Summary
마우스 심장 이식 모델은 이식 면역학을 연구하기 위한 귀중한 연구 도구입니다. 본 프로토콜은 층류 혈류를 허용하기 위해 수혜자의 총 경동맥 및 기증자의 폐동맥 트렁크에 커프를 배치하는 것을 포함하는 마우스 이종 자궁 경부 심장 이식을 자세히 설명합니다.
Abstract
심장 이식의 뮤린 모델은 허혈-재관류 손상, 이식 후 선천성 및 적응성 면역 반응, 이식 거부에 대한 면역 조절 요법의 영향을 연구하는 데 자주 사용됩니다. 마우스의 이종 자궁 경부 심장 이식은 봉합 된 문합을 사용하여 1991 년에 처음 기술되었으며 이후 커프 기술을 포함하도록 수정되었습니다. 이 수정을 통해 성공률이 향상되었으며 그 이후로 추가 기술 개선을 제안한 여러 보고서가 있었습니다. 그러나, 이식편 문합과 관련된 기술적 어려움으로 인해 보다 광범위한 활용으로의 번역은 여전히 제한적이며, 이는 이식편에 손상을 초래할 수 있는 혈관 문합 비틀림 또는 과도한 장력을 피하기 위해 커프의 적절한 길이와 구경을 달성하기 위해 정밀도가 필요합니다. 본 프로토콜은 혈류의 방향과 정렬하여 수용자의 총 경동맥 및 공여자의 폐동맥 상에 커프를 배치하는 것을 포함하는 마우스에서 이종성 자궁 경부 심장 이식을 수행하기 위한 변형된 기술을 기술한다.
Introduction
Abbott et al.1964 년에 쥐에서 이종 복부 심장 이식에 대한 최초의 설명을 발표했습니다. 이러한 수술 기술은 1969 년 Ono et al.에 의해 개선되고 단순화되었습니다2. Corry et al. 1973 년에 마우스에서 이종 복부 심장 이식 방법을 처음 기술했다. 이전에보고 된 쥐 모델과 유사하게, 이것은 기증자의 폐동맥의 종단 간 문합에 의한 혈관 재생과 수혜자의 하대 정맥 및 복부 대동맥으로 각각 상행 대동맥에 의한 혈관 재생과 함께 숙주의 복부에 생착하는 것을 포함했다3. 쥐에서의 이종 자궁 경부 심장 이식은 1971 년 Heron에 의해 16 G (1.6 mm 외경) 정맥 내 카테터4로 제조 된 테프론 커프를 사용하여 기술되었다. Chen5 와 Matsuura et al.6 은 나중에 1991 년 마우스에서 이종 자궁 경부 심장 이식을보고했으며, 그 기술은 주로 재 문합 방법에서 달랐습니다. Chen의 접근법은 기증자의 상행 대동맥을 수혜자의 경동맥으로, 기증자의 폐동맥을 수혜자의 외부 경정맥으로 봉합하는 것을 포함했습니다5. 이러한 미세 수술 봉합 문합에 필요한 고급 기술로 인해 높은 성공률을 달성하기 위해서는 상당한 시간과 경험이 필요했습니다. Matsuura et al.은 Heron이 사용한 것과 유사한 비 봉합사 커프 기술을 사용하는 방법을 설명했는데, 이는 커프의 추가 광속 배치를 사용하여 종단 간 문합을 포함했습니다. 그는 22G(외경 0.8mm)과 24G(외경 0.67mm) 정맥 카테터로 테프론 커프스를 만들어 수혜자의 외부 경정맥과 총경동맥 위에 각각 배치했습니다6. 그런 다음이 커프를 기증자의 폐동맥과 대동맥 내부에 배치하고 연결 주위에 봉합사 합자를 묶어 고정했습니다. 이 접근 방식은 성공률 향상으로 이어졌습니다. 가장 중요한 것은 두 자궁 경부 문합을 완료하는 데 필요한 시간이 단축되어 이식편의 온열 허혈 시간이 복부 봉합 방법을 사용하는 시간의 1/3 미만으로 단축되었다는 것입니다. 또한, 커프가 혈관의 외부 표면 주위에 배치되기 때문에 혈관 내강에 이물질이 노출되지 않아 수술 후 혈전증의 가능성을 크게 줄입니다7. 한편, 커프 기술의 활용은 봉합을 요구하지 않고 문합 부위의 혈관 주변을지지하여 혈관 재생 후 출혈의 위험을 줄입니다6.
이 기술의 수많은 개정이 제안되었습니다. 짧은 길이의 마우스 총 경동맥 (약 5mm)을 수용하기 위해 Tomita et al.8은 봉합사를 생략하고 대신 미세한 집게로 커프를 통해 동맥을 직접 당기면서 더 작은 동맥 커프 (외경 0.6mm)로이 기술을 수정했습니다. Wang et al. 기증자의 오른쪽 폐동맥과 수혜자의 오른쪽 총 경동맥에 각각 22G 및 24G 커프를 배치하여이 접근법을 더욱 단순화했습니다9. 다양한 보고서에서는 특수 커프, 미세 수술 클램프, 혈관 확장기 및 심근 마비10,11,12의 사용을 포함하여 이러한 접근 방식에 대한 수정 사항을 설명했습니다. 특히, 이러한 모든 방법은 혈액이 수혜자 총 경동맥에서 기증자 대동맥, 관상 동맥, 관상 동맥으로 흐른 다음 우심방으로 비워지고 폐동맥에서 수혜자 외부 경정맥으로 빠져 나가는 심장을 통한 혈액의 역행 순환을 포함합니다.
복부의 생착과 비교하여 자궁 경부 심장 이식은 여러 가지 이점을 제공합니다. 앞서 언급했듯이 자궁 경부 노출은 더 빠른 혈관 재생과 더 짧은 따뜻한 허혈 시간을 허용합니다6. 자궁 경부 방법은 또한 덜 침습적이며 개복술을 피하기 때문에 수술 후 회복 시간이 짧아집니다6. 중요한 것은 종단 간 문합 대신 커프가있는 종단 간 문합을 수행 할 수있어 문합 출혈과 같은 합병증의 위험을 줄입니다. 복부 접근법은 또한 복부 대동맥 또는 하대 정맥에서 혈전 합병증이 발생할 위험이 증가하여 척수 허혈 및 뒷다리 마비를 유발합니다. 이식의 표면 자궁 경부 위치는 촉진, 심전도 및 침습적 또는 비 침습적 영상에 의한 이식 생존력 평가에 쉽게 접근 할 수있게합니다. 자궁 경부 이식편은 재관류 후 자발적인 심장 활동을 재개하지만 수혜자의 수축기 및 이완기 매개 변수에는 큰 영향을 미치지 않습니다. 이 모델은 허혈 재관류 손상 및 이식 거부와 같은 이식 후 세포 반응을 연구하는 데 귀중한 통찰력을 제공합니다. 또한 이 모델은 생체 내 이광자 현미경 또는 양전자 방출 단층 촬영(PET) 이미징과 같은 이식 후 이미징을 허용하는 이상적인 접근 방식을 제공합니다. 이를 위해 우리 연구실은 이전에 허혈 재관류 손상 중 및 죽상 경화성 플라크 내에서 백혈구 밀매를 시각화하기 위해 이종 자궁 경부 이식 후 쥐 심장 박동 및 대동맥 궁 이식편을 포함하여 마우스의 움직이는 조직과 장기를 이미지화하는 방법을보고했습니다 13,14,15 . 또한, 그의 표면 위치 및 노출의 용이성 때문에, 이 모델은 심장 재이식에 적합하다16.
이 보고서는 혈류가 시작되는 혈관에 혈관 커프의 외부 배치와 함께 층류 혈류를 허용하는 기술을 설명합니다. 이것은 한 혈관에서 다음 혈관으로의 혈류의 원활한 전환을 허용하여 원위 혈관 가장자리가 혈관 내강으로 노출되는 것을 방지합니다. 또한이 기술은 기증자 폐동맥이 수혜자에게 혈류를 충분히 되돌릴 수 있도록 이전에 사용 된 20G 커프 대신 더 큰 22G 커프를 사용합니다.
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Protocol
모든 동물 취급 절차는 NIH 실험실 동물 관리 및 사용 지침에 따라 수행되었으며 워싱턴 대학교 의과 대학의 동물 연구위원회의 승인을 받았습니다. C57BL/6(B6) 및 BALB/c 마우스(체중 20-25g)의 심장을 성별이 일치하는 B6 수혜자(6-8주령)에 이식했습니다. 마우스는 상업적 출처로부터 수득하였다( 재료 표 참조). 허혈 재관류 손상과 관련된 세포 반응을 평가하기 위해 동종 이식을 수행하고, 이식 내성 및 거부와 관련된 면역 메커니즘을 조사하기 위해 동종 이식을 수행했습니다. B6 리소자임 M-녹색 형광 단백질(LysM-GFP) 리포터 마우스17은 원래 캘리포니아 라호야에 있는 라호야 알레르기 및 면역학 연구소의 클라우스 레이(Klaus Ley)에서 얻은 후 당사 시설에서 사육되었으며, 심장 이식편으로의 호중구 침윤을 시각화하기 위한 선택된 실험의 수혜자로 사용되었습니다. 생존 수술은 무균 절차를 사용하여 수행되었습니다.
1. 기증자 절차
- 케타민 (80-100 mg / kg)과 자일 라진 (8-10 mg / kg) ( 재료 표 참조)을 기증자 마우스에 복강 내 주사하여 마우스를 마취시킵니다. 발가락과 꼬리 꼬집음으로 마취 수술 평면을 확인하십시오.
- 전기 면도기를 사용하여 가슴과 복부에서 머리카락을 면도하여 수술 부위를 준비하십시오.
- 100 단위의 헤파린 ( 재료 표 참조)을 음경 정맥 (남성) 또는 외부 경정맥 (남성 또는 여성)에 정맥 주사하십시오.
- 앞다리가 머리 위로 향하는 앙와위 자세로 마우스를 놓습니다. 수술 용 테이프로 앞다리와 뒷다리를 고정하고 0.75 % 요오드와 70 % 에탄올을 번갈아 가며 피부를 소독하십시오.
- 배꼽에서 흉골 각도 (3-4cm)까지 절개, 중앙 개복술을 수행 한 다음 각 늑골 가장자리 (양측 2cm)를 따라 양측 개흉술을 시행합니다. 종격동의 완전한 노출을 위해 목 위로 전방 흉벽을 접습니다.
- 흉선을 절제하고 흉부 내 하대 정맥을 노출시킵니다.
- 복부 대동맥의 너비를 가로 질러 횡단하여 방혈합니다.
- 역행 관류의 경우, 앞서 설명한 대로 바늘이 이식편을 향해 우월하게 향하도록 하여1.5mL의 4°C 식염수를 흉부 하대정맥에 주입합니다.
- 8-0을 사용하여 상대 정맥을 결찰하십시오. 실크 봉합사와 원위부로 나뉩니다.
- 하대 정맥을 통해 1.5mL의 4 ° C 식염수를 추가로 주입하여 역행 관류를 반복합니다.
- 8-0을 사용하여 하대 정맥을 라이게이션 실크 봉합사와 원위부로 나뉩니다.
- 이식 적출을 위해 대동맥궁과 폐동맥 줄기를 해부하고 둘 다 원위로 횡단합니다. 6-0 실크 봉합사를 사용하여 심장의 뒤쪽 표면에있는 폐정맥을 결찰하고 원위로 나눕니다.
- 흉강에서 기증자 심장을 제거하여 이식 준비를 수행하십시오. 절제된 심장을 4°C 헤파린화된 식염수로 채워진 플라스틱 용기에 1-2분 동안 넣습니다. 커프 배치를 위해 얼음으로 채워진 멸균 플라스틱 플라스크에 이식편을 옮깁니다(그림 1A).
알림: 심장 이식편은 기증자 폐동맥 커프를 배치하기 위해 약 5분 동안 플라스크에 남아 있어야 합니다. - 기증자 커프를 위해 폐동맥 위에 1mm 길이의 20G 혈관 카테터 (재료 표 참조) 커프를 놓습니다. 가는 집게를 사용하여 동맥 가장자리를 커프 위로 부드럽게 접습니다. 앞서 설명한 대로 10-0 나일론 타이를 사용하여 접힌 용기를 커프에 고정합니다(그림 18B, C).
- 기증자 심장을 헤파린 화 된 식염수 또는 4 ° C의 다른 보존 용액에 보관하십시오.
참고 : 일부는 장기간 허혈성 보존을 위해 특정 보존 솔루션 (예 : 위스콘신 대학 솔루션)을 선호 할 수 있지만 비용이 많이 들 수 있습니다19. 식염수는 단기간의 허혈 (<1 h) 20에 적합한 대안 일 수 있습니다. 궁극적으로, 보존 용액의 선택은 실험 설계(21)에 의존한다.
2. 수령 절차
- 케타민 (80-100 mg / kg)과 자일 라진 (8-10 mg / kg)을 마취를 위해 수용자 마우스에 복강 주사합니다. 진통제를 위해 서방성 부 프레 노르 핀 (0.5-1.0 mg / kg)을 피하 주사하십시오. 발가락과 꼬리 꼬집음으로 마취 수술 평면을 확인하십시오.
- 전기 면도기를 사용하여 자궁 경부에서 머리카락을 면도하여 수술 부위를 준비하십시오. 각막 건조를 방지하기 위해 멸균되고 약용되지 않은 안과 연고를 눈에 바르십시오.
- 앞다리가 몸에 인접하고 머리가 약간 왼쪽으로 향하는 앙와위 자세로 동물을 놓습니다. 수술 용 테이프로 앞다리와 뒷다리를 고정하십시오. 0.75 % 요오드와 70 % 에탄올을 번갈아 가며 피부를 소독하십시오.
- 하악골에서 흉골까지 정중선 자궁 경부 절개를하십시오.
- 오른쪽 흉쇄 유돌근을 횡단시킵니다. 턱밑샘의 우엽을 절제하여 이식 이식을위한 공간을 만듭니다.
- 6-0 실크 봉합사를 사용하여 근위 외부 경정맥 위에 슬립 매듭을 묶습니다. 원위 외부 경정맥과 인접한 가지를 8-0을 사용하여 결찰 실크 봉합사. 외부 경정맥의 전벽을 가로 질러 가로 절개를하십시오.
- 근위 외부 경정맥의 가장자리와 밑에있는 조직을 통해 10-0 나일론 봉합사를 배치하여 커프 삽입 중에 정맥을 고정합니다 (그림 1D).
- 8-0을 사용하여 원위 오른쪽 총 경동맥을 결찰하십시오. 경동맥 분기점보다 열등한 실크 봉합사. 6-0 실크 봉합사를 사용하여 근위 총 경동맥 위에 슬립 매듭을 묶습니다. 봉합사 사이의 말단으로 동맥을 횡단시킵니다.
- 기증자 커프와 유사하게 0.6mm 길이의 24G 혈관 카테터 커프를 수혜자의 오른쪽 총 경동맥 위에 놓습니다. 가는 집게를 사용하여 동맥 가장자리를 커프 위로 부드럽게 접습니다. 10-0 나일론 넥타이를 사용하여 접힌 용기를 커프에 고정합니다.
- 기증자 심장을 오른쪽 자궁 경부보다 우위에 놓습니다.
- 이식하는 동안 몇 분마다 심장 이식편에 차가운 식염수를 떨어 뜨립니다.
- 10-0 나일론 봉합사를 기증자 대동맥의 가장자리와 밑에있는 조직의 표면 물기를 통해 이식편을 제자리에 고정합니다 (그림 1E).
- 기증자 대동맥을 0.5 mL의 0.9 % 헤파린 화 식염수로 씻어냅니다.
- 수혜자의 총 경동맥 커프를 기증자 대동맥에 삽입하십시오. 8-0으로 문합 확보 실크 넥타이 (그림 1F). 대동맥 앵커 봉합사를 제거하십시오.
- 0.9% 헤파린화된 식염수 0.5mL로 수혜자의 외부 경정맥을 플러싱하여 외부 경정맥을 탈기합니다.
- 기증자 폐동맥 커프를 수혜자의 외부 경정맥에 삽입하여 폐동맥 문합을 수행하고 8-0으로 고정합니다. 실크 넥타이 (그림 1G). 외부 경정맥 앵커 봉합사를 제거하고 외부 경정맥의 나머지 후벽을 횡단하여 기본 조직에서 이식편을 제거합니다. 접목이 문합의 꼬임이나 비틀림 없이 적절하게 방향이 지정되었는지 확인하십시오.
- 수혜자의 외부 경정맥에 있는 슬립매듭을 풀고 총경동맥을 풀어 심장 이식편 재관류를 시작합니다(그림 1H).
- 중단 된 6-0 나일론 봉합사를 사용하여 자궁 경부 피부 절개를 닫습니다.
3. 수술 후 관리
- 수술 직후 수혜자를 따뜻한 회복실에 넣고 마취에서 완전히 회복될 때까지(약 1시간) 면밀히 모니터링합니다.
- 수술 후 최소 6 시간 동안 동물을 면밀히 관찰하십시오 (8-72 시간마다) 무기력, 떨림, 급속 호흡 또는 식욕 부진과 같은 비정상적인 행동의 징후가 있는지 확인하십시오.
- 통증 조절을 위해 진통제를 위해 8-12 시간마다 카프로 펜 (5 mg / kg)을 피하 주사하고 수술 종료 후 24-48 시간 동안 8-12 시간마다 피하 부 프레 노르 핀 (0.05 mg / kg)을 주사하십시오.
4. 심장 이식편에서 백혈구 밀매의 생체 내 이광자 영상
- 케타민(80-100mg/kg)과 자일라진(8-10mg/kg)을 B6 LysM-GFP 수용자 마우스17 2시간 후에 복강내 주사하여 마취를 위한 이식편 재관류 후 2시간 후에 주사합니다.
- 앞서 설명한 바와 같이 20G 혈관 카테터를 사용하여 구강 기관 삽관을 수행하십시오18.
- 마우스 기계식 인공 호흡기에서 혈관 카테터를 튜브에 연결하고 분당 120회 호흡의 속도와 0.5mL18의 일회 호흡량으로 실내 공기로 환기시킵니다.
- 앞서 설명한 대로 12μL의 655nm 비표적 양자점(재료 표 참조)을 50μL의 PBS에 현탁하여 정맥내로 주입합니다.
- 목 절개 부위를 다시 열어 심장 이식편을 노출시킵니다. 마우스를 안정화 챔버에 놓습니다.
- 조직 접착제의 얇은 링( 재료 표 참조)을 사용하여 좌심실의 자유 벽 부분을 고정하고 상부 챔버 플레이트에 부착된 유리 커버슬립에 적용합니다.
- 챔버를 이광자 현미경 대물렌즈 아래에 두어 앞서 설명한 대로 이미지와 비디오를 획득합니다(도 13).
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Representative Results
이 마우스 자궁 경부 이종 심장 이식 모델은 우리 실험실에서 1,000 건 이상의 이식을 수행하는 데 활용되었으며 생존율은 약 97 %입니다. 성공률은 마우스 10,11,20에서 다른 자궁 경부 이종 심장 이식 기술을 사용한 이전 보고서보다 약간 높습니다. 이것은 잠재적으로 수혜자에게 혈류가 충분히 회복되도록 기증자 폐동맥에 배치된 더 큰 20G 커프 때문일 수 있습니다(그림 1B,C). 또한, 본 기술에서 커프 배치와 혈류의 정렬은 혈전증 및 문합 난류의 위험을 최소화합니다 (그림 1,2). 자기 공명 영상 (MRI) 또는 초음파가 이식편 관류22,23의 난류를 평가할 수 있지만 아직 실험에서 이러한 기술을 활용하지 않았습니다. 이 기술을 사용한 수술 중 사망은 숙련 된 미세 외과 의사에게는 드뭅니다. 수술 후 사망률은 대부분 출혈 합병증으로 인한 것입니다. 평균 수혜자 수술 시간은 36.5 ± 3.5 분이었고 평균 냉기 허혈 시간은 20 분이었다. 생존 연구를 위해 심장 이식편은 심장 박동의 직접 시각화 및 디지털 촉진에 의해 매일 평가되었습니다. 마우스는 전형적으로 수술 후 약 7-14일에 이식편 평가를 위해 희생된다. 생체 내 이광자 영상은 일반적으로 백혈구 트래피킹을 평가하기 위해 이식 후 조기에 수행되는 말기 절차입니다(그림 3).
대부분의 동종 이식은 이식 후 최대 6 개월까지 희생 될 때까지 강한 심장 박동을 유지했습니다. 전체 검사에서 대부분의 동종 이식편은 정상으로 보였고 조직 학적 검사에서 거부의 증거가 발견되지 않았습니다. 모든 비면역억제 동종 이식(BALB/c에서 B6으로)은 생착 후 1-2주 이내에 심장 박동이 감소했습니다. 그러한 마우스에서 적출 된 동종 이식편을 심하게 확장시키고, 조직 학적 검사는 림프구 및 심근 괴사 부위의 확산 침윤을 보였다.
그림 1 : 이식을위한 심장 이식편의 준비. (A) 심장은 기증자 마우스로부터 절제된다. (ᄃ,씨) 폐동맥 트렁크를 노출시키고 20G 커프를 통해 당겨서 뒤로 접고 10-0 나일론 봉합사로 고정합니다. (D) 10-0 나일론 봉합사를 수혜자의 외부 경정맥 가장자리를 통해 삽입하고 하부 조직에 고정합니다. (E) 10-0 나일론 봉합사를 기증자 대동맥의 가장자리를 통해 배치하고 수용자 경동맥에 인접한 기저 조직에 고정합니다. (F) 수혜자의 총 경동맥 커프를 기증자 대동맥에 삽입하고 8-0으로 고정합니다. 실크 봉합사. (G) 기증자 폐동맥 커프를 수혜자의 외부 경정맥에 삽입하고 8-0으로 고정합니다. 실크 봉합사. (H) 수혜자의 외부 경정맥에있는 근위 슬립 매듭이 풀린 후 총 경동맥 슬립 매듭이 해제됩니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 2: 심장 이식편의 수술 중 모습. 1mm 20G 커프를 기증자의 폐동맥 위로 당기고 10-0 나일론 넥타이로 고정합니다. 0.6mm 24G 커프를 수혜자의 오른쪽 총 경동맥 위로 당기고 10-0 나일론 넥타이로 고정합니다. 앵커 봉합사 (10-0 나일론)는 기증자 대동맥의 벽과 수혜자의 오른쪽 외부 경정맥에 배치되고 커프 삽입 중 움직임을 방지하기 위해 기본 조직에 고정됩니다. (AO = 대동맥, PA = 폐동맥, CCA = 총 경동맥, EJV = 외부 경정맥). 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 3: 심장 이식편에서 백혈구 역학의 생체 내 이광자 영상. B6 마우스에서 B6 LysM-GFP 수혜자에게 이식된 박동하는 심장의 생체 내 2광자 영상은 수술 후 2-3시간 사이에 수혜자 호중구가 심장 이식 조직으로 밀매되는 것을 보여줍니다. (녹색 = 호중구, 빨간색 = 양자점으로 표시된 혈관). 스케일 바 = 20 μm. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
| 복잡 | 가능한 원인 | 솔루션 |
| 수혜자 사망 | 저체온증 | 가열 패드 |
| 탈수 | 0.9 % 식염수 i.p. 수술 후 | |
| 이식 관류 불량 | 경동맥 비틀림 | 재 문합, 또는 |
| 혈전 또는 공기 색전증 | 동맥 문합을 열고 헤파린 화 된 식염수로 플러시 | |
| 정맥 폐쇄 | 혈전 또는 공기 색전증 | 재 문합, 또는 |
| 정맥 문합을 열고 헤파린 화 된 식염수로 플러시 | ||
| 수술 후 출혈 | 출혈하는 경정맥 가지 | 경정맥 가지 결찰 |
| 면봉 압축 | ||
| 느슨한 소맷단 | 커프스 조임 | |
| 약한 심장 박동 | 차가운 심장 이식편 | 심장 표면에 따뜻한 식염수를 떨어 뜨립니다. |
| 이식 비틀림 | 부적절한 이식 위치 | 피부를 닫기 전에 이식편의 방향이 올바른지 확인하십시오. |
| 불규칙한 활동 (예 : 서클에서 달리기) | 뇌 허혈 | 경동맥 분기보다 열등한 총 경동맥 결선 |
표 1: 합병증에 대한 문제 해결. 일반적으로 솔루션과 관련된 합병증이 발생합니다.
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Discussion
이 기술을 활용하여 마우스 이종 자궁 경부 심장 이식은 숙련 된 미세 외과 의사가 40 분 이내에, 초급 미세 외과 의사가 약 60 분 안에 수행 할 수 있습니다. 자궁 경부 심장 이식은 수많은 동물 모델에서 연구되었지만, 마우스 모델은 여러 잘 정의 된 유전 균주, 유전 적 변형 능력 및 단일 클론 항체24를 포함한 수많은 시약의 가용성으로 인해 황금 표준으로 남아 있습니다. 여기에 설명된 기술은 이광자 현미경(그림 3) 또는 연속 비침습적 PET 영상13,14,15,25를 포함한 심전도 또는 생체 내 영상과 같은 이식 후 모니터링을 위한 고유한 기회를 제공합니다. 이 방법은 생체 내 영상을 위해 안정화하기 쉬운 심장 이식편을위한 표면 위치를 제공하여 이식편 및 주변 복부 장기의 더 깊은 위치로 인해 복부 이식 방법에 내재 된 복잡성을 피합니다. 또한,이 기술은 재 이식의 맥락에서 특히 유용합니다. 재이식 모델은 동종면역 반응을 매개하는 이식된 심장 이식편에서 상주 세포를 식별하기 위한 강력한 도구를 나타냅니다. 이전에 단기 결과를 평가하기 위해 마우스 심장 재 이식 모델에서이 기술을 활용했지만,이 접근법은 장기 결과를 탐색하기 위해 향후 실험에서 확장 될 수 있습니다16. 이를 위해 지금까지의 본 조사는 단기간의 냉기 허혈 (약 20 분)을 활용했습니다. 향후 연구에서는 임상 이식을보다 밀접하게 모방하기 위해 장단기 결과에 대한 장기간의 냉온 허혈의 영향을 조사 할 수 있습니다.
이 기술의 몇 가지 중요한 단계를 고려해야합니다. 이전의 방법은 더 작은 외부 경정맥의 커프를 기증자 폐동맥의 큰 내강으로 삽입하는 것을 포함합니다 6,8. 혈류와 적절한 방향을 설정하기 위해 기증자 폐동맥에 더 큰 커프를 배치하면 커프를 더 작은 외부 경정맥에 삽입하는 것이 약간 더 어려워집니다. 정맥의 가장자리를 밑에있는 조직에 고정하고 정맥의 전벽을 부분적으로 만 절개하면 커프 삽입이 용이합니다. 또한, 수혜자의 총 경동맥에 커프 배치는 혈관의 작은 구경으로 인해 상당히 어려울 수 있습니다. 이와 같이, 종래의 기술들은 이러한 문합(12)을 위해 더 작은 커프(예를 들어, 26G)의 활용을 보고하였다. 그러나 현재의 접근 방식은 적절한 이식편 관류를 보장하기 위해 더 큰 24G 커프를 사용하며, 이는 일부 생존 이점을 제공할 수 있다고 생각합니다. 더 큰 수용자 마우스를 선택하면 초보 미세 외과 의사에게 도움이 될 수 있습니다. 앵커 봉합사는 재관류 후 제거되고 이식편은 다른 사람들이 설명한 것처럼 적절한 방향으로 고정되지 않습니다3. 따라서 뒤틀림이나 비틀림을 방지하기 위해 자궁 경부 피부 폐쇄 전에 이식편이 적절하게 배치되고 방향이 지정되었는지 확인하는 것이 중요합니다 (표 1). 오른쪽 턱밑샘의 절제는 심장 이식편을위한 적절한 공간을 제공하기 위해 수행되어 피부 폐쇄 후 이식편 압박을 방지합니다.
여기에 설명된 모델은 몇 가지 이점을 제공합니다. 기증자 폐동맥 트렁크와 수혜자의 총 경동맥에 커프를 배치함으로써 커프 방향이 혈류 방향과 일치합니다. 이것은 난류와 혈전 형성의 가능성을 감소시킵니다. 둘째, 더 큰 20G의 폐동맥 커프를 사용하여 수혜자에게 혈류를 충분히 되돌릴 수 있습니다. 셋째, 이식편의 적절한 관류를 보장하기 위해 더 큰 24G 커프를 총 경동맥에 배치합니다. 마지막으로 10-0 나일론 앵커 봉합사를 사용하여 이식편을 기본 조직에 고정하고 커프 삽입을 용이하게 합니다. 이러한 수정은 절차의 기술적 문제를 극복하고 문합 난류를 예방하며 혈전 형성과 같은 수술 후 합병증을 줄이는 데 도움이 됩니다.
모든 마우스 심장 이식 모델의 중요한 한계는 생리적 혈류가 심장의 챔버를 통해 회복되지 않는다는 것입니다. 대신, 이러한 모델은 관상 혈관을 통한 순환에 의존합니다. 이식편의 세포 손상 및 면역 반응에 대한 이러한 역행 흐름 패턴의 결과는 명확하게 설명되지 않았습니다. 그러나 이러한 비생리학적 순환으로 인한 기계적 전단력이 면역 반응에 영향을 미칠 수 있습니다. 생리적 혈류를 회복시키는 마우스의 심장 이식 수술 모델은 아직 개발되지 않았으며 상당한 기술적 진보가 필요합니다. 소수의 마우스 (<3 %)가 절차 후 일시적인 불규칙한 행동 (예 : 원 모양으로 달리기)을 경험하는 것으로 관찰됩니다. 이 동작은 해결되기 전에 약 1-2시간 동안 지속됩니다. 이러한 행동이 동일한 마취 요법을 사용하는 다른 절차 후에 관찰되지 않는다는 점을 감안할 때, 자궁 경부 심장 이식 후 혈류 변화로 인한 일시적인 뇌 허혈과 관련이있을 수 있습니다. 만성 결손이 관찰되지 않은 모든 마우스에서 완전한 회복이 발생했습니다.
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Disclosures
저자는 공개 할 것이 없습니다.
Acknowledgments
DK는 국립 보건원 보조금 1P01AI116501, R01HL094601, R01HL151078, 재향 군인 관리 공로 검토 보조금 1I01BX002730 및 Barnes-Jewish Hospital 재단의 지원을 받습니다.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 6-0 braided silk ties | Henry Schein Inc | 7718729 | |
| 0.75% Providone iosine scrub | Priority Care Inc | NDC 57319-327-0 | |
| 10-0 nylon suture | Surgical Specialties Corporation | AK-0106 | |
| 655-nm nontargeted Q-dots | Invitrogen | Q21021MP | |
| 70% Ethanol | Pharmco Products Inc | 111000140 | |
| 8-0 braided silk ties | Henry Schein Inc | 1005597 | |
| Adson forceps | Fine Science Tools Inc | 91127-12 | |
| BALB/c and C57BL/6 mice (6-8 weeks) | Jackson Laboratories | ||
| Bipolar coagulator | Valleylab Inc | SurgII-20, E6008/E6008B | |
| Carprofen (Rimadyl) injection | Transpharm | 35844 | |
| Carprofen (Rimadyl) oral chewable tablet | Transpharm | 38995/37919 | |
| Custom-built 2P microscope running ImageWarp acquisition software | A&B Software | ||
| Dumont no. 5 forceps | Fine Science Tools Inc | 11251-20 | |
| Fine vannas style spring scissors | Fine Science Tools Inc | 15000-03 | |
| GraphPad Prism 5.0 | Sun Microsystems Inc. | ||
| Halsey needle holder | Fine Science Tools Inc | 91201-13 | |
| Halsted-Mosquito clamp curved tip | Fine Science Tools Inc | 91309-12 | |
| Harvard Apparatus mouse ventilator model 687 | Harvard Apparatus | MA1 55-0001 | |
| Heparin solution (100 U/mL) | Abraxis Pharmaceutical Products | 504031 | |
| Imaris | Bitplane | ||
| Ketamine (50 mg/kg) | Wyeth | 206205-01 | |
| Microscope—Leica Wild M651 × 6–40 magnification | Leica Microsystems | ||
| Moria extra fine spring scissors | Fine Science Tools Inc | 15396-00 | |
| Ohio isoflurane vaporizer | Parkland Scientific | V3000i | |
| Qdots | ThermoFisher | 1604036 | |
| S&T SuperGrip Forceps angled tip | Fine Science Tools Inc | 00649-11 | |
| S&T SuperGrip Forceps straight tip | Fine Science Tools Inc | 00632-11 | |
| Sterile normal saline (0.9% (wt/vol) sodium chloride | Hospira Inc | NDC 0409-4888-20 | |
| Sterile Q-tips (tapered mini cotton tipped 3-inch applicators) | Puritan Medical Company LLC | 823-WC | |
| Surflow 20 gauge 1/4-inch Teflon angiocatheter | Terumo Medical Corporation | SR-OX2032CA | |
| Surflow 24 gauge 3/4-inch Teflon angiocatheter | Terumo Medical Corporation | R-OX2419CA | |
| ThermoCare Small Animal ICU System (recovery settings 3 L/min O2, 80 °C, 40% humidity) | Thermocare Inc | ||
| VetBond | Santa Cruz Biotechnology SC361931 | NC0846393 | |
| Xylazine (10 mg/kg) | Lloyd Laboratories | 139-236 |
References
- Abbott, C. P., Lindsey, E. S., Creech, O., Dewitt, C. W. A technique for heart transplantation in the rat. The Archives of Surgery. 89, 645-652 (1964).
- Ono, K., Lindsey, E. S. Improved technique of heart transplantation in rats. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 57 (2), 225-229 (1969).
- Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Heart transplantation in congenic strains of mice. Transplantation Proceedings. 5 (1), 733-735 (1973).
- Heron, I. A technique for accessory cervical heart transplantation in rabbits and rats. Acta Pathologica Microbiologica Scandinavica Section A Pathology. 79 (4), 366-372 (1971).
- Chen, Z. H. A technique of cervical heterotopic heart transplantation in mice. Transplantation. 52 (6), 1099-1101 (1991).
- Matsuura, A., Abe, T., Yasuura, K. Simplified mouse cervical heart transplantation using a cuff technique. Transplantation. 51 (4), 896-898 (1991).
- Yu, Y., et al. Cuff anastomosis of both renal artery and vein to minimize thrombosis: a novel method of kidney transplantation in mice. Journal of Investigative Surgery. 35 (1), 56-60 (2022).
- Tomita, Y., et al. Improved technique of heterotopic cervical heart transplantation in mice. Transplantation. 64 (11), 1598-1601 (1997).
- Wang, Q., Liu, Y., Li, X. K. Simplified technique for heterotopic vascularized cervical heart transplantation in mice. Microsurgery. 25 (1), 76-79 (2005).
- Oberhuber, R., et al. Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique. Journal of Visualized Experiments. (92), e50753 (2014).
- Ratschiller, T., et al. Heterotopic cervical heart transplantation in mice. Journal of Visualized Experiments. (102), e52907 (2015).
- Mao, X., Xian, P., You, H., Huang, G., Li, J. A modified cuff technique for mouse cervical heterotopic heart transplantation model. Journal of Visualized Experiments. (180), e63504 (2022).
- Li, W., et al. Intravital 2-photon imaging of leukocyte trafficking in beating heart. Journal of Clinical Investigation. 122 (7), 2499-2508 (2012).
- Kreisel, D., et al. In vivo two-photon imaging reveals monocyte-dependent neutrophil extravasation during pulmonary inflammation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (42), 18073-18078 (2010).
- Li, W., et al. Visualization of monocytic cells in regressing atherosclerotic plaques by intravital 2-photon and positron emission tomography-based imaging-brief report. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 38 (5), 1030-1036 (2018).
- Li, W., et al. Lung transplant acceptance is facilitated by early events in the graft and is associated with lymphoid neogenesis. Mucosal Immunology. 5 (5), 544-554 (2012).
- Faust, N., Varas, F., Kelly, L. M., Heck, S., Graf, T. Insertion of enhanced green fluorescent protein into the lysozyme gene creates mice with green fluorescent granulocytes and macrophages. Blood. 96 (2), 719-726 (2000).
- Krupnick, A. S., et al. Orthotopic mouse lung transplantation as experimental methodology to study transplant and tumor biology. Nature Protocols. 4 (1), 86-93 (2009).
- Westhofen, S., et al. The heterotopic heart transplantation in mice as a small animal model to study mechanical unloading - Establishment of the procedure, perioperative management and postoperative scoring. PLoS One. 14 (4), 0214513 (2019).
- Ma, Y., et al. Optimization of the cuff technique for murine heart transplantation. Journal of Visualized Experiments. (160), e61103 (2020).
- Latchana, N., Peck, J. R., Whitson, B., Black, S. M. Preservation solutions for cardiac and pulmonary donor grafts: a review of the current literature. Journal of Thoracic Disease. 6 (8), 1143-1149 (2014).
- Hartley, C. J., et al. Doppler velocity measurements from large and small arteries of mice. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 301 (2), 269-278 (2011).
- Bovenkamp, P. R., et al. Velocity mapping of the aortic flow at 9.4 T in healthy mice and mice with induced heart failure using time-resolved three-dimensional phase-contrast MRI (4D PC MRI). MAGMA. 28 (4), 315-327 (2015).
- Wang, H. Small animal models of xenotransplantation. Methods in Molecular Biology. 885, 125-153 (2012).
- Martins, P. N. Assessment of graft function in rodent models of heart transplantation. Microsurgery. 28 (7), 565-570 (2008).
