Summary
軸状昆虫を得るために、その卵表面を滅菌し、孵化した幼虫を引き続き軸葉を用いて飼育する。この方法は、抗生物質を投与したり、人工飼料を開発したりすることなく、他の葉を食べる昆虫にも適用することができる軸索昆虫調製のための効率的な方法を提供する。
Abstract
昆虫の腸は、宿主の生理学的特徴に深く影響を与える可能性のある多様な細菌によってコロニー形成されています。特定の細菌株を軸索昆虫に導入することは、腸内微生物の機能を検証し、腸内微生物と宿主の相互作用の根底にあるメカニズムを解明する強力な方法です。抗生物質を投与するか、卵の表面を殺菌することは、昆虫から腸内細菌を除去するために一般的に使用される2つの方法である。しかし、昆虫に対する抗生物質の潜在的な悪影響に加えて、以前の研究では、抗生物質を摂食することは腸内細菌を排除することができないことが示されていた。したがって、無菌の人工食は、一般的に、自然食品の栄養成分に完全には似ていない退屈で労働集約的なプロセスである軸状昆虫を維持するために使用されています。ここで説明されているのは、葉の甲虫(Plagiodera versicolora)の軸索幼虫を調製および維持するための効率的で簡単なプロトコルである。具体的には、カブトムシの卵の表面を殺菌し、続いて無菌ポプラ葉を用いて軸索幼虫を飼育した。昆虫の軸索状態は、培養依存性および培養非依存性アッセイによってさらに確認された。集合的に、卵の消毒と無菌栽培を組み合わせることによって、効率的で便利な方法が開発され、axenic P. versicoloraが得られ、他の葉を食べる昆虫にとって容易に移動可能なツールが提供された。
Introduction
哺乳類と同様に、昆虫消化管は食物の消化吸収のための空洞である。ほとんどの昆虫は、腸内で繁栄し、宿主1によって供給される栄養で生活する多様な共生細菌を保有しています。腸内共生コミュニティは、食物消化および解毒2,3,4、栄養および発達5,6,7、病原体および寄生虫に対する防御8,9,10,11、化学コミュニケーション12,13および行動14を含む、昆虫の複数の生理学的プロセスに深刻な影響を及ぼしている。,15.興味深いことに、いくつかの腸内微生物叢は通性に病原性であるか、または感染を悪化させるために侵入する病原体によって操作される可能性があり、腸内細菌が場合によっては有害であり得ることを示している16,17,18。腸内細菌は、バイオテクノロジーの応用や害虫管理のための微生物資源としても機能し得る。例えば、植物性貪食性および木狼性昆虫からのリグノセルロース消化細菌は、バイオ燃料を開発するための植物細胞を消化するために使用された19。生理活性分子を発現する操作された腸内共生生物の分散は、感染症19、20、21を媒介する農林業害虫および蚊を管理するための新規かつ有望な戦術であり、有益な昆虫22の適応度を改善するためにも使用することができる。したがって、腸内細菌がインビボでどのように振る舞うかを示すことは、その機能を十分に活用し、さまざまな用途にさらに活用するための優先事項と考えられています。
動物は腸内に1〜>1000種の共生微生物種を保有することができる1。その結果、個々の細菌分類群またはその集合体が動物内でどのように機能するか、および宿主またはその微生物パートナーが特定の機能を駆動するかどうかを正確に検証することは困難である。したがって、単種または多種のコロニー形成によってノットバイオティック昆虫を得るために軸索幼虫を調製することは、細菌機能および昆虫との相互作用を調べるために必要である23。現在、抗生物質カクテルを投与し、昆虫の卵の表面を殺菌することは、腸内細菌を除去するための一般的な方法である14、24、25、26。しかし、抗生物質の食事療法は腸内細菌を完全に排除することができず、宿主の昆虫生理機能に悪影響を及ぼす27,28。その結果、抗生物質処理された昆虫の使用は、いくつかの腸内細菌の真の能力を曖昧にする可能性がある。幸いなことに、卵の表面滅菌はこの問題23,29を否定することができ、実験昆虫にはまったくまたは無視できる影響しか及ぼさない。さらに、人工食は天然の昆虫食に完全には似ておらず、人工食を開発することは費用がかかり、労力のかかるプロセスです30,31。
ヤナギの葉の甲虫、Plagiodera versicolora(ライチャーティング)(鞘翅目:Chrysomelidae)は、主にヤナギ(Salix)やポプラ(Populus L.)などのサリカ科の木を食べる広範な葉を食べる害虫です。32,33。ここで、ヤナギの葉の甲虫は、無菌の昆虫を調製し、飼育するためのプロトコルを開発するための代表的な葉を食べる昆虫として使用された。我々は、植物組織培養を利用して、滅菌卵からP. versicolora axenic幼虫を後方に無菌ポプラの葉を得た。P. versicolora幼虫の軸索状態を、培養依存性および培養非依存性アッセイによって検証した。このプロトコルは、人工食で飼育する昆虫よりも野生の状態をよりよく模倣する軸索昆虫を維持することができます。さらに重要なことに、この方法は非常に低コストで便利であり、将来の昆虫 - 腸内微生物叢相互作用研究、特によく発達した人工飼料のない非モデル昆虫のために軸状昆虫を得る実現可能性を高める。
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Protocol
1. 昆虫飼育
- P. versicolora集団を成長チャンバー内で27°C、相対湿度70±5%の条件で維持し、明暗16時間/暗8時間の光周期にする。タイル張りの濡れた吸収紙で穴あいたプラスチック製の箱に入れ、新鮮なポプラの枝に餌をやる。吸湿紙にきれいな水をスプレーして水分を維持し、2日ごとに枝を変えます。
- 蛹化後の産卵のために成虫を隔離する。より多くの卵を得るために彼らに柔らかい葉を与えてください。
- 新しく産まれた卵を集める(24時間以内)。卵を湿った吸収紙の上に60時間置いて、軸索幼虫を調製する。
注:新しく産まれた卵は〜72時間後に孵化します。卵の表面を殺菌するのに最適な時期は、孵化の前日です。さもなければ、うまく孵化した卵の数は減少するでしょう。
2. 無菌ポプラ養殖
- ムラシゲおよびスクーグ(MS)培地および1mg/mLのα-ナフタレン酢酸(NAA)ストック溶液を調製する( 材料表を参照)。
- バイオセーフティフード内で、500 mL の MS 培地に 50 μL の 1 mg/mL NAA ストック溶液を加え、よく混ぜるために振とうし、組織培養容器あたり約 50 mL を注ぎ、固化を待ちます。
- メスを準備します, アルコールランプ, 鉗子;メスと鉗子をバイオセーフティフード内のアルコールランプ炎で滅菌します。
- 成長の約1ヶ月でポプラの苗木から頂端芽または側芽で3〜4cmの茎セグメントを切断し(無菌組織培養苗)、それらを培養培地に挿入し、容器ごとに1つまたは2つの茎セグメント。
- これらの茎セグメントを、25°Cの成長チャンバー内で、50±10cd光強度で、16時間光/8時間暗所の光周期で約30日間インキュベートする。無菌の葉を使用して、斧状幼虫を養う。
3.卵表面殺菌およびアキセニック幼虫の飼育
- オートクレーブはシャーレ、絵筆、ろ紙、蒸留水、LB(Luria-Bertani)寒天培地を含むシャーレとした。
- 付着した卵の入った葉をペトリ皿に入れ、鉗子を使って葉から卵を慎重に取り除き、別のペトリ皿に移します。
注:卵は葉に付着しているため、このステップは非常に慎重に行う必要があります。 - これらの卵を75%エタノールで8分間洗浄し、滅菌水で洗浄を4回繰り返す。
- 卵をLB寒天培地に移して、孵化のために水分を保存します。
注:LB寒天培地を使用すると、消毒された卵が無菌であるかどうかを検証するのに役立ちます。 - ペトリ皿を成長室に入れ、卵が24時間以内に孵化するのを待つ。
- バイオセーフティフード内で、湿ったろ紙3枚をペトリ皿にタイル張りにし、無菌ポプラの葉を紙の上に置き、幼虫を集めて葉の上に置き、ペトリ皿をパラフィルムで密封し、27°C、相対湿度70±相対湿度5%、暗16時間光/暗8時間の光周期で成長チャンバー内でインキュベートする。
注:組織培養された葉は繊細で、すぐに水分を失う可能性があります。したがって、葉をシャーレに移す際には、湿ったろ紙を使用する必要があります。 - 2日ごとに葉を交換してください。
- 従来飼育されていたグループでは、葉から湿ったろ紙を入れたペトリ皿に卵を移し、これらの幼虫に無菌ポプラの葉を与えます。
4. 培養依存性アッセイによる軸索幼虫の検証
- 無菌で従来飼育されている群から3つの1齢、2期、3齢幼虫をランダムに選択する。
- 実体顕微鏡下で滅菌はさみと鉗子で3齢幼虫を解剖し、微量遠心チューブに腸を採取する。無傷の1齢幼虫および2齢幼虫をチューブに集める。
注:1齢幼虫と2齢幼虫は小さすぎて解剖できないため、幼虫全体を収集し、腸をそのまま保ちます。 - 100 μL のリン酸緩衝生理食塩水と 3 つのスチールボールを 1.5 mL チューブに加え、ビーズ叩解ホモジナイザーを使用して組織をホモジネートに粉砕します。
- LB寒天培地に100 μLのホモジネートを加え、滅菌ガラス拡散ロッドを用いてプレートする。
- プレートを37°Cで24時間置き、細菌コロニーを観察した。
5. 培養非依存アッセイによる軸索個体の検証
- DNA抽出キットを用いて組織(セクション4で得られた)の全DNAを抽出する。
- 260nmで分光光度計を用いてDNA濃度を測定する。
- PCRでユニバーサル16S rRNAプライマーを用いて細菌の16S rRNA遺伝子を増幅する。18 μL の 1.1x PCR マスターミックス ( 材料表を参照)、0.5 μL の 27F プライマー (5'-ACGGATACCTTGTTACGAC-3')、0.5 μL の 1495R プライマー (5'-ACGGATACCTTGTTACGAC-3') および 100 ng の鋳型 DNA で反応系をセットアップしました。PCR条件を95°Cで3分間設定する;95°Cで30秒間、55°Cで1分間、72°Cで1分間を28サイクル;続いて72°Cで10分間。PCR産物をさらなる分析まで4°Cで保存する。
- PCR産物を核酸色素と混合し、1x TAEバッファー中の1%アガロースゲル上で電気泳動を使用して分析します。10 μL の DNA マーカーを参考にしてください。
- UVトランスイルミネーターでゲルを観察し、約1,500 bpのターゲットフラグメントを探します。
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Representative Results
P. versicoloraのライフステージを図1に示す。成人男性は成人女性よりも小さい(図1A)。畑では、カブトムシは卵を葉に集めます。ここでは、4つの卵が葉から剥離した(図1B)。疥瘡昆虫飼育に用いたポプラ茎セグメントと苗木を図2に示す。3齢幼虫の腸を図3に示し、腸のセグメントは白い括弧でマークされています。
いずれの無菌群でも細菌コロニーは観察されなかったが、従来飼育されたすべての群で観察され(図4)、組織培養ポプラ葉に給餌した滅菌卵由来の幼虫には細菌が含まれていないことが示された。〜1,500 bp PCRバンドは、従来飼育されているすべてのグループに出現した。対照的に、無菌群または陰性対照ではバンドは観察されず(図5)、軸索幼虫に腸内細菌が存在しなかったことを示唆した。幼虫の発育時間、生存率、または外観には、無菌幼虫と従来飼育されている P. versicolora 幼虫との間に差はなかった。しかし、無菌幼虫の体重は、蛹化前には体重が似通ったものになるものの、5日目の 従来飼育された幼虫の体重よりわずかに高かった16。これらの結果は、アクセニック幼虫を調製および後部とするこのプロトコルの実現可能性を確認した。
図1:ヤナギの葉の甲ブトムシ、Plagiodera versicoloraのライフステージ。(B)卵;(c)第1齢幼虫;(d)第2齢幼虫;(e)第3齢幼虫;(F)蛹。スケール バー = 1 mm。この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。
図2:ポプラ茎セグメントおよび苗木。 (A)頂端芽を有する茎セグメント;(b)茎セグメントが10日後に根を成長させた;(c)生後1ヶ月の苗木。スケール バー = 1 cm。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。
図3:3齢幼虫の腸前腸、中腸、および後腸は括弧でラベル付けされています。スケール バー = 1 mm。この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。
図4:LB寒天プレート上で腸内または昆虫全体のホモジネートを培養することによる腸内細菌除去の有効性の確認。 無菌ポプラ葉を給餌した幼虫では細菌は観察されなかったが、従来飼育群では細菌が観察された。1st、2nd、および3rd齢幼虫をアッセイに使用した。各群において3匹の幼虫を無作為に選択した。略語:GF =無菌幼虫;CR=従来飼育されていた幼虫。この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。
図5:ユニバーサル16S rRNA遺伝子プライマーを用いたPCRアッセイによる腸内細菌除去の有効性の確認。16S rRNA遺伝子の標的バンドは〜1,500 bpであり、アッセイに使用した1齢、2nd、および3齢幼虫。GF群には標的バンドは観察されなかった。略語: NC = ネガティブコントロール;GF = 無菌;CR=従来飼育。この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。
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Discussion
無菌幼虫の作製や、特定の細菌株の再導入によるノットバイオティクス幼虫の取得は、宿主-微生物相互作用の根底にあるメカニズムを解明する強力な方法である。新たに孵化した幼虫は、2つの主要な方法で腸内微生物叢を得る:母親から子孫への垂直伝達または兄弟姉妹および環境34からの水平取得。前者は、卵表面35の汚染を介して子孫への親の移送によって満たすことができる。従って、昆虫卵表面27、28、29を殺菌することにより軸索幼虫を得ることは非常に実現可能である。いくつかの抗生物質のカクテルの投与は、軸索昆虫を発達させる別の方法であるが、いくつかの欠点を有する28。対照的に、卵表面滅菌に続いて軸索食餌は、軸索昆虫23、28、29を発達させるのに優れている。
ほとんどの葉を消費するカブトムシの卵は目に見え、簡単に取得でき、消毒が簡単です。これが、同様の研究(例えば、軸索昆虫を得るために75%エタノールとホルムアルデヒドによる悪臭マラリアスタリの卵消毒の40分;ショウジョウバエの卵表面滅菌を1%活性塩素と75%エタノールで6分間;アカヤシゾウムシRhynchophorus ferrugineusの10%次亜塩素酸ナトリウムで10分間の卵表面滅菌;10分間のアカヤシゾウムシの卵表面滅菌の10分間)と比較して、消毒に使用した主な理由です。解決策)23,29,36。小さな卵を持つ昆虫種の場合、処理が結果に大きな影響を与える可能性があるため、消毒器の使用と滅菌期間を最適化する必要があります。
場合によっては、卵表面殺菌後の軸索昆虫飼育に無菌人工食が用いられる29、37。しかし、昆虫に適した人工飼料を開発することは、退屈で労力のかかるプロセスです。食事中の栄養素は、昆虫の生理機能(例えば、発生時間、免疫)および腸内微生物叢に広範囲に影響を及ぼす6,35。したがって、昆虫のための適格な人工食は、特に植物性貪食昆虫にとって達成が困難である天然食品と同様の栄養組成物を含むべきである。このプロトコルでは、人工食の欠点を克服する軸茎宿主植物を昆虫に給餌しました。重要なことに、ここで使用されるポプラ植物と同様に、種子表面殺菌または茎部消毒38によって、タバコ、ジャガイモ、トマト、小麦、およびイネなどの多くの経済的に重要な作物から組織培養苗を得ることも困難ではない。注目すべきは、植物中の内生菌は、組織培養苗木39中に存在してもよく、シュート先端分裂組織培養技術40を介して排除することができる。結論として、このプロトコルは、無菌昆虫を維持するための新しい方法を提供し、昆虫 - 腸内細菌相互作用研究を促進するための便利なツールである。
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Disclosures
著者らは、開示する利益相反はありません。
Acknowledgments
この研究は、中国国家自然科学財団(31971663)とCASTによる若手エリート科学者スポンサーシッププログラム(2020QNRC001)から資金提供を受けました。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.22 µm syringe filters | Millipore | SLGP033RB | |
| 1 mg/mL NAA stock solution | a. Prepare 0.1 M NaOH solution (dissolve 0.8 g NaOH in 200 mL of distilled water). b. Add 0.2 g NAA in a 250 mL beaker, add little 0.1 M NaOH solution until NAA dissolved, and adjust the final volume to 200 mL with distilled water. c. Filter the solution to remove bacteria with a 0.22 µm syringe filter and a 50 mL sterile syringe, subpackage the solution in 1.5 mL centrifuge tubes and restore at -20 °C. |
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| 1.5 mL microcentrifuge tubes | Sangon Biotech | F600620 | |
| 10x PBS stock solution | Biosharp Life Sciences | BL302A | |
| 2 M KOH solution | Dissolve 22.44 g KOH (molecular weight: 56.1) in 200 mL of distilled water and autoclave it for 20 min at 121 °C. | ||
| 250 mL and 2,000 mL beakers | Shubo | sb16455 | |
| 50 mL sterile syringes | Jinta | JT0125789 | |
| 500 mL measuring cylinder | Shubo | sb1601 | |
| 50x TAE stock solution | a. Dissolve 242 g Tris and 18.612 g EDTA in 700 mL of distilled water. b. Adjust pH to 7.8 with about 57.1 mL of acetic acid. c. Adjust the final volume to 1,000 mL. d. The stock solution was diluted to 1x TAE buffer when used. |
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| 75% ethanol | Xingheda trade | ||
| α-naphthalene acetic acid (NAA) | Solarbio Life Sciences | 86-87-3 | |
| Absorbing paper | 22.3 cm x 15.3 cm x 9 cm | ||
| Acetic acid | Sinopharm Chemical Reagent Co. Ltd | ||
| Agar | Coolaber | 9002-18-0 | |
| Agarose | Biowest | 111860 | |
| Autoclave | Panasonic | MLS-3781L-PC | |
| Bead-beating homogenizer | Jing Xin | XM-GTL64 | |
| DNA extraction kit | MP Biomedicals | 116560200 | |
| EDTA | Saiguo Biotech | 1340 | |
| Filter paper | Jiaojie | 70 mm diameter | |
| Gel electrophoresis unit | Bio-rad | 164-5052 | |
| Gel Signal Green nucleic acid dye | TsingKe | TSJ003 | |
| Germ-free poplar seedlings | Shan Xin poplar from Ludong University in Shandong Province | ||
| Golden Star Super PCR Master Mix (1.1×) | TsingKe | TSE101 | |
| Growth chamber | Ruihua | HP400GS-C | |
| LB agar medium | a. Dissolve 5 g tryptone, 5 g NaCl, 2.5 g yeast extract in 300 mL of distilled water. b. Adjust the final volume to 500 mL, transfer the solution to a 1,000 mL conical flask, and add 7.5 g agar. c. Autoclave the medium for 20 min at 121 °C. |
||
| Mini centrifuge | DRAGONLAB | D1008 | |
| MS basic medium | Coolaber | PM1121-50L | M0245 |
| MS solid medium for germ-free poplar seedling culture | a. Dissolve 4.43 g MS basic medium powder and 30 g sucrose in 800 mL of distilled water. b. Adjust the pH to about 5.8 with 2 M KOH by a pH meter. c. Adjust the final volume to 1,000 mL, separate into two parts, transfer into two 1,000 mL conical flasks, and add 2.6 g agar per 500 mL. d. Autoclave for 20 min at 121 °C. |
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| NanoDrop 1000 spectrophotometer | Thermo Fisher Scientific | ||
| Paintbrush | 1 cm width, used to collect the eggs | ||
| Parafilm | Bemis | PM-996 | |
| PCR Thermal Cyclers | Eppendorf | 6331000076 | |
| Petri dishes | Supin | 90 mm diameter | |
| pH meter | METTLER TOLEDO | FE20 | |
| Pipettes 0.2-2 µL | Gilson | ECS000699 | |
| Pipettes 100-1,000 µL | Eppendorf | 3120000267 | |
| Pipettes 20-200 µL | Eppendorf | 3120000259 | |
| Pipettes 2-20 µL | Eppendorf | 3120000232 | |
| Plant tissue culture container | Chembase | ZP21 | 240 mL |
| Plastic box | 2.35 L | ||
| Potassium hydroxide (KOH) | Sinopharm Chemical Reagent Co. Ltd | ||
| Primers for amplifying the bacterial 16S rRNA gene | Sangon Biotech | 27-F: 5’-ACGGATACCTTGTTACGAC-3’, 1492R: 5’-ACGGATACCTTGTTACGAC-3’ | |
| Sodium chloride (NaCl) | Sinopharm Chemical Reagent Co. Ltd | ||
| Sodium hydroxide (NaOH) | Sinopharm Chemical Reagent Co. Ltd | ||
| Steel balls | 0.25 mm | used to grind tissues | |
| Stereomicroscope | OLYMPUS | SZ61 | |
| Sucrose | Sinopharm Chemical Reagent Co. Ltd | ||
| Trans2K plus II DNA marker | Transgene Biotech | BM121-01 | |
| Tris base | Biosharp Life Sciences | 1115 | |
| Tryptone | Thermo Fisher Scientific | LP0037 | |
| UV transilluminator | Monad Biotech | QuickGel 6100 | |
| Vortexer | Scilogex | MX-S | |
| Willow branches | Sha Lake Park, Wuhan, China | ||
| Willow leaf beetle | Huazhong Agricultural University, Wuhan, China | ||
| Yeast extract | Thermo Fisher Scientific | LP0021 |
References
- Moran, N. A., Ochman, H., Hammer, T. J. Evolutionary and ecological consequences of gut microbial communities. Annual Review of Ecology, Evolution, and Systematics. 50 (1), 451-475 (2019).
- Warnecke, F., et al. Metagenomic and functional analysis of hindgut microbiota of a wood-feeding higher termite. Nature. 450 (7169), 560-565 (2007).
- Tokuda, G., et al. Fiber-associated spirochetes are major agents of hemicellulose degradation in the hindgut of wood-feeding higher termites. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (51), 11996-12004 (2018).
- Wang, G. H., et al. Changes in microbiome confer multigenerational host resistance after sub-toxic pesticide exposure. Cell Host & Microbe. 27 (2), 213-224 (2020).
- Shin, S. C., et al. Drosophila microbiome modulates host developmental and metabolic homeostasis via insulin signaling. Science. 334 (6056), 670-674 (2011).
- Storelli, G., et al. Lactobacillus plantarum promotes Drosophila systemic growth by modulating hormonal signals through TOR-dependent nutrient sensing. Cell Metabolism. 14 (3), 403-414 (2011).
- Salem, H., et al. Vitamin supplementation by gut symbionts ensures metabolic homeostasis in an insect host. Proceedings. Biological Sciences. 281 (1796), 20141838 (2014).
- Koch, H., Schmid-Hempel, P. Socially transmitted gut microbiota protect bumble bees against an intestinal parasite. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (48), 19288-19292 (2011).
- Cirimotich, C. M., et al. Natural microbe-mediated refractoriness to Plasmodium infection in Anopheles gambiae. Science. 332 (6031), 855-858 (2011).
- Kaltenpoth, M., Gottler, W., Herzner, G., Strohm, E. Symbiotic bacteria protect wasp larvae from fungal infestation. Current Biology. 15 (5), 475-479 (2005).
- Yuan, C., Xing, L., Wang, M., Hu, Z., Zou, Z. Microbiota modulates gut immunity and promotes baculovirus infection in Helicoverpa armigera. Insect Science. , (2021).
- Dillon, R. J., Vennard, C. T., Charnley, A. K. Pheromones - Exploitation of gut bacteria in the locust. Nature. 403 (6772), 851 (2000).
- Xu, L. T., Lou, Q. Z., Cheng, C. H., Lu, M., Sun, J. H. Gut-associated bacteria of Dendroctonus valens and their involvement in verbenone production. Microbial Ecology. 70 (4), 1012-1023 (2015).
- Schretter, C. E., et al. A gut microbial factor modulates locomotor behaviour in Drosophila. Nature. 563 (7731), 402-406 (2018).
- Jia, Y., et al. Gut microbiome modulates Drosophila aggression through octopamine signaling. Nature Communications. 12 (1), 2698 (2021).
- Ma, M., et al. Metabolic and immunological effects of gut microbiota in leaf beetles at the local and systemic levels. Integrative Zoology. 16 (3), 313-323 (2021).
- Xu, L., et al. Synergistic action of the gut microbiota in environmental RNA interference in a leaf beetle. Microbiome. 9 (1), 98 (2021).
- Xu, L., et al. Gut microbiota in an invasive bark beetle infected by a pathogenic fungus accelerates beetle mortality. Journal of Pest Science. 92, 343-351 (2019).
- Berasategui, A., Shukla, S., Salem, H., Kaltenpoth, M. Potential applications of insect symbionts in biotechnology. Applied Microbiology and Biotechnology. 100 (4), 1567-1577 (2016).
- Tikhe, C. V., Martin, T. M., Howells, A., Delatte, J., Husseneder, C. Assessment of genetically engineered Trabulsiella odontotermitis as a 'Trojan Horse' for paratransgenesis in termites. BMC Microbiology. 16 (1), 202 (2016).
- Wang, S., et al. Fighting malaria with engineered symbiotic bacteria from vector mosquitoes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (31), 12734-12739 (2012).
- Leonard, S. P., et al. Engineered symbionts activate honey bee immunity and limit pathogens. Science. 367 (6477), 573-576 (2020).
- Kietz, C., Pollari, V., Meinander, A. Generating germ-free Drosophila to study gut-microbe interactions: protocol to rear Drosophila under axenic conditions. Current Protocols in Toxicology. 77 (1), 52 (2018).
- Brummel, T., Ching, A., Seroude, L., Simon, A. F., Benzer, S. Drosophila lifespan enhancement by exogenous bacteria. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101 (35), 12974-12979 (2004).
- Correa, M. A., Matusovsky, B., Brackney, D. E., Steven, B. Generation of axenic Aedes aegypti demonstrate live bacteria are not required for mosquito development. Nature Communications. 9 (1), 4464 (2018).
- Romoli, O., Schonbeck, J. C., Hapfelmeier, S., Gendrin, M. Production of germ-free mosquitoes via transient colonisation allows stage-specific investigation of host-microbiota interactions. Nature Communications. 12 (1), 942 (2021).
- Berasategui, A., et al. Gut microbiota of the pine weevil degrades conifer diterpenes and increases insect fitness. Molecular Ecology. 26 (15), 4099-4110 (2017).
- Lin, X. L., Kang, Z. W., Pan, Q. J., Liu, T. X. Evaluation of five antibiotics on larval gut bacterial diversity of Plutella xylostella (Lepidoptera: Plutellidae). Insect Science. 22 (5), 619-628 (2015).
- Muhammad, A., Habineza, P., Hou, Y., Shi, Z. Preparation of red palm weevil Rhynchophorus Ferrugineus (Olivier) (Coleoptera: Dryophthoridae) germ-free larvae for host-gut microbes interaction studies. Bio-protocol. 9 (24), 3456 (2019).
- Gelman, D. B., Bell, R. A., Liska, L. J., Hu, J. S. Artificial diets for rearing the Colorado potato beetle, Leptinotarsa decemlineata. Journal of Insect Science. 1, 7 (2001).
- Bengtson, D. A. A comprehensive program for the evaluation of artificial diets. Journal of the World Aquaculture Society. 24 (2), 285-293 (2007).
- Utsumi, S., Ando, Y., Ohgushi, T. Evolution of feeding preference in a leaf beetle: the importance of phenotypic plasticity of a host plant. Ecology Letters. 12 (9), 920-929 (2009).
- Ishihara, M., Ohgushi, T. Reproductive inactivity and prolonged developmental time induced by seasonal decline in host plant quality in the willow leaf beetle Plagiodera versicolora (Coleoptera: Chrysomelidae). Environmental Entomology. 35 (2), 524-530 (2006).
- Bright, M., Bulgheresi, S. A complex journey: transmission of microbial symbionts. Nature Reviews: Microbiology. 8 (3), 218-230 (2010).
- Hassan, B., Siddiqui, J. A., Xu, Y. Vertically transmitted gut bacteria and nutrition influence the immunity and fitness of Bactrocera dorsalis larvae. Frontiers in Microbiology. 11, 596352 (2020).
- Hosokawa, T., et al. Obligate bacterial mutualists evolving from environmental bacteria in natural insect populations. Nature Microbiology. 1, 15011 (2016).
- Habineza, P., et al. The promoting effect of gut microbiota on growth and development of red palm weevil, Rhynchophorus ferrugineus (Olivier) (Coleoptera: Dryophthoridae) by modulating its nutritional metabolism. Frontiers in Microbiology. 10, 1212 (2019).
- Meilan, R., Ma, C.
- Wani, Z. A., Ashraf, N., Mohiuddin, T., Riyaz-Ul-Hassan, S. Plant-endophyte symbiosis, an ecological perspective. Applied Microbiology and Biotechnology. 99 (7), 2955-2965 (2015).
- Grout, B. W.
