Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

نموذج الفئران لخلل اليد المرتبط بغسيل الكلى

Published: May 31, 2022 doi: 10.3791/63892
Automatic Translation
1, 2,4, 2,4, 2,4, 2,4, 1,3, 2,4
1Department of Applied Physiology and Kinesiology, University of Florida, 2Division of Vascular Surgery and Endovascular Therapy, University of Florida, 3Center for Exercise Science, University of Florida, 4Malcom Randall Veteran Affairs Medical Center

Summary

يفصل هذا البروتوكول الخطوات الجراحية لتكوين الناسور الشرياني الوريدي الحرقفي الشائع للفئران. قمنا بتطوير هذا النموذج لدراسة الفيزيولوجيا المرضية للأطراف المرتبطة بغسيل الكلى.

Abstract

يعد مرض الكلى المزمن مشكلة صحية عامة رئيسية ، ويستمر انتشار مرض الكلى في المرحلة النهائية (ESRD) الذي يتطلب علاجات استبدال الكلى المزمنة مثل غسيل الكلى في الازدياد. يظل وضع الناسور الشرياني الوريدي الذاتي (AVF) خيارا أساسيا للوصول إلى الأوعية الدموية لمرضى ESRD. لسوء الحظ ، يعاني ما يقرب من نصف مرضى غسيل الكلى من خلل وظيفي في اليد مرتبط بغسيل الكلى (ARHD) ، بدءا من تنمل دقيق إلى الغرغرينا الرقمية. والجدير بالذكر أن الدوافع البيولوجية الأساسية المسؤولة عن ARHD غير مفهومة بشكل جيد ، ولا يوجد نموذج حيواني مناسب لتوضيح الآليات و / أو تطوير علاجات جديدة للوقاية / العلاج من ARHD. هنا ، نصف نموذجا جديدا للفأر يتم فيه إنشاء AVF بين الشريان الحرقفي المشترك الأيسر والوريد ، مما يسهل تقييم الفيزيولوجيا المرضية للأطراف. تشمل الجراحة المجهرية عزل الأوعية الدموية ، وبضع الوريد الطولي ، وإنشاء مفاغرة شريانية وريدية ، وإعادة بناء وريدي. تشمل جراحات الشام جميع الخطوات الحرجة باستثناء إنشاء التشوه الشرياني الوريدي. يؤدي وضع AVF الحرقفي إلى تغييرات ذات صلة سريريا في ديناميكا الدم المركزية ، ونقص التروية المحيطية ، وضعف في الأداء العصبي الحركي للأطراف الخلفية. يوفر نموذج AVF الجديد قبل السريري منصة مفيدة تلخص الاضطرابات العصبية الحركية الشائعة التي أبلغ عنها مرضى غسيل الكلى ، مما يسمح للباحثين بالتحقيق في آليات الفيزيولوجيا المرضية ARHD واختبار العلاجات المحتملة.

Introduction

يظل إنشاء والحفاظ على الوصول الوظيفي للأوعية الدموية هدفا أساسيا مهما لمرضى المرحلة النهائية من مرض الكلى (ESRD) الذين يتلقون العلاج ببدائل الكلى عن طريق غسيل الكلى1. تعد علاجات غسيل الكلى المتكررة ضرورية لإزالة الفضلات ، وتطبيع الشوارد ، والحفاظ على توازن السوائل بمجرد أن تصبح وظائف الكلى غير كافية ، وبالتالي فهي ضرورية للبقاء على المدى الطويل2. لذلك ، يمثل الوصول إلى الأوعية الدموية "شريان الحياة" للمرضى الذين يعانون من ESRD ، ويظل وضع الناسور الشرياني الوريدي الذاتي (AVF) خيارا مفضلا للوصول إلى غسيل الكلى بين هذه المجموعة3. ومع ذلك ، فإن ما يقرب من 30٪ -60٪ من مرضى غسيل الكلى يعانون من مجموعة من إعاقات اليد ، والتي تعرف سريريا بأنها خلل وظيفي في اليد مرتبط بالوصول (ARHD). يمكن أن تتراوح أعراض اضطراب فرط الحركة ونقص الانتباه من الضعف وعدم التنسيق إلى الشلل الأحادي والغرغرينا الرقمية ، والتي يمكن أن تحدث في وقت مبكر بعد إنشاء الشريان الوريدي أو تتطور تدريجيا مع نضوج الناسور. علاوة على ذلك ، يعقد ARHD جدول علاج ESRD ، والذي يرتبط بسوء نوعية الحياة ، وارتفاع مخاطر الإصابة بأمراض القلب والأوعية الدموية ، وزيادة معدل الوفيات2،3،4.

تم تطوير العديد من النماذج الحيوانية لدراسة إعادة تشكيل الأوعية الدموية الناجمة عن تغيرات الدورة الدموية بعد إنشاء AVF5،6،7،8،9،10،11،12،13،14،15. النماذج الحيوانية الكبيرة ذات التشوه الشرياني الوريدي الحرقفي أو الفخذي16،17،18،19،20 ونماذج القوارض التي تستخدم إما مفاغرة الشريان السباتي الوريد الوداجي أو تكوين ناسور الشريان الأورطي السفلي تحت الكلوي راسخة جيدا لفحص الجوانب المذكورة أعلاه لنضج AVF والمباح 21 . على سبيل المثال، ارتفاع ضغط الدم الوريدي، وزيادة قطر اللمعة، وزيادة سمك جدار الوريد هي علامات على نضوج AVF الناجح، في حين أن التليف الكبير للوسائط وتضخم الدم الباطني أو تطور الخثرة مع عدم وجود تغييرات في التدفق غالبا ما يميز فشل AVF 6,15. ومع ذلك ، تفتقر النماذج الحيوانية الكبيرة إلى المرونة التجريبية أو القدرات المعدلة وراثيا لنماذج الفئران ، في حين أن نماذج القوارض الحالية لا تسهل بسهولة التحقيق في ARHD بسبب الموقع التشريحي و / أو عدم وجود أمراض الأطراف المرتبطة بها. في الواقع ، نظرا لعدم وجود نموذج حيواني راسخ قبل السريري يلخص النمط الظاهري السريري ذي الصلة ، ظل التقدم البحثي لتوضيح الآليات البيولوجية المرضية وتطوير استراتيجيات علاجية جديدة راكدا ، على الرغم من الزيادة التدريجية في عدد مرضى ARHD الذين يعانون من أعراض. لذلك ، فإن الهدف الأساسي من هذه الدراسة هو تقديم نموذج فأر فريد من ARHD ، وتوفير الخطوات الإجرائية للجراحة المجهرية AVF وتوصيف الفيزيولوجيا المرضية المتعلقة ب AVF.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

تمت الموافقة على جميع الإجراءات من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام الحيوانات (IACUC) بجامعة فلوريدا ومركز مالكوم راندال الطبي لشؤون المحاربين القدامى.

ملاحظة: تم شراء ذكور الفئران C57BL / 6J البالغة (8-10 أسابيع) من مختبر جاكسون وتم وضعها في ضوء (ضوء 12 ساعة: دورة مظلمة لمدة 12 ساعة) ، ودرجة حرارة (22 درجة مئوية ± 1 درجة مئوية) ، والرطوبة (50٪ ± 10٪) منشأة حيوانية خاضعة للرقابة. سمح لخمسة فئران بالسكن لكل قفص (العرض: 18 سم × الطول: 29 سم × الارتفاع: 12.5 سم) مع توفير مواد التعشيش والطعام والماء حسب الحاجة. بعد 7 أيام من تأقلم الموائل مع تشاو القياسي ، تم تغيير الفئران إلى نظام غذائي قائم على الكازين لمدة 7 أيام كمرحلة انتقالية للنظام الغذائي. بعد ذلك ، تم تغذية الفئران بالطعام القائم على الكازين مع مكملات الأدينين بنسبة 0.2٪ -0.15٪ لمدة 2-3 أسابيع للحث على الفشل الكلوي (CKD) قبل جراحة AVF كما هو موضح سابقا22،23،24. تلقت الفئران الضابطة نظاما غذائيا قائما على الكازين بدون مكملات الأدينين (السيطرة). تم الحفاظ على الوجبات الغذائية الضابطة و CKD طوال فترة التعافي بعد الجراحة (POD).

1. قياسات ما قبل الجراحة

  1. تقييم قياسات النتائج الأساسية / قبل الجراحة ، وأقطار الأوعية الأبهرية الحرقفية ومعلمات التدفق الديناميكي للدورة باستخدام التصوير بالموجات فوق الصوتية المزدوجة والتروية الخلفية عبر دوبلر الليزر كما هو موضح سابقا25.
  2. تحديد قوة قبضة الطرف الخلفي من جانب واحد وتقييم مشية جهاز المشي لإنشاء وظيفة الطرف الخلفي الأساسية كما هو موضح سابقا25,26.
  3. تقييم وظائف الكلى عن طريق قياس معدل الترشيح الكبيبي (GFR) عن طريق تصفية FITC-inulin و / أو مستوى نيتروجين اليوريا في الدم (BUN) كما هو موضح سابقا22،24،27.

2. التحضير الجراحي

  1. تحضير الأدوات واللوازم الجراحية التالية (جدول المواد): معقم حبة ساخنة ، زيوت تشحيم للعين ، أداة تشذيب قلم ، تحضيرات كحولية ، مناديل كلورهيكسيدين ، ملقط Graefe ناعم للغاية ، محلول ملحي معقم بنسبة 0.9٪ ، محاقن إبرة 29 جم و 31 جم ، 2 × 2 إسفنج غير منسوج ، جولة متوسطة أحادية النهاية (SC-9) ومسحات قطنية صغيرة صلبة وحادة ومدببة (SC-4) ، كي منخفض الحرارة ، ملقط دومون مستقيم ، ملقط دومون بزاوية 45 درجة ، مقص زنبركي فانا مستقيم ، مقص زنبركي منحني من فاناس ، حاملات إبر مستديرة ، أحجام متعددة من الغرز (4-0 حرير ، 5-0 PGA ، 6-0 حرير ، و 10-0 خيوط نايلون) ، هيبارين ، إسفنجة جيلاتينية قابلة للامتصاص ، حامل إبرة مستقيم ، وبوبرينورفين.
    ملاحظة: الأربطة المطاطية المثبتة للأطراف والمبعدات للبطن والساقين مصنوعة يدويا.
  2. تعقيم الاستعدادات الجراحية باستخدام الأوتوكلاف مع التعقيم بالبخار عند 120-125 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة تليها التجفيف لمدة 30 دقيقة قبل الجراحة. استخدم 70٪ من تطهير الإيثانول متبوعا بتعقيم بالخرز الساخن (240-270 درجة مئوية لمدة 3 دقائق) بين كل جراحة حيوانية.
  3. تحضير محلول ملحي طبيعي معقم 0.9٪ ، محلول ملحي هيبارين (100 وحدة دولية / مل) ، وبوبرينورفين (0.01 مجم / مل) باستخدام محاقن إبرة 29-31 جم.

3. التخدير وتحديد المواقع

  1. بدء تخدير الفئران في غرفة الحث (0.8 مل / دقيقة ، 2.5٪ إيزوفلوران). بمجرد تخدير الفأر بشكل كاف ، ضع الفأر في وضع ضعيف على محطة الجراحة المغطاة بستارة معقمة. تفتق تركيز الأيزوفلوران إلى ~ 1.2٪ أثناء خطوات الحلاقة وتحديد المواقع.
  2. ضع مادة تشحيم العين لحماية العينين من الجفاف أثناء الجراحة.
  3. باستخدام أداة تشذيب القلم ، احلق شعر البطن للعملية وشعر الساق لقياسات التروية بعد العملية الجراحية. نظف الشعر من المجال الجراحي.
  4. ثبت الأطراف العلوية والسفلية بأشرطة مطاطية ومسامير ، وتحقق من عمق التخدير من خلال مراقبة منعكس قرصة إصبع القدم ، وقم بمعايرة التخدير حسب الضرورة. قم بإجراء تقييم نمط الجهاز التنفسي كل 3-5 دقائق طوال العملية الجراحية لمعايرة مستوى التخدير.

4. استكشاف المنطقة المستهدفة الجراحية

  1. نظف منطقة الجلد المحلوقة عدة مرات ، بالتناوب بين تحضير الكحول ومناديل الكلورهيكسيدين في نمط دائري لتطهير المجال الجراحي.
  2. جعل بضع البطن خط الوسط من الحافة السفلى من الهامش القصي إلى ارتفاق العانة. تشريح وسادة الدهون العانة للحصول على مجال جراحي أوسع.
  3. افتح بضع العظم للوصول إلى المحتويات البريتونية باستخدام المبعدات ونزع الأحشاء من الأمعاء الدقيقة والكبيرة باستخدام مسحات قطنية مستديرة متوسطة أحادية النهاية. قم بتغطية الأمعاء بإسفنجة غير منسوجة مبللة بالمحلول الملحي.
  4. بمجرد الحصول على التعرض الكافي للأوعية الدموية خلف الصفاق ، قم بتغطية الأمعاء والكلى والحالب المتبقية بإسفنج صغير غير منسوج منقوع بالمحلول الملحي. قم بإخلاء المثانة المنتفخة عن طريق الضغط برفق على قبة المثانة باستخدام مسحات قطنية متوسطة مستديرة أحادية الطرف حسب الحاجة.
  5. قم بتشريح اللفافة المحيطة بالأوعية الدموية والأنسجة الدهنية بعناية من حوالي 1 سم بالقرب من التشعب الأبهري الممتد إلى مستوى التشعب الحرقفي الأيسر باستخدام ملقط دومون مستقيم ومسحات قطنية صغيرة صلبة وحادة ومدببة مزدوجة النهاية.
    ملاحظة: يتم ترك الشريان الحرقفي الأيسر والوريد ملتصقين ببعضهما البعض أثناء عزل الهياكل الشريانية الوريدية بشكل جماعي. ستوفر هذه الخطوة تعبئة كافية للسفن لتسهيل إنشاء AVF.
  6. إذا واجهت أي فروع وريدية صغيرة تنشأ من الوريد الحرقفي المشترك الأيسر أو تتقارب معه ، فقم بربطها باستخدام الكي بدرجة حرارة منخفضة مع أو بدون خياطة حريرية 6-0 حسب الحاجة.
  7. مرر طرف الملقط المائل تحت حزمة الأوعية الدموية الحرقفية المشتركة اليسرى وانتشر برفق عدة مرات لتعبئة الأوعية من العضلات خلف الصفاق الأساسية (الشكل 1 أ).

5. إنشاء مفاغرة الناسور الشرياني الوريدي الحرقفي المشترك

  1. ضع غرزتين حريريتين 4-0 حول الحزمة الشريانية الوريدية الحرقفية المشتركة اليسرى المعزولة واستخدمهما كأحرف مركبة (على سبيل المثال ، المشابك المتقاطعة) لحزمة الأوعية الدموية. قم بإنشاء عقدة واحدة مع كل ربطة عنق حريرية 4-0 وقم بتطبيقها بالتتابع من القريب إلى البعيد.
  2. تأكد من وضع المشابك المتقاطعة ذات الربطات الحريرية متباعدة بما يكفي لعزل ~ 2 مم من طول الوعاء ، وأن التطبيق المتسلسل لأربطة الخياطة سوف يترسب احتقان الوريد الحرقفي الأيسر.
  3. باستخدام خيوط خياطة الحرير 4-0 كمقابض ، قم بتدوير حزمة الأوعية الدموية الشريانية الوريدية الحرقفية اليسرى في اتجاه عقارب الساعة وضبط الموضع لتحديد موقع الوريد الأمامي للشريان مؤقتا (الشكل 1 ب).
  4. قم بعمل بضع الوريد الطولي (~ 1 مم) باستخدام مقص زنبركي مستقيم من Vannas واطرد الدم المتبقي برفق من التجويف الوريدي بنسبة 0.9٪ محلول ملحي (الشكل 1C). توخ الحذر خلال هذه الخطوة ، لأن تدفق المحلول الملحي عالي الضغط يمكن أن يسبب اضطرابا وريديا.
    ملاحظة: توفر منطقة اللون الأحمر التي تبقى في الشريان الحرقفي بعد الاحمرار الوريدي نافذة مرئية للخطوة التالية.
  5. ضع خياطة نايلون 10-0 من خلال الجدار الخلفي للوريد.
    ملاحظة: يجب أن يكون هذا الجزء من الوريد الحرقفي في وضع فوري للجدار الأمامي للشريان الحرقفي ، وتكون الجدران ملتصقة بشكل طبيعي. يجب أن يمر الخيط عبر كلا الجدارين ويربط الخيط بعقدة واحدة (الشكل 1 د). لاحظ أن كمية صغيرة من النزيف ، والتي تنشأ من الدم الراكد في الشريان الحرقفي ، ستظهر بمجرد مرور الإبرة عبر كلا الجدارين. إذا استمر النزيف داخل اللمعية خلال هذه الخطوة ، فقد تكون المشابك المتقاطعة للخياطة الحريرية فضفاضة جدا وتحتاج إلى مزيد من التشديد.
  6. أمسك أطراف الخيط المشبوكة وضعها تحت شد لطيف لإزاحة الجدار الأمامي من الجدار الخلفي للشريان الحرقفي. قم بعمل شق بيضاوي ~ 1.0 مم × 0.3 مم باستخدام مقص زنبركي منحني من Vannas ، مع إزالة الجدران الملتصقة لكل من الشريان الحرقفي والوريد.
    ملاحظة: يتم إنشاء الناسور الشرياني الوريدي بمجرد إنشاء هذه القناة المشتركة. من الممكن إصابة الجدران الجانبية للوريد خلال هذه الخطوة حيث يتم إجراء شق جدار الشريان الحرقفي الخلفي / الشريان الحرقفي الأمامي من خلال التعرض للوريد. يجب توخي الحذر لتجنب هذه المضاعفات لأن هذا يمكن أن يقلل بشكل كبير من قطر الناسور ويؤدي إلى تطور الجلطة.
  7. اغسل الدم المتبقي من تجويف الشرايين المكشوف برفق باستخدام محلول ملحي 0.9٪ ومحلول ملحي هيبارين (100 وحدة دولية / مل) 28 (الشكل 1E).
  8. بعد إنشاء AVF ، قم بإصلاح بضع الوريد الأولي للجدار الأمامي باستخدام اثنين أو ثلاثة خيوط من النايلون 10-0 بطريقة متقطعة (الشكل 1F).
  9. أعد حزمة الأوعية الدموية إلى اتجاهها التشريحي الأصلي وضع قطعة صغيرة من إسفنجة الجيلاتين القابلة للامتصاص المنقوعة بالمحلول الملحي بجوار بضع الوريد الذي تم إصلاحه لتسهيل الإرقاء.
  10. قم بفك الأربطة المتقاطعة ذات العقدة الواحدة 4-0 بالتتابع من البعيد إلى القريب. راقب موقع بضع الوريد عن كثب بحثا عن نزيف مفرط أثناء تخفيف كل خياطة.
  11. إذا لم يكن الإصلاح مرقئا بشكل كاف ، فأعد تطبيق المشابك المتقاطعة وضع خياطة نايلون أخرى 10-0 في موقع النزيف. إذا تم التأكد من الإرقاء ، فقم بإزالة الغرز ثم الإسفنجة الجيلاتينية القابلة للامتصاص.
  12. فرك بلطف حزمة الأوعية الدموية مع مسحات القطن الصغيرة الصلبة والحادة والمدببة ذات النهايات المزدوجة ، والتي تسهل بشكل أكبر استعادة تدفق الدم. تأكد من النجاح التقني للعملية باستخدام تصور الدم المؤكسج الأحمر النابض الساطع الذي يدخل الوريد الحرقفي ويختلط بالدم الوريدي الداكن العائد من الطرف الخلفي.
  13. حقن محلول ملحي هيبارين (0.2 وحدة دولية / جم)15 في IVC لمنع تخثر الدم الجهازي لتحسين نتائج سالكية AVF.
    ملاحظة: على الرغم من أن هذه الخطوة تحدث بعد إعادة بناء الأوعية الدموية (على عكس التناظرية البشرية حيث يحدث الهيبارين قبل لقط الأوعية المتقاطعة) ، فقد لوحظ انخفاض في النزيف أثناء العملية وتحسين سالكية AVF عند إجراؤها في هذه المرحلة من الإجراء. يفضل الحقن في موقع مغطى باللفافة و / أو الدهون لمنع النزيف من موقع البزل.
  14. إعادة فحص موقع الجراحة للإرقاء بعد حقن محلول ملحي هيبارين. إذا لم تكن هناك مخاوف من النزيف ، أغلق لفافة خط الوسط ثم شق الجلد بخيوط PGA قابلة للامتصاص 5-0 بطريقة جري.
  15. بالنسبة للعمليات الزائفة ، اتبع جميع الخطوات الرئيسية للإجراء باستثناء تشكيل AVF. ضع عقدة واحدة من الرباط الحريري 4-0 في الطرف القريب من الحزمة الشريانية الوريدية الحرقفية اليسرى وقم بمطابقة أوقات المشبك مع جراحات AVF (على سبيل المثال ، ~ 20 دقيقة ، اعتمادا على كفاءة الجراح المجهري).

6. رعاية ما بعد الجراحة والقياس

  1. بعد إغلاق البطن ، قم بقياس نضح الدم لعضلات الظنبوب الأمامية الثنائية والكفوف البطنية باستخدام تصوير دوبلر بالليزر.
    ملاحظة: سيؤكد عجز التروية من جانب واحد تحويل الناسور لتدفق الشرايين ("سرقة").
  2. يتم تطبيق 0.1 ملغ/كغ من البوبرينورفين تحت الجلد وإعادة الفأر إلى قفص فأر مسخن مسبقا مع فراش طري عالي الامتصاص مع عش.
  3. اسمح للماوس بالتعافي في قفص الماوس المسخن مسبقا حتى يزول التخدير ، وهو ما سيكون واضحا عندما يكون الماوس متنقلا وتفاعليا (~ 2 ساعة). أثناء الشفاء ، امنح الماوس سهولة الوصول إلى نظام غذائي رطب وناعم.
  4. يتم تطبيق البوبرينورفين و/أو الترطيب الملحي تحت الجلد كل 12 ساعة حتى 48 ساعة وإجراء المراقبة اليومية لمدة 5 أيام بعد الجراحة. القتل الرحيم للحيوانات ذات الحالة المتدهورة أو نخر الأنسجة المفرط ، المصنفة على أنها درجة نقص التروية المعدلة ≥229.
  5. استخدام تقييمات الموجات فوق الصوتية المزدوجة التسلسلية لتقييم سالكية الناسور بعد الجراحة ؛ يتم استبعاد الفئران المصابة بتجلط الناسور من التحليلات اللاحقة ما لم يكن الغرض من التجارب هو توصيف فشل نضوج AVF.
  6. تحديد قياسات النتائج الأخرى بعد الجراحة مثل ديناميكا الدم المحلية وقوة القبضة وأداء المشي خلال فترة التعافي. جمع الناسور والأنسجة العضلية لتقييم علم الأنسجة في نهاية التجربة أثناء التضحية25,27.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

الحيوانات التي تعرضت لنظام غذائي أدينين قد خفضت معدلات الترشيح الكبيبي (التحكم: 441.3 ± 54.2 ميكرولتر / دقيقة مقابل CKD: 165.1 ± 118.3 ميكرولتر / دقيقة ، p < 0.05) وزيادة مستويات نيتروجين اليوريا في الدم في الدم (التحكم: 20.39 ± 4.2 ميكرولتر / دقيقة مقابل CKD: 38.20 ± 10.65 ميكرولتر / دقيقة ، p < 0.05) مقارنة بالحيوانات التي تلقت تشاو القائم على الكازين ، مما يؤكد وجود قصور كلوي قبل جراحة الناسور الشرياني الوريدي.

التحقق من صحة سالكية AVF
على الرغم من أن التأكيد البصري أثناء العملية للنجاح التقني هو التحديد الأولي لسالكية الناسور ، إلا أنه لا يضمن تماما المباح أو النضج الفسيولوجي طوال فترة الدراسة. تم تحديد نتائج المباح بعد الجراحة (أي النجاح أو الفشل) باستخدام كل من التصوير بالموجات فوق الصوتية المزدوجة والفحص النسيجي ، كما أوضحنا سابقا25. يوضح الشكل 2 الوضع B التمثيلي ، ودوبلر بموجة النبض ، وصور الموجات فوق الصوتية دوبلر الملونة والأقسام المورفولوجية لمفاغرة الناسور الشرياني الوريدي ، على التوالي. يتم تصور الناسور السالكة مباشرة على تحليل دوبلر الملون مع ديناميكا الدم المضطربة ، وكذلك التوسيع الطيفي في موقع الناسور. كما تؤكد التغييرات التكيفية بوساطة التدفق لأوعية التدفق الداخل والخارج بشكل غير مباشر سالكية AVF. على وجه التحديد ، فإن الشريان الأورطي لديه ذروة ذروة السرعة الانقباضية ونهاية الانبساطي ، ويطور IVC النبض مع سرعة ذروة مرتفعة ، وتمدد الأوعية في كل من الشريان الأورطي و IVC واضح (الشكل 2 أ). في المقابل ، لا يحتوي الناسور الفاشل أو الخثاري على أي تغييرات تقريبا في قياسات التدفق الداخلي أو الخارجي ولا يوجد اضطراب أو اتساع طيفي داخل الأوعية الدموية الحرقفية اليسرى. عادة ما يؤدي فشل الناسور الناتج عن تجلط الدم جزئيا أو كليا إلى انسداد الشريان الحرقفي الأيسر ، والذي يتم تصوره على أنه تدفق ضئيل أو معدوم في تحليل دوبلر بالموجات النبضية. يوضح الشكل 2B أقسام الأنسجة التسلسلية ل AVF بعد أسبوعين من الإنشاء الجراحي. يبلغ سمك المقاطع 5 ميكرومتر وملطخة بثلاثية الألوان لماسون. المفاغرة الجراحية للشريان والوريد واضحة ، والشرايين الوريدية المتميزة موجودة (سماكة الجدار الوريدي والتليف مع تضخم neointimal). تم إجراء التصوير بالموجات فوق الصوتية في اليوم 3 بعد الجراحة لاستبعاد الفئران المصابة بفشل AVF المبكر ، ثم تم الحصول على قياسات متسلسلة غير جراحية طوال فترة الدراسة. يوفر التقييم المورفولوجي تفاصيل إعادة تشكيل الأوعية الدموية الخاصة بالفترة في وقت التضحية وكان يستخدم لتأكيد نتائج الموجات فوق الصوتية. من المتوقع في البداية أن يبلغ معدل سالكية AVF حوالي 50٪ (20٪ -30٪ من الوفيات بعد الجراحة و 20٪ -30٪ من فشل الناسور)25 ، لكن معدل النجاح الجراحي يتحسن بشكل كبير (~ 5٪ -10٪ معدل الفشل) مع الممارسة وزيادة الكفاءة.

الخصائص الفيزيولوجية المرضية بعد تكوين الناسور الشرياني الوريدي الحرقفي
التغير الديناميكي للدوران: يجب قياس خصائص ديناميكا الدم AVF والتروية الخلفية البعيدة لتحديد سياق الفيزيولوجيا المرضية للأطراف المرتبطة بالوصول. كشفت قياسات الموجات فوق الصوتية دوبلر ذات الوضع B والموجات النبضية بعد الجراحة عن اتساع الأوعية الدموية للتدفق الداخلي والخارج (IVC: 1.4 أضعاف عند POD3 و 1.6 أضعاف عند POD13 و IRA: 1.4 ضعف عند POD3 و 1.7 ضعف عند POD13 ، p < 0.05) وزيادات في ذروة السرعة الانقباضية (سرعة الانقباض القصوى IVC: 5.5 أضعاف عند POD3 و 4.9 أضعاف عند POD13 وسرعة الانقباض القصوى IRA: 2.8 أضعاف عند POD3 و 3.7 أضعاف عند POD13 ، P < 0.05) مقارنة بالحيوانات الوهمية (الشكل 3A-D). علاوة على ذلك ، كان نقص تروية الأطراف الخلفية أحادي الجانب واضحا بعد الجراحة ، مما يؤكد نقص تروية الشرايين بوساطة السرقة البعيد عن الناسور. من المتوقع أن يكون عجز نضح المخلب الأيسر ~ 20٪ من الطرف المقابل ، وعجز التروية في عضلة الظنبوب الأمامية هو ~ 60٪. استعادت الفئران جزئيا هذا العجز طوال فترة الدراسة (الشكل 3E ، F).

ضعف الأطراف الخلفية: من المتوقع حدوث إعاقة في الأطراف المماثلة بعد إنشاء AVF ، والذي يتضمن عرجا خفيفا (في معظم الحالات) إلى شديد (حالات قليلة) يمكن أن يستمر لعدة أيام. قد يكون شلل الأطراف الخلفية الذي لم يتم حله و / أو نخر المخلب مؤشرا على إهانة إقفارية شديدة ناتجة عن حجم الناسور خارج النطاق الطبيعي. تم قياس الوظيفة الحركية العصبية للأطراف الخلفية من خلال اختبار قوة القبضة وتحليل نمط مشية جهاز المشي ، والتي تم إجراؤها بالتتابع طوال فترة التعافي. قوة القبضة الأحادية المتوقعة هي ~ 50٪ من الطرف المقابل في اليوم 4 بعد الجراحة ، مع التعافي التدريجي. تتطلب الفئران AVF أيضا سرعات منخفضة لجهاز المشي أثناء تقييم المشي (<20 سم / دقيقة) (الشكل 3G ، H).

Figure 1
الشكل 1: خطوات الجراحة المجهرية لمفاغرة الناسور الشرياني الوريدي . (أ) تعرض المنطقة المستهدفة الجراحية ، بما في ذلك بضع البطن في خط الوسط وعزل الشريان الحرقفي الأيسر / الوريد. (ب) 4-0 أربطة خياطة (على سبيل المثال ، تستخدم كمشابك وعائية مؤقتة) على الحزمة الشريانية الوريدية الحرقفية المشتركة اليسرى في المواقع القريبة والبعيدة. ج: بضع الوريد الطولي على الجدار الأمامي للوريد الحرقفي. د: 10-0 درز مشبك عبر الجدار الخلفي للوريد الحرقفي والجدار الأمامي للشريان الحرقفي. ه: شق بيضاوي الشكل مع الانتفاخ المتداخل. (F) يتم إصلاح بضع الوريد الطولي الأولي من الصورة C باستخدام خياطة متقطعة 10-0. شريط المقياس = 1 مم. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

Figure 2
الشكل 2: التحقق من صحة سالكية الناسور الشرياني الوريدي . (أ) تحديد الموجات فوق الصوتية دوبلر لسالكية AVF. تشمل خصائص الناسور السالكي التمدد الشرياني والوريدي في التصوير في الوضع B ، والتدفق المضطرب على تحليل دوبلر الملون للأوعية الدموية الحرقفية اليسرى ، والتوسيع الطيفي النابض على تقييم دوبلر بالموجات النبضية للأوعية الحرقفية اليسرى ، والزيادات في ذروة السرعة الانقباضية ونهاية الانبساطي للشريان الأورطي تحت الكلوي ، والنبض داخل IVC مع زيادة في ذروة السرعة الانقباضي. يشير التدفق المتناقص أو الغائب داخل الأوعية الحرقفية إلى فشل / تخثر AVF. توفر تقنية الموجات فوق الصوتية المزدوجة كلا من البيانات المورفولوجية والفسيولوجية. قياسات السرعة بالمليمترات في الثانية. (ب) التقييم المورفولوجي لمفاغرة التشوه الشرياني الوريدي بعد 14 يوما من تكون الناسور. كانت الصور ملطخة بثلاثية الألوان لماسون. هناك تغييرات تشريحية في الفحص المجهري للمقطع التسلسلي من التشريح الشرياني الوريدي الحرقفي المشترك القريب (الطرف الأيسر) إلى التشريح الشرياني الوريدي الحرقفي المشترك البعيد (الطرف الأيمن). انسداد الأوعية الدموية بسبب الجلطة و / أو تضخم neointimal المفرط يؤكد فشل AVF. الصور هي تكبير 10x. ج: الشريان الحرقفي المشترك ، V: الوريد الحرقفي المشترك. شريط المقياس = 500 ميكرومتر. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Figure 3
الشكل 3: الخصائص الفيزيولوجية المرضية قبل وبعد تكوين AVF. القياس الكمي للتصوير بالموجات فوق الصوتية في (أ) قطر الأبهر تحت الكلوي ، (ب) ذروة الأبهر تحت الكبري السرعة الانقباضية ، (ج) قطر الوريد الأجوف السفلي ، و (د) ذروة الوريد الأجوف السفلي السرعة الانقباضية قبل الجراحة وفي أيام ما بعد الجراحة 3 و 13. قياس نضح الدم الموضعي (دوبلر الليزر) على (E) الظنبوب الأمامي و (F) المخلب البطني قبل الجراحة وطوال فترة النقاهة لمدة 2 أسبوع. تضمن الاختبار الوظيفي العصبي الحركي (G) قوة القبضة و (H) اختبار جهاز المشي قبل وبعد الجراحة. تم تحليل البيانات باستخدام ANOVA ثنائي الاتجاه ، وتم إجراء اختبار Tukey اللاحق عند الاقتضاء. القيم تعني ± SD. * p < 0.05 ، ** p < 0.01 ، ***p < 0.001 ، **** p < 0.0001 مقابل Control_Sham. #p < 0.05 ، ##p < 0.01 ، ###p < 0.001 ، ####p < 0.0001 مقابل CKD_Sham. ن = 6-10 / مجموعة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

استمر انتشار مرضى غسيل الكلى الذين يعانون من ARHD بعد إنشاء AVF في الزيادة30,31. في الواقع ، يمكن أن تؤثر مضاعفات الأعراضالتي لم يتم حلها 4،32،33 مثل الألم والضعف وتشوش الحس و / أو انخفاض نطاق الحركة سلبا على رفاهية المريض4،32،33،34،35،36 وتهدد قدرتهم على تلقي علاج غسيل الكلى المتكرر عالي الجودة. على الرغم من أن تحقيق الوصول الدائم لغسيل الكلى يمثل أولوية قصوى لمرضى ESRD ، بالنسبة للأشخاص المصابين باضطراب فرط الحركة ونقص الانتباه ، يجب معالجة هذه الأعراض التي يحتمل أن تكون منهكة لتحسين النتائج التي تركز على المريض. في هذه الدراسة ، كمعلم مهم قبل السريري في مجال أبحاث ARHD ، نقدم إجراء جراحيا مفصلا لإنشاء نموذج فأر من AVF الحرقفي ، مما يسهل فحص الفيزيولوجيا المرضية للأطراف المرتبطة ب AVF. بالإضافة إلى التغيرات المتوقعة في ديناميكا الدم الأبهري الحرقفي و IVC ، أنتج إنشاء AVF الحرقفي ميزات ذات صلة سريريا بخلل وظيفي في الأطراف ، بما في ذلك نقص تروية الأنسجة المحيطية مع ضعف حركي إجمالي.

يجب إجراء كل خطوة من خطوات الجراحة المجهرية بعناية فائقة لتجنب صدمة الأوعية الدموية المحتملة ، والتي يمكن أن تسبب تغييرات كبيرة في كل من ديناميكا الدم وأمراض الأطراف. أثناء الربط ، يجب شد عقدة ربطة العنق الحريرية 4-0 بما يكفي فقط لمنع تدفق الدم عبر موقع الجراحة محل الاهتمام. يمكن أن يؤدي شد عقدة الرباط المفرط للخياطة إلى إصابة جدار الوعاء الدموي ، مما قد يسبب نزيفا غير مرغوب فيه ويمكن أن يساهم في تضخم التنسج الداخلي ، مما يؤدي إلى انخفاض سالكية AVF. على وجه الخصوص ، يعد إصلاح بضع الوريد أحد أهم خطوات العملية الجراحية. يمكن أن تؤدي اللدغة الكبيرة جدا في جدار الوريد إلى تضيق الأوعية الدموية ، وفي النهاية تجلط الدم ، في حين أن الإصلاح الضحل جدا يمكن أن يسبب تفككا مع النزيف. وبالمثل ، يمكن أن يحدث النزيف أيضا إذا كانت خيوط إصلاح الوريد متباعدة جدا. في تجربتنا ، فإن الفاصل الزمني ~ 0.025-0.03 مم بين الغرز يكفي لإنشاء إصلاح مرقئ.

بالإضافة إلى استنساخ التقنية الجراحية ، يعد استخدام نموذج حيواني خاص بالمرض أو الأعراض أحد أهم مساهمات العمل الحالي. في الدراسة الحالية ، تعرضت الحيوانات لنظام غذائي أدينين بنسبة 0.2٪ -0.15٪ لمدة 2-3 أسابيع قبل وبعد جراحة AVF لإنشاء اختلال وظيفي كلوي وبيئة يوريمية مماثلة لمرضى ESRD. بالمقارنة مع نماذج CKD الجراحية (على سبيل المثال ، استئصال الكلية 5/6) ، فإن نموذج النظام الغذائي الأدينيني له العديد من المزايا ، بما في ذلك معدلات وفيات منخفضة للغاية وتباين أقل بين المراقبين27,37. والجدير بالذكر أنه يمكن تعديل الشدة والعواقب الفسيولوجية المرضية بناء على تركيز و / أو مدة حمية الأدينين38,39. إلى جانب اعتلال الكلية الناجم عن النظام الغذائي ، يمكن للنموذج الحيواني الحالي الموصوف هنا أن يمهد الطريق للباحثين لدراسة الآليات الفيزيولوجية المرضية التي يؤثر بها يوريمية على ARHD. علاوة على ذلك ، يمكن إضافة نماذج حيوانية إضافية للمرض إلى النموذج الجراحي لاختبار تأثير الحالات المرضية المصاحبة شديدة الانتشار ، مثل مرض السكري أو ارتفاع ضغط الدم أو مرض الشريان التاجي.

على الرغم من أن إجراء AVF الحرقفي المقدم يجسد بشكل متكرر الجوانب الرئيسية للفيزيولوجيا المرضية للأطراف ذات الصلة بمرضى غسيل الكلى المصابين باضطراب فرط الحركة ونقص الانتباه ، إلا أن هناك بعض القيود والمضاعفات الجديرة بالمناقشة. أولا ، الفئران التي تخضع لهذا الإجراء ليس لديها "وصول الأوعية الدموية" الحقيقي ؛ وبالتالي ، فإن التجارب التي تنطوي على علاجات غسيل الكلى التجريبية غير ممكنة. ثانيا، تتأثر شدة الخلل الوظيفي في الأطراف بحجم الاتصال الشرياني الوريدي، لذا فإن التشكل المستمر للشريان الوريدي أمر بالغ الأهمية لتحقيق نتائج قابلة للتكاثر. على سبيل المثال ، يمكن أن يؤدي إنشاء AVF كبير إلى نقص تروية الأطراف الخلفية الشديد ، والذي يمكن أن يبلغ ذروته في نخر الأطراف. يتم تشجيع الجراحين المجهريين الجدد الذين يبدأون الإجراء على استخدام التحليلات النسيجية للتشوهات الغريزية الوريدية التي تم إنشاؤها لتحليل الحجم من أجل الاتساق. في الفئران التي تعرضت لنماذج AVF الأخرى ، تم الإبلاغ عن إعادة تشكيل القلب ، بما في ذلك تضخم وربما قصور القلب ، 40،41،42. لم يتم تقييم التغيرات القلبية في النموذج الحالي بدقة ، على الرغم من أننا لاحظنا نوعيا تضخم القلب مقارنة بالحيوانات الوهمية. علاوة على ذلك ، هناك حاجة إلى تحليلات مستقبلية طويلة الأجل لتقييم كيفية تكيف نظام القلب والأوعية الدموية في الفئران مع تكوين AVF الحرقفي ونضجه. أحد المخاوف الإضافية هو أن الفئران الأصغر سنا C57BL6 لديها القدرة على توليد استجابات تكوين الشرايين وتكوين الأوعية الدموية للمنبهات الإقفارية ، مما يؤدي إلى تكوين الأوعية الجانبية ، كما هو موضح في الانتعاش المتواضع في نضح أطراف دوبلر بالليزر في هذه الدراسة. وبالتالي ، من الممكن أن تتعافى الفئران تماما من أمراض أطراف AVF بمجرد تشكيل شبكات جانبية أكثر قوة. ومع ذلك ، هناك حاجة إلى دراسات مستقبلية لرسم خريطة للنمو الجانبي والتغيرات الوعائية البعيدة.

حتى الآن ، فإن الآليات الأساسية التي تضعف بها وظيفة اليد و / أو تتفاقم بسبب وضع AVF غير مفهومة بشكل كامل. بالنظر إلى أن جينوم الفأر يتميز بشكل جيد وهناك وصول سهل إلى مجموعة واسعة من النماذج المعدلة وراثيا للتلاعب الجيني في الفئران ، فإن هذا النموذج الجراحي الحرقفي AVF يوفر أداة مفيدة للاكتشاف الطبي الحيوي المحيط ب ARHD. بالمقارنة مع نماذج AVF الأخرى للقوارض ، والتي تستخدم جراحة الأوعية الدموية المركزية (على سبيل المثال ، نموذج ناسور الأبهر الأجوف) ، أو النماذج الحيوانية الكبيرة مع AVF الفخذي أو الحرقفي ، فإن نموذج AVF الحرقفي الحالي مع أو بدون يوريمية التي يسببها النظام الغذائي الأدينيني يوفر للباحثين منصة تجريبية قوية يمكن استخدامها لاستجواب الآليات البيولوجية الأساسية المرتبطة بغسيل الكلى ARHD وتوليد علاجات مستهدفة جديدة. علاوة على ذلك ، تعتبر النماذج قبل السريرية بشكل عام حاسمة للتطوير المبكر والتحقق من صحة العلاجات الصيدلانية ، والتي لا يتوفر منها حاليا لعلاج / منع اضطراب فرط الحركة ونقص الانتباه. والجدير بالذكر أن هذا النموذج قابل أيضا للتغيرات في كل من حجم AVF وشدة الفشل الكلوي ، مما يسمح للمحققين بتعديل شدة علم الأمراض بعناية. في الختام ، يمكن أن يكون نموذج AVF الفريد للفأر قبل السريري بمثابة منصة عملية لتسهيل التطوير العلاجي قبل السريري الذي يهدف إلى تقليل إعاقة اليد بعد وضع AVF.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

ليس لدى المؤلفين ما يكشفون عنه.

Acknowledgments

نشكر بصدق الدكتور Guanyi Lu من قسم جراحة الأوعية الدموية والعلاج داخل الأوعية الدموية في جامعة فلوريدا على الدعم الفني لتطوير نموذج AVF الحرقفي ، وكذلك التدريب الجراحي ، ورافي كومار من قسم علم وظائف الأعضاء التطبيقي وعلم الحركة في جامعة فلوريدا للدعم الفني للحصول على الصور المجهرية الحية.

تم دعم هذا العمل بمنح من المعاهد الوطنية للصحة والقلب والرئة والدم الوطنية ، أرقام المعهد R01-HL148697 (إلى S.T.S.) ، بالإضافة إلى رقم منحة جمعية القلب الأمريكية POST903198 (إلى KK).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
0.15% Adenine diet ENVIGO TD.130899 20% casein, 0.15% adenine, 0.9% P
0.2% Adenine diet ENVIGO TD.130900 20% casein, 0.2% adenine, 0.9% P
10-0 Nylon suture AD surgical XXS-N1005T4
29 G needle syringes Exel International 14-841-32
31 G needle syringes Advocate U-100 insulin syringe
4-0 silk suture AD surgical S-S41813
45-degree angled dumont forceps Fine Science Tools 11253-25
5-0 PGA suture AD surgical PSGU-518R13
6-0 silk suture AD surgical S-S618R13
Absorbable gelatin sponge ETHICON 1975
Alcohol preps Covidien 5110-cs4000 70% isopropyl alcohol
Buprenorphine NA NA 0.01 g/mL
C57BL6/J mice Jaxon Laboratory
Casein diet ENVIGO TD.130898 20% casein, 0.9% P
Cotton swabs CONSTIX SC-9 Medium single-ended round cotton swab
Cotton swabs CONSTIX SC-4 Small double-ended hard, sharp, pointed cotton swab
Curity non-woven sponges (2x2) Covidien 9022
Curved Vannas spring scissors Fine Science Tools 15001-08
Doppler ultrasound VisualSonics Vevo 2100
Extra fine graefe forceps Fine Science Tools 11150-10 2 pairs
Eye lubricant CLCMEDICA Optixcare eye lube
Heparin (5000 U/mL) National Drug Codes List 63739-953-25 100 IU/mL
Hot bead sterilizer Fine Science Tools 18000-50
Low-temperature cautery Bovie AA04
Pen trimmer Wahl 5640-600
Powder-free surgical gloves Ansell 7824PF
Round handled needle holders Fine Science Tools 12076-12
Sterile towel drape Dynarex DY440-MI
Sterilized 0.9% saline National Drug Codes List 46066-807-25
Straight dumont forceps Fine Science Tools 11253-20
Straight needle holder Fine Science Tools FST 12001-13
Straight vannas spring scissors Fine Science Tools 25001-08
TrizChLOR4 National Drug Codes List 17033-279-50

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Gameiro, J., Ibeas, J. Factors affecting arteriovenous fistula dysfunction: a narrative review. The Journal of Vascular Access. 21 (2), 134-147 (2020).
  2. Culleton, B. F., Asola, M. R. The impact of short daily and nocturnal hemodialysis on quality of life, cardiovascular risk and survival. Journal of Nephrology. 24 (4), 405 (2011).
  3. Huber, T. S., et al. Access-related hand ischemia and the hemodialysis fistula maturation study. Journal of Vascular Surgery. 64 (4), 1050-1058 (2016).
  4. Rehfuss, J. P., et al. The spectrum of hand dysfunction after hemodialysis fistula placement. Kidney International Reports. 2 (3), 332-341 (2017).
  5. Caplice, N. M., et al. Neoangiogenesis and the presence of progenitor cells in the venous limb of an arteriovenous fistula in the rat. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 293 (2), 470-475 (2007).
  6. Castier, Y., et al. Characterization of neointima lesions associated with arteriovenous fistulas in a mouse model. Kidney International. 70 (2), 315-320 (2006).
  7. Croatt, A. J., et al. Characterization of a model of an arteriovenous fistula in the rat: the effect of L-NAME. The American Journal of Pathology. 176 (5), 2530-2541 (2010).
  8. Guzman, R. J., Krystkowiak, A., Zarins, C. K. Early and sustained medial cell activation after aortocaval fistula creation in mice. Journal of Surgical Research. 108 (1), 112-121 (2002).
  9. Kojima, T., et al. The relationship between venous hypertension and expression of vascular endothelial growth factor: hemodynamic and immunohistochemical examinations in a rat venous hypertension model. Surgical Neurology. 68 (3), 277-284 (2007).
  10. Misra, S., et al. The rat femoral arteriovenous fistula model: increased expression of matrix metalloproteinase-2 and -9 at the venous stenosis. Journal of Vascular and Interventional Radiology. 19 (4), 587-594 (2008).
  11. Nath, K. A., Kanakiriya, S. K., Grande, J. P., Croatt, A. J., Katusic, Z. S. Increased venous proinflammatory gene expression and intimal hyperplasia in an aorto-caval fistula model in the rat. The American Journal of Pathology. 162 (6), 2079-2090 (2003).
  12. Nath, K. A., et al. The murine dialysis fistula model exhibits a senescence phenotype: pathobiological mechanisms and therapeutic potential. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 315 (5), 1493-1499 (2018).
  13. Yamamoto, K., et al. The mouse aortocaval fistula recapitulates human arteriovenous fistula maturation. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 305 (12), 1718-1725 (2013).
  14. Yang, S. T., et al. Adult mouse venous hypertension model: common carotid artery to external jugular vein anastomosis. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (95), e50472 (2015).
  15. Wong, C. Y., et al. A novel murine model of arteriovenous fistula failure: the surgical procedure in detail. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (108), e53294 (2016).
  16. Krishnamoorthy, M. K., et al. Anatomic configuration affects the flow rate and diameter of porcine arteriovenous fistulae. Kidney International. 81 (8), 745-750 (2012).
  17. Wang, Y., et al. Venous stenosis in a pig arteriovenous fistula model-anatomy, mechanisms and cellular phenotypes. Nephrology Dialysis Transplantation. 23 (2), 525-533 (2008).
  18. Loveland-Jones, C. E., et al. A new model of arteriovenous fistula to study hemodialysis access complications. The Journal of Vascular Access. 15 (5), 351-357 (2014).
  19. Nugent, H. M., et al. Perivascular endothelial implants inhibit intimal hyperplasia in a model of arteriovenous fistulae: a safety and efficacy study in the pig. Journal of Vascular Research. 39 (6), 524-533 (2002).
  20. Butterfield, A. B., et al. Inverse effect of chronically elevated blood flow on atherogenesis in miniature swine. Atherosclerosis. 26 (2), 215-224 (1977).
  21. Kwei, S., et al. Early adaptive responses of the vascular wall during venous arterialization in mice. The American Journal of Pathology. 164 (1), 81-89 (2004).
  22. Berru, F. N., et al. Chronic kidney disease exacerbates ischemic limb myopathy in mice via altered mitochondrial energetics. Scientific Reports. 9 (1), 15547 (2019).
  23. Khattri, R. B., Thome, T., Ryan, T. E. Tissue-specific 1H-NMR metabolomic profiling in mice with adenine-induced chronic kidney disease. Metabolites. 11 (1), 45 (2021).
  24. Thome, T., et al. Impaired muscle mitochondrial energetics is associated with uremic metabolite accumulation in chronic kidney disease. Journal of Clinical Investigation Insight. 6 (1), 139826 (2021).
  25. Kim, K., et al. Development of a murine iliac arteriovenous fistula model for examination of hemodialysis access-related limb pathophysiology. Journal of Vascular Surgery-Vascular Science. 2, 247-259 (2021).
  26. Castro, B., Kuang, S. Evaluation of muscle performance in mice by treadmill exhaustion test and whole-limb grip strength assay. Bio-protocol. 7 (8), 2237 (2017).
  27. Kim, K., et al. Skeletal myopathy in CKD: a comparison of adenine-induced nephropathy and 5/6 nephrectomy models in mice. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 321 (1), 106-119 (2021).
  28. Yang, B., Shergill, U., Fu, A. A., Knudsen, B., Misra, S. The mouse arteriovenous fistula model. Journal of Vascular and Interventional Radiology. 20 (7), 946-950 (2009).
  29. Brenes, R. A., et al. Toward a mouse model of hind limb ischemia to test therapeutic angiogenesis. Journal of Vascular Surgery. 56 (6), 1669-1679 (2012).
  30. Bello, A. K., et al. Assessment of global kidney health care status. Journal of the American Medical Association. 317 (18), 1864-1881 (2017).
  31. Levin, A., et al. Global kidney health 2017 and beyond: a roadmap for closing gaps in care, research, and policy. The Lancet. 390 (10105), 1888-1917 (2017).
  32. Hassabi, M., et al. Comparing strength and range of motion of the upper limb with AV fistula access with the contralateral upper limb among patients treated with hemodialysis. Researcher Bulletin of Medical Sciences. 22 (1), 1 (2017).
  33. Capitanini, A., Galligani, C., Lange, S., Cupisti, A. Upper limb disability in hemodialysis patients: evaluation of contributing factors aside from amyloidosis. Therapeutic Apheresis and Dialysis. 16 (3), 242-247 (2012).
  34. Altintepe, L., et al. Physical disability, psychological status, and health-related quality of life in older hemodialysis patients and age-matched controls. Hemodialysis International. 10 (3), 260-266 (2006).
  35. Castaneda, C., et al. Resistance training to reduce the malnutrition-inflammation complex syndrome of chronic kidney disease. American Journal of Kidney Diseases. 43 (4), 607-616 (2004).
  36. Hurton, S., et al. Upper extremity complications in patients with chronic renal failure receiving haemodialysis. Journal of Renal Care. 36 (4), 203-211 (2010).
  37. Mazumder, M. K., Giri, A., Kumar, S., Borah, A. A highly reproducible mice model of chronic kidney disease: Evidences of behavioural abnormalities and blood-brain barrier disruption. Life Sciences. 161, 27-36 (2016).
  38. Jia, T., et al. A novel model of adenine-induced tubulointerstitial nephropathy in mice. BioMed Central Nephrology. 14, 116 (2013).
  39. Kieswich, J. E., et al. A novel model of reno-cardiac syndrome in the C57BL/ 6 mouse strain. BioMed Central Nephrology. 19 (1), 346 (2018).
  40. Abassi, Z., Goltsman, I., Karram, T., Winaver, J., Hoffman, A. Aortocaval fistula in rat: a unique model of volume-overload congestive heart failure and cardiac hypertrophy. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 729497 (2011).
  41. Brower, G. L., Levick, S. P., Janicki, J. S. Inhibition of matrix metalloproteinase activity by ACE inhibitors prevents left ventricular remodeling in a rat model of heart failure. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 292 (6), 3057-3064 (2007).
  42. Francis, B. N., Abassi, Z., Heyman, S., Winaver, J., Hoffman, A. Differential regulation of ET (A) and ET (B) in the renal tissue of rats with compensated and decompensated heart failure. Journal of Cardiovascular Pharmacology. 44, 362-365 (2004).

Tags

الطب ، العدد 183 ، الناسور الشرياني الوريدي ، ضعف اليد ، غسيل الكلى ، جراحة الأوعية الدموية
نموذج الفئران لخلل اليد المرتبط بغسيل الكلى
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Kim, K., Anderson, E. M., Fazzone,… More

Kim, K., Anderson, E. M., Fazzone, B. J., O’Malley, K. A., Berceli, S. A., Ryan, T. E., Scali, S. T. A Murine Model of Hemodialysis Access-Related Hand Dysfunction. J. Vis. Exp. (183), e63892, doi:10.3791/63892 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter