Summary
I denne protokol beskrives en model af ortopisk levertransplantation efter statisk kold opbevaring af donororganer i 20 timer uden brug af en veno-venøs bypass under engraftment. Fremgangsmåden bruger en forenklet kirurgisk teknik med minimering af den anhepatiske fase og sofistikeret volumen- og vasopressorstyring.
Abstract
Levertransplantation betragtes som guldstandarden til behandling af en række dødelige leversygdomme. Uløste problemer med kronisk transplantatsvigt, igangværende mangel på organdonorer og øget brug af marginale transplantater kræver imidlertid forbedring af nuværende koncepter, såsom implementering af organmaskineperfusion. For at evaluere nye metoder til transplantatrekonditionering og modulering kræves translationelle modeller. Med hensyn til anatomiske og fysiologiske ligheder med mennesker og nylige fremskridt inden for xenotransplantation er svin blevet de vigtigste store dyrearter, der anvendes i transplantationsmodeller. Efter den første introduktion af en svineortopisk levertransplantationsmodel af Garnier et al. i 1965 er der blevet offentliggjort flere ændringer i løbet af de sidste 60 år.
På grund af specifikke anatomiske træk betragtes en veno-venøs bypass i den anhepatiske fase som en nødvendighed for at reducere tarmbelastning og iskæmi, hvilket resulterer i hæmodynamisk ustabilitet og perioperativ dødelighed. Gennemførelsen af en bypass øger imidlertid procedurens tekniske og logistiske kompleksitet. Desuden er tilknyttede komplikationer som luftemboli, blødning og behovet for samtidig splenektomi blevet rapporteret tidligere.
I denne protokol beskriver vi en model af svineortopisk levertransplantation uden brug af en veno-venøs bypass. Engraftment af donorlever efter statisk kold opbevaring på 20 timer - simulering af udvidede kriterier donorbetingelser - viser, at denne forenklede tilgang kan udføres uden signifikante hæmodynamiske ændringer eller intraoperativ dødelighed og med regelmæssig optagelse af leverfunktionen (som defineret ved galdeproduktion og leverspecifik CYP1A2-metabolisme). Succesen med denne tilgang sikres ved en optimeret kirurgisk teknik og en sofistikeret anæstesiologisk volumen og vasopressorstyring.
Denne model bør være af særlig interesse for arbejdsgrupper, der fokuserer på det umiddelbare postoperative forløb, iskæmi-reperfusionsskade, tilknyttede immunologiske mekanismer og rekonditionering af udvidede kriterier donororganer.
Introduction
Levertransplantation er fortsat den eneste chance for at overleve i en række forskellige sygdomme, der fører til akut eller kronisk leversvigt. Siden den første vellykkede anvendelse i menneskeheden i 1963 af Thomas E. Starzl har begrebet levertransplantation udviklet sig til en pålidelig behandlingsmulighed, der anvendes over hele verden, hovedsageligt som følge af fremskridt i forståelsen af immunsystemet, udviklingen af moderne immunsuppression og optimering af perioperativ pleje og kirurgiske teknikker 1,2 . Imidlertid har aldrende befolkninger og en højere efterspørgsel efter organer resulteret i donormangel med øget brug af marginale transplantater fra donorer med udvidede kriterier og fremkomsten af nye udfordringer i de seneste årtier. Indførelsen og den udbredte implementering af organmaskineperfusion menes at åbne en række muligheder med hensyn til podning og modulering og at hjælpe med at afbøde organmangel og reducere ventelistedødeligheden 3,4,5,6.
For at kunne evaluere disse begreber og deres virkninger in vivo er translationelle transplantationsmodeller nødvendige7. I 1983 introducerede Kamada et al. en effektiv ortopisk levertransplantationsmodel hos rotter, der siden er blevet omfattende modificeret og anvendt af arbejdsgrupper over hele kloden 8,9,10,11. Den ortopiske levertransplantationsmodel hos mus er teknisk mere krævende, men også mere værdifuld med hensyn til immunologisk overførbarhed og blev først rapporteret i 1991 af Qian et al.12. På trods af fordele med hensyn til tilgængelighed, dyrevelfærd og omkostninger er gnavermodeller begrænsede i deres anvendelighed i kliniske indstillinger7. Derfor kræves store dyremodeller.
I de senere år er svin blevet den vigtigste dyreart, der anvendes til translationel forskning på grund af deres anatomiske og fysiologiske ligheder med mennesker. Desuden kan de nuværende fremskridt inden for xenotransplantation yderligere øge betydningen af svin som forskningsobjekter13,14.
Garnier et al. beskrev en levertransplantationsmodel hos svin allerede i 196515. Flere forfattere, herunder Calne et al. i 1967 og Chalstrey et al. i 1971, rapporterede efterfølgende ændringer, hvilket i sidste ende førte til et sikkert og gennemførligt koncept for eksperimentel svinelevertransplantation i årtierne til at følge 16,17,18,19,20,21.
For nylig har forskellige arbejdsgrupper leveret data med hensyn til aktuelle problemer i levertransplantation ved hjælp af en teknik til ortopisk levertransplantation, næsten altid inklusive en aktiv eller passiv veno-venøs, dvs. porto-caval, bypass19,22. Årsagen til dette er en artsspecifik intolerance over for fastspænding af vena cava inferior og portalvenen i den anhepatiske fase på grund af en forholdsvis større tarm og færre porto-kaval eller cavo-caval shunts (f.eks. mangel på en vena azygos), hvilket resulterer i øget perioperativ sygelighed og dødelighed23. Vena cava inferior-sparing transplantationsteknikker anvendt hos menneskelige modtagere som et alternativ er ikke mulige, da porcine vena cava inferior er indkapslet af levervæv23.
Brugen af en veno-venøs bypass øger imidlertid yderligere den tekniske og logistiske kompleksitet i et allerede krævende kirurgisk indgreb, hvilket muligvis forhindrer arbejdsgrupper i at forsøge implementering af modellen helt. Bortset fra de direkte fysiologiske og immunologiske virkninger af en bypass har nogle forfattere påpeget den betydelige sygelighed såsom blodtab eller luftemboli under shuntplacering og behovet for en samtidig splenektomi, der potentielt påvirker kort- og langsigtede resultater efter engraftment24,25.
Følgende protokol beskriver en simpel teknik til ortopisk levertransplantation efter statisk koldopbevaring af donororganer i 20 timer, der repræsenterer udvidede kriterier donorbetingelser uden brug af en veno-venøs bypass under engraftment, herunder donorleverudtagning, back-table forberedelse, modtager hepatektomi og anæstesiologisk præ- og intraoperativ styring.
Denne model bør være af særlig interesse for kirurgiske arbejdsgrupper med fokus på det umiddelbare postoperative forløb, iskæmi-reperfusionsskade, rekonditionering af udvidede kriterier donororganer og tilhørende immunologiske mekanismer.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Denne undersøgelse blev udført på laboratoriet for husdyrvidenskab på Hannover Medical School efter godkendelse af Niedersachsens regionale myndighed for forbrugerbeskyttelse og fødevaresikkerhed (Niedersächsisches Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit [LAVES]; 19/3146).
1. Donorleverindkøb
BEMÆRK: Leverdonorerne var hungrise (Sus scrofa domesticus), 4-5 måneder gamle og med en gennemsnitlig kropsvægt på ca. 50 kg, som allerede havde været i karantæne på dyreforsøgsanlægget i mindst 10 dage før operationen.
- Udfør præmedicinering ved intramuskulær injektion af atropin (0,04-0,08 mg/kg legemsvægt), zolazepam (5 mg/kg legemsvægt) og tiletamin (5 mg/kg legemsvægt). Efter etablering af intravenøs adgang (f.eks. Øreven) induceres anæstesi med en injektion af propofol (1,5 - 2,5 mg / kg legemsvægt).
- Udfør intubation med et 8,0-8,5 mm endotracheal rør afhængigt af dyrets størrelse og anatomi. Etablere overvågning af elektrokardiografi, måling af åndedrætsgasser og perifer iltmætning og ikke-invasiv blodtryksmåling.
- Opretholde anæstesi hos svin under donorleverudtagning via indånding af isofluran (0,8-1,5 vol%) og intravenøs anvendelse af fentanyl (0,003-0,007 mg / kg legemsvægt). Udfør volumenstyret ventilation under hele proceduren.
- Efter placering af donorgrisen i liggende stilling og fiksering af lemmerne i bunden af operationsbordet med elastikbånd, skrub huden med antiseptisk middel, fx povidon-jod eller isopropylalkohol, og dæk dyret med sterile gardiner.
- Bekræft en tilstrækkelig dybde af anæstesi ved tab af tilbagetrækningsresponsen på tåspids. Udfør en midterlinje laparotomi begynder ved xiphoid-processen ved hjælp af monopolar cautery. Placer en abdominal retraktor og mobiliser tarmen til højre for donoren.
- Udfør en splenektomi ved dissektion af det miltenocoliske ledbånd, det gastrospleniske ledbånd og det phrenicospleniske ledbånd. Klem miltvenen og miltarterien nær milthylden med en Overholt-klemme, og placer ligaturer (3-0 polyfilamentsutur) efter at have skåret karrene over. Sever yderligere (mindre) fartøjer enten ved bipolar tang eller ved ligering.
BEMÆRK: En splenektomi under donorleverudtagning er ikke obligatorisk, men reducerer udstrømningen af blod under og efter perfusion. - Mobiliser tarmen til venstre side af donoren og skær det falciforme ledbånd og de trekantede ledbånd ved hjælp af saks og bipolar cautery.
- Efter tilstrækkelig dissektion af leveren skal du skære den venstre del af membranen over en afstand på 5-10 cm ved hjælp af en saks for at lokalisere thoraxsegmentet af den faldende aorta. Omslut og placer en ligatur (3-0 polyfilamentsutur) uden at stramme.
- Skær den højre del af membranen over en afstand på 5-10 cm ved hjælp af en saks og identificer den suprahepatiske vena cava inferior.
- Flyt tarmen øverst til venstre for donoren og indtast retroperitonealrummet ved tværgående snit af peritoneum over en afstand på 5-10 cm ved hjælp af en saks.
- Find abdominal aorta og ringere vena cava lige over iliac bifurcation og adskil begge fartøjer over en længde på ca. 6 cm. Placer to 3-0 polyfilament ligaturer omkring abdominal aorta: en kranial af iliac bifurcation og en ca. 3 cm kranialt uden stramning. Placer en anden ligatur omkring den intrahepatiske vena cava ringere uden at stramme.
- Intravenøst injicere heparin (25.000 IE). Vælg en passende kanyle, og afluft dryplinjen med afkølet konserveringsopløsning.
- Stram den kaudalalt placerede første ligatur omkring abdominal aorta. Efter at have okkluderet abdominal aorta kranielt i den anden ligatur (enten manuelt eller ved at placere en atraumatisk vaskulær klemme), lav et tværgående snit mellem begge ligaturer ved hjælp af en saks.
- Indsæt kanylen i snittet og fastgør det med den resterende ligatur. Skær den suprahepatiske ringere vena cava langt kranielt (tæt på højre atrium) ved hjælp af en saks.
- Efter blodtab på ca. 1.500-2.000 ml krydsklemmes thoraxsegmentet af den faldende aorta ved at binde ligaturen og starte antegrad perfusion.
BEMÆRK: For det mulige behov for blod (transfusioner) under engraftment eller til normoterm maskinperfusion kan fuldblod (ca. 1.500 ml) opsamles ved hjælp af en beholder indeholdende citratbaseret antikoagulant. - Stram ligaturen placeret omkring den infrahepatiske vena cava inferior, indskær karret kranielt af ligaturen, og indsæt en kirurgisk aspirator. Injicer en dødelig dosis pentobarbital natrium (5.000 mg). Placer knust steril is i bryst- og bughulen uden at gå på kompromis med levervævet.
- Efter perfusion med 3.500 ml konserveringsopløsning i løbet af ca. 10-15 min. skæres den indskårne suprahepatiske vena cava inferior. Sever den infrahepatiske vena cava ringere på niveauet af venstre nyrevene.
- Skær galdekanalen kranial i bugspytkirtelvævet mellem to ligaturer (3-0 polyfilament) for at undgå galdespild. Skær portalvenen kranial i bugspytkirtlen.
- Find cøliakiarterien efter stump forberedelse og følg dorsalt til abdominal aorta. Fjern det respektive aortasegment for at oprette en patch til senere engraftment.
- Skær membranen omkring den suprahepatiske vena cava ringere og skær resterende adhæsioner ved hjælp af en saks. Uddrag leveren.
- Udfør en cholecystektomi eller stram en ligatur omkring den cystiske kanal og skyl den fælles galdekanal med mindst 20 ml konserveringsopløsning. Anbring perfusionskanylen i portalvenen og skyl transplantatet med yderligere 500 ml konserveringsopløsning. Placer transplantatet i en steril skål placeret på is.
BEMÆRK: Afhængigt af det videnskabelige mål kan organet straks forberedes til indkapsling eller opbevares på is i ubestemt tid (20 timer i denne protokol), inden man begynder forberedelse og indkapsling af bagbord.
2. Back-table forberedelse af leveren
- Fjern lymfevævet, der begynder ved aortasegmentet, og identificer og okkluder derved de arterielle sidegrene og lymfekar med enten klip, ligaturer (4-0 polyfilament) eller suturer (5-0 monofilament; Figur 1A). Ligeledes skal du fjerne lymfevævet omkring portalvenen og okkludere sidegrenene med suturer (5-0 monofilament).
- Identificer den suprahepatiske vena cava ringere og placer suturer omkring begge membranvener (5-0 monofilament) efter fjernelse af omgivende membranvæv. Skyl alle beholdere med koldt saltvand eller konserveringsopløsning for at identificere eventuelle resterende lækager. Udfør kun forkortelse af karrene og forberedelse af aortaplasteret ved indkapsling for at tage hensyn til de enkelte anatomiske omstændigheder.
3. Modtager hepatektomi, donor lever engraftment, og perioperativ forvaltning
BEMÆRK: Som levermodtagere blev der anvendt hungrise (Sus scrofa domesticus) i alderen 4-5 måneder og med en gennemsnitlig kropsvægt på ca. 50 kg. Analogt med leverdonorerne havde modtagerne været i karantæne på dyreforsøgsanlægget i mindst 10 dage før transplantationen.
- Anæstesi og perioperativ styring
- Udfør præmedicinering ved intramuskulær injektion af atropin (0,04-0,08 mg/kg legemsvægt), zolazepam (5 mg/kg legemsvægt) og tiletamin (5 mg/kg legemsvægt). Efter etablering af intravenøs adgang (f.eks. Ørevene) induceres anæstesi med en injektion af propofol (1,5-2,5 mg/kg legemsvægt).
- Udfør intubation med et 8,0-8,5 mm endotracheal rør afhængigt af dyrets størrelse og anatomi. Etablere overvågning af elektrokardiografi, måling af åndedrætsgasser og perifer iltmætning og ikke-invasiv blodtryksmåling. I tilfælde af en kronisk model skal du anvende øjensalve for at undgå tørhed efter det kirurgiske indgreb.
- Placer modtagerdyret på en opvarmningsbase i liggende stilling og fastgør lemmerne på bunden af operationsbordet med elastikbånd.
- For udvidet overvågning, under ultralydsvejledning, anbringes et centralt venekateter med tre lumen og et storboret venekateter (7 Fr.) i den indre jugular vene og et storboret venekateter (7 Fr.) til volumenbehandling. Derudover indsættes et arterieltateter i den indre carotis / cervikale arterie under ultralydskontrol til invasiv blodtryksmåling (figur 1B).
- Oprethold anæstesi under organudtagning via indånding af isofluran (0,8-1,5 vol%) og intravenøs påføring af fentanyl (0,003-0,007 mg / kg legemsvægt). Udfør volumenstyret ventilation under hele proceduren. Påfør 2.000 mg sultamicillin til perioperativ antibiose og 250 mg methylprednisolon intravenøst.
- Administrer en vasopressor, såsom noradrenalin intravenøst for at opnå et målgennemsnitligt arterielt tryk på 60 mmHg. Derudover skal du anvende krystalloidopløsninger såsom Ringers laktatopløsning eller kolloidopløsninger, såsom væskegelatiner, hvis det er nødvendigt.
- Påfør calciumgluconat (10%) og natriumbicarbonat (8,4%), glucose (40%) eller kaliumchlorid (7,45%) intravenøst med hensyn til blodgasanalyser opnået hvert 30. minut.
- Modtager hepatektomi
- Skrub huden med antiseptisk middel, fx povidon-jod eller isopropylalkohol, og dæk dyret med sterile gardiner.
- Bekræft en tilstrækkelig dybde af anæstesi ved tab af tilbagetrækningsresponsen på tåspids. Udfør en midterlinje laparotomi begynder ved xiphoid-processen ved hjælp af monopolar cautery. Placer en abdominal retraktor og mobiliser tarmen til venstre for donoren. Dæk tarmen med en fugtet klud.
- Placer et suprapubisk urinkateter til optimering af intraoperativ volumenstyring.
- Skær det falciforme ledbånd og de trekantede ledbånd ved hjælp af en saks og bipolar cautery. Efter tilstrækkelig dissektion af leveren omkranser både den suprahepatiske og infrahepatiske vena cavae ringere tæt på leverparenchymen.
- Disseker og skær den fælles galdekanal under krydset mellem den cystiske kanal mellem to ligaturer (3-0 polyfilament).
- Indskær det overfladiske peritoneale lag, der dækker hepatoduodenalbåndet, og identificer leverarterierne kort før de kommer ind i leverparenchymen. Dissekere ved hjælp af bipolar cautery eller placering af klip, ligaturer eller suturer.
- Disseker abdominal aorta ved snit i midterlinjen (avaskulært lag) i højre og venstre membranmuskel. Forbered aorta til aortaanastomose ved fjernelse af det omgivende væv.
BEMÆRK: Dette trin er kun påkrævet, hvis der udføres en aortaanastomose. Ellers dissekeres leverarterien / hilar-regionen yderligere for at forberede sig på en konventionel end-to-end anastomose mellem donor- og modtagerens leverarterier. - Udfør modtagerens hepatektomi ved at placere en atraumatisk vaskulær klemme på portalvenen, efterfulgt af atraumatiske vaskulære klemmer på den suprahepatiske vena cava inferior (inklusive den omgivende membran, mens den kaudisk trækker leveren tilbage) og den infrahepatiske vena cava inferior.
- Skær alle tre kar tæt på leverparenchymen. Fjern modtagerleveren fra bukhulen.
BEMÆRK: Fastspændingen af karrene markerer starten på den anhepatiske fase. I den anhepatiske fase er grisene hæmodynamisk ustabile og kræver relevante mængder vasopressorer/catecholaminer. Anæstesiologen bør være parat til at anvende noradrenalin og adrenalin. Hold fasen indtil reperfusion af leveren så kort som muligt. Kommuniker godt med anæstesiologen.
- Donor lever engraftment
- Placer donorleveren i bukhulen. Forkort donoren og / eller modtageren suprahepatisk vena cava ringere end en passende længde, samtidig med at man undgår kinking eller for meget spænding på anastomose.
- Placer en enkelt sutur som en understøttende tråd (5-0 monofilament), der tilpasser højre hjørne af donoren og modtageren suprahepatisk vena cavae ringere. Begynd den dorsale side af anastomosen fra venstre hjørne af karret /karrene med en løbende sutur (5-0 monofilament, dobbeltarmet).
- Når du når højre hjørne, skal du fjerne den understøttende tråd, fastgøre løbesuturen med en klemme og fortsætte med den ventrale side af anastomose, igen begyndende fra venstre hjørne af karret (e). Spænd suturen med flere knuder uden at indsnævre kardiameteren for at undgå stenose.
- Forkort donor- og / eller modtagerportalvenen til en passende længde, samtidig med at du undgår kinking eller for meget spænding på anastomose.
- Udfør en vaskulær anastomose af donor- og modtagerportalvenen analog med trin 3.3.2-3.3.3 ved hjælp af en 6-0 monofilament, dobbeltarmet sutur.
- Udfør porto-venøs reperfusion ved at fjerne den vaskulære klemme, okkludere modtagerportalvenen og okkludere donorinfrahepatisk vena cava inferior med en vaskulær klemme efter dræning af ca. 200-400 ml blod. Fjern langsomt den vaskulære klemme, der lukker modtagerens suprahepatiske vena cava inferior, og søg efter aktiv blødning.
BEMÆRK: Fjernelsen af begge klemmer markerer afslutningen på den anhepatiske fase. Den nødvendige mængde catecholaminer bør falde betydeligt kort tid derefter. - Forkort donor og / eller modtager infrahepatisk vena cava ringere. Udfør en vaskulær anastomose af donor og modtager infrahepatisk vena cavae ringere analogt med trin 3.3.2-3.3.3 ved hjælp af en 5-0 monofilament, dobbeltarmet sutur. Fjern klemmerne, der lukker donoren og modtageren infrahepatisk vena cavae inferior.
- Forbered et elliptisk aortalplaster (Carrel patch) med en diameter på ca. 1-1,5, cm afhængigt af anatomiske omstændigheder, ved hjælp af en saks. Klem abdominal aorta med en atraumatisk Cooley vaskulær klemme og lav et snit ved hjælp af en skalpel. Forstør snittet ved hjælp af en saks, så det passer til plasteret.
- Begynd aortaanastomosen med en løbende sutur (6-0 monofilament, dobbeltarmet) i kranialhjørnet af snittet / plasteret. Når du når det kaudale hjørne, skal du fastgøre løbesuturen med en klemme og fuldføre anastomosen igen begyndende ved kranialhjørnet. Spænd suturen med flere knuder og fjern langsomt den vaskulære klemme.
BEMÆRK: Fastspænding af abdominal aorta vil påvirke svinens blodtryk betydeligt. Kommuniker godt med anæstesiologen. - Placer en hæmostatisk gasbind omkring arteriel anastomose. Placer et kateter i den fælles galdekanal og fastgør det med en enkelt ligatur. Sørg for ikke at okkludere kateterets diameter.
- Luk maven midlertidigt ved at tilpasse muskelfasciaen og huden med en løbende sutur og dæk maven med klæbende film og / eller gardiner for at undgå termisk tab.
BEMÆRK: Hvis de videnskabelige mål kræver en kronisk model, skal du udføre en end-to-end anastomose mellem donor- og modtagergaldekanalen, lukke maven med separate løbende suturer til bughinden og muskelfasciaen og lukke huden med enkelte suturer. - Ved afslutningen af opfølgningen injiceres en dødelig dosis på 5.000 mg pentobarbitalnatrium til intraoperativ eutanasi.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Teknikken præsenteret i denne protokol har givet pålidelige og reproducerbare resultater med hensyn til hæmodynamisk stabilitet og dyreoverlevelse gennem hele proceduren samt graftfunktion i det postoperative kursus.
Senest har vi anvendt modellen til undersøgelse af iskæmi-reperfusionsskader og terapeutiske interventioner, der afbøder skadelige virkninger i det umiddelbare postoperative forløb. Ved hentning og 20 timers statisk køleopbevaring blev levertransplantater (med en gennemsnitsvægt på 983,38 g) implanteret på den beskrevne måde. Forsøgene blev afsluttet 6 timer efter portal-venøs reperfusion og prøveudtagning af blod og galde samt lever- og galdegangsvæv med definerede intervaller. Alle modtagere overlevede engraftmentet og den efterfølgende 6 timers opfølgning under generel anæstesi indtil eutanasi.
Da fokus for denne protokol ligger i gennemførligheden af en svineortopisk levertransplantationsmodel uden brug af en veno-venøs bypass, er de resultater, der præsenteres her, begrænset til de intraoperative vitale parametre og anvendelsen af vasopressorer (figur 2) samt transplantatydelse, defineret af konventionelle laboratorieparametre, dvs. serumkoncentrationer af lactat, aspartattransaminase (ASAT), alanintransaminase (ALT) og glutamatdehydrogenase (GLDH), galdeproduktion (tabel 1) og leverens maksimale funktionskapacitet (LiMAx) test som tidligere beskrevet i en model for leverresektion af svin (figur 3)26. LiMAx-testen er baseret på realtidsmetabolismen af intravenøst injiceret 13C-methacetin af det leverspecifikke CYP1A2-system. Før og efter injektion bestemmes forholdet mellem 13CO 212CO2 i udåndingsluften for at kvantificere den individuelle leverfunktion27.
Som forventet krævede modtagerne øgede koncentrationer af noradrenalin umiddelbart før og i hele den anhepatiske fase for at stabilisere det gennemsnitlige arterielle tryk (MAD) ved ≥60 mmHg. Lave koncentrationer af epinephrin blev samtidig brugt til yderligere at øge hjerteudgangen i denne sårbare tidsperiode. Ved portal-venøs reperfusion faldt behovet for vasopressorer hurtigt og endnu mere under midlertidig fastspænding af abdominal aorta til afslutning af aortaanastomose. Efter engraftment forblev MAD og krævede doser af vasopressorer stabile.
Den gennemsnitlige driftstid, defineret som tiden fra hudsnit til afslutning af al vaskulær anastomose og reperfusion, var 103,50 min, inklusive en gennemsnitlig anhepatisk fase på 27,13 min. Bemærk, at kun to modtagere gennemgik en anhepatisk fase på mere end 30 minutter. Alle modtagere viste faldende laktatserumkoncentrationer 4 timer efter portalvenøs reperfusion, og LiMAx-værdier opnået 6 timer efter portalvenøs reperfusion var sammenlignelige med de værdier, der blev målt i leverdonorerne før organudtagning hos alle undtagen en modtager (anhepatisk fase på 34 min).
Figur 1: Podning og recipientforberedelse. (A) Figuren viser bagbordsforberedelsen af cøliakiaksen og aortasegmentet. (B) Denne figur viser modtageren i liggende stilling med udvidet overvågning, herunder et centralt venekateter (blåt) i venstre indre halsvene og et arterieltateter (rødt) i højre indre halspulsåre/livmoderhalsarterie. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 2: Gennemsnitligt arterielt tryk og koncentrationer af vasopressorer, der kræves under engraftment. Figuren viser det gennemsnitlige arterielle tryk (MAD i mmHg) målt og koncentrationerne af noradrenalin og adrenalin (i μg/kg/h) i definerede tidsperioder under hele proceduren hos alle otte modtagere. Værdier præsenteres som middel ± SEM. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 3: Værdier af leverens maksimale funktionskapacitet (LiMAx) test opnået fra donorerne før leverudtagning og fra modtagerne 6 timer efter indkapsling. Figuren viser boksplotdata (middel- og standardfejl for middelværdien) fra leverens maksimale funktionskapacitet (LiMAx) -testen fra donorerne før leverudtagning og fra modtagerne 6 timer efter engraftment (n = 8). Klik her for at se en større version af denne figur.
| Eksperiment | Graft vægt | Modtagerens vægt | Grwr | Driftstid | Anhepatisk fase | Laktat (mmol/L) | Peak AST | Peak ALT | Peak GLDH | Galde volumen | ||
| Nej. | g) | (kg) | (%) | (min) | (min) | 2 timer | 4 timer | 6 timer | (U/L) | (U/L) | (U/L) | (ml) |
| 1 | 1082 | 48.8 | 2.22 | 115 | 25 | 5.8 | 4.7 | 3.7 | 677 | 122 | 39 | 48 |
| 2 | 946 | 51.4 | 1.84 | 125 | 34 | 6.6 | 5.9 | 5.2 | 1207 | 109 | 268 | 15 |
| 3 | 957 | 57.6 | 1.66 | 110 | 30 | 8.3 | 5.8 | 8.1 | 742 | 125 | 143 | 73 |
| 4 | 825 | 49.2 | 1.68 | 87 | 22 | 7.6 | 6.7 | 6.5 | 675 | 99 | 113 | 35 |
| 5 | 1045 | 53.4 | 1.96 | 101 | 25 | 7.9 | 6.8 | 5.6 | 919 | 86 | 129 | 25 |
| 6 | 924 | 45.2 | 2.04 | 105 | 32 | 6.7 | 4.6 | 3.7 | 414 | 90 | 114 | 75 |
| 7 | 785 | 48.2 | 1.63 | 95 | 24 | 6.8 | 4.8 | 4.1 | 557 | 70 | 110 | 1.5 |
| 8 | 1303 | 54.6 | 2.39 | 90 | 25 | 12.7 | 12.2 | 9.8 | 1011 | 87 | 94 | 10 |
| BETYDE | 983.38 | 51.05 | 1.93 | 103.50 | 27.13 | 7.80 | 6.44 | 5.84 | 775.25 | 98.50 | 126.25 | 35.31 |
| SEM | 57.59 | 1.41 | 0.10 | 4.57 | 1.52 | 0.76 | 0.88 | 0.78 | 90.79 | 6.73 | 23.00 | 9.87 |
Tabel 1: Perioperativ graft og modtagervariabler. Tabellen opsummerer transplantat- og recipientvægt samt graft-til-modtager-vægtforholdet (GRWR) og operationens længde (hudsnit til afslutning af al vaskulær anastomose og reperfusion) og af den anhepatiske fase. Variabler, der angiver graftfunktion, såsom konventionelle laboratorieparametre, dvs. serumkoncentrationer af lactat, aspartattransaminase (ASAT), alanintransaminase (ALT) og glutamatdehydrogenase (GLDH) og galdeproduktion tilvejebringes for hver af de otte udførte transplantationer.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Den seneste tekniske udvikling såsom indførelsen af maskinperfusion har potentiale til at revolutionere levertransplantationsområdet. For at oversætte graftrekonditionerings- eller modifikationskoncepter til kliniske indstillinger er reproducerbare transplantationsmodeller hos store dyr uundgåelige.
Efter den første introduktion af svineortopisk levertransplantation har flere forfattere arbejdet på forbedringen af disse teknikker i løbet af de sidste fem årtier. Forskelle inden for de rapporterede kirurgiske tilgange er ofte mindre og vedrører vaskulære og galdeanastomoser, anæstesi og perioperativ behandling. I modsætning til den nuværende situation inden for klinisk levertransplantation, hvor brugen af veno-venøs bypass stadig er almindelig, men valgfri 28, betragtes en aktiv eller passiv porto-kaval-bypass i den anhepatiske fase hos svin ikke desto mindre som en nødvendighed for at reducere tarmbelastning og dermed efterfølgende tarmiskæmi med hæmodynamisk ustabilitet og perioperativ dødelighed, som beskrevet i et veluddybet værk af Esmaeilzadeh et al.25.
Bortset fra de implicerede ekstraomkostninger og tekniske udfordringer ved en veno-venøs bypass, f.eks. katetre, en pumpeanordning, behovet for yderligere antikoagulation og potentielle komplikationer såsom luftemboli eller blødning, og afhængigt af den valgte tilgang, har behovet for en samtidig splenektomi fået grupper til at beskrive modificerede teknikker uden veno-venøse bypasses25,29, 30.
Torres et al.31 observerede alvorlig hæmodynamisk ustabilitet hos dyr, der gennemgik engraftment uden brug af en veno-venøs bypass sammenlignet med modtagere med en passiv porto-kavalshunt og udførte således midlertidig fastspænding af supraceliac aorta hos disse dyr, hvilket også blev beskrevet af andre i modeller af svinelever auto- / allo-transplantation 23,31,32 . Induktion af varm iskæmi ved krydsspænding af recipientaorta indebærer imidlertid en risiko for relevant frigivelse af proinflammatoriske molekyler og vævsskader ved reperfusion og bør derfor for enhver pris undgås for at frembringe pålidelige videnskabelige resultater, navnlig ved vurdering af iskæmi-reperfusionsskade. Desuden ligner denne tilgang ikke klinisk praksis hos mennesker, hvilket derfor begrænser oversættelsen af resultater opnået i disse modeller.
For at undgå sådanne skadelige støtteforanstaltninger mener vi, at to punkter er afgørende. (1) Den anhepatiske fase bør holdes på et absolut minimum, dvs. under 30 min., som det allerede er blevet påvist i de tidlige faser af svinelevertransplantation af Battersby et al.33. Vi mener, at løbende suturer (dobbeltarmede) og maksimalt en understøttende tråd er tilstrækkelige til at skabe en enkel og sikker anastomose for både den suprahepatiske vena cava inferior og portalvenen. Det er klart, at portal-venøs reperfusion bør begynde, før den infrahepatiske vena cava ringere, analyseres. (2) Anæstesibehandling bør udføres af en erfaren anæstesiolog, ideelt set bekendt med leverkirurgi eller transplantation hos humane patienter34. Sofistikeret volumenstyring og terapi med vasopressorer, dvs. noradrenalin og adrenalin, i kombination med en forenklet kirurgisk teknik er grundlaget for en vellykket implementering af denne model.
Interessant nok har kun et lille antal kirurgiske grupper leveret data om vellykket svineortopisk levertransplantation uden veno-venøs bypass og samtidig supracøliaki aortafastspænding. Så vidt vi ved, var Oike et al., Heuer et al. og senest Fondevila et al. de eneste grupper, der rapporterede deres (lovende) resultater med overlevelsesrater på henholdsvis 87%, 80% og 100%,35,36,37. Den gennemsnitlige anhepatiske tid i vores kohorte var 25 min og var således identisk med de data, der blev præsenteret af Heuer et al.36. I løbet af den anhepatiske fase rapporterede Oike et al.35 en 50% -60% reduktion i det arterielle blodtryk, svarende til observationerne i denne kohorte, hvilket førte til øgede doser af vasopressorer for at undgå et fald i MAD under 60 mmHg. Heuer et al.36 nævnte ikke brugen af catecholaminbehandling i deres publikation, men nævnte ikke specifikt transfusion af fuldblod for at forbedre hæmodynamisk stabilitet. Sidstnævnte var ikke påkrævet i denne model. Fondevila et al., der rapporterede en gennemsnitlig anhepatisk tid på mindre end 20 min., var udelukkende afhængig af administration af krystalloidopløsninger og anvendte ikke vasoaktive stoffer under engraftment37.
Bemærk, i modsætning til nylige publikationer, der anvender end-to-end anastomose fra donoren til modtagerens leverarterie19,22, inkluderer denne model en ende-til-side anastomose med et Carrel-plaster af donoraorta, der anastomoseres til modtagerens supracøliaki aorta. Især for eksperimentelle indstillinger, med brug af organer, der opfylder udvidede donorkriterier, f.eks. langvarig kold iskæmisk tid, kan det være gunstigt at udelukke eventuelle problemer med transplantatets arterielle perfusion. Anvendelsen af et Carrel-plaster vil bidrage til at undgå stenose af den arterielle anastomose, der kan blive funktionelt relevant i tilfælde af samtidige perifere vasospasmer, der ofte observeres efter reperfusion. Ikke desto mindre vil denne tilgang være mere tidskrævende end den konventionelle end-to-end anastomose på grund af den mere uddybede adgang til aorta.
Da vores repræsentative eksperimenter fokuserede på den umiddelbare postoperative fase og iskæmi-reperfusionsskade, blev modtagerne holdt under anæstesi og blev aflivet 6 timer efter reperfusion. Selvom det er gavnligt med hensyn til dyrevelfærd, udgør dette en væsentlig begrænsning for valideringen af vores teknik med hensyn til podning og recipientoverlevelse. Vi mener imidlertid, at på grundlag af de vitale parametre, hæmodynamik, laktatclearance, galdeproduktion og især den realtids leverspecifikke CYP1A2-metabolisme (LiMAx-test), der observeres under hele opfølgningen, bør den langsigtede anvendelse af vores model være mulig, især da de transplantater, der blev brugt i eksperimenterne, gennemgik statisk køleopbevaring i 20 timer før engraftment, i modsætning til den vellykkede anvendelse af sammenlignelige transplantationsmodeller af andre35, 36,37. Desuden viste de nævnte tidligere rapporter, at perioperativ dødelighed udelukkende blev observeret under og op til 6 timer efter operationen, bortset fra en modtager, der døde af en lungeemboli den første postoperative dag i undersøgelsen af Oike et al.35.
I dette arbejde demonstrerer vi, at en forenklet tilgang til ortopisk levertransplantation af svin uden brug af en veno-venøs bypass under engraftment kan udføres sikkert og er mere omkostningseffektiv uden signifikante hæmodynamiske ændringer eller intraoperativ dødelighed, selv efter langvarig statisk koldopbevaring af donororganet. En sådan model bør være af særlig interesse for (kirurgiske) arbejdsgrupper, der fokuserer på det umiddelbare postoperative forløb, iskæmi-reperfusionsskade, rekonditionering af udvidede kriterier donororganer og tilhørende immunologiske mekanismer.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har intet at afsløre.
Acknowledgments
Forfatterne takker Britta Trautewig, Corinna Löbbert, Astrid Dinkel og Ingrid Meder for deres flid og engagement. Desuden takker forfatterne Tom Figiel for at have produceret billedmaterialet.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Abdominal retractor | No Company Name available | No Catalog Number available | |
| Aortic clamp, straight | Firma Martin | No Catalog Number available | |
| Arterial Blood Sampler Aspirator (safePICOAspirator) 1.5 mL | Radiometer Medical ApS | 956-622 | |
| Atropine (Atropinsulfat 0.5 mg/1 mL) | B.Braun | 648037 | |
| Backhaus clamp | Bernshausen | BF432 | |
| Bipolar forceps, 23 cm | SUTTER | 780222 SG | |
| Bowl 5 L, 6 L, 9 L | Chiru-Instrumente | 35-114327 | |
| Braunol Braunoderm | B.Braun | 3881059 | |
| Bulldog clamp | Aesculap | No Catalog Number available | |
| Button canula | Krauth + Timmermann GmbH | 1464LL1B | |
| Calcium gluconate (2.25 mmol/10 mL (10%)) | B.Braun | 2353745 | |
| Cell Saver (Autotransfusion Reservoir) | Fresenius Kabi AG | 9108471 | |
| Central venous catheter 7Fr., 3 Lumina, 30 cm 0.81 mm | Arrow | AD-24703 | |
| Clamp | INOX | B-17845 / BH110 / B-481 | |
| Clamp | Aesculap | AN909R | |
| Clamp, 260 mm | Fehling Instruments GMbH &Co.KG | ZAU-2 | |
| Clip Forceps, medium | Ethicon | LC207 | |
| Clip forceps, small | Ethicon | LC107 | |
| CPDA-1 solution | Fresenius Kabi AG | 41SD09AA00 | |
| Custodiol (Histidin-Tryptophan-Ketogluterat-Solution) | Dr.Franz Köhler Chemie GmbH | 2125921 | |
| Dissecting scissors | LAWTON 05-0641 | No Catalog Number available | |
| Dissecting scissors, 180 mm | Metzenbaum | BC606R | |
| Endotracheal tube 8.0 mm | Covetrus | 800764 | |
| Epinephrine (Adrenalin 1:1000) | InfectoPharm | 9508734 | |
| Falcon Tubes 50ml | Greiner | 227 261 L | |
| Femoralis clamp | Ulrich | No Catalog Number available | |
| Fentanyl 0.1mg | PanPharma | 00483 | |
| Forceps, anatomical | Martin | 12-100-20 | |
| Forceps, anatomical, 250 mm | Aesculap | BD052R | |
| Forceps, anatomical, 250 mm | Aesculap | BD032R | |
| Forceps, anatomical, 250 mm | Aesculap | BD240R | |
| Forceps, surgical | Bernshausen | BD 671 | |
| Forceps, surgical | INOX | B-1357 | |
| G40 solution | Serag Wiessner | 10755AAF | |
| Gelafundin ISO solution 40 mg/mL | B. Braun | 210257641 | |
| Guidewire with marker | Arrow | 14F21E0236 | |
| Haemostatic gauze ("Tabotamp" 5 x 7.5 cm) | Ethicon | 474273 | |
| Heparin sodium 25,000IE | Ratiopharm | W08208A | |
| Hico-Aquatherm 60 | Hospitalwerk | No Catalog Number available | |
| Infusion Set Intrafix | B.Braun | 4062981 L | |
| Intrafix SafeSet 180 cm | B.Braun | 4063000 | |
| Introcan Safety, 18 G | B.Braun | 4251679-01 | |
| Isofluran CP | CP-Pharma | No Catalog Number available | |
| Large-bore venous catheter, 7Fr. | Edwards Lifesciences | I301F7 | |
| Ligaclip, medium | Ethicon | LT200 | |
| Ligaclip, small | Ethicon | LT100 | |
| Material scissors | Martin | 11-285-23 | |
| Methylprednisolone (Urbason solubile forte 250 mg) | Sanofi | 7823704 | |
| Monopolar ERBE ICC 300 | Fa. Erbe | No Catalog Number available | |
| NaCl solution (0.9%) | Baxter | 1533 | |
| Needle holder | Aesculap | BM36 | |
| Needle holder | Aesculap | BM035R | |
| Needle holder | Aesculap | BM 67 | |
| Neutral electrode | Erbe Elektromedizin GmbH Tübingen | 21191 - 060 | |
| Norepinephrine (Sinora) | Sintetica GmbH | 04150124745717 | |
| Omniflush Sterile Filed 10 mL | B.Braun | 3133335 | |
| Original Perfusorline 300 cm | B.Braun | 21E26E8SM3 | |
| Overhold clamp | INOX | BH 959 | |
| Overhold clamp | Ulrich | CL 2911 | |
| Pentobarbital sodium(Release 500 mg/mL) | WDT, Garbsen | 21217 | |
| Perfusers | B.Braun | 49-020-031 | |
| Perfusor Syringe 50 mL | B.Braun | 8728810F | |
| Petri dishes 92 x 17 mm | Nunc | 150350 | |
| Poole Suction Instrument Argyle flexibel | Covidien, Mansfield USA | 20C150FHX | |
| Potassium chloride (7.45%) | B.Braun | 4030539078276 | |
| Pressure measurement set | Codan pvb Medical GmbH | 957179 | |
| Propofol (1%) | CP-Pharma | No Catalog Number available | |
| S-Monovette 2.6 mL K3E | Sarstedt | 04.1901 | |
| S-Monovette 2.9 mL 9NC | Sarstedt | 04.1902 | |
| S-Monovette 7.5 mL Z-Gel | Sarstedt | 11602 | |
| Sartinski clamp | Aesculap | No Catalog Number available | |
| Scalpel No.11 | Feather Safety Razor Co.LTD | 02.001.40.011 | |
| Scissors | INOX | BC 746 | |
| Seldinger Arterial catheter | Arrow | SAC-00520 | |
| Sodium bicarbonate (8.4%) | B.Braun | 212768082 | |
| Sterilization Set ("ProSet Preparation Kit CVC") | B.Braun | 4899719 | |
| Sterofundin ISO solution | B.Braun | No Catalog Number available | |
| Suction | Dahlhausen | 07.068.25.301 | |
| Suction Aesculap Securat 80 | Aesculap | No Catalog Number available | |
| Suction catheter | ConvaTec | 5365049 | |
| Sultamicillin (Unacid: 2000 mg Ampicillin/1000 mg Sulbactam) | Pfizer | DL253102 | |
| Suprapubic urinary catheter, "bronchialis", 50 cm | ConvaTec | UK 1F02772 | |
| Suprasorb ("Toptex lite RK") | Lohmann & Rauscher | 31654 | |
| Suture Vicryl 3-0 | Ethicon | VCP 1218 H | |
| Suture Vicryl 4-0 | Ethicon | V392H | |
| Suture, Prolene 4-0 | Ethicon | 7588 H | |
| Suture, Prolene 5-0, double armed | Ethicon | 8890 H | |
| Suture, Prolene 5-0, single armed | Ethicon | 8720 H | |
| Suture, Prolene 6-0, double armed | Ethicon | 7230 H | |
| Suture, Prolene 6-0, single armed | Ethicon | EH 7406 H | |
| Suture, Prolene: blau 3-0 | Ethicon | EH 7499H | |
| Suture, Safil 2/0 | Aesculap | C 1038446 | |
| Suture, Terylene 0 | Serag Wiessner | 353784 | |
| Syringe 2 mL, 5 mL, 10 mL, 20 mL | B.Braun | 4606027V | |
| TransferSet "1D/X-double" steril 330 cm | Fresenius Kabi AG | 2877101 | |
| Ultrasound Butterfly IQ+ | Butterfly Network Inc. | 850-20014 | |
| Ventilator "Oxylog Dräger Fl" | Dräger Medical AG | No Catalog Number available | |
| Yankauer Suction | Medline | RA19GMD | |
| Zoletil 100 mg/mL (50 mg Zolazepam, 50 mg tiletamin) | Virbac | 794-861794861 |
References
- Zarrinpar, A., Busuttil, R. W. Liver transplantation: Past, present and future. Nature Reviews Gastroenterology & Hepatology. 10 (7), 434-440 (2013).
- Song, A. T., et al. Liver transplantation: Fifty years of experience. World Journal of Gastroenterology. 20 (18), 5363-5374 (2014).
- Jakubauskas, M., et al. Machine perfusion in liver transplantation: A systematic review and meta-analysis. Visceral Medicine. , (2021).
- Serifis, N., et al. Machine perfusion of the liver: A review of clinical trials. Frontiers in Surgery. 8, 625394 (2021).
- Ceresa, C. D. L., Nasralla, D., Pollok, J. -M., Friend, P. J. Machine perfusion of the liver: Applications in transplantation and beyond. Nature Reviews Gastroenterology & Hepatology. 19 (3), 199-209 (2022).
- Schlegel, A., Muller, X., Dutkowski, P. Machine perfusion strategies in liver transplantation. Hepatobiliary Surgery and Nutrition. 8 (5), 490-501 (2019).
- Wenzel, N., Blasczyk, R., Figueiredo, C. Animal models in allogenic solid organ transplantation. Transplantology. 2 (4), 412-424 (2021).
- Kamada, N., Calne, R. Y. A surgical experience with five hundred thirty liver transplants in the rat. Surgery. 93 (1), 64-69 (1983).
- Oldani, G., Lacotte, S., Morel, P., Mentha, G., Toso, C.
- Yang, L., et al. A rat model of orthotopic liver transplantation using a novel magnetic anastomosis technique for suprahepatic vena cava reconstruction. Journal of Visualized Experiments. (133), e56933 (2018).
- Chen, X. -C., et al. Reduced complications after arterial reconnection in a rat model of orthotopic liver transplantation. Journal of Visualized Experiments. (165), e60628 (2020).
- Qian, S. G., Fung, J. J., Demetris, A. V., Ildstad, S. T., Starzl, T. E.
- Li, X., Wang, Y., Yang, H., Dai, Y. Liver and hepatocyte transplantation: What can pigs contribute. Frontiers in Immunology. 12, 802692 (2022).
- Reardon, S. First pig-to-human heart transplant: what can scientists learn. Nature. 601 (7893), 305-306 (2022).
- Garnier, H., et al. Liver transplantation in the pig: Surgical approach. Comptes Rendus Hebdomadaires des Seances de l'Academie des Sciences. Serie d: Sciences Naturelles. 260 (21), 5621-5623 (1965).
- Calne, R. Y., et al. Observations of orthotopic liver transplantation in the pig. British Medical Journal. 2 (5550), 478-480 (1967).
- Chalstrey, L. J., et al. Technique of orthotopic liver transplantation in the pig. The British Journal of Surgery. 58 (8), 585-588 (1971).
- Filipponi, F., Falcini, F., Benassai, C., Martini, E. Orthotopic liver transplant in pigs: Several variations of the surgical technic. Il Giornale di Chirurgia. 10 (7-8), 374-378 (1989).
- Spetzler, V. N., et al. Technique of porcine liver procurement and orthotopic transplantation using an active porto-caval shunt. Journal of Visualized Experiments. (99), e52055 (2015).
- Oldhafer, K. J., Hauss, J., Gubernatis, G., Pichlmayr, R., Spiegel, H. U. Liver transplantation in pigs: A model for studying reperfusion injury. Journal of Investigative Surgery. 6 (5), 439-450 (1993).
- Oldhafer, K. J., et al. Analysis of liver hemodynamics in severe ischemia and reperfusion injury after liver transplantation. Zentralblatt fur Chirurgie. 119 (5), 317-321 (1994).
- Vogel, T., et al. Successful transplantation of porcine liver grafts following 48-hour normothermic preservation. PLoS One. 12 (11), 0188494 (2017).
- Leal, A. J., et al. A simplified experimental model of large-for-size liver transplantation in pigs. Clinics. 68 (8), 1152-1156 (2013).
- Schiefer, J., et al. Regulation of histamine and diamine oxidase in patients undergoing orthotopic liver transplantation. Scientific Reports. 10 (1), 822 (2020).
- Esmaeilzadeh, M., et al. Technical guidelines for porcine liver allo-transplantation: A review of literature. Annals of Transplantation. 17 (2), 101-110 (2012).
- Oldhafer, F., et al. Supportive hepatocyte transplantation after partial hepatectomy enhances liver regeneration in a preclinical pig model. European Surgical Research. 62 (4), 238-247 (2021).
- Stockmann, M., et al. The LiMAx test: A new liver function test for predicting postoperative outcome in liver surgery. HPB. 12 (2), 139-146 (2010).
- Lapisatepun, W., Lapisatepun, W., Agopian, V., Xia, V. W. Venovenous bypass during liver transplantation: A new look at an old technique. Transplantation Proceedings. 52 (3), 905-909 (2020).
- Falcini, F., et al. Veno-venous bypass in experimental liver transplantation: portal-jugular versus caval-portal-jugular. Il Giornale di Chirurgia. 11 (4), 206-210 (1990).
- Copca, N., et al. Experimental liver transplantation on pigs -- Technical considerations. Chirurgia. 108 (4), 542-546 (2013).
- Torres, O. J., et al. Hemodynamic alterations during orthotopic liver experimental transplantation in pigs. Acta Cirurgica Brasileria. 23 (2), 135-139 (2008).
- Canedo, B. F., et al. Liver autotransplantation in pigs without venovenous bypass: A simplified model using a supraceliac aorta cross-clamping maneuver. Annals of Transplantation. 20, 320-326 (2015).
- Battersby, C., Hickman, R., Saunders, S. J., Terblanche, J. Liver function in the pig. 1. The effects of 30 minutes' normothermic ischaemia. The British Journal of Surgery. 61 (1), 27-32 (1974).
- Kaiser, G. M., Heuer, M. M., Frühauf, N. R., Kühne, C. A., Broelsch, C. E. General handling and anesthesia for experimental surgery in pigs. Journal of Surgical Research. 130 (1), 73-79 (2006).
- Oike, F., et al. Simplified technique of orthotopic liver transplantation in pigs. Transplantation. 71 (2), 328-331 (2001).
- Heuer, M., et al. Liver transplantation in swine without venovenous bypass. European Surgical Research. 45 (1), 20-25 (2010).
- Fondevila, C., et al. Step-by-step guide for a simplified model of porcine orthotopic liver transplant. The Journal of Surgical Research. 167 (1), 39-45 (2011).
