JoVE Journal > Bioengineering
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
العربية

Automatically Generated
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Bioengineering

في المختبر اختيار أبتامر للتمييز بين الفيروسات المعدية وغير المعدية

Published: September 07, 2022
doi:
10.3791/64127
, , ,
1INQUIMAE (CONICET), Departamento de Química Inorgánica, Analítica y Química Física, Facultad de Ciencias Exactas y Naturales,Universidad de Buenos Aires, 2Department of Chemistry,University of Illinois at Urbana-Champaign, 3Department of Chemistry,University of Texas at Austin

Summary

نحن نقدم بروتوكولا يمكن تطبيقه بشكل عام على مجموعة مختارة من الأبتامير التي ترتبط بالفيروسات المعدية فقط وليس للفيروسات التي أصبحت غير معدية بطريقة التطهير أو أي فيروسات أخرى مماثلة. هذا يفتح إمكانية تحديد حالة العدوى في الاختبارات المحمولة والسريعة.

Abstract

العدوى الفيروسية لها تأثير كبير على المجتمع. تواجه معظم طرق الكشف صعوبات في تحديد ما إذا كان الفيروس المكتشف معديا ، مما يتسبب في تأخير العلاج وزيادة انتشار الفيروس. إن تطوير أجهزة استشعار جديدة يمكنها الإبلاغ عن قابلية العدوى للعينات السريرية أو البيئية سيواجه هذا التحدي الذي لم تتم تلبيته بعد. ومع ذلك ، يمكن لعدد قليل جدا من الطرق الحصول على جزيئات استشعار يمكنها التعرف على فيروس معد سليم وتمييزه عن نفس الفيروس الذي أصبح غير معدي بطرق التطهير. هنا ، نصف بروتوكولا لاختيار الأبتامير يمكنه التمييز بين الفيروسات المعدية والفيروسات غير المعدية باستخدام التطور المنهجي للروابط عن طريق التخصيب الأسي (SELEX). نحن نستفيد من ميزتين من SELEX. أولا ، يمكن تصميم SELEX خصيصا لإزالة الأهداف المنافسة ، مثل الفيروسات غير المعدية أو الفيروسات المماثلة الأخرى ، باستخدام الاختيار المضاد. بالإضافة إلى ذلك ، يمكن استخدام الفيروس بأكمله كهدف ل SELEX ، بدلا من ، على سبيل المثال ، بروتين السطح الفيروسي. يسمح الفيروس الكامل SELEX باختيار الأبتامير التي ترتبط على وجه التحديد بالحالة الأصلية للفيروس ، دون الحاجة إلى تعطيل الفيروس. وبالتالي تسمح هذه الطريقة بالحصول على عوامل التعرف بناء على الاختلافات الوظيفية في سطح مسببات الأمراض ، والتي لا تحتاج إلى معرفتها مسبقا.

Introduction

للعدوى الفيروسية آثار اقتصادية واجتماعية هائلة في جميع أنحاء العالم ، كما أصبح واضحا بشكل متزايد من جائحة COVID-19 الأخيرة. التشخيص الدقيق في الوقت المناسب أمر بالغ الأهمية في علاج الالتهابات الفيروسية مع منع انتشار الفيروسات إلى الأشخاص الأصحاء. في حين تم تطوير العديد من طرق الكشف عن الفيروسات ، مثل اختبارات تفاعل البوليميراز المتسلسل 1,2 ومقايساتinmunoassay 3 ، فإن معظم الطرق المستخدمة حاليا غير قادرة على تحديد ما إذا كان الفيروس المكتشف معديا بالفعل أم لا. وذلك لأن وجود مكونات الفيروس وحده ، مثل الحمض النووي الفيروسي أو البروتينات ، لا يشير إلى وجود الفيروس السليم والمعدي ، وقد أظهرت مستويات هذه المؤشرات الحيوية ارتباطا ضعيفا بالعدوى4،5،6. على سبيل المثال ، يحتوي الحمض النووي الريبي الفيروسي ، الذي يشيع استخدامه في اختبارات COVID-19 الحالية القائمة على تفاعل البوليميراز المتسلسل ، على مستويات منخفضة جدا في المراحل المبكرة من العدوى عندما يكون المريض معديا ، في حين أن مستوى الحمض النووي الريبي غالبا ما يكون مرتفعا جدا عندما يتعافى المرضى من العدوى ولم يعودوا معديين 7,8. يتبع البروتين الفيروسي أو المؤشرات الحيوية للمستضد اتجاها مشابها ، ولكنه يظهر عادة في وقت متأخر عن الحمض النووي الريبي الفيروسي وبالتالي فهو أقل تنبؤا بالعدوى 6,9. لمعالجة هذا القيد ، تم تطوير بعض الطرق التي يمكن أن تبلغ عن حالة العدوى للفيروس ، ولكنها تستند إلى تقنيات علم الأحياء الدقيقة لزراعة الخلايا التي تتطلب وقتا طويلا (أيام أو أسابيع) للحصول على النتائج 4,10. وبالتالي ، فإن تطوير أجهزة استشعار جديدة يمكنها الإبلاغ عن قابلية العدوى للعينات السريرية أو البيئية يمكن أن يتجنب التأخير في العلاج وزيادة انتشار الفيروس. ومع ذلك ، يمكن لعدد قليل جدا من الطرق الحصول على جزيئات استشعار يمكنها التعرف على virion المعدية السليمة وتمييزها عن نفس الفيروس الذي أصبح غير معدي.

في هذا السياق ، تعتبر الأبتامير مناسبة بشكل خاص كأداة جزيئية حيوية فريدة11،12،13،14. Aptamers عبارة عن جزيئات DNA أو RNA قصيرة مفردة تقطعت بها السبل مع تسلسل نيوكليوتيدات محدد يسمح لها بتكوين شكل ثلاثي الأبعاد محدد للتعرف على هدف ذو تقارب وانتقائية عالية15,16. يتم الحصول عليها من خلال عملية اختيار اندماجية تسمى التطور المنهجي للروابط عن طريق التخصيب الأسي (SELEX) ، المعروف أيضا باسم الانتقاء في المختبر ، والذي يتم إجراؤه في أنابيب اختبار مع مكتبة عينات عشوائية كبيرة من الحمض النووي من 10 14-1015 تسلسل 17،18،19. في كل جولة من هذه العملية التكرارية ، يتعرض تجمع الحمض النووي أولا لضغط اختيار من خلال الحضانة مع الهدف في ظل الظروف المطلوبة. ثم تتم إزالة أي تسلسلات غير مرتبطة بالهدف ، تاركة وراءها فقط تلك التسلسلات القليلة القادرة على الارتباط في ظل الظروف المحددة. أخيرا ، يتم تضخيم التسلسلات التي تم اختيارها في الخطوة السابقة بواسطة PCR ، مما يثري سكان التجمع بالتسلسلات الوظيفية المطلوبة للجولة التالية من الاختيار ، وتتكرر العملية. عندما يصل نشاط مجموعة الاختيار إلى هضبة (عادة بعد 8-15 جولة) ، يتم تحليل المكتبة عن طريق تسلسل الحمض النووي لتحديد التسلسلات الفائزة التي تظهر أعلى تقارب.

تتمتع SELEX بمزايا فريدة يمكن استغلالها للحصول على انتقائية متزايدة مقابل أهداف أخرى مماثلة 20,21 ، مثل حالة العدوى للفيروس22. أولا ، يمكن استخدام مجموعة متنوعة من الأنواع المختلفة من الأهداف للاختيار ، من الجزيئات الصغيرة والبروتينات إلى مسببات الأمراض والخلاياالكاملة 16. وبالتالي ، للحصول على أبتامير يرتبط بفيروس معدي ، يمكن استخدام فيروس سليم كهدف ، بدلا من بروتين السطح الفيروسي19. يسمح الفيروس الكامل SELEX باختيار aptamers التي ترتبط على وجه التحديد بالحالة الأصلية للفيروس ، دون الحاجة إلى تعطيل الفيروس. ثانيا ، يمكن تصميم SELEX خصيصا لإزالة الأهداف المتنافسة 21,23 ، مثل الفيروسات المماثلة الأخرى أو الفيروسات المعطلة غير المعدية ، باستخدام خطوات الاختيار المضادة في كل جولة من الاختيار22. أثناء خطوات الاختيار المضاد ، يتعرض تجمع الحمض النووي لأهداف لا يرغب في الارتباط بها ، ويتم تجاهل أي تسلسلات مرتبطة.

في هذا العمل ، نقدم بروتوكولا يمكن تطبيقه بشكل عام لاختيار الأبتامير الذي يرتبط بفيروس معدي ولكن ليس بنفس الفيروس الذي أصبح غير معدي بواسطة طريقة تطهير معينة أو بفيروسات أخرى ذات صلة. تسمح هذه الطريقة بالحصول على عوامل التعرف بناء على الاختلافات الوظيفية لسطح الفيروس ، والتي لا تحتاج إلى معرفتها مسبقا ، وبالتالي توفر ميزة إضافية للكشف عن مسببات الأمراض الناشئة حديثا أو للأمراض غير المدروسة.

Protocol

1. إعداد الكواشف والمخازن المؤقتة قم بإعداد 10x Tris-borate EDTA (10x TBE) بإضافة 0.9 M Tris-base ، 0.9 M حمض البوريك ، 20 mM EDTA (ملح الصوديوم) ، والماء منزوع الأيونات إلى الحجم النهائي 1 L. امزج حتى تذوب جميع المكونات. قم بإعداد محلول مخزون بولي أكريلاميد لتغيير طبيعة 10٪ على النحو التالي. في زجاجة …

Representative Results

نظرا لأنه يمكن الحصول على أبتامير الحمض النووي باستخدام SELEX في أنبوب اختبار15 ، فقد تم تصميم استراتيجية SELEX هذه بعناية لتشمل كلا من خطوات الانتقاء الإيجابي نحو الفيروس المعدي الكامل السليم (أي الاحتفاظ بجزيئات الحمض النووي التي ترتبط بالفيروس المعدي) ، وكذلك خطوات الاختيار ال?…

Discussion

لا يسمح SELEX فقط بتحديد الأبتامير ذات التقارب العالي ، في نطاق pM-nM22،43،44،45 ، ولكن أيضا مع انتقائية عالية وقابلة للضبط. من خلال الاستفادة من الاختيار المضاد ، يمكن الحصول على aptamers مع انتقائية صعبة. على سبيل المثال ، أثبتت م?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

كوبر والدكتور ليجون رونغ من جامعة إلينوي في شيكاغو على تقديم عينات الفيروس الزائف المستخدمة في هذا البروتوكول (SARS-CoV-2 و SARS-CoV-1 و H5N1) ، وكذلك الدكتور ألفارو هيرنانديز والدكتور كريس رايت من مرفق خدمات الحمض النووي التابع لمركز روي ج. كارفر للتكنولوجيا الحيوية بجامعة إلينوي في أوربانا شامبين لمساعدتهم في التسلسل عالي الإنتاجية ، والعديد من أعضاء مجموعة Lu الذين ساعدونا في الاختيار في المختبر وتقنيات توصيف الأبتامر. تم دعم هذا العمل بمنحة RAPID من المؤسسة الوطنية للعلوم (CBET 20-29215) ومنحة أولية من معهد الاستدامة والطاقة والبيئة في جامعة إلينوي في أوربانا شامبين ومعهد إلينوي جيتري (JITRI 23965). تشكر A.S.P. زمالة PEW لأمريكا اللاتينية على الدعم المالي. كما نشكر مؤسسة روبرت أ. ويلش (Grant F-0020) على دعم برنامج أبحاث مجموعة Lu في جامعة تكساس في أوستن.

Materials

10% Ammonium persulfate (APS) BioRad 1610700
100% Ethanol Sigma-Aldrich E7023
1x PBS without calcium & magnesium Corning 21-040-CM
40% acrylamide/bisacrylamide (29:1) solution BioRad 1610146
Agencourt AMPure XP Beads Beckman Coulter A63880 DNA clean-up beads – Section 7.2.2
Amicon Ultra-0.5 Centrifugal Filter Unit Merck UFC501024 cut-off 10 kDa
Amicon Ultra-0.5 Centrifugal Filter Unit Merck UFC510024 cut-off 100 kDa
Boric Acid Sigma-Aldrich 100165
C1000 Touch Thermal Cycler with Dual 48/48 Fast Reaction Module BioRad 1851148
Calcium Chloride Sigma-Aldrich C4901
CFX Connect Real-Time PCR Detection System BioRad 1855201
Digital Dry Baths/Block Heaters Thermo Scientific 88870001
Dynabeads MyOne Streptavidin C1 Thermo Fisher 65001 streptavidin-modified magnetic beads – Section 4.9
EDTA disodium salt Sigma-Aldrich 324503
Eppendorf Safe-Lock microcentrifuge tubes Sigma-Aldrich T9661 1.5 mL
Lenti-X p24 Rapid Titer Kit Takara Bio USA, Inc. 632200 Lentivirus quantification kit – Section 3.3.2.1
MagJET Separation Rack, 12 x 1.5 mL tube Thermo Scientific MR02
Magnesium chloride Sigma-Aldrich M8266
Microseal 'B' PCR Plate Sealing Film, adhesive, optical BioRad MSB1001 non-UV absorbing
Mini-PROTEAN Tetra Cell for Ready Gel Precast Gels BioRad 1658004EDU
Mini-PROTEAN Short Plates BioRad 1653308
Mini-PROTEAN Spacer Plates with 0.75 mm Integrated Spacers BioRad 1653310
Molecular Biology Grade Water Lonza 51200
Multiplate 96-Well PCR Plates, high profile, unskirted, clear BioRad MLP9611
Nanodrop One Thermo Scientific ND-ONE-W
OneTaq DNA Polymerase New England BioLab M0480S
Ovation Ultralow v2 + UDI Tecan 0344NB-A01 High-troughput sequencing library preparation kit – Section 7.2.
PIPETMAN G (100-1000 µL, 20-200 µL, 2-20 µL and 0.2-2 µL) Gilson F144059M, F144058M, F144056M, F144054M
Purifier Logic+ Class II, Type A2 Biosafety Cabinets Labconco 4261
Qubit dsDNA BR Assay Kit Invitrogen Q32850 fluorescence-based  dsDNA quantification  kit – Section 7.2.3
SHARP Classic Low Retention Pipet Tips (10 uL, 200 uL, 1000 uL) Thomas Scientific 1158U43, 1159M44, 1158U40
Sodium acetate Sigma-Aldrich S2889
Sodium chloride Sigma-Aldrich S7653
Sorvall Legend Micro 17R Microcentrifuge Thermo Scientific 75002440
SsoFast EvaGreen Supermix BioRad 1725201 qPCR mastermix – Section 6.2.
Tris(hydroxymethyl)aminomethane Sigma-Aldrich T1503
Tubes and Ultra Clear Caps, strips of 8 USA scientific AB1183 PCR tubes
Urea Sigma-Aldrich U5128
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Carter, L. J., et al. Assay techniques and test development for COVID-19 diagnosis. ACS Central Science. 6 (5), 591-605 (2020).
  2. Ranoa, D. R. E., et al. Saliva-based molecular testing for SARS-CoV-2 that bypasses RNA extraction. bioRxiv. , 1-35 (2020).
  3. Tang, Z., et al. A materials-science perspective on tackling COVID-19. Nature Reviews Materials. 5 (11), 847-860 (2020).
  4. Cook, N., Cliver, D. O. VIRUSES | Detection. Encyclopedia of Food Microbiology. 3, 727-731 (2014).
  5. Weissleder, R., Lee, H., Ko, J., Pittet, M. J. COVID-19 diagnostics in context. Science Translational Medicine. 12 (546), 1-7 (2020).
  6. Joynt, G. M., Wu, W. K. Understanding COVID-19: what does viral RNA load really mean. The Lancet Infectious Diseases. 3099 (20), 19-20 (2020).
  7. Wölfel, R., et al. Virological assessment of hospitalized patients with COVID-2019. Nature. 581 (7809), 465-469 (2020).
  8. Perera, R. A. P. M., et al. SARS-CoV-2 virus culture and subgenomic RNA for respiratory specimens from patients with mild coronavirus disease. Emerging Infectious Diseases. 26 (11), 2701-2704 (2020).
  9. Sethuraman, N., Jeremiah, S. S., Ryo, A. Interpreting diagnostic tests for SARS-CoV-2. JAMA – Journal of the American Medical Association. 323 (22), 2249-2251 (2020).
  10. Basile, K., et al. Cell-based culture informs infectivity and safe de-isolation assessments in patients with coronavirus disease 2019. Clinical Infectious Diseases. 73 (9), 2952-2959 (2021).
  11. Xing, H., Hwang, K., Li, J., Torabi, S. -. F., Lu, Y. DNA aptamer technology for personalized medicine. Current Opinion in Chemical Engineering. 4, 79-87 (2014).
  12. Xiong, Y., et al. Functional DNA regulated CRISPR-Cas12a sensors for point-of-care diagnostics of non-nucleic-acid targets. Journal of the American Chemical Society. 142 (1), 207-213 (2020).
  13. Lake, R. J., Yang, Z., Zhang, J., Lu, Y. DNAzymes as activity-based sensors for metal ions: recent applications, demonstrated advantages, current challenges, and future directions. Accounts of Chemical Research. 52 (12), 3275-3286 (2019).
  14. Chakraborty, B., et al. Aptamers for viral detection and inhibition. ACS Infectious Diseases. 8 (4), 667-692 (2022).
  15. Liu, J., Cao, Z., Lu, Y. Functional nucleic acid sensors. Chemical Reviews. 109 (5), 1948-1998 (2009).
  16. Dunn, M. R., Jimenez, R. M., Chaput, J. C. Analysis of aptamer discovery and technology. Nature Reviews Chemistry. 1 (10), 1-16 (2017).
  17. Ellington, A. D., Szostak, J. W. In vitro selection of RNA molecules that bind specific ligands. Nature. 346 (6287), 818-822 (1990).
  18. Tuerk, C., Gold, L. Systematic evolution of ligands by exponential enrichment: RNA ligands to bacteriophage T4 DNA polymerase. Science. 249 (4968), 505-510 (1990).
  19. Sefah, K., Shangguan, D., Xiong, X., O’Donoghue, M. B., Tan, W. Development of DNA aptamers using Cell-SELEX. Nature Protocols. 5 (6), 1169-1185 (2010).
  20. Bruesehoff, P. J., Li, J., Augustine, A. J., Lu, Y. Improving metal ion specificity during in vitro selection of catalytic DNA. Combinatorial Chemistry & High Throughput Screening. 5 (4), 327-335 (2012).
  21. Shen, Z., et al. A catalytic DNA activated by a specific strain of bacterial pathogen. Angewandte Chemie International Edition. 55 (7), 2431-2434 (2016).
  22. Peinetti, A. S., et al. Direct detection of human adenovirus or SARS-CoV-2 with ability to inform infectivity using DNA aptamer-nanopore sensors. Science Advances. 7 (39), (2021).
  23. Ihms, H. E., Lu, Y. In vitro selection of metal ion-selective DNAzymes. Ribozymes: Methods and Protocols. , 297-316 (2012).
  24. Summer, H., Grämer, R., Dröge, P. Denaturing urea polyacrylamide gel electrophoresis (urea PAGE). Journal of Visualized Experiments. (32), e1485 (2009).
  25. Cui, Q., et al. Identification of diaryl-quinoline compounds as entry inhibitors of Ebola virus. Viruses. 10 (12), 678 (2018).
  26. Guo, Y., et al. Identification of a new region of SARS-CoV S protein critical for viral entry. Journal of Molecular Biology. 394 (4), 600-605 (2009).
  27. Panec, M., Katz, D. S. Plaque assay protocols. Protocols American Society for Microbiology. 7, 1-5 (2011).
  28. Baer, A., Kehn-Hall, K. Viral concentration determination through plaque assays: Using traditional and novel overlay systems. Journal of Visualized Experiments. (93), 1-10 (2014).
  29. Mendoza, E. J., Manguiat, K., Wood, H., Drebot, M. Two detailed plaque assay protocols for the quantification of infectious SARS-CoV-2. Current Protocols in Microbiology. 57 (1), 1-15 (2020).
  30. Luo, Z., He, L., Wang, J., Fang, X., Zhang, L. Developing a combined strategy for monitoring the progress of aptamer selection. The Analyst. 142 (17), 3136-3139 (2017).
  31. . Babraham bioinformatics – FastQC a quality control tool for high throughput sequence data Available from: https://www.bioinformatics.babraham.ac.uk/projects/fastqc/ (2022)
  32. Martin, M. Cutadapt removes adapter sequences from high-throughput sequencing reads. EMBnet.journal. 17 (1), 10 (2011).
  33. Zhang, J., Kobert, K., Flouri, T., Stamatakis, A. P. E. A. R. PEAR: a fast and accurate Illumina Paired-End reAd mergeR. Bioinformatics. 30 (5), 614-620 (2014).
  34. Alam, K. K., Chang, J. L., Burke, D. H. FASTAptamer: A bioinformatic toolkit for high-throughput sequence analysis of combinatorial selections. Molecular Therapy-Nucleic Acids. 4 (3), 230 (2015).
  35. McKeague, M., et al. Comprehensive analytical comparison of strategies used for small molecule aptamer evaluation. Analytical Chemistry. 87 (17), 8608-8612 (2015).
  36. Entzian, C., Schubert, T. Mapping the binding site of an aptamer on ATP using MicroScale Thermophoresis. Journal of Visualized Experiments. (119), e55070 (2017).
  37. Romain, M., Thiroux, B., Tardy, M., Quesnel, B., Thuru, X. Measurement of protein-protein interactions through microscale thermophoresis (MST). Bio-Protocol. 10 (7), 1-10 (2020).
  38. Eble, J. A. Titration ELISA as a method to determine the dissociation constant of receptor ligand interaction. Journal of Visualized Experiments. (132), e57334 (2018).
  39. Chang, A. L., McKeague, M., Liang, J. C., Smolke, C. D. Kinetic and equilibrium binding characterization of aptamers to small molecules using a label-free, sensitive, and scalable platform. Analytical Chemistry. 86 (7), 3273-3278 (2014).
  40. Lou, X., Egli, M., Yang, X. Determining functional aptamer-protein interaction by biolayer interferometry. Current Protocols in Nucleic Acid Chemistry. 67 (1), 7-25 (2016).
  41. Cheng, H., et al. Identification of a coumarin-based antihistamine-like small molecule as an anti-filoviral entry inhibitor. Antiviral Research. 145, 24-32 (2017).
  42. Sun, M., et al. Aptamer blocking strategy inhibits SARS-CoV-2 virus infection. Angewandte Chemie International Edition. 60 (18), 10266-10272 (2021).
  43. Li, J., et al. Diverse high-affinity DNA aptamers for wild-type and B.1.1.7 SARS-CoV-2 spike proteins from a pre-structured DNA library. Nucleic Acids Research. 49 (13), 7267-7279 (2021).
  44. Zhang, L., et al. Discovery of sandwich type COVID-19 nucleocapsid protein DNA aptamers. Chemical Communications. 56 (70), 10235-10238 (2020).
  45. Hamula, C. L. A., et al. An improved SELEX technique for selection of DNA aptamers binding to M-type 11 of Streptococcus pyogenes. Methods. 97, 51-57 (2016).
  46. Liu, J., Lu, Y. Rational design of "turn-on" allosteric DNAzyme catalytic beacons for aqueous mercury ions with ultrahigh sensitivity and selectivity. Angewandte Chemie International Edition. 46 (40), 7587-7590 (2007).
  47. Liu, J., Mazumdar, D., Lu, Y. A simple and sensitive "dipstick" test in serum based on lateral flow separation of aptamer-linked nanostructures. Angewandte Chemie International Edition. 45 (47), 7955-7959 (2006).
  48. Xiang, Y., Lu, Y. Using personal glucose meters and functional DNA sensors to quantify a variety of analytical targets. Nature Chemistry. 3 (9), 697-703 (2011).
  49. Lake, R. J., Yang, Z., Zhang, J., Lu, Y. DNAzymes as activity-based sensors for metal ions: recent applications, demonstrated advantages, current challenges, and future directions. Accounts of Chemical Research. 52 (12), 3275-3286 (2019).
  50. Li, N., et al. Overcoming the limitations of COVID-19 diagnostics with nanostructures, nucleic acid engineering, and additive manufacturing. Current Opinion in Solid State & Materials Science. 26, 100966 (2022).
  51. Li, N., et al. Label-free digital detection of intact virions by enhanced scattering microscopy. Journal of the American Chemical Society. 144 (4), 1498-1502 (2022).

Tags

Aptamer SelectionIn Vitro SelectionInfectious VirusNon-infectious VirusSELEXAffinity-based SelectionVirus DetectionVirus InfectivityDiagnostic SensingEnvironmental Monitoring

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Gramajo, M. E., Lake, R. J., Lu, Y., Peinetti, A. S. In Vitro Selection of Aptamers to Differentiate Infectious from Non-Infectious Viruses. J. Vis. Exp. (187), e64127, doi:10.3791/64127 (2022).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image