Summary
我们之前已经开发了 秀丽隐杆线虫 的协议，分别通过大规模和间隔训练形成短期和长期联想记忆。在这里，描述了 秀丽隐杆线虫 调节的详细方案，分别将1-丙醇和盐酸配对为条件和非条件刺激，以形成厌恶联想记忆。
Abstract
线虫秀 丽隐杆线 虫是一种有吸引力的模式生物，可以在分子和细胞水平上研究学习和记忆，因为它的神经系统很简单，其化学和电气接线图完全由薄片的连续电子显微照片重建。在这里，我们描述了通过大规模和间隔训练分别形成短期记忆（STM）和长期记忆（LTM）来调节秀 丽隐杆线虫 的详细协议。通过将1-丙醇和盐酸分别配对作为条件和非条件刺激，秀 丽隐杆线虫 成功地训练形成厌恶结合STM和LTM。虽然幼稚的动物被1-丙醇吸引，但训练过的动物不再或非常弱地被1-丙醇吸引。与 Aplysia 和 Drosophila等其他生物一样，“学习和记忆基因”在记忆形成中起着至关重要的作用。特别是，仅在 秀丽隐杆线虫的六对中间神经元中表达的NMDA型谷氨酸受体是STM和LTM形成所必需的，可能是巧合因素。因此，记忆痕迹可能存在于中间神经元之间。
Introduction
学习和记忆对于动物通过有效驾驭不断变化的环境来生存和繁殖至关重要。秀丽隐杆线虫是一种有吸引力的模式生物，可以在分子和细胞水平上研究学习和记忆，因为它的神经系统很简单，其化学和电接线图完全由薄片1，2，3的连续电子显微照片重建。
秀丽隐杆线虫学会将培养温度与饥饿联系起来，并以持续数小时的厌恶记忆从其生长温度迁移4，5。在没有食物的情况下，用氯化钠（NaCl）调节秀丽隐杆线虫会导致趋化性降低到NaCl6，7，8。当与食物搭配时，丁酮的吸引力由于食欲学习而增强9，10，11。虽然这些现象被解释为联想学习和记忆10，12，但在秀丽隐杆线虫学习和记忆范式13，14中，联想学习和非联想敏化，习惯化和适应之间的区别并不明确。事实上，用丁酮和食物剥夺（厌恶性条件反射）调节的动物通过来自其他神经元（包括AIA中间神经元）的胰岛素信号显示出丁酮感觉神经元AWC ON与靶神经元的抑制耦合，而用丁酮和食物调节的动物（胃口条件反射）显示出AWCON与靶神经元的增强耦合15.胰岛素信号传导引起由核EGL-4和其他转录调节因子诱导的基因表达变化16，17。因此，这种厌恶和食欲的学习和记忆分别与Aplysia18，19中鳃撤回反射中突触前感觉神经元的非联想习惯化和敏化相似。
通过将两种化学物质配对作为条件刺激（CS）和非条件刺激（US），我们和其他人已经开发了秀丽隐杆线虫的条件反射协议，以形成联想学习和记忆，而无需使用食物或饥饿，如US20，21，22，23。在本研究中，对方案进行了修改，以分别用1-丙醇和盐酸（HCl，pH 4.0）作为CS和US的动物进行厌恶学习和短期记忆（STM）和长期记忆（LTM）。朴素秀丽隐杆线虫被1-丙醇24吸引并被酸25排斥。当用1-丙醇和HCl（pH 4.0）的混合物调节时，秀丽隐杆线虫不再或非常弱地被1-丙醇吸引。
Protocol
1. 食谱
- NGM琼脂平板（步骤2.1.）
- 要制备 6 cm NGM 平板，将 2.5 g 蛋白胨、3 g NaCl 和 17 g 琼脂溶解在 850 mL 双去离子 H 2 O （ddH2O） 中。使用 ddH2O 时，总体积达到 972 mL。
- 高压灭菌后，冷却至 ~65 °C，加入 1 mL 溶于乙醇中的 5 mg/mL 胆固醇、1 M CaCl2 和 1 M MgSO4 各 1 mL 以及 25 mL 1 M 磷酸钾 （pH 6.0）。充分混合后，将 8 mL 各分配到 6 cm（直径）培养皿中。
- 将带盖板放在室温 （RT） 下的工作台上 1 天，然后将它们保存在冷藏室的塑料器皿中直至使用。
- 通过将10g胰蛋白胨，5g酵母提取物和10gNaCl溶解在1L ddH 2 O中来制备Luria-Bertani（LB）培养基（步骤2.1.）。 用5N NaOH（几滴）将pH调节至7.0并通过高压灭菌灭菌。
- 通过将15克琼脂添加到LB培养基中来制备LB平板。高压灭菌后，冷却至~60°C，并将每个12mL分配到9cm（直径）培养皿中。将盘子放在冷藏室的塑料器皿中，直到使用。
- 要制作动物收集器（步骤2.4.），用胶水将尼龙网（30μm网格尺寸）连接到透明丙烯酸圆柱管（长3.5厘米，外径3厘米，壁厚2毫米）的底部。
- 要制成0.25%的明胶水溶液（步骤2.4.），将0.25g明胶溶解在100mL的ddH2O中。
- 趋化性测定板（步骤5.1.）
- 为了制作用于趋化性测定的琼脂平板，通过高压灭菌将15g琼脂溶解在993mL的ddH2O中，并将溶液冷却至~65°C。
- 然后，向琼脂溶液中加入 5 mL 高压灭菌的 1 M 磷酸钾 （pH 6.0）、1 mL 1 M CaCl2 和 1 mL 1 M MgSO4 。所有这些溶液都通过高压灭菌单独灭菌。
- 将 10 mL 混合溶液分配到 6 cm 培养皿中。将这些带盖的盘子放在室温工作台上两天，然后将它们放在室温塑料器皿中的湿纸巾上直至使用。这些板最多可以使用 10 天。
- 为了制备趋化性测定缓冲液（步骤5.4.），混合5mL的1M磷酸钾（pH 6.0），1mL的1M CaCl 2， 1mL的1M MgSO4和993mL的ddH2O。
- 要制备 40 mL CS/US 混合物溶液（1% 1-丙醇水溶液和 HCl [pH 4.0]）（步骤 3.1. 和步骤 4.1.），将 0.4 mL 绝对 1-丙醇和 4 μL 5 M HCl（终浓度为 0.1 mM）加入 39.6 mL ddH2O 中。
- 要使ddH 2 O，请使用净水系统处理自来水2倍（请参阅 材料表）。
- 通过将用牙签接种新鲜菌落到10mLLB培养基中并在37°C孵育7-8小时，制备大肠杆菌OP50的液体培养物（OD600 = ~0.7）。培养时间较长的细菌会影响调理的结果，可能是由于次级代谢物。
2.同步C的制备。 秀丽隐杆线虫
- 使用标准方法26，在6厘米NGM板上培养动物（步骤1.1）。通过在LB培养基中散布0.2mL大 肠杆菌 OP50液体培养物（参见步骤1.9.）并在室温下孵育不超过24小时（旧细菌会影响预处理结果）来制备NGM板。
注意： 秀丽隐杆线虫的 学习和记忆对机械、化学和温度应力极其敏感。因此，强烈建议培养动物，保持包括水在内的所有试剂，并在17°C至20°C之间的室温下进行所有测定。 必须避免物理和机械刺激，如涡旋、粗移液和离心。新鲜的1-丙醇应最多每3个月使用一次，原因不明。重要的是，动物必须用大量的食物来饲养，因为饥饿会严重影响条件反射的结果。 - 在第1天，用铂蠕虫采摘器将五只喂食良好的妊娠动物（放更多缓慢产卵的突变动物）放在四个6厘米NGM板上，并让它们在室温下产~50个卵3小时以获得同步的成年动物种群。通过用铂金蠕虫采摘器从盘子中取出亲本动物来停止产卵。
注意：种子板应保持在室温下，以尽量减少对动物的压力。 - 在室温下培养动物约5天，这是动物达到成熟成年阶段所需的时间，而不是年轻成年阶段。
注意：4.5天至5.5天的培养期应根据条件进行调整，因为年轻的成年动物比成熟的成年动物对用于调理的化学物质更敏感（补充图1）。经过调理后，较年轻的成年动物可能表现出较低的趋化指数（CI）值。 - 用1mL的0.25%明胶水溶液洗涤每个板（步骤1.4），在动物收集器中收集~200只成年动物（参见步骤1.4）。这种水性明胶可防止动物粘附在移液器吸头等塑料表面。
- 用ddH 2 O（步骤1.8.）洗涤收集器中的动物，方法是在~10 mLddH2 O中非常轻轻地上下移动收集器2倍。
注意：细菌污染严重影响动物的趋化性。
3. 短期联想学习和记忆的大规模训练
注意：有关大规模训练工作流，请参阅 图 1 。
- 将含有~200只动物的动物收集器轻轻浸入40mL的1%1-丙醇和HCl（与1-丙醇混合后pH 4.0;参见步骤1.7）的混合物中~1秒。
注意：对于对照动物，做同样的事情，但只浸入1%的1-丙醇水溶液中。最好只用HCl（pH 4.0）治疗动物作为另一种对照。 - 通过将收集器1x非常轻柔地浸入6孔组织培养板孔中的10mL ddH2O中，洗涤收集器中的动物。
注意：此洗涤步骤必须非常温和，并且只能进行 1 次，因为大量洗涤可能会阻止学习。 - 重复步骤 3.1。和 3.2.10倍无中断（试验间隔[ITI]，0分钟）。
注意：每次在室温下使用新鲜的 ddH2O。 - 将收集器放在6cm NGM板上的大 肠杆菌 OP50草坪上，在室温下放置10分钟，以使动物休息。
- 用 ddH2O 洗涤收集器中的动物，方法是在 ~10 mL ddH 2 O 中非常轻轻地上下移动收集器2 倍。 重复此过程 2 倍（总共 3 倍），每次用 ~10 mLddH 2O 进行，以防止细菌污染。
- 如下所述进行趋化性测定（步骤5）。
4. 长期联想学习和记忆的间隔训练
注意：有关间隔训练工作流，请参阅 图 2 。
- 将含有~200只动物的动物收集器轻轻浸入40mL的1%1-丙醇和HCl（与1-丙醇混合后pH 4.0;参见步骤1.7）的混合物中~1.0秒。
注意：仅对1%水溶液1-丙醇作为对照执行相同的操作。最好只用HCl（pH 4.0）治疗动物作为另一种对照。 - 通过将收集器1x非常短暂地浸入6孔组织培养板孔中的10mL ddH2O中来洗涤收集器中的动物。
注意：这种洗涤必须非常简短，因为大量的洗涤可能会妨碍学习。 - 将收集器放在NGM琼脂平板上的大 肠杆菌 OP50草坪上，在6厘米（直径）培养皿中在室温下放置10分钟，以使动物休息。
注意：休息10分钟，因为ITI对于动物巩固LTM形成的记忆至关重要。 - 重复步骤 4.1.-4.3。10倍。
- 用 ddH2O 非常轻柔地将收集器在 ~10 mL 的 ddH 2 O 中上下移动 2 倍，以洗涤收集器中的动物，保持在室温下。 重复此过程 2 倍（总共 3 倍），每次用 ~10 mL ddH2O 进行，以防止细菌污染。
- 如下所述进行趋化性测定（步骤5）。
5. 趋化性测定
- 在6cm塑料培养皿中制备琼脂平板用于趋化性测定（参见步骤1.5）。
- 将动物转移到收集器（步骤2.5.）中，将其放置在塑料培养皿盖的平坦表面上，使用锯掉的移液器尖端与1mL0.25%水性明胶使用锯掉的移液管尖端具有>1mm（内径）开口。
注意：使用锯掉的移液器吸头以最大程度地减少对动物的剪切应力非常重要。 - 在动物通过重力沉淀在管底部~1分钟后，从管中取出上清液（不要离心）。
- 轻轻地将动物重悬于1mL趋化性测定缓冲液中（参见步骤1.6.），并让它们在重力作用下沉降到管底部~1分钟（不要离心）。通过移液尽可能多地去除上清液。
- 同时，以相同的方式在两个地方对角点4 μL的5%水性1-丙醇，并在另外两个地方点4 μL的ddH2O，如图 3A所示。对于对1-丙醇敏感性较低的突变体的趋化性测定，发现较高浓度的1-丙醇水溶液，导致幼稚突变体的趋化指数（C.I.）值~0.6，如 补充表1所示。
注意：尽快完成发现程序很重要。点缀5%水溶液1-丙醇，因为1%水溶液1-丙醇太弱而无法在趋化性测定中吸引动物。相反，使用1%的1-丙醇水溶液进行预处理，因为用浓度高于1%的1-丙醇水溶液处理的动物显示出较低的CI值。 - 在趋化性测定缓冲液（步骤5.4.）中点缀含有~60只动物的动物悬浮液的6μL部分，用于趋化性测定，使用锯掉的移液器吸头具有~1.0mm（内径）开口。用实验室组织芯尽可能多地去除液体，不要接触动物，并在盘子上盖上盖子。
注意：尽快完成这些过程非常重要。 - 让动物在室温下在平板上自由移动10分钟，然后将板转移到冰上的玻璃培养皿中3分钟以停止趋化性。然后，将盘子放在冰箱中，直到计算盘子上的动物数量。
- 在体视显微镜下计算四个部分中的动物数量，除了中心圆中的动物，并使用图3B所示的方程计算趋化指数（C.I.）。根据 C.I. 值，计算学习指数 （L.I.） 值作为参考动物的 C.I. 值与条件动物的 CI 值之间的差值（L.I. = C.I.参考 - C.I.条件）。
注意：参考动物的C.I.值（C.I.参考）是仅用1%1-丙醇水溶液调节的动物的C.I.值的平均值。
Representative Results
秀丽隐杆线虫 通过大规模训练来调节，通过将 1% 水性 1-丙醇和 HCl （pH 4.0） 分别配对为 CS 和 US，形成短期厌恶联想记忆。根据上述方案，将同步动物在室温为18°C的长凳上培养5天，并在18°C的室温下用ddH2O非常温和地洗涤2倍。 然后，用1%水溶液1-丙醇和HCl（pH 4.0）的混合物对动物进行1秒的调节。我们还仅用ddH2O，仅1%水溶液1-丙醇和仅HCl（pH 4.0）作为参考训练动物。调理后，用ddH2O洗涤动物1次。我们不间断地重复了10次条件反射（无ITI）。通过重复该过程超过 7 倍到 10 倍来实现成功的调节。条件反射超过10倍导致学习效率降低21。训练后，动物在室温（18°C）下在细菌食物上休息10分钟。用ddH2O 3x洗涤后，通过将动物悬浮在0.25%水明胶中转移到微量离心管中，并通过重力沉降到底部。在尽可能去除上清液后，将动物轻轻重悬于趋化性测定缓冲液中，然后通过重力沉降到管底部。
除去尽可能多的上清液后，将动物悬浮液点在趋化性测定板的中心圆上，将其保持在18°C的RT，然后让动物在18°C的RT下在板上自由移动10分钟。 使用 图3B所示的公式计算C.I.值。 如图4A所示，用1%1-丙醇和HCl混合物调节的动物不再被琼脂平板上点缀的5%1-丙醇吸引用于趋化性测定，而幼稚动物和参考动物同样被吸引到5%1-丙醇。在大规模训练（步骤3.）之后，在3小时20内不再观察到记忆。此外，大规模训练形成的记忆对冷休克敏感20。这些结果表明， 秀丽隐杆线虫 通过大规模训练成功形成了厌恶性STM。
动物也通过间隔训练10倍，训练步骤之间10分钟的ITI进行调节（步骤4）。在ITI期间，将带有动物的收集器放置在6cm NGM板上的细菌草坪上，室温为18°C。 与仅用1%1-丙醇水溶液，仅HCl（pH 4.0）或仅ddH2O处理的动物相比，用1%1-丙醇水溶液和HCl（pH 4.0）的混合物进行间隔训练的动物不再被5%1-丙醇吸引（图4B）。间隔训练后，动物保留记忆超过12小时20，21。此外，当动物接受翻译或转录抑制剂治疗并且对冷休克具有抵抗力时，记忆不会形成20，21。因此， 秀丽隐杆线虫 通过间隔训练成功地形成了厌恶LTM。
我们还研究了“学习和记忆基因”突变对STM和LTM形成的影响。crh-1基因编码无处不在的转录因子cAMP反应元件结合蛋白（CREB），glr-1和NMR-1分别编码α-氨基-3-羟基-5-甲基-4-异恶唑丙酸（AMPA）型和N-甲基-D-天冬氨酸（NMDA）型谷氨酸受体亚基，stau-1编码双链RNA结合蛋白Staufen亚型。这些基因在秀丽隐杆线虫、果蝇、Aplysia和小鼠的经典条件反射中起着至关重要的作用。使用1%1-丙醇水溶液和HCl（pH 4.0）的混合物，STM和LTM的形成取决于所有基因（图5A，B）。
图 1：大规模训练的实验示意图。 请单击此处查看此图的大图。
图 2：间隔训练的实验示意图。 请单击此处查看此图的大图。
图3：趋化性测定和趋化性指数 。 （A）趋化性测定板的示意图。如图所示，将培养皿（直径6cm）分成四个区域，并在距离中心2cm的两个地方对角线点样5%水溶液1-丙醇或ddH2O各4μL。（B）趋化指数值由通过计算趋化性完成后区域“a”和“b”中的动物数量所显示的方程计算。 请点击此处查看此图的大图。
图4：用化学物质调节的动物的趋化指数值。同步野生型N2动物用（A）集体训练10倍或（B）间隔训练10倍指示的化学物质进行调节。使用的大规模和间隔训练方案的流程图分别显示在图 1 和图 2 中。调理后，将动物在6cm琼脂平板上自由移动10分钟，用于18°C的RT趋化性测定。 使用图3B所示的公式计算C.I.值。该数字的数据见补充表1。来自幼稚动物的数据在两个图形面板中重新绘制。条形图显示第 1 个四分位数、中位数和第 3 个四分位数。星号 （*P < 0.05） 表示由单因素方差分析后跟邓内特多重比较检验确定的统计学显著差异。请点击此处查看此图的大图。
图5：条件突变动物的学习指数值。 通过（A）大规模训练10x或（B）间隔训练10x，用1%水性1-丙醇和HCl（pH 4.0）的混合物调节同步野生型N2和突变动物。使用的大规模和间隔训练方案的流程图分别显示在图 1 和 图 2 中。调理后，将动物在6cm琼脂平板上自由移动10分钟，用于18°C的RT趋化性测定。 补充 表2提供了这一数字的数据。条形图显示第 1 个四分位数、中位数和第 3 个四分位数。星号（*P < 0.05）表示由单因素方差分析后跟邓内特多重比较检验确定的统计学显著差异。 请点击此处查看此图的大图。
补充图1：年轻的成年动物对化学处理敏感。 孵化后第4天和第5天野生型N2动物用HCl，pH 4.0不间断地进行10x大规模训练，然后测定5%水溶液1-丙醇的趋化性。柱线是 S.E.M. （n = 19） ±平均值。星号 （*P < 0.05） 表示由双向方差分析后和 Tukey-Kramer 事后检验确定的统计学显著差异。 请点击此处下载此文件。
补充表1：与图4对应的数据。请按此下载此表格。
补充表2：与图5相对应的数据。请按此下载此表格。
Discussion
在本研究中，所有试剂平均保持在~18°C的RT下，并将动物培养在RT的工作台上以避免对动物的压力。动物最初在20°C的培养箱中培养，然后在~24°C的实验室中使用室温下的试剂调节。在这些条件下，条件反射的结果非常多变。在低室温下， 秀丽隐杆线虫 生长缓慢，应比20°C培养更长时间，直到动物达到成熟的成年阶段，因为年轻的成年动物对用于调理的化学物质比成熟的成年动物更敏感，并且可能表现出较低的C.I.值。
成功调节的最关键步骤是在每次化学处理后立即用ddH2O清洗动物。因此，应通过使用锯掉的移液管吸头，将试剂保持在室温下，并通过在ddH2O中非常缓慢地上下移动动物收集器来非常轻柔地清洗动物，从而最大限度地减少机械和温度应力。趋化性测定板的条件也会严重影响结果。太干或太湿的板会阻止动物的平稳运动。如步骤1所述制备板;一个好的板是点样后约5分钟内将4μL的ddH2O或5%水溶液1-丙醇点完全吸收的平板。如上所述，动物年龄对于成功的调理也至关重要。年轻的成年动物对机械和化学处理敏感，导致结果不同，尽管非常年长的动物可能也不适合调理。
1-丙醇的保质期取决于品牌和批次，在室温下不到 3 个月。当幼稚动物的CI值变差时，建议使用新鲜的1-丙醇进行调理和趋化性测定。
用翻译抑制剂（环己酰亚胺和茴香霉素）和转录抑制剂（放线菌素D）治疗动物不影响大规模训练记忆的形成，而间隔训练的记忆形成受到抑制剂20，21的显着抑制。此外，前者的记忆因冷休克而衰减，而后者比前者保留的时间更长，并且对冷休克具有抵抗力。这些结果表明，前者是STM，后者是LTM，分别为20，21。然而，由大规模训练形成的记忆可能包括STM和中期（中期）记忆，因为STM对CREB转录因子的依赖性较弱（图5A）。这与STM保留超过1小时20，21的结果一致。STM和LTM的形成高度依赖于NMR-1，NMR-1仅在秀丽隐杆线虫27，28中的六对神经元（AVA，AVD，AVE，RIM，AVG和PVC）中表达。因此，在这些神经元中，NMDA受体可以充当1%水性1-丙醇和HCl（pH 4.0）信号的分子重合检测器，用于突触可塑性，其中STM和LTM所需的突触强化可能是由突触前和突触后神经元的巧合放电引起的29，30，31，32，33。因此，厌恶联想记忆可能在中间神经元之间形成。
本研究中描述的方法应适用于使用1-壬醇作为CS和氯化钾作为US21的食欲嗅觉学习和短期和长期联想记忆。比较参与食欲和厌恶记忆形成的神经元回路很有趣。
Disclosures
作者声明不存在利益冲突。
Acknowledgments
我们感谢村山隆、齐田英一郎、张文文和大泷瞳对手稿的技术援助和评论。菌株由Caenorhabditis遗传学中心提供，该中心由NIH国家研究资源中心（NCRR）资助。这项工作得到了冲绳科学技术研究生院的资助。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 500 mL beaker | HARIO | B-500-H32 | |
| 10 µL pipette tips | Thermo Fisher Scientific | H-104-96RS-Q | |
| 0.2 mL pipette tips | Thermo Fisher Scientific | TTW110RS-Q | |
| 1.0 mL pipette tips | Thermo Fisher Scientific | H-111-R100NS-Q | |
| 1.5 mL plastic tubes | Eppendorf | 0030120086 | |
| 2 mL plastic tubes | Eppendorf | 0030120094 | |
| 10 mL Serological pipettes | As One | 2-5237-04 | |
| 50 mL Serological pipettes | As One | 2-5237-06 | |
| 6-well cell culture plate | Costar | 3516 | |
| Aron Alpha (Glue for plastic) | Toagosei | High Speed EX | |
| Autoclave | Tomy Digital Biology | SX-300 | |
| Bacto agar | BD | 214010 | |
| Bacto peptone | BD | 211677 | |
| Bottle top 0.2 µm filter units | Thermo Fisher Scientific | 566-0020 | |
| Bunsen burner | EISCO | SKU CH0089A | |
| Calcium chloride dihydrate | Nacalai Tesque | 06730-15 | |
| C. elegans mutant strains | Caenorhabditis Genetics Center | ||
| Cholesterol | Wako Pure Chemical Industries | 034-03002 | |
| Clear acrylic cylindrical pipe | Asahi Kasei | 3.5 cm (length), 30 mm (external diameter), 2 mm (thickness) | |
| Crystallizing dish | Pyrex | 3140-80 | |
| Dental burner | Phoenix-Dent | APT-3 | |
| Di-potassium hydrogen phosphate | Nacalai Tesque | 28726-05 | |
| E. coli OP50 | Caenorhabditis Genetics Center | ||
| Electric pipetter | Drummond Scientific | 4-000-101 | |
| Gelatin | Wako Pure Chemical Industries | 073-06295 | |
| Glass Petri dishes (10 cm in diameter) | As One | Trade FLAT Mark | |
| Heating magnetic stirrer | Thermo Fisher Scientific | SP131324 | |
| Hydrochloric acid | Nacalai Tesque | 37345-15 | |
| Incubator | SANYO | MIR-553 | |
| Kimwipes S-200 | Nippon Paper Crecia | 62011 | |
| Laboratory coat | TOYO LINT FREE | FH240C | |
| Magnesium sulfate heptahydrate | Nacalai Tesque | 21002-85 | |
| Magnetic stirrer bar | SANSYO | 93-5412 | |
| Metal spatula | FUJIFILM Wako | 647-06531 | |
| Nitrile gloves | Kimberly-Clark | KC100 | |
| Nylon mesh (mesh size: 30 μm) | SEFAR | NY30-HD | |
| P10 pipetman | Gilson | F144802 | |
| P200 pipetman | Gilson | F123600 | |
| P1000 pipetman | Gilson | F123602 | |
| pH meter | HORIBA | Navi F-52 | |
| Plastic Petri dishes (9 cm in diameter) | IWAKI | SH90-15E | |
| Plastic Petri dishes (6 cm in diameter) | SARSTEDT | 82.1194.500 | |
| Plastic weighing boats | As One | 1-5233-01 | |
| Platinum wire for a worm pick | Nilaco | PT-351265 | |
| 1-Propanol | SIGMA-ALDRICH | 279544 | |
| Potassium dihydrogen phosphate | Nacalai Tesque | 28721-55 | |
| Safety goggles | Kimberly-Clark | #25646 | |
| Sodium chloride | Nacalai Tesque | 31320-05 | |
| Stereomicroscope | Olympus | SZX16 | |
| Tooth picks | |||
| Water purification sysytem | Merck | Elix Essential 10 UV | |
| Water urification sysytem | Merck | Milli-Q Synthesis A10 | |
| Weighing balance | METTLER | TOREDO | |
| Wild type C. elegans strain N2 | Caenorhabditis Genetics Center |
References
- White, J. G., Southgate, E., Thomson, J. N., Brenner, S. The structure of the nervous system of the nematode Caenorhabditis elegans. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 314 (1165), 1 (1986).
- Cook, S. J., et al. Whole-animal connectomes of both Caenorhabditis elegans sexes. Nature. 571 (7763), 63-71 (2019).
- Witvliet, D., et al. Connectomes across development reveal principles of brain maturation. Nature. 596, 257-261 (2021).
- Hedgecock, E. M., Russell, R. L. Normal and mutant thermotaxis in the nematode Caenorhabditis elegans. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 72 (10), 4061-4065 (1975).
- Mohri, A., et al. Genetic control of temperature preference in the nematode Caenorhabditis elegans. Genetics. 169 (3), 1437-1450 (2005).
- Wen, J. Y. M., et al. Mutations that prevent associative learning in C. elegans. Behavioral Neuroscience. 111 (2), 354-368 (1997).
- Saeki, S., Yamamoto, M., Iino, Y. Plasticity of chemotaxis revealed by paired presentation of a chemoattractant and starvation in the nematode Caenorhabditis elegans. Journal of Experimental Biology. 204 (10), 1757-1764 (2001).
- Tomioka, M., et al. The insulin/PI3-kinase pathway regulates salt chemotaxis learning in Caenorhabditis elegans. Neuron. 51 (5), 613-625 (2006).
- Torayama, I., Ishihara, T., Katsura, I. Caenorhabditis elegans integrates the signals of butanone and food to enhance chemotaxis to butanone. Journal of Neuroscience. 27 (4), 741-750 (2007).
- Kaufman, A. L., Ashraf, J. M., Corces-Zimmerman, M. R., Landis, J. N., Murphy, C. T. Insulin signaling and dietary restriction differentially influence the decline of learning and memory with age. PLoS Biology. 8 (5), 1000372 (2010).
- Stein, G. M., Murphy, C. T. C. elegans positive olfactory associative memory is a molecularly conserved behavioral paradigm. Neurobiology of Learning and Memory. 115, 86-94 (2014).
- Rahmani, A., Chew, Y. L. Investigating the molecular mechanisms of learning and memory using Caenorhabditis elegans. Journal of Neurochemistry. 159 (3), 417-451 (2021).
- Bargmann, C. I.
- Gray, J. M., Hill, J. J., Bargmann, C. I. A circuit for navigation in Caenorhabditis elegans. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 102 (9), 3184-3191 (2005).
- Cho, C. E., Brueggemann, C., L'Etoile, N. D., Bargmann, C. I. Parallel encoding of sensory history and behavioral preference during Caenorhabditis elegans olfactory learning. eLife. 5, 14000 (2016).
- Juang, B. T., et al. Endogenous nuclear RNAi mediates behavioral adaptation to odor. Cell. 154 (5), 1010-1022 (2013).
- Neal, S. J., et al. Feeding state-dependent regulation of developmental plasticity via CaMKI and neuroendocrine signaling. eLife. 4, 10110 (2015).
- Castellucci, V. F., Kandel, E. R. A quantal analysis of the synaptic depression underlying habituation of the gill-withdrawal reflex in Aplysia. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 71 (12), 5004-5008 (1974).
- Klein, M., Kandel, E. R. Mechanism of calcium current modulation underlying presynaptic facilitation and behavioral sensitization in Aplysia. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 77 (11), 6912-6916 (1980).
- Amano, H., Maruyama, I. N. Aversive olfactory learning and associative long-term memory in Caenorhabditis elegans. Learning & Memory. 18 (10), 654-665 (2011).
- Nishijima, S., Maruyama, I. N. Appetitive olfactory learning and long-term associative memory in Caenorhabditis elegans. Frontiers in Behavioral Neuroscience. 11, 80 (2017).
- Morrison, G. E., Wen, J. Y. M., Runciman, S., vander Kooy, D. Olfactory associative learning in Caenorhabditis elegans is impaired in lrn-1 and lrn-2 mutants. Behavioral Neuroscience. 113 (2), 358-367 (1999).
- Morrison, G. E., vander Kooy, D. A mutation in the AMPA-type glutamate receptor, glr-1, blocks olfactory associative and nonassociative learning in Caenorhabditis elegans. Behavioral Neuroscience. 115 (3), 640-649 (2001).
- Bargmann, C. I., Hartwieg, E., Horvitz, H. R. Odorant-selective genes and neurons mediate olfaction in C. elegans. Cell. 74 (3), 515-527 (1993).
- Sambongi, Y., et al. Caenorhabditis elegans senses protons through amphid chemosensory neurons: Proton signals elicit avoidance behavior. Neuroreport. 11 (10), 2229-2232 (2000).
- Brenner, S.
- Brockie, P. J., Madsen, D. M., Zheng, Y., Mellem, J., Maricq, A. V. Differential expression of glutamate receptor subunits in the nervous system of Caenorhabditis elegans and their regulation by the homeodomain protein UNC-42. Journal of Neuroscience. 21 (5), 1510-1522 (2001).
- Brockie, P. J., Mellem, J. E., Hills, T., Madsen, D. M., Maricq, A. V. The C. elegans glutamate receptor subunit NMR-1 is required for slow NMDA-activated currents that regulate reversal frequency during locomotion. Neuron. 31 (4), 617-630 (2001).
- Gustafsson, B., Wingstrom, H. Physiological mechanisms underlying long-term potentiation. Trends in Neuroscience. 11 (4), 156-162 (1988).
- Kauer, J. A., Malenka, R. C., Nicoll, R. A. A persistent postsynaptic modification mediates long-term potentiation in the hippocampus. Neuron. 1 (10), 911-917 (1988).
- Bliss, T. V. P., Collingridge, G. L. A synaptic model of memory: Long-term potentiation in the hippocampus. Nature. 361 (6407), 31-39 (1993).
- Bailey, C. H., Giustetto, M., Huang, Y. Y., Hawkins, R. D., Kandel, E. R. Is heterosynaptic modulation essential for stabilizing Hebbian plasticity and memory. Nature Reviews Neuroscience. 1 (1), 11-20 (2000).
- Miyashita, T., et al. Mg2+ block of Drosophila NMDA receptors is required for long-term memory formation and CREB-dependent gene expression. Neuron. 74 (5), 887-898 (2012).
