Summary
这里介绍的是sgRNA / CAS9内切酶和下一代测序方案，可用于鉴定与CD4启动子附近的双链断裂修复相关的突变。
Abstract
DNA中的双链断裂（DSBs）是最具细胞毒性的DNA损伤类型。由于无数的侮辱可导致这些病变（例如，复制应激，电离辐射，未修复的紫外线损伤），DSB每天都会发生在大多数细胞中。除了细胞死亡之外，未修复的DSB还会降低基因组完整性，由此产生的突变会驱动肿瘤发生。这些风险和DSB的患病率促使人们研究细胞修复这些病变的机制。下一代测序可以与电离辐射诱导DSB配对，以提供一种强大的工具来精确定义与DSB修复缺陷相关的突变。然而，这种方法需要计算上具有挑战性且成本高昂的全基因组测序来检测与电离辐射相关的随机发生的DSB的修复。罕见的切割内切酶，如I-Sce1，提供了产生单个DSB的能力，但它们的识别位点必须插入到感兴趣的基因组中。因此，修复部位本质上是人为的。最近的进展允许引导RNA（sgRNA）将Cas9内切酶引导到任何感兴趣的基因组位点。这可以应用于DSB修复的研究，通过允许下一代测序专注于Cas9诱导的DSB侧面的DNA，使下一代测序更具成本效益。该手稿的目标是通过提出一种方案来证明这种方法的可行性，该协议可以定义源自CD4基因上游DSB修复的突变。该方案可以调整以确定与外源性因素相关的DSB诱变潜力的变化，例如修复抑制剂，病毒蛋白表达，突变和环境暴露，计算要求相对有限。一旦对生物体的基因组进行了测序，这种方法理论上可以在任何基因组位点和可以转染的生物体的任何细胞培养模型中使用。对这种方法的类似改编可以比较同一遗传背景中不同位点之间的修复保真度。
Introduction
保持基因组稳定性对所有生物体都至关重要。准确的DNA复制和强大的DNA损伤反应（DDR）对于忠实地繁殖遗传物质1，2是必要的。DNA损伤在大多数细胞中定期发生2，3。当这些损伤被感知时，细胞周期进展停止，DNA修复机制被激活。DNA或DSB中的双链断裂是毒性和致突变性最强的DNA损伤类型3，4。
虽然几种DDR信号通路可以修复这些病变，但研究最彻底的DSB修复途径是同源重组（HR）和非同源末端连接（NHEJ）。HR是一种基本上无差错的途径，它使用姐妹染色单体作为同源模板来修复DSB。这往往发生在细胞周期5，6，7的S期和G2期。NHEJ更容易出错，但它可以在整个细胞周期8，9中发生。已经开发了各种报告物测定法来测量特定修复机制10，11，12的效率。这些测定倾向于依靠流式细胞术，使用GFP或mCherry作为读数11，13对DSB修复途径活性进行高通量测量。虽然效率很高，但它们依赖于在人为引入的DSB上进行的规范修复。
还有许多其他方法可用于研究DSB修复。其中许多依赖于免疫荧光（IF）显微镜1，14。IF显微镜检测在DSB暴露于遗传毒性化学物质或电离辐射15，16诱导后代表修复复合物的离散核病灶。跟踪这些病灶的形成和消退分别提供了修复开始和完成的指示，分别为14，17。然而，这些DSB诱导方法（即化学物质或电离辐射）不会在基因组中定义的位置引起DSB。在功能上也不可能使用它们来始终如一地诱导少量（例如，2-4个）的DSB。结果，最常用的诱导DSBs的方法导致大量病变随机分布在整个基因组18中。通过插入罕见切割内切内切酶的识别位点并表达相关的内切酶（例如I-Sce119），可以引入少量DSB。不幸的是，目标位点的必要整合阻止了在内源性基因组位点检查DSB。
本手稿描述了一种检测与在用户定义的位点处生成的DSB修复相关的突变的方法。我们提供了一个代表性的例子，说明该方法适用于评估病毒蛋白增加与DSB相关的突变数量的能力。具体而言，本手稿描述了使用单一引导 RNA （ sgRNA ）来指导 CAS9 内切酶在人包皮角质形成细胞表达载体对照（ HFK LXSN ）和表达人瘤病毒 8 型（ HFK 8E6 ）的 E6 蛋白的人类 CD4 开放阅读框处诱导 DSB 。断裂周围区域的靶向下一代测序（NGS）允许严格定义与病变修复相关的突变。这些数据表明，病毒蛋白在DSB修复过程中导致突变增加约20倍。它还提供了DSBs在单个位点的诱变后果的无偏表征，而无需进行全基因组测序。原则上，该方案可以很容易地进行调整，以比较基因组位点或细胞系之间突变的相对风险。
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Protocol
1. 细胞电镀
- 在角质形成细胞培养基（10 mL /板）中，用人角质形成细胞生长补充剂（HKGS）和1%青霉素/链霉素在10cm平板中生长HFK LXSN和HFK 8E6细胞。在具有5%CO2的夹套培养箱中，在37°C下将细胞生长至约80%汇合。
- 用3mL胰蛋白酶EDTA（0.05%，乙二胺四乙酸）代替培养基。在37°C下孵育3分钟。用等体积的胎牛血清（FBS）补充培养基中和胰蛋白酶，并将细胞转移到15mL离心管中。以300 ×g 离心5分钟。
- 用HKGS重悬10 mL角质形成细胞培养基。用血细胞计数器测定细胞的浓度。
- 板4 x 105 细胞/ 6-cm板（两个用于HFK LXSN的平板和两个用于HFK 8E6的平板）在4mL角质形成细胞培养基中，用HKGS和1%青霉素和链霉素。在37°C下在含有5%CO2的夹套培养箱中生长。
注意：出于两个原因，为该方案选择了HFK细胞的分析。首先，HFK是一种难以转染的细胞系。因此，通过证明该方案在该细胞系中起作用，提供了证据表明它可能在更常用和更容易转染的细胞中起作用。其次，先前发表的数据表明，病毒蛋白（8E6）阻碍了DNA 20，21，22中双链断裂的修复。因此，比较HFK LXSN和HFK 8E6使我们能够证明该测定法检测与细胞修复能力降低相关的突变增加的能力。
2. 转染
- 在转染当天（接种后24小时），用3 mL无抗生素补充培养基替换培养基。在夹套培养箱中在37°C下孵育2小时。
- 根据制造商的说明，使用适当的脂质转染试剂转染细胞。
- 使用前将转染试剂加热至室温并轻轻移液。
- 对于每个细胞系（HFK LXSN和HFK 8E6），将适量的转染缓冲液（按照制造商的指示）放入无菌的1.5 mL离心管（试管1）中。包括另一个具有相同量转染缓冲液的试管（模拟转染或试管2）。
- 从步骤2.2.2向试管1中加入2μg表达靶向人CD4的CAS9 / sgRNA的质粒DNA（px330-CD4，5'-GGCGTATCTGTGTGAGACT）。轻轻移液以完全混合。向试管2中加入等体积的无菌水。
- 包括每个细胞系仅含有转染试剂（无质粒）的对照板。
注意：第二个板在实验中用作阴性对照，允许用户确认用CAS9 / sgRNA转染不对任何突变负责。 - 将适量的转染试剂（按照制造商的指示）与步骤2.2.3中的DNA混合物（试管1）和步骤2.2.2中的模拟转染（试管2）一起加入试管中。轻轻移液以完全混合。在室温下孵育15-30分钟，以留出足够的时间形成复合物。
- 将转染混合物逐滴加入平板中。轻轻摇动培养物1分钟，使转染混合物均匀分布。
- 转染后孵育48小时，以允许CAS9表达。
- 通过胰蛋白酶消化收获细胞。
- 用1mL胰蛋白酶-EDTA（0.05%，乙二胺四乙酸）代替培养基。在37°C下孵育3分钟。用等体积的FBS补充培养基中和胰蛋白酶。
- 对于每板细胞，将细胞悬浮液转移到两个具有相等等分试样的微量离心管中。以300 ×g 离心5分钟。
- 在步骤2.4.2中将细胞沉淀从一管中重悬于1mL磷酸盐缓冲盐水（PBS）中进行测序。用冰冷的PBS重悬于步骤2.4.2中的另一根管以进行免疫布纹。
- 收获整个细胞裂解物用于免疫印迹。
- 将管以300 ×g 离心5分钟。弃去上清液。
- 向管中加入100μL放射免疫沉淀测定缓冲液（RIPA裂解缓冲液）与1%蛋白酶抑制剂和1%磷酸酶抑制剂混合，用移液管充分混合并在冰上孵育10分钟。
注意：RIPA裂解缓冲液含有10mM三盐酸，pH 8.0;1 mM 乙二胺四乙酸;0.5 mM EGTA;1% 曲拉通 X-100;0.1%脱氧胆酸钠;0.1% 安全数据表;140 mM NaCl和去离子水。 - 离心机以13，000 ×g 裂解物10分钟。收集免疫印迹的上清液。
3. 通过免疫印迹测量CAS9的表达
- 根据制造商的说明，用双辛胆酸（BCA）测定测定蛋白质浓度。
- 在3%-8%三醋酸甘油酯凝胶的孔中运行每个样品的20μg蛋白质150分钟，然后半干转印（10 V 30分钟，然后25 V 12分钟）到聚偏二氟乙烯膜。
- 在室温下用0.1%吐温（PBST）在PBS中阻断5%脱脂奶粉中的膜1小时后，加入抗CAS9（1：1000）和抗GAPDH（1：1000）抗体。在4°C下孵育过夜。
- 用PBST洗涤膜后，将膜与二抗在PBST中的5%脱脂奶粉中在室温下孵育1小时。
- 对印迹进行成像，并通过密度测定23确定CAS9水平。有关代表性印迹，请参见 图 1 。
注意：通过免疫荧光显微镜检测磷酸化的H2AX（S139）病灶的形成可用于验证CAS9活性14。根据细胞周期位置，CAS9靶位点中的突变是否阻止进一步切割，以及感兴趣的基因组中存在多少个CAS9切割位点，预计会有少量不同的病灶（通常为1-4个病灶）。代表性图像如图 2所示。
4. 核酸提取和扩增子生成
- 使用制造商指定的高分子量DNA提取试剂盒从步骤2.4.3的细胞样品中提取DNA。
- 根据数据表，用指定的溶剂重悬引物。用相同的试剂稀释至20μM，并将20μM引物池池放入指定的池中。
注：引物池列于 补充表1中。 - 使用长扩增 Taq 聚合酶为每个20μM引物池创建PCR预混液，如 表1中所述。
- 加入21μL母混料到分离的PCR管中。
- 从步骤4.1中加入4μL目标样品（100ng / μL）到含有主混料和帽测定管的PCR测定管中。确保每个引物池的反应分开。
- 涡旋混合PCR测定管和离心机（快速旋转）以去除管盖上的液滴。
- 将PCR管放在传统的热循环仪上。
- 程序PCR机器如 表2中所述。
- 在热循环仪上运行程序。
5. PCR纯化
- 使用基于磁珠的PCR纯化系统从PCR反应中除去引物。
- 使用前30分钟从冰箱中取出清洁珠子。
- 使用前充分涡旋磁珠，并确保所有磁珠都重悬。
- 向深孔96孔板的每个孔中加入30μL（1.2x）重悬微球。
- 向含有磁珠的孔中加入25μLPCR反应物。
- 将板放在2000rpm的平板振荡器上2分钟。
- 摇动后让板在室温下保持5分钟。
- 将深孔板放在96孔板磁铁上并孵育2分钟。
- 除去并丢弃上清液，没有干扰珠子。
- 当板保持在磁铁上时，加入180μL80%乙醇并孵育30秒。取出并丢弃上清液。
- 重复步骤 5.1.9。
- 使用10μL移液器，从孔中取出并丢弃任何剩余的液体。
- 让珠子在室温下干燥10分钟。
- 向含有磁珠的孔中加入20μL无核酸酶水，并从磁铁中取出板。
- 在室温下以2000rpm摇动板2分钟。
- 将板在室温下孵育5分钟。
- 将板放在磁铁支架上，并在室温下孵育2分钟。
- 将上清液取出到第二个标记的PCR板中。这包含清理后的DNA。
- 用荧光计测量每个反应的浓度。
- 确保dsDNA荧光计试剂处于室温下。
- 设置荧光测定管和两个额外的标准管。
- 向除两个试管外的所有管中加入199μL的1x dsDNA工作溶液。将190μL工作溶液加入最后两个试管中。
- 加入10μL两种标准品（包含在 材料表中）以分离测定管。
- 向荧光计主混管中加入1μL每个PCR反应物。
- 涡旋管在室温下混合并孵育2分钟。
- 在荧光计的主屏幕上，选择带有测定试剂盒使用（1x dsDNA）的按钮，然后选择 读取标准品并运行样品。
- 插入标准 1 管，选择“ 读取 ”按钮，然后对标准 2 重复上述步骤。
- 按照步骤5.2.6，对一个样品重复，选择1μL的样品体积，并将提供所得浓度。
- 对其余样品重复步骤5.2.7。
- 使用以下等式计算所有反应的预计摩尔浓度，并分别从每个样品（每个样品一个最终池）中池中分别池化相等的反应浓度。
- 重复步骤5.2.1至5.2.7以获得最终的池浓度。
- 检查制造商指定的毛细管电泳机/琼脂糖凝胶上的扩增子池。
- 为适当数量的样品准备毛细管电泳管。加入制造商指定的7μLDNA缓冲液。
- 将4μL扩增子池加入含有DNA缓冲液的管中。
- 将试管放在电泳机上，然后按照制造商为dsDNA指定的机器运行机器。
- 查看电泳凝胶图片，确保条带定位到~5 kb（扩增子大小）。
- 使用以下等式计算所有反应的预计摩尔浓度，并分别从每个样品（每个样品一个最终池）中池中分别池化相等的反应浓度。
6. 文库准备
- 从步骤5.3.1稀释样品池至0.2ng / μL以进行文库制备。
- 使用与短序列（300bp）兼容的低输入文库制备试剂盒，按照制造商的说明，使用步骤5.3中创建的每个样品池的唯一索引组合来制备文库。
注：按照制造商的说明选择索引序列。所有适合文库制备试剂盒的索引都适用于样品。 - 在文库制备之后，根据制造商的说明将所有样品池化。
注意：在创建文库池之前，请计算目标序列250倍覆盖率所需的读取次数，并确保所选测序盒能够为每个包含的样品提供足够的覆盖率。对于总共0.5Mb，这将相当于1M次读取。
- 使用与短序列（300bp）兼容的低输入文库制备试剂盒，按照制造商的说明，使用步骤5.3中创建的每个样品池的唯一索引组合来制备文库。
- 准备用于测序的文库池。
- 解冻并制备300循环的墨盒和测序试剂。
- 根据测序仪制造商的说明，使步骤5.1.1中创建的测序池变性并稀释。
- 将变性和稀释的文库池添加到测序试剂中，并按照制造商指定 运行 测序机。
注：有关故障排除，请参阅随附的 表 3 。
7. 数据分析
注意：所有数据步骤都在基因组数据分析软件中执行。括号表示用户输入。大于符号表示任何给定步骤（例如，第 1 次 鼠标单击>2次 鼠标单击）的鼠标单击顺序
- 通过单击“ 打开软件” > 导入 > Illumina > “选择文件” > “下一步 ”> 选择要保存的位置来导入 读数> 完成。读取现在将显示在软件中。
- 修剪和过滤读取。
- 在深度序列数据分析软件中，修剪原始读取默认参数。
- 突出显示读取，然后单击 工具箱>准备排序数据>修剪读取>下一个>下一个 > 下一个 > 下一个 > 保存 > 下一个> （选择要保存的位置） > 完成
- 将修剪后的读取映射到引用。
- 使用匹配分数2，不匹配成本为3，插入/删除成本为2，将修剪后的读取映射到步骤4.1中使用的参考序列。确保长度分数高于 0.7，相似性分数等于或高于 0.8。
- 突出显示修剪后的读取文件，然后单击 工具箱>重新排序分析>将读取映射到引用>下一个>（选择参考序列）>下一个>（确保参数如上所示）>下一步>保存>（选择要保存的位置）>完成。
- 提取变体和插入项。
- 使用适当的插入码调用方，使用 p 值阈值为 0.005 或更低且最大不匹配数为 3 来提取插入。
- 突出显示映射的读取文件，然后单击 工具箱>重新排序分析>变体检测>印加和结构变体检测>下一>（确保输入所需的显著性>下一步>保存>（选择要保存的位置）>完成。
- 使用适当的变体调用方，使用 5% 的显著性从读取映射调用变体。
- 突出显示映射的读取文件，然后单击 工具箱>重新排序分析>变体检测>低频变体检测 > 下一个>（确保输入所需的显著性> 下一个 > 下一个 > 保存>（选择要保存的位置）>完成。
注意：确保在插入缺失和变异调用方中考虑宿主基因组的倍体。不要提取低于5%的突变体。该阈值考虑了与测定相关的PCR和测序错误。归一化（基于CAS9的免疫布体检测）应通过调整测序覆盖率来完成。例如，如果样品A的转染效率是样品B的两倍，则样品A的50%读数应用于分析。这应该通过随机抽样来完成，而不是减少任何样本低于100倍的覆盖率。
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Representative Results
针对该方案提出了三个具有代表性的结果。 图1 是免疫印迹确认CAS9在HFK对照（LXSN）和HFK表达β-HPV 8E6（8E6）中的表达。转染后48小时，收获全细胞裂解物，随后用抗CAS9抗体（或GAPDH作为上样对照）探针。结果表明，HFK LXSN和HFK 8E6表达的CAS9量相似，表明两个细胞系之间的转染效率相似。 图2 是免疫荧光显微镜图像，显示CAS9使用pH2AX病灶（DSBs24的标准标记物）诱导的DSBs。这表明两个DSB是由CAS9 / sgRNA诱导的，从而证实了DSB诱导正在按预期发生。 图3 显示，8E6在CAS9诱导的DSB 22周围增加了200 Kb范围内的基因组变异。这与HPV8 E6解除对DSB修复的调节并增加基因组不稳定性的假设一致。此图显示了从此方法获取的数据的一种显示方式。
图1：免疫印迹的代表性图像比较未转染和转染HFK细胞中的CAS9表达。 sgRNA / CAS9质粒用于转染HFK细胞。抗CAS9抗体用于检测CAS9蛋白。GAPDH用作加载控件。 请点击此处查看此图的大图。
图2：sgRNA / CAS9转染细胞和未转染对照中磷酸化组蛋白H2AX（S139）的代表性免疫荧光图像。 DAPI用于染色DNA（蓝色）。pH2AX（红色）是 CAS9 诱导的 DSB 的标志物。这表明最佳CAS9表达是通过没有脱靶切割来实现的。根据靶向基因组位点的数量（由细胞倍体的变化，靶位点拷贝数变异或细胞周期位置改变），病灶的数量可能更高。然而，任何增加都应该根据分析的细胞类型和靶位点来预测。 请点击此处查看此图的大图。
图3：β-HPV 8E6在DSB修复过程中增加了基因组不稳定性。 （A）CAS9诱导的DSB沿基因组测序部分的放置示意图。（B）按HFK LXSN和HFK 8E6突变事件类型分组的基因组变异。比较HFK LXSN和HFK 8E6之间每组基因组变异和变异总数。（C）HFK LXSN（右侧）和HFK 8E6细胞（左侧）DNA突变的Circos图。黑色箭头表示 CAS9 切割部位。最里面的圆圈显示相同基因组重排之间的连接。按基因组变异类型着色的基因组重排的位置显示在五个同心圆中（蓝色表示SNP，绿色表示插入，红色表示缺失，紫色表示MNV，黑色表示替换）。最外层圆圈中的散点图显示断点（黑色）、串联重复点（红色）和点下限（灰色），其中与外边缘的接近表示高变异比。SNP，单核苷酸多态性。MNV，多核苷酸变异。细胞系之间的统计差异是使用学生t检验测量的。表示 p < 0.001”。这是改编自先前发布的参考文献，并获得了许可22。 请点击此处查看此图的大图。
表1：PCR预混液组分。请按此下载此表格。
表 2：PCR 程序设置。请按此下载此表格。
表 3：故障排除。请按此下载此表格。
补充表1：用于PCR的引物池列表。请按此下载此表格。
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Discussion
除了提供的信息深度之外，此方法还具有几个优点。首先，DSB修复，从理论上讲，可以在任何基因组位点进行评估，而无需修改目标细胞的基因组。其次，通过制作和分析针对定义区域的单个DSB，降低了成本和计算工作量，从而增加了对修复的NGS分析的访问。最后，随着其他生物体的基因组常规可用，并且多个出版物证明成功转染了不同的哺乳动物和非哺乳动物细胞系，这种方法的效用预计将广泛10，23，24。
本文分析了人类包皮角质形成细胞中的DSB修复作为说明性示例。角质形成细胞的转染效率往往低于其他组织类型。因此，该方案使用了针对这些难以转染的细胞优化的转染方法。转染方法应针对所分析的细胞类型进行优化。该方案中使用的CAS9诱导的DSB的能力已在骨肉瘤，结肠癌，肺癌，成纤维细胞，胚胎肾和人角质形成细胞10，23中得到证实。但是，在进行下一代测序之前，建议确认CAS9的表达和活性。
该方案的一个关键步骤是在不同样品之间或之间进行比较，以使分析标准化，以考虑CAS9转染效率的差异。为此，应通过免疫印迹和密度测定法测量相对CAS9蛋白水平（图1）。确保CAS9裂解的特异性也很重要，如通过IF显微镜14 检测的明显的pH2AX（S139）病灶形成所示（图3）。或者，T7内切酶测定可用于检查CRISPR / Cas9活性和sgRNA效率。
这种方法的一个显着局限性是CAS9诱导的DSB往往比辐射或类似生理损伤引起的DSB“更干净”。因此，这里描述的方法可能低估了与修复自然发生的病变相关的突变的数量或严重程度。使用其他序列特异性核酸酶诱导具有较长悬垂的DSB可能有助于克服这一限制26。此外，尚不完全了解染色质区域（例如，异染色质和真染色质）是否影响CAS9活性。因此，用户在比较不同位点的突变时应小心确认等效的CAS9活性。
这里描述的方法可用于定义在各种情况下修复DSB的相对致突变后果。例如，它可以促进新型小分子DNA修复抑制剂的检查。这将允许在转化（与未转化）细胞中更致突变的抑制剂优先作为化疗药物开发。这种方法也可用于在同一基因组背景内进行比较，以确定在不同基因环境（例如，启动子，增强子或抑制子附近），具有不同突变的细胞（例如，构成活性或错义突变的信号传导基因）或其他类似排列中与DSB修复相关的突变频率。该方法的灵活性和可负担性为未来的分析提供了强大的工具。
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Disclosures
作者没有什么可透露的。
Acknowledgments
本手稿中报告的研究得到了美国国立卫生研究院国家普通医学科学研究所（P20GM130448）（NAW和RP）的支持;美国国立卫生研究院国家癌症研究所（NCI R15 CA242057 01A1）;堪萨斯州立大学约翰逊癌症研究中心;和美国国防部（CMDRP PRCRP CA160224 （NAW））。我们感谢KSU-CVM共聚焦核心和Joel Sanneman的免疫荧光显微镜。内容完全由作者负责，并不一定代表这些资助机构的官方观点。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 6 Well Tissue Culture Plate | Celltreat | 229106 | Cell culture plate |
| BCA Kit | VWR | 89167-794 | BCA assay kit |
| Centrifuge 5910 R | Eppendorf | 2231000772 | Tabletop Centrifuge |
| CLC Genomic Workbench | Qiagen | 832001 | deep sequence data analysis software/indel caller/variant caller |
| Digital Microplate Genie pulse | Scientific industries | SI-400A | Plate shaker |
| DYKDDDDK Tag Monoclonal Antibody (FG4R) | ThermoFisher Scientific | MA191878 | Anti-FLAG antibody |
| Epilife CF Kit | ThermoFisher Scientific | MEPICF500 | Cell cultrue media and supplements |
| Fetal Bovine Serum (FBS) | VWR | 89510-194 | Cell culture supplement |
| Goat anti-Rabbit IgG | ThermoFisher Scientific | A-11012 | Secondary antibody |
| HighPrep PCR Clean-up system | MagBio | AC-60005 | Bead-based PCR cleanup kit |
| KAPA HiFi HotStart ReadyMix PCR Kit | KAPA Biosystems | KK2600 | PCR mastermix/PCR assay |
| MagAttract HMW DNA kit | Qiagen | 67563 | High Molecular Weight DNA extraction kit |
| Magnetic Stand-96 | Thermo Fisher Scientific | AM10027 | 96-Well Magnetic Rack |
| MiniAmp Thermal Cycler | Applied Biosystems | A37834 | Thermal Cycler |
| Miseq | Illumina | SY-410-1003 | Sequencer |
| Miseq v2 300 cycle reagent kit | Illumina | MS-102-2002 | 300-cycle cartridge/sequencing reagents |
| Nextera XT DNA Library Prep kit | Illumina | FC-131-1024 | Library preparation kit |
| Nextera XT Kit v2 Set A | Illumina | 20027215 | Indexes |
| Nunc 96-well polypropylene DeepWell Stroage plates | Thermo Fisher Scientific | 260251 | deep well 96-well plates |
| Penicillin-Streptomycin Solution (100X) | Calsson Labs | PSL02-6X100ML | Antibiotics for cell culture |
| Phosphate Buffered Saline (PBS) | Bio Basic | PD8117 | PBS |
| px330-CD4 | Addgen | 136938 | SgRNA/CAS9 plasmids targeting 5’- GGCGTATCTGTGTGAGGACT |
| QIAxcel Advanced System | Qiagen | 9001941 | capillary electrophersis machine |
| QIAxcel DNA screening kit | Qiagen | 929004 | DNA buffer/ capillary electrophersis tubes |
| Qubit 1x ds HS Assay Kit | ThermoFisher Scientific | Q23851 | Fluorometer reagents/1x dsDNA solution |
| Qubit 4 Fluorometer | ThermoFisher Scientific | Q33238 | Fluorometer |
| Qubit Assay Tubes | Thermo Fisher Scientific | Q32856 | Fluorometer assay tubes |
| RIPA Lysis Buffer | VWR | VWRVN653-100ML | Lysis buffer for protein extraction |
| Trypsin-EDTA (0.05%), phenol red | ThermoFisher Scientific | 25300054 | Trypsin |
| Vortex-Genie 2 | Scientific industries | SI-0236 | Vortex |
| Xfect Transfection Reagent | Takara Bio | 631318 | Transfection reagent |
| genomic data analysis software | QIAGEN | CLC Workbench v21.0. | Data analysis software |
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