Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Biology
Click here for the English version

Biology

В городе Виво Измерение изометрического крутящего момента заднего свиньи дорсифлекса от свиньи

Published: September 3, 2021 doi: 10.3791/62905
Automatic Translation
1, 2,3, 4, 5
1School of Medicine, Wake Forest University, 2Department of Kinesiology, University of Georgia, 3Regenerative Bioscience Center, University of Georgia, 4Aurora Scientific Inc., 5School of Kinesiology, University of Minnesota

Summary

Настоящий протокол описывает краткие экспериментальные детали оценки и интерпретации данных о крутящем моменте in vivo , полученных с помощью электрической стимуляции общего малоберцового нерва у обезболенных свиней.

Abstract

Надежная оценка силы скелетных мышц, возможно, является наиболее важным показателем результатов в исследованиях нервно-мышечных и скелетно-мышечных заболеваний и травм, особенно при оценке эффективности регенеративной терапии. Кроме того, критическим аспектом перевода многих регенеративных методов лечения является демонстрация масштабируемости и эффективности на большой животной модели. Различные физиологические препараты были созданы для оценки свойств внутренней мышечной функции в фундаментальных научных исследованиях, в первую очередь на моделях мелких животных. Практики могут быть классифицированы как: in vitro (изолированные волокна, пучки волокон или целые мышцы), in situ (мышцы с интактной васкуляризацией и иннервацией, но дистальное сухожилие, прикрепленное к преобразователю силы) и in vivo (структуры мышцы или мышечной единицы остаются нетронутыми). У каждого из этих препаратов есть свои сильные и слабые стороны; однако явным преимуществом испытаний на прочность in vivo является возможность выполнения повторных измерений на одном и том же животном. Здесь представлены материалы и методы достоверной оценки изометрического крутящего момента, создаваемого задними мышцами дорсифлексора in vivo в ответ на стандартную малоберцовую электрическую стимуляцию у обезболенных свиней.

Introduction

Основной функцией скелетных мышц является выработка силы, что в конечном итоге делает возможными такие действия, как дыхание, еда и амбулация. Условия, которые снижают функциональную способность скелетных мышц, могут привести к снижению производительности (профессиональной или спортивной), инвалидности или смерти. Например, поддержание мышечной массы и функции у стареющих популяций положительно связано с качеством жизни и способностью выполнять основные и инструментальные действия повседневной жизни 1,2. А снижение мышечной силы у пациентов с мышечной дистрофией Дюшенна приводит к неспособности к амбулации и дыхательной недостаточности, что в конечном итоге способствует преждевременной смертности 3,4,5. Таким образом, измерение мышечной силы является критическим показателем результата в исследованиях, связанных с нервно-мышечными заболеваниями или травмами.

Максимальный произвольный изометрический или изокинетический крутящий момент (и/или индекс усталости) часто используется в качестве индекса функциональной способности в клинических исследованиях6. В исследованиях на животных аналогичные измерения могут быть сделаны in vivo с использованием электрической стимуляции нервов под наркозом. Примечательно, что препараты in vivo являются минимально инвазивными с мускулатурой, сухожилиями, сосудистой системой и иннервацией, остающимися нетронутыми и, следовательно, позволяют проводить повторные функциональные оценки 7,8,9,10,11. Этот препарат обычно используется в моделях мелких грызунов и в меньшей степени в более крупных моделях животных, таких как кролики12, собаки 13,14, овцы15 и свиньи16,17. Общее использование такой методологии может оказать влияние на многие трансляционные исследования, такие как генетически модифицированные модели спинальной мышечной атрофии (СМА)18. При этом представлены способы оценки максимального изометрического крутящего момента инстимуляции нервов группы мышц дорсифлексора свиней in vivo. Представленные методы были первоначально адаптированы из тех, которые были разработаны первоначально для оценки крутящего момента передней мышцы мыши19,20 и впоследствии усовершенствованы благодаря опыту исследования способности производить крутящий момент после травмы 17,21,22,23,24,25,26,27,28 и в ходе разработки16 в различных моделях свиней.

Этот протокол выделяет in vivo изометрическое измерение крутящего момента с использованием методологии, которая требует компьютера, интегрированного с тензодатчиком и электрическим стимулятором. Методы, представленные здесь, используют коммерчески доступный интегрированный аппарат для испытания изометрических подножек свиней, платформенный аппарат и соответствующее программное обеспечение (см. Таблицу материалов). Однако методология может быть адаптирована для использования другого коммерчески доступного или изготовленного на заказ программного обеспечения, устройств сбора данных и стимуляторов. Эти методы предназначены для использования в специализированном хирургическом комплексе для животных, изобилующем стандартным оборудованием, таким как: запирающий хирургический стол, второй запирающий стол равной высоты для испытательной платформы, вентилятор и устройства мониторинга, а также нагревательный мат или другие устройства для поддержания температуры тела.

Для проведения этих методов необходимы следующие члены команды: один квалифицированный анестезиолог и два исследовательских персонала для выполнения функционального тестирования. Эти люди будут работать вместе для первоначальной стабилизации конечности на платформе аппарата. Затем один из двух сотрудников будет отвечать за размещение / позиционирование электрода, а другой - за компьютерные приложения во время тестирования.

Protocol

Все эксперименты на животных проводились в соответствии с Законом о благополучии животных, имплементирующимися Правилами благополучия животных и принципами Руководства по уходу за лабораторными животными и их использованию. Предварительное тестирование показало, что эти методы являются надежными26 и не оказывают неблагоприятного воздействия на здоровье или функцию конечностей свиньи. Тестирование проводилось так часто, как еженедельно, без каких-либо побочных эффектов23. Кроме того, тестирование пред- и послеоперационных вмешательств в течение одного и того же дня может быть выполнено без неблагоприятного стресса для животного или индуцирования нервно-мышечной дисфункции.

1. Настройка компьютера

  1. Обеспечить проведение первоначального комплекта и калибровки аппарата и компонентов в соответствии с техническими условиями производства (см. Таблицу материалов). Предлагается калибровка с использованием диапазона весов от 0,2 до 2,5 кг.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Крутящий момент измеряется ножной педалью 140 мм (0,14 м), прикрепленной к линейному датчику крутящего момента с емкостью 50 ньютон-метров (Н·м). Коэффициент усиления прибора по умолчанию масштабируется до 25 Н·м, чтобы лучше соответствовать ожидаемому крутящему моменту. Калибровка выполняется путем приложения известной массы (например, 1 кг) к ножной педали на известном расстоянии (например, 100 мм от оси вращения) и расчета крутящего момента. Например, 1 кг равен 9,806 Н, приложенной при 0,1 м, что составляет 0,9806 Н·м крутящего момента. Затем можно установить соотношение между крутящим моментом, приложенным к датчику крутящего момента, и соответствующим выходным напряжением датчика крутящего момента. Авторские датчики крутящего момента подтвердили линейность этой зависимости от 0,2-20 кг, нанесенной на конкретную 40-сантиметровую калибровочную пластину. Из-за длины стандартной педали рекомендуется диапазон калибровки 0,2-2,5 кг. Это дает достаточно сигнала для расчета масштабного коэффициента путем линейной регрессии.
  2. Включите компьютер, стимулятор, систему преобразователей и аналого-цифровой интерфейс примерно за 30 минут до тестирования, чтобы обеспечить стабилизацию изменений материала, связанных с теплом, которые могут повлиять на электрические свойства. Выберите соответствующее и подключенное устройство сбора данных (DAQ).
  3. Настройка экспериментальных параметров в программном обеспечении по мере необходимости; программное обеспечение позволяет сохранить шаблон исследования. Подготовьтесь к настройке эксперимента (т.е. шаблона исследования) для создания нового исследования с помощью опции Создать новую учебную тетрадь.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Экспериментальные параметры могут быть предварительно загружены до начала исследования, что приведет к подсказкам для включения дополнительной конкретной информации эксперимента, такой как пол, масса тела, дата рождения, точка времени тестирования, группа лечения или аналогичные переменные по мере необходимости. Параметры настройки исследования могут быть сохранены и использованы на протяжении всего эксперимента.
  4. Выберите исследование, ранее созданное в начале каждой оценки. Добавьте новое животное, если это первый тест для тестируемой свиньи, и следуйте подсказке для ввода переменных в исследование.
  5. Нажмите «Подготовить эксперимент», как только будете готовы начать исследование, которое потребуется для оптимизации размещения электродов. Подайте повторные подергивания на нерв при определении оптимального размещения после размещения электродов (см. шаг 3.6.).
  6. Сначала нажмите Настроить Instant Stim , а затем отрегулируйте частоту импульса, ширину импульса, количество импульсов, частоту поездов и время выполнения.
  7. Затем нажмите на Instant Sim , чтобы доставить повторные подергивания. Кроме того, нажмите кнопку ручного триггера на устройстве стимулятора, чтобы вручную дать одно подергивание.
  8. Откройте Live Data Monitor во время протокола исследования, когда будете готовы начать весь эксперимент, чтобы обеспечить исследование / визуализацию сокращений в режиме реального времени. Нажмите «Запустить эксперимент», когда вы готовы начать эксперимент (после подготовки животных см. шаг 2).

2. Подготовка и поддержание анестезии

  1. Быстрые самцы или самки свиней, 40-90 кг, за ночь до анестезии, допускают воду ad libitum. Получите и запишите правильный вес тела свиньи в день процедуры.
  2. Индуцировать анестезию внутримышечными инъекциями тилетамина/золзепама (телазол, 4-6 мг/кг), ксилазина (1-3 мг/кг) и пропофола (2,6 мг/кг). Первоначально поддерживать 5% изофлураном через маску для лица.
  3. Интубируйте свинью эндотрахеальную трубку и поместите ее на автоматический вентилятор. Поддерживайте свинью пиковое давление при 20 см Н2О, начальном приливном объеме 10 мл/кг и скорости дыхания при 8-12 вдохах/мин.
  4. Отрегулируйте настройку вентилятора для поддержания конечного приливного PCO2 от 40 ± 5 мм рт.ст. Поддерживают анестезию 1%-3% изофлураном в 30%-37%O2.
  5. Поддерживайте температуру тела свиньи на уровне 37 °C в течение всего срока действия протокола. Вставьте ушные вены и катетеры Фолея для доставки жидкости и сбора мочи, по мере необходимости.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Использование хирургической плоской анестезии предотвратит вторичные сокращения во время тестирования, особенно со стороны ягодичных мышц.
  6. Контролируйте глубину анестезии с помощью рефлекса и положения глаз, отсутствие тонуса челюсти, частоту сердечных сокращений (диапазон 80-150 ударов в минуту), систолическое артериальное давление (диапазон 120-70 мм рт.ст.) или комбинацию всех этих признаков.
  7. Подготовьте как правую, так и левую задние конечности, как только свинья будет полностью обезболена и стабильна, сначала очистив конечности с мылом и водой, чтобы удалить любой мусор, а затем сбрив волосы с кожи. Обратите пристальное внимание на боковую область колена, которая будет использоваться для размещения электродов позже.
  8. Перенесите свинью к хирургическому столу и надежно поместите ее в лежачее положение. Расположите свинью к подножию стола ягодичными мышцами в конце стола или немного над ним.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Это позволит хирургическому столу и столу, удерживающему испытательный аппарат, упираться.
  9. Экстубируйте свиней после теста и дайте им восстановиться. Стандартный корм для свиней и вода должны быть заменены, как только свинья полностью восстановится и сможет свободно перемещаться в клетке.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Послепроцедурная анальгезия не нужна только для тестирования in vivo ; однако карпрофен и/или бупренорфин SR могут быть предоставлены в соответствии с ветеринарной рекомендацией. Консультация с местным ветеринаром приветствуется. Анестезия и лекарства, перечисленные здесь, предназначены только для руководства и в настоящее время одобрены в Университете Миннесоты. Поддержание анестезии изофлураном было выбрано на основе его быстрого начала и смещения, а также его минимального влияния на стимуляцию нерва in vivo вызванного крутящего момента29. Позаботьтесь о том, чтобы иметь согласованность в параметрах анестезии во всех исследованиях. Во время протокола оценка анестезии и запись проводятся с интервалом 15 мин; регистрация осуществляется на основе местных руководящих принципов и требований Комитета по уходу за животными и их использованию (IACUC) и Министерства сельского хозяйства США (USDA).

3. Оценка изометрического крутящего момента in vivo

  1. Поместите ножку на ножную пластину преобразователя силы. Используйте гибкую связующую повязку, чтобы прикрепить ногу к ножной пластине.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Необходима целая роль на фут; В идеале, роль 4-дюймового x 5-ярдового является адекватной.
  2. Удерживайте стопу в положении на опорной пластине лодыжкой на нейтральной (А) и прикрепите стопу к тарелке, обернув связную повязку вокруг стопы и ножную пластину в стиле закрытой корзины плетения голеностопного скотча (В).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Два исследовательских сотрудника должны будут одновременно выполнять индивидуальные задачи (A) и (B).
  3. Расположите лодыжку под прямым углом, как только стопа закреплена на пластине стопы, определяемой как 0° или нейтральная для сравнения степеней подошвенного или дорсифлексиона.

Figure 1
Рисунок 1: Снимки с различных точек обзора показывают прикрепление свиньи к ножной пластине и анатомическое выравнивание на раме. Отмечены анатомические ориентиры для мышц переднего отдела, малоберцовой головки, колена, большеберцового плато, бедренной кости. Обратите внимание на размещение пар подкожных электродов на боковой стороне ноги. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

  1. Стабилизируйте колено и лодыжку под прямым углом.
  2. Во-первых, расположите зажимные стержни конечностей близко к нужным местам. Когда все будет готово, начиная с медиального аспекта конечности, выровняйте зажимную планку конечности примерно на плато большеберцовой кости.
  3. Затем выровняйте боковой зажим конечности на дистальной головке бедренной кости.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Между концами каждой конечности зажимной планкой используется сложенная марлевая подушечка размером 4 х 4 для защиты кожи, прилегающей к планке.
  4. Плотно стабилизируйте стержни с помощью фиксирующих винтов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Зажимные стержни конечностей не будут соответствовать друг другу, а будут соответствовать анатомии свиньи.
  5. Очистите кожу вокруг головки малоберцовой кости, нанеся 70% спирт через чистую марлю в концентрических кругах, начиная с центра предполагаемого размещения электрода и двигаясь наружу. Поместите стерильные чрескожные иглы (50 мм, 26 Г монополярного) и электродов в стиле электромиографии (ЭМГ) (см. Таблицу материалов) по всему малоберцовому нерву. Имплантировать электроды подкожно, примерно 5-10 мм.
  6. Оптимизируйте размещение электродов, используя увеличивающиеся амплитуды тока, как это регулируется на стимуляторе. Начните с 100 мА и увеличивайте по мере необходимости.
    ПРИМЕЧАНИЕ: 300-500 мА обычно требуется для пикового крутящего момента подергивания.
  7. Визуализируйте величину крутящего момента подергивания в представлении данных в реальном времени и над передним отсеком свиньи; копыта также могут играть и двигаться вверх.
  8. Убедитесь, что задний отсек, или большеберцовый нерв, не активирован во время стимуляции. Визуально осмотрите и пальпируйте сокращение заднего отсека и движение копыт вниз во время стимуляции.
  9. Проверьте область плато тетанического сокращения от отслеживания времени живого крутящего момента на следующих этапах на предмет отсутствия набора мышц антагониста (т. Е. Подошвенная флексия для этого протокола).
  10. Получение максимального изометрического тетанического крутящего момента с использованием следующих параметров стимуляции: 100 Гц, ширина импульса 0,1 мс, более 800 мспоезда 17, после оптимизации размещения электрода и амплитуд стимуляции.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Эти параметры могут быть использованы для различных сократительных оценок.

4. Протокол для анализа угла крутящего момента

  1. Измерьте максимальный изометрический тетанический крутящий момент в диапазоне положений лодыжки, начиная от нейтрального до ближнего концевого диапазона подошвенного сгибания или 0-50° подошвенного сгибания.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Использование приращений 10° потребует шести сокращений, и добавочное изменение может быть скорректировано для конкретных экспериментальных вопросов.
  2. Начните ослаблять оба стопорных винта ступени гониометра для перемещения между углами соединения. Убедитесь, что оба стопорных винта затянуты перед следующим сжатием.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Гониометр имеет маркировку градусов, чтобы обеспечить точное выравнивание. Вероятно, это 0° подошвенного сгибания, которое смещено на 180° на гониометре. Соблюдайте осторожность, чтобы обеспечить предполагаемое позиционирование.
  3. Определить время между схватками экспериментально; однако 2 мин достаточно, чтобы избежать усталости.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Поскольку угол голеностопного сустава постепенно изменяется, игольчатые электроды могут смещаться. Может потребоваться подтверждение размещения электродов с сокращениями подергивания, как отмечалось выше (см. шаг 3.8).

5. Протокол для частотно-моторного анализа

  1. Расположите лодыжку под нужным углом сустава. Позаботьтесь о том, чтобы экспериментально проводить тестирование под одним и тем же углом соединения каждый раз.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Как правило, анализ крутящего момента и частоты выполняется под одним углом соединения, соответствующим пиковому изометрическому крутящему моменту, полученному из анализа угла соединения крутящего момента. Пиковый крутящий момент образуется при ~30-35° подошвенного сгибания.
  2. Измерьте максимальный изометрический крутящий момент в диапазоне частот стимуляции, которые вызывают несмешенные потоки подергиваний до и за пределами тех, которые вызывают полностью сросшиеся тетани.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Это может быть достигнуто путем стимуляции при 10, 20, 40, 60 и 100 Гц (ширина импульса 0,1 мс; поезд 800 мс) с 2 мин между каждым сокращением, чтобы избежать усталости. В зависимости от точных экспериментальных вопросов и конкретных моделей свиней, частоты могут быть адаптированы. Биоэнергетическим субстратом, наиболее вероятно используемым во время сокращения 800 мс для поддержания внутриклеточной АТФ, является фосфокреатин30, а ресинтез фосфокреатина зависит от фосфокреатинового шаттла31. Кинетика восстановления фосфокреатина указывает на 90% или более замечательное восстановление между 90-120 с после окончания сокращения30. Поэтому рекомендуемые интервалы покоя между схватками составляют 90-120 с. Хотя на это могут влиять экспериментальные проекты, включая мышечные заболевания, травмы и / или старение.

6. Анализ данных

  1. Нажмите «Анализировать результаты», если все еще находитесь в программном обеспечении, чтобы открыть окно «Анализ». Кроме того, можно открыть программу анализа напрямую.
  2. Будь то использование автоматизированной платформы данных или ручного анализа, рассчитайте различные переменные при анализе отдельных изометрических форм сигналов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Эти переменные включают: максимальный крутящий момент подергивания, максимальный тетанический крутящий момент и сократительные свойства, связанные с подергиваниями и тетани, например, время до пика и полурелаксация. Многие экспериментальные переменные могут нормализовать силу, например, массу тела, объем мышц, определяемый с помощью МРТ (магнитно-резонансная томография) или КТ (компьютерная томография), или терминальную мышечную массу. Представлены как абсолютный крутящий момент (Н·м), так и крутящий момент, нормированный к массе тела (Н·м/кг). Крутящий момент покоя, размещенный на ножной пластине, будет отличаться в разных экспериментах. Следует применять базовую поправку на крутящий момент в состоянии покоя, чтобы обеспечить регистрацию истинных максимальных подергиваний и тетаничных моментов. Базовый крутящий момент под каждым углом соединения регистрируется и может указывать на изменения пассивного крутящего момента.

Representative Results

Надежность и оптимизация параметров тестирования in vivo переднего отсека свиньи ранее сообщалось26. Сравнительные данные по грызунам и свиньям по частоте крутящего момента также были представлены27.

Во время оценки in vivo визуализация формы сигнала крутящего момента необходима в режиме реального времени для обеспечения соответствующей активации переднего отсека. Формы волн должны отражать только дорсифлексию. Осциллограммы должны иметь гладкий, округлый вид и кажущееся тетаническое плато (рисунок 2А). Несоответствия или возмущения формы сигнала указывают на различные экспериментальные ограничения, такие как неадекватная стимуляция, неправильное размещение электродов или недостаточная глубина анестезии (рисунок 2B).

Рисунок 3А представляет собой трассировку крутящего момента с помощью стрелки, указывающей на 50% максимального крутящего момента. Сокращение от времени до пика должно начинаться с момента инициации стимулятора и заканчиваться при достижении максимального крутящего момента подергивания (репрезентативные временные бары показаны ниже трассировки). Полурелаксация для подергивания должна начинаться с максимального крутящего момента подергивания и заканчиваться при максимальном крутящем моменте подергивания 50% (репрезентативные временные бары показаны ниже трассировки). Рисунок 3B представляет собой тетаническую трассировку времени крутящего момента со стрелкой, указывающей на 50% максимального крутящего момента. В отличие от подергиваний, которые идеальны с точки зрения окончательного и своевременного максимального крутящего момента, тетанические сокращения имеют большую изменчивость в времени максимального крутящего момента в отношении того, когда стимулятор начинается и заканчивается, что требует более тонкого подхода к анализу сократительных свойств. Время сокращения до пика должно начинаться с включения стимулятора и останавливаться где-то между 90%-100% максимального крутящего момента. Временные бары на рисунке 3B показывают отсечку 95% максимального крутящего момента. Это полезно в таких случаях, как выбранные репрезентативные данные, поскольку максимальный крутящий момент достигается только в конце фазы плато. Дополнительным анализом времени до пика является средняя скорость сокращения. Пунктирные полосы на восходящем конце трассировки крутящего момента представляют собой диапазон 30-70% максимального крутящего момента. Средняя скорость сокращения должна быть запущена в начале стимуляции и фиксировать среднее изменение скорости между 30% -70% максимального крутящего момента. Это рекомендуемые диапазоны, и отдельные исследовательские группы могут определить идеальный диапазон около 50% (например, ±10%). Важной частью является согласованность внутри и между исследованиями. В отличие от подергивания, тетаническое сокращение полурелаксации должно начинаться в конце стимуляции вместо максимального крутящего момента по той же причине, что и упомянутое выше время до пика. Временные полосы на рисунке 3B представляют время между окончанием стимуляции и достижением 50% расслабления. Дополнительным анализом полурелаксации является средняя скорость релаксации. Пунктирные полосы на нисходящей конечности трассировки крутящего момента представляют собой тот же 30-70% максимальный диапазон крутящего момента, что и восходящая конечность. Средняя скорость релаксации должна начинаться в конце стимуляции и фиксировать среднюю скорость изменения между 30%-70% максимального крутящего момента. Опять же, это рекомендуемые диапазоны. Одно критическое замечание: не путайте среднюю скорость сокращения/расслабления с максимальной скоростью сокращения/расслабления. Максимальная скорость представляет собой единственное наиболее заметное изменение скорости между двумя соседними точками данных и может быть широко варьируемой.

Несколько подергивающих и сократительных свойств могут быть проанализированы, чтобы получить представление о типе волокна и атрибутах связи возбуждения-сокращения скелетных мышц10,32. Рекомендуется чрезмерная интерпретация подергивающих и сократительных свойств; они представляют собой предложения и обоснования для дальнейшего опроса на клеточном уровне и не обязательно являются ориентировочными. В целом, скорость сократимости может отражать высвобождение кальция саркоплазматическим ретикулумом и изоформную ферментативную скорость тяжелой цепи миозина. Напротив, скорость релаксации может отражать скорость фермента сарко(эндо)плазмы кальция АТФазы и изоформу сарко(эндо)плазмы кальция. На эти свойства могут влиять усталость, повреждение мышц, физические упражнения и многочисленные патологии (например, атрофия неиспользования).

На рисунке 4 показаны репрезентативные значения для соотношений частоты крутящего момента и угла соединения крутящего момента для неповрежденных конечностей. Эти данные являются репрезентативными для широкого диапазона размеров свиней.

Репрезентативный экспериментальный анализ поверхностной ЭМГ проводился во время анализа мышц in vivo (рисунок 5) для демонстрации экспериментального контроля кодирования скорости и общей мышечной активности. Адгезивные эмг-электроды помещали в середину брюха перонея тертиуса. Заземленный электрод был помещен на колено, чтобы свести к минимуму артефакт стимуляции, а стимулирующие электродные иглы были размещены вокруг малоберцового нерва проксимально к расположению мышцы. Одновременные записи крутящего момента и ЭМГ производились на частотах стимуляции 20, 60 и 100 Гц. Количество импульсов стимулятора (красные полосы на рисунке 5) отражает коэффициент длительности стимуляции и времени между импульсами. Например, частота стимуляции 20 Гц означает импульс каждые 50 мс; таким образом, продолжительность стимуляции 400 мс, деленная на 50 мс между импульсами, равна восьми подаваемым импульсам (рисунок 5А). Импульсы стимулятора доставляются к аксону нерва посредством чрескожного размещения игольчатого электрода и производят аналогичное количество электрических мышечных импульсов (т. е. 20 Гц равно 8 записям ЭМГ), демонстрируя экспериментальный контроль частоты потенциала действия интересующей группы мышц. Необработанные записи ЭМГ могут быть преобразованы с помощью среднеквадратичного анализа (EMG RMS) для визуализации общей мышечной активности с увеличением частоты стимуляции. Анализ области под кривой (AUC) является одним из способов количественной оценки EMG RMS для определения изменений в общей мышечной активности. Представлены репрезентативные AUC для каждой частоты стимуляции EMG RMS (рисунок 5A-C).

Figure 2
Рисунок 2: Репрезентативные формы сигналов высокого и низкого качества. (A) Изометрические формы сигналов, присутствующие в виде квадратной волны, с заметным жидким плато. (B) Низкокачественные формы сигналов могут быть вызваны недостаточной стимуляцией или неправильным размещением электродов. В этих случаях необходимо перепозиционирование электродов. Как для А , так и для В указываются импульсы стимулятора (красные полосы). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 3
Рисунок 3: Анализ Twitch и тетанических сократительных свойств. (A) Репрезентативные трассировки крутящего момента (1 Гц) и (B) (100 Гц) крутящего момента модифицированы для детализации сократительных свойств. Красная стрелка на каждом графике показывает 50% максимального крутящего момента. Синие и черные полосы под трассировками показывают продолжительность времени до пика и половины времени релаксации соответственно. Пунктирные стержни на восходящих и нисходящих конечностях тетанической трассировки крутящего момента представляют собой диапазон 30%-70% максимального крутящего момента, который можно использовать для определения средней скорости сокращения или релаксации. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 4
Рисунок 4: Пример данных угла соединения крутящего момента и частоты крутящего момента. Данные представлены по ряду самок йоркширских кроссовых свиней в возрасте 2,9-6,3 месяцев; 39,4-75,4 кг массы тела; все они считались здоровыми на момент оценки. Во время всех испытаний температура тела ядра поддерживалась на уровне 37 °C. (A) Крутящий момент, нормализованный до массы тела, оценивается при голеностопных суставах с 0-50° подошвенного сгибания; обратите внимание, что пиковый крутящий момент определяется при 30°. (B) Крутящий момент, нормированный к массе тела, оценивается при различных частотах стимуляции от 10-100 Гц; Отметим, что эти оценки проводились с голеностопным суставом при 30° подошвенного сгибания. (C) Были оценены индивидуальные трассировки крутящего момента для каждой из частот стимуляции. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 5
Рисунок 5: Параллельные измерения изометрического крутящего момента in vivo и ЭМГ. Одновременная регистрация ЭМГ и крутящего момента при репрезентативных частотах стимуляции (A) 20, (B) 60 и (C) 100 Гц, собранных у самки йоркширской свиньи (~ 90 кг массы тела). Импульсы стимулятора (красные полосы) доставлялись в соответствии с заданной частотой стимуляции. Необработанные записи ЭМГ были преобразованы в среднеквадратичное значение (EMG RMS) для визуализации общей мышечной активности с увеличением частоты стимуляции. Репрезентативные кривые EMG RMS были проанализированы для области под кривой (AUC), и AUC предоставлены для каждой частоты стимуляции. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Discussion

Критические шаги, изменения и устранение неполадок
Для сведения к минимуму изменчивости данных и максимизации успеха подхода выделяются следующие важнейшие шаги.

Оптимальная стимуляция нервов
Этот экспериментальный подход начинается с деполяризации аксона нерва и опирается на правильное размещение электродов и оптимизированную электрическую стимуляцию. Посмертный анализ анатомии нервов, связанных с костными ориентирами, может помочь визуализировать правильное размещение электродов во время тестирования. Получение максимального крутящего момента подергивания помогает определить соответствующий ток (в миллиамперах; мА), подаваемый на нервный аксон. При оптимизации стимуляции нервов в начале тестирования следует иметь в виду два значения: (1) отношение подергивания к тетанику составляет ~1:5, например, ~2 Н·м крутящего момента соответствует 10 Н·м тетаникового крутящего момента (рисунок 3); и (2) типичный крутящий момент к массе тела составляет ~0,3 Н·м на кг массы тела (рисунок 4). Если пиковые крутящие моменты подергивания кажутся низкими, снимите электроды и попробуйте другое размещение. Обязательно проверьте настройки стимулятора, соединения BNC и подключения электродов. Повторное размещение электрода может потребоваться между сокращениями, если во время позиционирования конечности между углами сустава происходит слишком большое движение, как отмечалось выше (рисунок 2). Обратите внимание, что экспериментальные и интервенционные подходы могут повлиять на эти значения.

Правильное биомеханическое выравнивание
Начальная длина мышц влияет на сократительную силу мышц (соотношение длина-напряжение), а длина мышц может изменяться в зависимости от выравнивания тазобедренного, коленного и голеностопного суставов. Углы сустава должны быть стандартизированы между конечностями и среди свиней. Угол голеностопного сустава 90° настоятельно рекомендуется для бедра и колена. Слегка подошвенное положение лодыжки (~ 30 ° от нейтрального угла голеностопного сустава 0 °) оптимально для пиковой силы. Он отражает естественное анатомическое положение голеностопного сустава как у свиней, так и у собак стоя. Все соединения также должны быть параллельны ножной педали и датчикам крутящего момента, чтобы избежать потери измеримого крутящего момента из-за вклада перпендикулярного вектора крутящего момента. Проверка углов тазобедренного-коленно-голеностопного суставов и выравнивания стопы-педали-сустава настоятельно рекомендуется после закрепления стопы на ножной педали и закрепления коленного сустава с помощью зажимных стержней конечности (рисунок 1). Если есть перекос, разблокируйте и снимите бруски и переместите свинью на хирургический стол. Хотя стандартизация совместных углов в исследованиях имеет решающее значение для минимизации дисперсии данных, существуют ограничения на биомеханическое выравнивание, которые являются заметными, обсуждаемыми ниже.

Значение по отношению к существующим или альтернативным методам
Альтернативные примеры клинически значимых и неинвазивных оценок мышечной функции, которые могут быть использованы для моделей свиней, включают дистанцию ходьбы на беговой дорожке, ЭМГ и активную электрографию мышечных сдвиговых волн. Как и тест на 6-минутную ходьбу у людей, тест на ходьбу на беговой дорожке может оценить прогрессирование заболевания и успех вмешательства у крупных животных 33,34,35. Как правило, после периода акклиматизации животных выгуливают до конца соответствия на разных скоростях беговой дорожки и/или уровнях наклона. Пищевые вознаграждения часто необходимы для достижения максимальной мотивации. Тем не менее, результаты ходьбы на беговой дорожке предлагают только косвенные интерпретации сократительной функции мышц из-за таких ограничений, как мотивация субъекта, немаксимальный набор двигательных единиц и присущая им созависимость от других систем организма, таких как сердечно-сосудистая, скелетная и дыхательная системы.

С другой стороны, ЭМГ предлагает немного лучшую прямую оценку системы скелетных мышц, так как электроды ЭМГ размещаются непосредственно на интересующей группе мышц 36,37,38. Затем электроды ЭМГ измеряют коллективную мышечную активность (деполяризованные мышечные волокна). Эта мышечная активность основана на наборе двигательных единиц и кодировании скорости (частота потенциалов действия, посылаемых на набранным двигательным единицам). Однако разделение относительного вклада набора двигательных единиц и кодирования скорости невозможно с помощью поверхностной ЭМГ. Кроме того, ЭМГ опирается на готовность субъекта генерировать максимальные сокращения, и такой уровень сотрудничества маловероятен в моделях крупных животных. Хотя оценка изменений ЭМГ во время цикла походки может быть информативной, эти данные не представляют максимальную функциональную способность интересующей группы скелетных мышц. Ультразвуковая визуализация с использованием B-моды и эластографии сдвиговых волн является еще одним неинвазивным методом, используемым для оценки мышечной функции. Существует хорошая корреляция между модулем Юнга, измеренным эластографией, и увеличением мышечных нагрузок39,40. Эластография сдвиговых волн была проверена и использована в качестве количественной меры пассивной жесткости тканей 41,42,43,44,45, в том числе в модели23 повреждения объемной мышечной потери свиней. Он также может быть использован в качестве косвенного измерения активной выработки мышечной силы39. Тем не менее, ограничения, подобные ЭМГ, для готовности субъекта и сотрудничества для выполнения сокращений все еще присутствуют.

Протокол in vivo, описанный здесь, в отличие от дистанции ходьбы на беговой дорожке и ЭМГ, обеспечивает надежную, воспроизводимую и максимальную оценку мышечной функции. Этот протокол вызывает мышечные сокращения контролируемым, поддающимся количественной оценке способом, который не зависит от мотивации. В частности, чрескожные электроды используются для стимуляции нервных аксонов в обход центральной нервной системы. Деполяризация нервных аксонов задействует все двигательные единицы, устраняя изменчивость, связанную с набором двигательных единиц. Кроме того, исследователь контролирует кодирование скорости (частоту стимуляции). Полученная нервно-мышечная физиология, которая применяется к этому подходу, начинается с активации натриевого канала с напряжением в узлах Ранвье. Задействована вся последующая (или нисходящая) физиология, включая связь возбуждение-сокращение и поперечный цикл. Существенным преимуществом неинвазивного анализа мышц in vivo является то, что функция сократительных мышц может быть измерена многократно, например, еженедельно, для мониторинга мышечной силы после травмы, вмешательства или прогрессирования заболевания.

Ограничения метода
Оборудование in vivo , описанное в этом протоколе, допускает пассивный и активный изометрический крутящий момент в зависимости от угла соединения и частоты стимуляции. Используемая испытательная аппаратура не поддерживает измерение динамических сокращений (например, изокинетических эксцентрических или концентрических сокращений). Аппарат допускает диапазон движения 105° для характеристики отношения угла крутящего момента и шарнира и использует тензодатчик с максимальным диапазоном крутящего момента ~50 Н·м. Конкретные экспериментальные вопросы могут потребовать эксплуатационных характеристик за пределами этих спецификаций. Примечательно, что тензодатчик на этом описанном устройстве может быть заменен на большие диапазоны крутящего момента, если это необходимо.

Протокол, описанный в настоящем описании для измерения максимальной нервно-мышечной силы in vivo , имеет заметные ограничения. Во-первых, этот метод требует анестезии, которая может проводиться по-разному в зависимости от протоколов и ресурсов животного учреждения. Известно, что анестетики оказывают различное влияние на нервно-мышечную функцию и, как было показано, изменяют выработку крутящего момента дорсифлексора мыши in vivo анестетиком и -дозозависимым способом29. Дифференциальное воздействие анестетиков на крутящий момент in vivo крупного животного неясно; поэтому контрольные и экспериментальные группы должны иметь одни и те же агенты анестезии (например, все группы, вводимые кетамином) для контроля этой изменчивости. Во-вторых, зависимость от паттернов диффузии in vivo ограничивает исследование клеточных механизмов сократительной дисфункции и острой токсичности лекарств. Например, кофеин может быть использован во время тестирования изолированной мышцы в органе in vitro для стимуляции высвобождения кальция саркоплазматического ретикулума, минуя непосредственно связь возбуждения-сокращения46 . Количество кофеина, вызывающего этот эффект (мМ), смертельно опасно в условиях in vivo . Лекарственное воздействие на весь организм (например, стресс почек / печени) и последующие факторы, секретируемые в кровообращение, необходимо будет учитывать, если этот подход используется для скрининга лекарств на острую мышечную силу23. В-третьих, использование максимальной электрической стимуляции нервов отклоняется от добровольных стратегий вербовки, как обсуждалось выше, и, следовательно, не отражает изменения в силе, которые могут быть вызваны нервно-мышечной адаптацией к набору.

Измерения крутящего момента in vivo также могут быть ограничены в отношении установления конкретного механизма экспериментальных наблюдений. Например, крутящий момент вокруг голеностопного сустава зависит не только от выработки мышечной силы, но и от свойств сухожилия и сустава и соединительной ткани. Кроме того, сила генерируется группами мышц, в частности подошвенными сгибателями (икроножные, камбаловидные и подошвенные мышцы) и дорсифлекторами (peroneus tertius, tibialis и digitorum мышцы) у свиней. Поэтому интерпретации максимальных данных о крутящем моменте in vivo требуют рассмотрения потенциальных мышечно-мышечных и анатомических изменений и ограничиваются группами мышц, а не отдельными мышцами. Соответственно, группы мышц часто состоят из смеси преимущественно быстрых и медленных мышечных волокон, таких как икроножная и камбалочная мышцы, соответственно, подошвенных сгибателей. Сократительные свойства, такие как скорость сокращения и расслабления (или время сокращения до пика и время полурелаксации), не являются надежными показателями физиологии типа волокон с использованием in vivo по сравнению с изолированными мышечными препаратами, такими как протоколы тестирования in vitro или in situ 47. Изолированные мышечные препараты также превосходят в понимании влияния биомеханических параметров на функцию мышц, поскольку такие свойства, как длина мышц, можно точно контролировать; Важно подчеркнуть, что соотношение угол сустава к крутящему моменту не является прямо эквивалентным соотношению длина мышцы-сила, поскольку свойства сухожилия (например, слабины), мышцы (например, угол пеннации, перекрытие саркомера) и сустава (например, момент руки), которые способствуют производству крутящего момента, зависят от угла сустава. С этой целью функциональное тестирование48 на крупных животных in situ может стать ценным дополнением к тестированию in vivo, учитывая, что тестирование in situ является терминальным экспериментом. Другие достижения в текущем протоколе, которые могут быть изучены в будущем для улучшения механистического понимания экспериментальных результатов, включают использование ультразвуковой визуализации B-режима для измерения архитектурных свойств мышц и сухожилий и имплантацию датчика силы сухожилия для измерения мышечной силы во время произвольных и электрически стимулированных сокращений49.

Важность и потенциальные области применения метода
Этот протокол оценивает in vivo крутящую способность группы мышц дорсифлексора свиней, демонстрируя неинвазивный метод оценки усиления или потери мышечной функции в физиологических условиях. Поскольку методология не является терминальной для свиньи, она также может быть использована для оценки мышечной функции у тех же субъектов продольно во время прогрессирования заболевания или до, во время и после стратегии лечения. Таким образом, экспериментальный дизайн повторных измерений может позволить провести надежные статистические сравнения с большей мощностью и меньшим количеством животных по сравнению с независимыми показателями. Кроме того, дисфункция скелетных мышц является заметным компонентом различных болезненных процессов и состояний, таких как хроническое истощение мышц, связанное с хроническим заболеванием (например, сердечная недостаточность, почечная недостаточность, СПИД, рак и т. Д.), Мышечная дистрофия, нейродегенеративные заболевания (например, СМА или боковой амиотрофический склероз; БАС), старение (т.е. саркопения) и лекарственная токсичность. Функциональная способность скелетных мышц является критически важным первичным показателем исхода для таких вмешательств, как физические упражнения, питание, а также медикаментозная и регенеративная терапия. Таким образом, протокол, описанный в настоящем описании для надежной оценки производительности крутящего момента свиней in vivo , может быть использован в многочисленных исследовательских приложениях. Это может сыграть важную роль в получении обширных данных о животных для трансляции развивающихся методов лечения.

Disclosures

Мнения или утверждения, содержащиеся здесь, являются частными взглядами авторов. Они не должны толковаться как официальные или как отражающие взгляды Министерства армии, Министерства обороны или правительства Соединенных Штатов.

Производство видеостатьи и доступность открытого доступа были спонсированы Aurora Scientific, Inc. Мэтью Борковски работает в Aurora Scientific Inc. Эта компания потенциально может извлечь выгоду из результатов исследований.

Acknowledgments

Работа и представленные данные были широко поддержаны Командованием медицинских исследований и материалов армии США для BTC и SMG (#MR140099; #C_003_2015_USAISR; #C_001_2018_USAISR); и Департамент по делам ветеранов, Управление здравоохранения ветеранов, Управление исследований и разработок (I21 RX003188) при JAC и д-ра Люка Брюстера. Авторы с благодарностью выражают благодарность Ветеринарной службе USAISR и отделениям сравнительной патологии и Центру передовой доклинической визуализации UMN за техническую помощь в завершении этих исследований.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
615A Dynamic Muscle Control LabBook and Analysis Software Suite Aurora Scientific Inc. 615A Compatible Win Vista/7/10
892A Swine Isometric Footplate Test Apparatus Aurora Scientific Inc. 892A Includes Isometric Load Cell, Pig Footplate, Goniometer stage and positioners
Calibration Weights Ohaus or similar 80850116
Computer Aurora Scientific or any vendor 601A Computer must include data acquisition card and interface for software
Gauze pad Various vendors 4 by 4 squares or similar
Monopolar Needle Electrodes Chalgren, Electrode Store,  or similar vendor 242-550-24TP, or DTM-2.00SAF
Non-adhesive Flexiable Tape 3M, Coflex, or similar 4 inch by 5 yard role
Stimulator Aurora Scientific or comparable 701C Must include constant current stimulation mode

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Verlaan, S., et al. Nutritional status, body composition, and quality of life in community-dwelling sarcopenic and non-sarcopenic older adults: A case-control study. Clinical Nutrition. 36 (1), 267-274 (2017).
  2. Wang, D. X. M., Yao, J., Zirek, Y., Reijnierse, E. M., Maier, A. B. Muscle mass, strength, and physical performance predicting activities of daily living: a meta-analysis. Journal of Cachexia, Sarcopenia and Muscle. 11 (1), 3-25 (2020).
  3. Ishikawa, Y., et al. Duchenne muscular dystrophy: survival by cardio-respiratory interventions. Neuromuscular Disorders. 21 (1), 47-51 (2011).
  4. Khirani, S., et al. Respiratory muscle decline in Duchenne muscular dystrophy. Pediatric Pulmonology. 49 (5), 473-481 (2014).
  5. Ziter, F. A., Allsop, K. G., Tyler, F. H. Assessment of muscle strength in Duchenne muscular dystrophy. Neurology. 27 (10), 981-984 (1977).
  6. Garg, K., et al. Volumetric muscle loss: persistent functional deficits beyond frank loss of tissue. Journal of Orthopaedic Research. 33 (1), 40-46 (2015).
  7. Lovering, R. M., Roche, J. A., Goodall, M. H., Clark, B. B., McMillan, A. An in vivo rodent model of contraction-induced injury and non-invasive monitoring of recovery. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (51), e2782 (2011).
  8. Mintz, E. L., Passipieri, J. A., Lovell, D. Y., Christ, G. J. Applications of in vivo functional testing of the rat tibialis anterior for evaluating tissue engineered skeletal muscle repair. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (116), e54487 (2016).
  9. Call, J. A., Warren, G. L., Verma, M., Lowe, D. A. Acute failure of action potential conduction in mdx muscle reveals new mechanism of contraction-induced force loss. The Journal of Physiology. 591, Pt 15 3765-3776 (2013).
  10. Call, J. A., Eckhoff, M. D., Baltgalvis, K. A., Warren, G. L., Lowe, D. A. Adaptive strength gains in dystrophic muscle exposed to repeated bouts of eccentric contraction. The Journal of Physiology. 111 (6), 1768-1777 (2011).
  11. Ingalls, C. P., Wenke, J. C., Nofal, T., Armstrong, R. B. Adaptation to lengthening contraction-induced injury in mouse muscle. The Journal of Physiology. 97 (3), 1067-1076 (2004).
  12. Hyman, S. A., et al. In vivo supraspinatus muscle contractility and architecture in rabbit. The Journal of Physiology. 129 (6), 1405-1412 (2020).
  13. Childers, M. K., Grange, R. W., Kornegay, J. N. In vivo canine muscle function assay. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (50), e2623 (2011).
  14. Grange, R. W., et al. Muscle function in a canine model of X-linked myotubular myopathy. Muscle & Nerve. 46 (4), 588-591 (2012).
  15. Novakova, S. S., et al. Repairing volumetric muscle loss in the ovine peroneus tertius following a 3-month recovery. Tissue Engineering Part A. , (2020).
  16. Maeng, G., et al. Humanized skeletal muscle in MYF5/MYOD/MYF6-null pig embryos. Nature Biomedical Engineering. , (2021).
  17. Ward, C. L., et al. Autologous minced muscle grafts improve muscle strength in a porcine model of volumetric muscle loss injury. Journal of Orthopaedic Trauma. 30 (12), 396-402 (2016).
  18. Prather, R. S., Lorson, M., Ross, J. W., Whyte, J. J., Walters, E. Genetically engineered pig models for human diseases. Annual Review of Animal Biosciences. 1, 203-219 (2013).
  19. Lowe, D. A., Warren, G. L., Ingalls, C. P., Boorstein, D. B., Armstrong, R. B. Muscle function and protein metabolism after initiation of eccentric contraction-induced injury. Journal of Applied Physiology. 79 (4), 1260-1270 (1995).
  20. Ashton-Miller, J. A., He, Y., Kadhiresan, V. A., McCubbrey, D. A., Faulkner, J. A. An apparatus to measure in vivo biomechanical behavior of dorsi- and plantarflexors of mouse ankle. Journal of Applied Physiology. 72 (3), 1205-1211 (1992).
  21. Chao, T., Burmeister, D. M., Corona, B. T., Greising, S. M. Oxidative pathophysiology following volumetric muscle loss injury in a porcine model. Journal of Applied Physiology. 126 (6), 1541-1549 (2019).
  22. Corona, B. T., Greising, S. M. Challenges to acellular biological scaffold mediated skeletal muscle tissue regeneration. Biomaterials. 104, 238-246 (2016).
  23. Corona, B. T., Rivera, J. C., Dalske, K. A., Wenke, J. C., Greising, S. M. Pharmacological Mitigation of Fibrosis in a Porcine Model of Volumetric Muscle Loss Injury. Tissue Engineering Part A. , (2020).
  24. Corona, B. T., Rivera, J. C., Greising, S. M. Inflammatory and physiological consequences of debridement of fibrous tissue after volumetric muscle loss injury. Clinical and Translational Science. 11 (2), 208-217 (2018).
  25. Corona, B. T., Rivera, J. C., Wenke, J. C., Greising, S. M. Tacrolimus as an adjunct to autologus minced muscle grafts for the repair of a volumetric muscle loss injury. Journal of Experimental Orthopaedics. 4 (1), 36 (2017).
  26. Greising, S. M., et al. Unwavering pathobiology of volumetric muscle loss injury. Scientific Reports. 7 (1), 13179 (2017).
  27. Pollot, B. E., Corona, B. T. Volumetric muscle loss. Methods in Molecular Biology. 1460, 19-31 (2016).
  28. Kheirabadi, B. S., et al. Long-term effects of Combat Ready Clamp application to control junctional hemorrhage in swine. The Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 77 (3), Suppl 2 101-108 (2014).
  29. Ingalls, C. P., Warren, G. L., Lowe, D. A., Boorstein, D. B., Armstrong, R. B. Differential effects of anesthetics on in vivo skeletal muscle contractile function in the mouse. Journal of Applied Physiology. 80 (1), 332-340 (1996).
  30. Forbes, S. C., Paganini, A. T., Slade, J. M., Towse, T. F., Meyer, R. A. Phosphocreatine recovery kinetics following low- and high-intensity exercise in human triceps surae and rat posterior hindlimb muscles. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 296 (1), 161-170 (2009).
  31. Meyer, R. A., Sweeney, H. L., Kushmerick, M. J. A simple analysis of the "phosphocreatine shuttle.". American Journal of Physiology. 246 (5), Pt 1 365-377 (1984).
  32. McKeehen, J. N., et al. Adaptations of mouse skeletal muscle to low-intensity vibration training. Medicine & Science in Sports & Exercise. 45 (6), 1051-1059 (2013).
  33. Boakye, M., et al. Treadmill-based gait kinematics in the yucatan mini pig. Journal of Neurotrauma. 37 (21), 2277-2291 (2020).
  34. Woodman, C. R., Muller, J. M., Laughlin, M. H., Price, E. M. Induction of nitric oxide synthase mRNA in coronary resistance arteries isolated from exercise-trained pigs. American Journal of Physiology. 273 (6), 2575-2579 (1997).
  35. Boddy, K. N., Roche, B. M., Schwartz, D. S., Nakayama, T., Hamlin, R. L. Evaluation of the six-minute walk test in dogs. American Journal of Veterinary Research. 65 (3), 311-313 (2004).
  36. Valentin, S., Zsoldos, R. R. Surface electromyography in animal biomechanics: A systematic review. Journal of Electromyography & Kinesiology. 28, 167-183 (2016).
  37. Stegeman, D. F., Blok, J. H., Hermens, H. J., Roeleveld, K. Surface EMG models: properties and applications. Journal of Electromyography & Kinesiology. 10 (5), 313-326 (2000).
  38. Zwarts, M. J., Stegeman, D. F. Multichannel surface EMG: basic aspects and clinical utility. Muscle Nerve. 28 (1), 1-17 (2003).
  39. Liu, J., et al. Non-invasive quantitative assessment of muscle force based on ultrasonic shear wave elastography. Ultrasound in Medicine and Biology. 45 (2), 440-451 (2019).
  40. Wang, A. B., Perreault, E. J., Royston, T. J., Lee, S. S. M. Changes in shear wave propagation within skeletal muscle during active and passive force generation. Journal of Applied Biomechanics. 94, 115-122 (2019).
  41. Brandenburg, J. E., et al. Quantifying passive muscle stiffness in children with and without cerebral palsy using ultrasound shear wave elastography. Developmental Medicine & Child Neurology. 58 (12), 1288-1294 (2016).
  42. Brandenburg, J. E., et al. Ultrasound elastography: the new frontier in direct measurement of muscle stiffness. Archives of Physical Medicine and Rehabilitation. 95 (11), 2207-2219 (2014).
  43. Brandenburg, J. E., et al. Feasibility and reliability of quantifying passive muscle stiffness in young children by using shear wave ultrasound elastography. Journal of Ultrasound in Medicine. 34 (4), 663-670 (2015).
  44. Eby, S. F., et al. Shear wave elastography of passive skeletal muscle stiffness: influences of sex and age throughout adulthood. Clinical Biomechanics. 30 (1), Bristol, Avon. 22-27 (2015).
  45. Eby, S. F., et al. Validation of shear wave elastography in skeletal muscle. Journal of Biomechanics. 46 (14), 2381-2387 (2013).
  46. Ingalls, C. P., Warren, G. L., Williams, J. H., Ward, C. W., Armstrong, R. B. E-C coupling failure in mouse EDL muscle after in vivo eccentric contractions. Journal of Applied Physiology. 85 (1), 58-67 (1998).
  47. Warren, G. L., Lowe, D. A., Armstrong, R. B. Measurement tools used in the study of eccentric contraction-induced injury. Sports Medicine. 27 (1), 43-59 (1999).
  48. Dobson, J. L., Gladden, L. B. Effect of rhythmic tetanic skeletal muscle contractions on peak muscle perfusion. Journal of Applied Physiology. 94 (1), 11-19 (2003).
  49. Fleming, B. C., Beynnon, B. D. In vivo measurement of ligament/tendon strains and forces: a review. Annals of Biomedical Engineering. 32 (3), 318-328 (2004).

Tags

Биология выпуск 175 сокращение скелетных мышц функция мышц физиология мышц стимуляция нервов
<em>В городе Виво</em> Измерение изометрического крутящего момента заднего свиньи дорсифлекса от свиньи
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Corona, B. T., Call, J. A.,… More

Corona, B. T., Call, J. A., Borkowski, M., Greising, S. M. In Vivo Measurement of Hindlimb Dorsiflexor Isometric Torque from Pig. J. Vis. Exp. (175), e62905, doi:10.3791/62905 (2021).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter