées » au fil du temps en retirant périodiquement la majeure partie de l’eau des fingerbowls et en la remplaçant par de l’eau bleue fraîche. Les cultures « nettoyées » fournissent généralement la plus haute qualité d’embryons.

En plus de la reproduction naturelle, la stimulation hormonale20 ou la fécondation in vitro18 est également potentiellement utile pour l’obtention d’embryons. À ces fins, cependant, les poissons doivent être en bonne santé et prêts pour le frai naturel (présentant un comportement de frai), et un rendement d’embryons beaucoup plus faible que celui obtenu dans les conditions de frai induites par la température devrait être attendu.

Une limitation de la reproduction induite par la température dans les conditions décrites ci-dessus est que les poissons de surface et les poissons des cavernes fraient à différents moments, le premier en début de soirée et le second après minuit jusqu’au petit matin. Cette situation ne peut être évitée en déplaçant la photopériode parce que l’alimentation régulière et l’entretien du système de pêche doivent généralement être effectués pendant la période légère (jour-temps) du cycle. En principe, cependant, les calendriers peuvent être ajustés de sorte que les poissons fraient à des moments similaires en maintenant les deux morphes sur différents cycles clair-sombre (et dans différents systèmes d’élevage des poissons) pour le frai presque simultané. De plus, si deux systèmes de contrôle de la température sont disponibles, les poissons pourraient être cultivés dans des systèmes différents, et en alternant les hausses de température hebdomadaires, le frai pourrait être effectué selon un calendrier hebdomadaire plutôt que bimensuel, doublant ainsi la capacité d’obtenir des embryons.

Qu’il soit utilisé pour la recherche scientifique, l’enseignement ou la biotechnologie, A. mexicanus est un excellent système modèle pour explorer les questions fascinantes entourant l’évolution du développement. Pour la recherche scientifique, ce système est utile pour étudier les mécanismes moléculaires, génétiques et évolutionnels du développement oculaire et de la maladie. L’œil est un organe extraordinaire en termes de structure, de fonction et de développement. La vision est acquise au cours du développement embryonnaire à la suite de la formation et de la croissance coordonnées de plusieurs tissus oculaires différents. Les mécanismes précis par lesquels cela se produit sont encore largement inconnus. La structure des yeux des mammifères et des poissons est similaire. Les phénotypes oculaires naturels de A. mexicanus sont un excellent système modèle pour explorer les mécanismes moléculaires et cellulaires et les voies génétiques impliquées dans le développement et la dégénérescence oculaire21,22. Ces connaissances pourraient être utilisées pour élaborer des stratégies de prévention et des traitements pour les maladies oculaires héréditaires. Les études de pigmentation sont un autre domaine dans lequel A. mexicanus apporte une contribution précieuse23. Dans l’enseignement, les embryons d’A. mexicanus peuvent être utilisés pour illustrer les principes généraux du développement embryonnaire et dans l’expérimentation pédagogique pour les étudiants débutants. En biotechnologie, avec le développement récent de l’édition génomique de l’ADN24 et en particulier de la technologie d’ingénierie génomique CRISPR/Cas-925, les embryons de A. mexicanus sont une ressource précieuse pour explorer les fonctions des gènes. Chacune de ces applications est facilitée par le frai de grandes quantités d’embryons de haute qualité, ce qui peut être réalisé par le régime de reproduction à température incrémentielle décrit dans la présente communication.

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Disclosures

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Acknowledgments

Nous remercions David Martasian, Diedre Heyser, Amy Parkhurst, Craig Foote et Mandy Ng pour leurs précieuses contributions à l’installation de culture A. mexicanus du laboratoire Jeffery. La recherche dans le laboratoire Jeffery est actuellement soutenue par la subvention EY024941 des NIH.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Blackworms Eastern Aquatics, Lancaster, PA None
Breeding Nets Custom made
Brine shrimp eggs AquaCave Lake Forest, IL. None
Colorimetric test kit Petco SKU:11916 API Freshwater pH Test Kit
Egg yolk flakes Pentair, Minneapolis, MN None
Fingerbowls Carolina Biological Supply 741004 Culture dishes, 4.5 in, 250 mL
Hand held nets Any Pet Store
Incubator for embryos Fisher Scientific 51-029-321HPM 405 L
Instant Ocean sea salts Spectrum Brands, Blacksburg, VA None
Methylene Blue Sigma-Aldrich, St. Louis, MO M9140
Pasteur Pipettes Fisher Scientific 13-678-20 5.75 in.
Net soaking solution Any Pet Store
Nutrafin Cycle Amazon None Bacterial boost
Refrigerator for live feed Any source
Stereomicroscope Any source
Thermometer Any source
Tetra Tropical Crisps Spectrum Brands, Blacksburg, VA None

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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Changements de température progressifs pour la reproduction et le frai maximaux chez <em>Astyanax mexicanus</em>
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Ma, L., Dessiatoun, R., Shi, J., Jeffery, W. R. Incremental Temperature Changes for Maximal Breeding and Spawning in Astyanax mexicanus. J. Vis. Exp. (168), e61708, doi:10.3791/61708 (2021).More

Ma, L., Dessiatoun, R., Shi, J., Jeffery, W. R. Incremental Temperature Changes for Maximal Breeding and Spawning in Astyanax mexicanus. J. Vis. Exp. (168), e61708, doi:10.3791/61708 (2021).

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