Summary
In diesem Protokoll wird ein Modell der porcinen orthotopen Lebertransplantation nach statischer Kältelagerung von Spenderorganen für 20 h ohne Verwendung eines veno-venösen Bypasses während der Anpflanzung beschrieben. Der Ansatz verwendet eine vereinfachte Operationstechnik mit Minimierung der anhepatischen Phase und ausgefeiltem Volumen- und Vasopressormanagement.
Abstract
Die Lebertransplantation gilt als Goldstandard für die Behandlung einer Vielzahl tödlicher Lebererkrankungen. Ungelöste Probleme des chronischen Transplantatversagens, des anhaltenden Organspendermangels und des verstärkten Einsatzes marginaler Transplantate erfordern jedoch die Verbesserung aktueller Konzepte, wie z.B. die Implementierung der Organmaschinenperfusion. Um neue Methoden der Transplantataufbereitung und -modulation zu evaluieren, sind translationale Modelle erforderlich. In Bezug auf anatomische und physiologische Ähnlichkeiten mit dem Menschen und die jüngsten Fortschritte auf dem Gebiet der Xenotransplantation sind Schweine zur wichtigsten großen Tierart geworden, die in Transplantationsmodellen verwendet wird. Nach der ersten Einführung eines porcinen orthotopen Lebertransplantationsmodells durch Garnier et al. im Jahr 1965 wurden in den letzten 60 Jahren mehrere Modifikationen veröffentlicht.
Aufgrund spezifischer anatomischer Merkmale wird ein veno-venöser Bypass während der anhepatischen Phase als Notwendigkeit angesehen, um Darmstauung und Ischämie zu reduzieren, was zu hämodynamischer Instabilität und perioperativer Mortalität führt. Die Umsetzung einer Umgehung erhöht jedoch die technische und logistische Komplexität des Verfahrens. Darüber hinaus wurden zuvor über damit verbundene Komplikationen wie Luftembolien, Blutungen und die Notwendigkeit einer gleichzeitigen Splenektomie berichtet.
In diesem Protokoll beschreiben wir ein Modell der porcinen orthotopen Lebertransplantation ohne die Verwendung eines veno-venösen Bypasses. Die Transplantation der Spenderleber nach statischer Kältelagerung von 20 h - unter Simulation erweiterter Kriterien für Spenderbedingungen - zeigt, dass dieser vereinfachte Ansatz ohne signifikante hämodynamische Veränderungen oder intraoperative Mortalität und mit regelmäßiger Aufnahme der Leberfunktion (definiert durch Gallenproduktion und leberspezifischen CYP1A2-Metabolismus) durchgeführt werden kann. Der Erfolg dieses Ansatzes wird durch eine optimierte Operationstechnik und ein ausgeklügeltes anästhesiologisches Volumen- und Vasopressormanagement sichergestellt.
Dieses Modell sollte von besonderem Interesse für Arbeitsgruppen sein, die sich auf den unmittelbaren postoperativen Verlauf, Ischämie-Reperfusionsverletzungen, damit verbundene immunologische Mechanismen und die Rekonditionierung erweiterter Spenderorgane konzentrieren.
Introduction
Die Lebertransplantation ist nach wie vor die einzige Überlebenschance bei einer Vielzahl verschiedener Erkrankungen, die zu akutem oder chronischem Leberversagen führen. Seit seiner ersten erfolgreichen Anwendung bei der Menschheit im Jahr 1963 durch Thomas E. Starzl hat sich das Konzept der Lebertransplantation zu einer zuverlässigen Behandlungsoption entwickelt, die weltweit angewendet wird, hauptsächlich aufgrund von Fortschritten im Verständnis des Immunsystems, der Entwicklung der modernen Immunsuppression und der Optimierung der perioperativen Versorgung und chirurgischen Techniken 1,2 . Die alternde Bevölkerung und eine höhere Nachfrage nach Organen haben jedoch zu Spenderengpässen geführt, wobei in den letzten Jahrzehnten vermehrt marginale Transplantate von Spendern mit erweiterten Kriterien verwendet wurden und neue Herausforderungen aufgetreten sind. Es wird angenommen, dass die Einführung und weit verbreitete Einführung der Organmaschinenperfusion eine Reihe von Möglichkeiten in Bezug auf die Transplantataufbereitung und -modulation eröffnet und dazu beiträgt, Organengpässe zu mildern und die Wartelistensterblichkeit zu senken 3,4,5,6.
Um diese Konzepte und ihre Wirkungen in vivo bewerten zu können, sind translationale Transplantationsmodelle notwendig7. 1983 stellten Kamada et al. ein effizientes orthotopes Lebertransplantationsmodell bei Ratten vor, das seitdem von Arbeitsgruppen auf der ganzen Welt umfassend modifiziert und angewendet wurde 8,9,10,11. Das orthotope Lebertransplantationsmodell bei Mäusen ist technisch anspruchsvoller, aber auch wertvoller in Bezug auf die immunologische Übertragbarkeit und wurde erstmals 1991 von Qian et al.12 beschrieben. Trotz der Vorteile in Bezug auf Verfügbarkeit, Tierschutz und Kosten sind Nagetiermodelle in ihrer Anwendbarkeit im klinischen Umfeld begrenzt7. Daher sind große Tiermodelle erforderlich.
In den letzten Jahren sind Schweine aufgrund ihrer anatomischen und physiologischen Ähnlichkeit mit dem Menschen zur wichtigsten Tierart geworden, die für die translationale Forschung verwendet wird. Darüber hinaus könnten die derzeitigen Fortschritte auf dem Gebiet der Xenotransplantation die Bedeutung von Schweinen als Forschungsobjekte weiter erhöhen13,14.
Garnier et al. beschrieben bereits 1965 ein Lebertransplantationsmodell bei Schweinen15. Mehrere Autoren, darunter Calne et al. im Jahr 1967 und Chalstrey et al. im Jahr 1971, berichteten anschließend über Modifikationen, die letztendlich zu einem sicheren und praktikablen Konzept der experimentellen Schweinelebertransplantation in den folgenden Jahrzehnten führten 16,17,18,19,20,21.
In jüngerer Zeit haben verschiedene Arbeitsgruppen Daten zu aktuellen Fragen der Lebertransplantation mit einer Technik der porcinen orthotopen Lebertransplantation geliefert, die fast immer einen aktiven oder passiven veno-venösen, d.h. Porto-Caval-Bypass19,22 umfasst. Grund hierfür ist eine artspezifische Unverträglichkeit gegenüber der Klemmung der Vena cava inferior und der Pfortader während der anhepatischen Phase aufgrund eines vergleichsweise größeren Darms und weniger Porto-Caval- oder Cavo-Caval-Shunts (z.B. Fehlen einer Vena azygos), was zu einer erhöhten perioperativen Morbidität und Mortalität führt23. Vena cava inferior-schonende Transplantationstechniken, die bei menschlichen Empfängern als Alternative angewendet werden, sind nicht durchführbar, da die porcine Vena cava inferior von Lebergewebe umgeben ist23.
Die Verwendung eines veno-venösen Bypasses erhöht jedoch die technische und logistische Komplexität in einem bereits anspruchsvollen chirurgischen Eingriff weiter und verhindert daher möglicherweise die Implementierung des Modells insgesamt. Abgesehen von den direkten physiologischen und immunologischen Auswirkungen eines Bypasses haben einige Autoren auf die signifikante Morbidität wie Blutverlust oder Luftembolie während der Shuntplatzierung und die Notwendigkeit einer gleichzeitigen Splenektomie hingewiesen, die möglicherweise kurz- und langfristige Ergebnisse nach dem Engraftment beeinflusst24,25.
Das folgende Protokoll beschreibt eine einfache Technik der orthotopen Lebertransplantation von Schweinen nach statischer Kühllagerung von Spenderorganen für 20 h, die erweiterte Kriterien für Spenderbedingungen ohne die Verwendung eines veno-venösen Bypasses während der Transplantation darstellt, einschließlich Spenderleberbeschaffung, Backtable-Vorbereitung, Empfängerhepatektomie und anästhesilogisches prä- und intraoperatives Management.
Dieses Modell sollte von besonderem Interesse für chirurgische Arbeitsgruppen sein, die sich auf den unmittelbaren postoperativen Verlauf, Ischämie-Reperfusionsverletzungen, die Rekonditionierung erweiterter Spenderorgane und damit verbundene immunologische Mechanismen konzentrieren.
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Protocol
Diese Studie wurde im Labor für Tierkunde der Medizinischen Hochschule Hannover nach Genehmigung durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES) (19/3146) durchgeführt.
1. Beschaffung von Spenderlebern
HINWEIS: Bei den Leberspendern handelte es sich um weibliche Hausschweine (Sus scrofa domesticus) im Alter von 4-5 Monaten und mit einem durchschnittlichen Körpergewicht von ca. 50 kg, die sich bereits mindestens 10 Tage vor der Operation in der Tierversuchseinrichtung in Quarantäne befanden.
- Führen Sie eine Prämedikation durch intramuskuläre Injektion von Atropin (0,04-0,08 mg/kg Körpergewicht), Zolazepam (5 mg/kg Körpergewicht) und Tiletamin (5 mg/kg Körpergewicht) durch. Nach Herstellung eines intravenösen Zugangs (z. B. Ohrvene) eine Anästhesie mit einer Injektion von Propofol (1,5 - 2,5 mg/kg Körpergewicht) induzieren.
- Führen Sie die Intubation mit einem 8,0-8,5 mm Endotrachealtubus durch, abhängig von der Größe und Anatomie des Tieres. Etablieren Sie die Überwachung der Elektrokardiographie, die Messung von Atemgasen und peripherer Sauerstoffsättigung sowie die nicht-invasive Blutdruckmessung.
- Aufrechterhaltung der Anästhesie bei Schweinen während der Spenderleberbeschaffung durch Inhalation von Isofluran (0,8-1,5 Vol%) und intravenöse Anwendung von Fentanyl (0,003-0,007 mg/kg Körpergewicht). Führen Sie während des gesamten Verfahrens eine volumengesteuerte Beatmung durch.
- Nach der Platzierung des Spenderschweins in Rückenlage und der Fixierung der Gliedmaßen an der Basis des Operationstisches mit elastischen Bändern die Haut mit einem Antiseptikum, z. B. Povidon-Jod oder Isopropylalkohol, schrubben und das Tier mit sterilen Abdecktüchern bedecken.
- Bestätigen Sie eine ausreichende Anästhesietiefe durch Verlust der Entzugsreaktion auf Zehenklemmen. Führen Sie eine Mittellinien-Laparotomie durch, beginnend mit dem Xiphoid-Prozess, indem Sie monopolare Kauterisation verwenden. Platzieren Sie einen Bauchretraktor und mobilisieren Sie den Darm rechts vom Spender.
- Führen Sie eine Splenektomie durch Dissektion des splenokolischen Bandes, des Gastrosplenic-Bandes und des Phrenicosplenic-Bandes durch. Klemmen Sie die Milzvene und die Milzarterie in der Nähe des Milzhilums mit einer Overholt-Klemme und platzieren Sie nach dem Durchtrennen der Gefäße Ligaturen (3-0 Polyfilamentnaht). Durchtrennen Sie zusätzliche (kleinere) Gefäße entweder durch bipolare Pinzette oder durch Ligatur.
HINWEIS: Eine Splenektomie während der Spenderleberbeschaffung ist nicht obligatorisch, reduziert aber den Blutfluss während und nach der Perfusion. - Mobilisieren Sie den Darm auf der linken Seite des Spenders und durchtrennen Sie das falciforme Band und die dreieckigen Bänder mit einer Schere und bipolarer Kauterisation.
- Nach ausreichender Dissektion der Leber schneiden Sie den linken Teil des Zwerchfells über eine Entfernung von 5-10 cm mit einer Schere ein, um das Thoraxsegment der absteigenden Aorta zu lokalisieren. Einkreisen und eine Ligatur (3-0 Polyfilamentnaht) ohne Straffen platzieren.
- Schneiden Sie den rechten Teil des Zwerchfells über eine Entfernung von 5-10 cm mit einer Schere ein und identifizieren Sie die suprahepatische Vena cava inferior.
- Verlegen Sie den Darm nach links oben des Spenders und betreten Sie den retroperitonealen Raum durch transversale Inzision des Peritoneums über eine Entfernung von 5-10 cm mit einer Schere.
- Lokalisieren Sie die Bauchaorta und die untere Hohlvene knapp oberhalb der Beckenbifurkation und trennen Sie beide Gefäße über eine Länge von ca. 6 cm. Legen Sie zwei 3-0 Polyfilament-Ligaturen um die Bauchaorta: eine kraniale der Beckenbifurkation und eine etwa 3 cm kranial, ohne sich zu straffen. Legen Sie eine weitere Ligatur um die intrahepatische Vena cava inferior ohne Straffung.
- Intravenös injizieren Sie Heparin (25.000 I.E.). Wählen Sie eine geeignete Kanüle und entlüften Sie die Tropfleitung mit gekühlter Konservierungslösung.
- Straffen Sie die kaudal gelegene erste Ligatur um die Bauchaorta. Nachdem Sie die Bauchaorta kranial der zweiten Ligatur verschlossen haben (entweder manuell oder durch Anlegen einer atraumatischen Gefäßklemme), machen Sie mit einer Schere einen Querschnitt zwischen beiden Ligaturen.
- Führen Sie die Kanüle in den Schnitt ein und sichern Sie sie mit der restlichen Ligatur. Durchtrennen Sie die suprahepatische Vena cava inferior weit kranial (nahe dem rechten Vorhof) mit einer Schere.
- Nach einem Blutverlust von etwa 1.500-2.000 ml das Thoraxsegment der absteigenden Aorta durch Binden der Ligatur kreuzklemmen und eine antegrade Perfusion beginnen.
HINWEIS: Für den möglichen Bedarf an Blut (Transfusionen) während der Anpflanzung oder für die normotherme Maschinenperfusion kann Vollblut (ca. 1.500 ml) mit einem Behälter mit Antikoagulans auf Citratbasis entnommen werden. - Straffen Sie die Ligatur um die infrahepatische Vena cava inferior, schneiden Sie das Gefäß kranial der Ligatur ein und führen Sie einen chirurgischen Aspirator ein. Injizieren Sie eine tödliche Dosis Pentobarbital-Natrium (5.000 mg). Legen Sie zerkleinertes steriles Eis in die Brust- und Bauchhöhle, ohne das Lebergewebe zu beeinträchtigen.
- Nach Perfusion mit 3.500 ml Konservierungslösung über einen Verlauf von ca. 10-15 min wird die eingeschnittene suprahepatische Vena cava inferior durchtrennt. Durchtrennen Sie die infrahepatische Vena cava inferior auf Höhe der linken Nierenvene.
- Durchtrennen Sie den Gallengangschädel des Pankreasgewebes zwischen zwei Ligaturen (3-0 Polyfilament), um ein Verschütten von Galle zu vermeiden. Durchtrennen Sie den Pfortader der Bauchspeicheldrüse.
- Suchen Sie die Zöliakiearterie nach stumpfer Vorbereitung und folgen Sie dorsal zur Bauchaorta. Schneiden Sie das jeweilige Aortensegment heraus, um ein Pflaster für die spätere Anpflanzung zu erstellen.
- Entfernen Sie das Zwerchfell um die suprahepatische Vena cava inferior und trennen Sie verbleibende Adhäsionen mit einer Schere. Extrahieren Sie die Leber.
- Führen Sie eine Cholezystektomie durch oder straffen Sie eine Ligatur um den Zystengang und spülen Sie den gemeinsamen Gallengang mit mindestens 20 ml Konservierungslösung. Legen Sie die Perfusionskanüle in die Pfortader und spülen Sie das Transplantat mit weiteren 500 ml Konservierungslösung. Legen Sie das Transplantat in eine sterile Schüssel auf Eis.
HINWEIS: Je nach wissenschaftlichem Ziel kann das Organ sofort für die Anpflanzung vorbereitet oder auf unbestimmte Zeit (20 h in diesem Protokoll) auf Eis gehalten werden, bevor mit der Backtable-Vorbereitung und dem Engraftment begonnen wird.
2. Back-Table-Vorbereitung der Leber
- Entfernen Sie das lymphatische Gewebe beginnend am Aortensegment und identifizieren und verschließen Sie dadurch die arteriellen Seitenäste und Lymphgefäße entweder mit Clips, Ligaturen (4-0 Polyfilament) oder Nähten (5-0 Monofilament; Abbildung 1A). Ebenso entfernen Sie das lymphatische Gewebe um die Pfortader und verschließen Sie die Seitenäste mit Nähten (5-0 Monofilament).
- Identifizieren Sie die suprahepatische Vena cava inferior und legen Sie Nähte um beide Zwerchfellvenen (5-0 Monofilament), nachdem Sie umgebendes Zwerchfellgewebe entfernt haben. Spülen Sie alle Gefäße mit kalter Kochsalzlösung oder Konservierungslösung, um verbleibende Leckagen zu identifizieren. Führen Sie eine Verkürzung der Gefäße und eine Vorbereitung des Aortenpflasters nur bei der Anpflanzung durch, um die individuellen anatomischen Gegebenheiten zu berücksichtigen.
3. Hepatektomie des Empfängers, Spenderlebertransplantation und perioperatives Management
HINWEIS: Als Leberempfänger wurden weibliche Hausschweine (Sus scrofa domesticus) im Alter von 4-5 Monaten und mit einem durchschnittlichen Körpergewicht von ca. 50 kg verwendet. Analog zu den Leberspendern befanden sich die Empfänger vor der Transplantation mindestens 10 Tage in der Tierversuchsanlage.
- Anästhesie und perioperatives Management
- Führen Sie eine Prämedikation durch intramuskuläre Injektion von Atropin (0,04-0,08 mg/kg Körpergewicht), Zolazepam (5 mg/kg Körpergewicht) und Tiletamin (5 mg/kg Körpergewicht) durch. Nach Herstellung eines intravenösen Zugangs (z. B. Ohrvene) eine Anästhesie mit einer Injektion von Propofol (1,5-2,5 mg / kg Körpergewicht) induzieren.
- Führen Sie die Intubation mit einem 8,0-8,5 mm Endotrachealtubus durch, abhängig von der Größe und Anatomie des Tieres. Etablieren Sie die Überwachung der Elektrokardiographie, die Messung von Atemgasen und peripherer Sauerstoffsättigung sowie die nicht-invasive Blutdruckmessung. Im Falle eines chronischen Modells Augensalbe auftragen, um Trockenheit nach dem chirurgischen Eingriff zu vermeiden.
- Legen Sie das Empfängertier in Rückenlage auf eine Heizbasis und fixieren Sie die Gliedmaßen mit elastischen Bändern auf der Basis des Operationstisches.
- Zur erweiterten Überwachung unter Ultraschallführung einen drei Lumen zentralen Venenkatheter und einen Großvenenkatheter (7 Fr.) in die Vena jugularis interna und einen Venenkatheter mit großem Durchmesser (7 Fr.) für die Volumentherapie einführen. Führen Sie zusätzlich einen arteriellen Katheter unter Ultraschallkontrolle zur invasiven Blutdruckmessung in die innere Halsschlagader / Halsarterie ein (Abbildung 1B).
- Aufrechterhaltung der Anästhesie während der Organentnahme durch Inhalation von Isofluran (0,8-1,5 Vol%) und intravenöse Anwendung von Fentanyl (0,003-0,007 mg / kg Körpergewicht). Führen Sie während des gesamten Verfahrens eine volumengesteuerte Beatmung durch. Tragen Sie 2.000 mg Sultamicillin für die perioperative Antibiose und 250 mg Methylprednisolon intravenös auf.
- Verabreichen Sie einen Vasopressor wie Noradrenalin intravenös, um einen mittleren arteriellen Zieldruck von 60 mmHg zu erreichen. Wenden Sie zusätzlich bei Bedarf kristalloide Lösungen wie Ringer-Laktatlösung oder kolloidale Lösungen wie flüssige Gelatine an.
- Tragen Sie Calciumgluconat (10%) und Natriumbicarbonat (8,4%), Glucose (40%) oder Kaliumchlorid (7,45%) intravenös in Bezug auf alle 30 Minuten erhaltene Blutgasanalysen auf.
- Hepatektomie des Empfängers
- Schrubben Sie die Haut mit einem Antiseptikum, z. B. Povidon-Jod oder Isopropylalkohol, und bedecken Sie das Tier mit sterilen Abdecktüchern.
- Bestätigen Sie eine ausreichende Anästhesietiefe durch Verlust der Entzugsreaktion auf Zehenklemmen. Führen Sie eine Mittellinien-Laparotomie durch, beginnend mit dem Xiphoid-Prozess, indem Sie monopolare Kauterisation verwenden. Platzieren Sie einen Bauchretraktor und mobilisieren Sie den Darm links vom Spender. Bedecken Sie den Darm mit einem angefeuchteten Tuch.
- Legen Sie einen suprapubischen Blasenkatheter zur Optimierung des intraoperativen Volumenmanagements.
- Trennen Sie das falciforme Band und die dreieckigen Bänder mit einer Schere und einer bipolaren Kauterisation. Nach ausreichender Dissektion der Leber sowohl die suprahepatische als auch die infrahepatische Vena cavae inferior in der Nähe des Leberparenchyms umschließen.
- Sezieren und durchtrennen Sie den gemeinsamen Gallengang unterhalb der Verbindung des Zystengangs zwischen zwei Ligaturen (3-0 Polyfilament).
- Schneiden Sie die oberflächliche Peritonealschicht, die das Ligamentum hepatoduodenal bedeckt, ein und identifizieren Sie die Leberarterien kurz vor dem Eintritt in das Leberparenchym. Sezieren Sie mit bipolarer Kauterisation oder der Platzierung von Clips, Ligaturen oder Nähten.
- Sezieren Sie die Bauchaorta durch Inzision in der Mittellinie (avaskuläre Schicht) der rechten und linken Zwerchfellmuskulatur. Bereiten Sie die Aorta für die Aortenanastomose vor, indem Sie das umgebende Gewebe entfernen.
HINWEIS: Dieser Schritt ist nur erforderlich, wenn eine Aortenanastomose durchgeführt wird. Andernfalls sezieren Sie die Leberarterie / die Hilarregion weiter, um sich auf eine konventionelle Ende-zu-Ende-Anastomose zwischen den Leberarterien des Spenders und des Empfängers vorzubereiten. - Führen Sie eine Empfängerhepatektomie durch, indem Sie eine atraumatische Gefäßklemme auf die Pfortader legen, gefolgt von atraumatischen Gefäßklemmen an der suprahepatischen Hohlvene inferior (einschließlich des umgebenden Zwerchfells beim kaudalen Zurückziehen der Leber) und der infrahepatischen Hohlvene inferior.
- Durchtrennen Sie alle drei Gefäße in der Nähe des Leberparenchyms. Entfernen Sie die Empfängerleber aus der Bauchhöhle.
HINWEIS: Die Klemmung der Gefäße markiert den Beginn der anhepatischen Phase. Während der anhepatischen Phase sind die Schweine hämodynamisch instabil und benötigen relevante Mengen an Vasopressoren/Katecholaminen. Der Anästhesist sollte bereit sein, Noradrenalin und Epinephrin anzuwenden. Halten Sie die Phase bis zur Reperfusion der Leber so kurz wie möglich. Kommunizieren Sie gut mit dem Anästhesisten.
- Spenderlebertransplantation
- Legen Sie die Spenderleber in die Bauchhöhle. Verkürzen Sie die suprahepatische Vena cava inferior des Spenders und/oder Empfängers auf eine angemessene Länge und vermeiden Sie dabei Knicken oder zu starke Verspannungen auf der Anastomose.
- Legen Sie eine einzelne Naht als Stützfaden (5-0 Monofilament) und passen Sie die rechte Ecke der suprahepatischen Vena cavae inferior des Spenders und Empfängers an. Beginnen Sie die dorsale Seite der Anastomose von der linken Ecke des Gefäßes (der Gefäße) mit einer laufenden Naht (5-0 Monofilament, doppelarmig).
- Wenn Sie die rechte Ecke erreichen, entfernen Sie den Stützfaden, sichern Sie die laufende Naht mit einer Klemme und fahren Sie mit der ventralen Seite der Anastomose fort, die wiederum von der linken Ecke des (der) Gefäße(s) beginnt. Ziehen Sie die Naht mit mehreren Knoten an, ohne den Gefäßdurchmesser einzuengen, um eine Stenose zu vermeiden.
- Verkürzen Sie die Spender- und/oder Empfängerpfortader auf eine angemessene Länge und vermeiden Sie dabei Knicken oder zu starke Spannungen auf der Anastomose.
- Führen Sie eine vaskuläre Anastomose der Spender- und Empfängerpfortader analog zu den Schritten 3.3.2-3.3.3 mit einer 6-0 monofilen, doppelarmigen Naht durch.
- Führen Sie die porto-venöse Reperfusion durch, indem Sie die Gefäßklemme entfernen, die Empfängerportalvene verschließen und die infrahepatische Vena cava inferior des Spenders mit einer Gefäßklemme verschließen, nachdem Sie etwa 200-400 ml Blut abgelassen haben. Entfernen Sie langsam die Gefäßklemme, die den Empfänger suprahepatische Vena cava inferior verschließt, und suchen Sie nach aktiven Blutungen.
HINWEIS: Das Entfernen beider Klemmen markiert das Ende der anhepatischen Phase. Die benötigte Menge an Katecholaminen sollte kurz darauf deutlich abnehmen. - Verkürzen Sie die infrahepatische Vena cava inferior des Spenders und/oder Empfängers. Führen Sie eine vaskuläre Anastomose der infrahepatischen Vena cavae inferior des Spenders und Empfängers analog zu den Schritten 3.3.2-3.3.3 mit einer 5-0 monofilen, doppelarmigen Naht durch. Entfernen Sie die Klemmen, die die infrahepatische Vena cavae inferior verschließen.
- Bereiten Sie ein elliptisches Aortenpflaster (Carrel Patch) mit einem Durchmesser von ca. 1-1,5, cm je nach anatomischen Gegebenheiten mit einer Schere vor. Klemmen Sie die Bauchaorta mit einer atraumatischen Cooley-Gefäßklemme und machen Sie einen Schnitt mit einem Skalpell. Vergrößern Sie den Schnitt mit einer Schere, um das Pflaster anzupassen.
- Beginnen Sie die Aortenanastomose mit einer laufenden Naht (6-0 Monofilament, doppelarmig) an der Schädelecke des Schnitts / Pflasters. Wenn Sie die Schwanzecke erreichen, sichern Sie die Laufnaht mit einer Klemme und vervollständigen Sie die Anastomose wieder beginnend an der Schädelecke. Ziehen Sie die Naht mit mehreren Knoten fest und entfernen Sie langsam die Gefäßklemme.
HINWEIS: Das Klemmen der Bauchaorta beeinflusst den Blutdruck des Schweins erheblich. Kommunizieren Sie gut mit dem Anästhesisten. - Legen Sie eine hämostatische Gaze um die arterielle Anastomose. Legen Sie einen Katheter in den Gallengang und sichern Sie ihn mit einer einzigen Ligatur. Achten Sie darauf, den Durchmesser des Katheters nicht zu verdecken.
- Schließen Sie den Bauch vorübergehend, indem Sie die Muskelfaszie und die Haut mit einer laufenden Naht anpassen und den Bauch mit Frischhaltefolie und/oder Vorhängen abdecken, um Wärmeverlust zu vermeiden.
HINWEIS: Wenn die wissenschaftlichen Ziele ein chronisches Modell erfordern, führen Sie eine End-to-End-Anastomose zwischen dem Gallengang von Spender und Empfänger durch, schließen Sie den Bauch mit separaten Laufnähten für das Peritoneum und die Muskelfaszie und schließen Sie die Haut mit einzelnen Nähten. - Am Ende der Nachuntersuchung injizieren Sie eine tödliche Dosis von 5.000 mg Pentobarbital-Natrium zur intraoperativen Euthanasie.
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Representative Results
Die in diesem Protokoll vorgestellte Technik hat zuverlässige und reproduzierbare Ergebnisse in Bezug auf die hämodynamische Stabilität und das Überleben der Tiere während des gesamten Verfahrens sowie die Transplantatfunktion im postoperativen Verlauf geliefert.
Zuletzt haben wir das Modell für die Untersuchung von Ischämie-Reperfusionsverletzungen und therapeutischen Interventionen zur Milderung schädlicher Auswirkungen im unmittelbaren postoperativen Verlauf angewendet. Nach der Entnahme und 20 h statischer Kühllagerung wurden Lebertransplantate (mit einem mittleren Gewicht von 983,38 g) auf die beschriebene Weise implantiert. Die Experimente wurden 6 h nach portalvenöser Reperfusion und Entnahme von Blut und Galle sowie Leber- und Gallengangsgewebe in definierten Abständen beendet. Alle Empfänger überlebten die Anpflanzung und die anschließende 6-stündige Nachsorge unter Vollnarkose bis zur Euthanasie.
Da der Fokus dieses Protokolls auf der Machbarkeit eines porcinen orthotopen Lebertransplantationsmodells ohne den Einsatz eines veno-venösen Bypasses liegt, beschränken sich die hier vorgestellten Ergebnisse auf die intraoperativen Vitalparameter und die Anwendung von Vasopressoren (Abbildung 2) sowie die Transplantatleistung, definiert durch konventionelle Laborparameter, d.h. Serumkonzentrationen von Laktat, Aspartattransaminase (AST), Alanintransaminase (ALT) und Glutamatdehydrogenase (GLDH), Gallenproduktion (Tabelle 1) und der Leberfunktionstest (LiMAx), wie zuvor in einem Modell der Schweineleberresektion beschrieben (Abbildung 3)26. Der LiMAx-Test basiert auf dem Echtzeit-Metabolismus von intravenös injiziertem 13C-Methacetin durch das leberspezifische CYP1A2-System. Vor und nach der Injektion wird das Verhältnis von 13CO2 12CO2 in der Ausatemluft bestimmt, um die individuelle Leberfunktion zu quantifizieren27.
Wie erwartet, benötigten die Empfänger erhöhte Konzentrationen von Noradrenalin unmittelbar vor und während der anhepatischen Phase, um den mittleren arteriellen Druck (MAD) bei ≥60 mmHg zu stabilisieren. Niedrige Konzentrationen von Adrenalin wurden gleichzeitig verwendet, um das Herzzeitvolumen in diesem anfälligen Zeitraum zusätzlich zu erhöhen. Nach der portalvenösen Reperfusion nahm der Bedarf an Vasopressoren schnell ab, umso mehr während der vorübergehenden Klemmung der Bauchaorta zur Vervollständigung der Aortenanastomose. Nach dem Engraftment blieben die MAD und die erforderlichen Dosen von Vasopressoren stabil.
Die mittlere Operationszeit, definiert als die Zeit vom Hautschnitt bis zum Abschluss aller vaskulären Anastomose und Reperfusion, betrug 103,50 min, einschließlich einer mittleren anhepatischen Phase von 27,13 min. Bemerkenswert ist, dass nur zwei Empfänger eine anhepatische Phase von mehr als 30 Minuten durchliefen. Alle Empfänger zeigten abnehmende Laktatserumkonzentrationen 4 h nach portalvenöser Reperfusion, und LiMAx-Werte, die 6 h nach portalvenöser Reperfusion erhalten wurden, waren vergleichbar mit den Werten, die bei den Leberspendern vor der Organbeschaffung bei allen außer einem Empfänger gemessen wurden (anhepatische Phase von 34 min).
Abbildung 1: Transplantat und Empfängervorbereitung. (A) Die Abbildung zeigt die Backtable-Vorbereitung der Zöliakie-Achse und des Aortensegments. (B) Diese Abbildung zeigt den Empfänger in Rückenlage mit erweiterter Überwachung, einschließlich eines zentralen Venenkatheters (blau) in der linken Vena jugularis interna und eines arteriellen Katheters (rot) in der rechten inneren Halsschlagader/Halsarterie. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 2: Mittlerer arterieller Druck und Konzentrationen von Vasopressoren, die während der Transplantation erforderlich sind. Die Abbildung zeigt den gemessenen mittleren arteriellen Druck (MAD in mmHg) und die Konzentrationen von Noradrenalin und Epinephrin (in μg/kg/h) während definierter Zeiträume während des gesamten Verfahrens bei allen acht Empfängern. Die Werte werden als Mittelwert ± REM dargestellt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3: Werte des LiMAx-Tests (Maximum Function Capacity LiMAx) der Spender vor der Leberbeschaffung und der Empfänger 6 h nach der Transplantation. Die Abbildung zeigt Boxplot-Daten (Mittelwert und Standardfehler des Mittelwerts) aus dem LiMAx-Test (Lebermaximalfunktionskapazität) von den Spendern vor der Leberbeschaffung und von den Empfängern 6 h nach der Transplantation (n = 8). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
| Experiment | Gewicht des Transplantats | Gewicht des Empfängers | GRWR | Betriebszeit | Anhepatische Phase | Laktat (mmol/L) | Spitzen-AST | Spitzenwert ALT | Spitzen-GLDH | Gallenvolumen | ||
| Nein. | g) | (kg) | (%) | (min) | (min) | 2 Std. | 4 Std. | 6 Std. | (U/L) | (U/L) | (U/L) | (ml) |
| 1 | 1082 | 48.8 | 2.22 | 115 | 25 | 5.8 | 4.7 | 3.7 | 677 | 122 | 39 | 48 |
| 2 | 946 | 51.4 | 1.84 | 125 | 34 | 6.6 | 5.9 | 5.2 | 1207 | 109 | 268 | 15 |
| 3 | 957 | 57.6 | 1.66 | 110 | 30 | 8.3 | 5.8 | 8.1 | 742 | 125 | 143 | 73 |
| 4 | 825 | 49.2 | 1.68 | 87 | 22 | 7.6 | 6.7 | 6.5 | 675 | 99 | 113 | 35 |
| 5 | 1045 | 53.4 | 1.96 | 101 | 25 | 7.9 | 6.8 | 5.6 | 919 | 86 | 129 | 25 |
| 6 | 924 | 45.2 | 2.04 | 105 | 32 | 6.7 | 4.6 | 3.7 | 414 | 90 | 114 | 75 |
| 7 | 785 | 48.2 | 1.63 | 95 | 24 | 6.8 | 4.8 | 4.1 | 557 | 70 | 110 | 1.5 |
| 8 | 1303 | 54.6 | 2.39 | 90 | 25 | 12.7 | 12.2 | 9.8 | 1011 | 87 | 94 | 10 |
| BEDEUTEN | 983.38 | 51.05 | 1.93 | 103.50 | 27.13 | 7.80 | 6.44 | 5.84 | 775.25 | 98.50 | 126.25 | 35.31 |
| SEM | 57.59 | 1.41 | 0.10 | 4.57 | 1.52 | 0.76 | 0.88 | 0.78 | 90.79 | 6.73 | 23.00 | 9.87 |
Tabelle 1: Perioperative Transplantat- und Empfängervariablen. Die Tabelle fasst das Transplantat- und Empfängergewicht sowie das Transplantat-Empfänger-Gewichtsverhältnis (GRWR) und die Dauer der Operation (Hautschnitt bis zum Abschluss aller vaskulären Anastomose und Reperfusion) und der anhepatischen Phase zusammen. Variablen, die die Transplantatfunktion anzeigen, wie herkömmliche Laborparameter, d. H. Serumkonzentrationen von Laktat, Aspartattransaminase (AST), Alanintransaminase (ALT) und Glutamatdehydrogenase (GLDH) und Gallenproduktion werden für jedes der acht durchgeführten Transplantate bereitgestellt.
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Discussion
Jüngste technische Entwicklungen wie die Einführung der maschinellen Perfusion haben das Potenzial, den Bereich der Lebertransplantation zu revolutionieren. Um Transplantataufbereitungs- oder Modifikationskonzepte in klinische Umgebungen zu übersetzen, sind reproduzierbare Transplantationsmodelle bei Großtieren unumgänglich.
Nach der ersten Einführung der orthotopen Lebertransplantation von Schweinen haben mehrere Autoren in den letzten fünf Jahrzehnten an der Verbesserung dieser Techniken gearbeitet. Unterschiede innerhalb der berichteten chirurgischen Ansätze sind oft gering und betreffen vaskuläre und biliäre Anastomosen, Anästhesie und perioperatives Management. Im Gegensatz zur aktuellen Situation bei der klinischen Lebertransplantation, in der die Verwendung eines veno-venösen Bypasses immer noch üblich, aber optional ist 28, wird ein aktiver oder passiver porto-kavaler Bypass während der anhepatischen Phase bei Schweinen als Notwendigkeit angesehen, um die Darmstauung und damit die nachfolgende intestinale Ischämie mit hämodynamischer Instabilität und perioperativer Mortalität zu reduzieren. wie in einem gut ausgearbeiteten Werk von Esmaeilzadeh et al.25 beschrieben.
Abgesehen von den damit verbundenen zusätzlichen Kosten und technischen Herausforderungen eines veno-venösen Bypasses, z. B. Katheter, einer Pumpvorrichtung, der Notwendigkeit einer zusätzlichen Antikoagulation und möglichen Komplikationen wie Luftembolie oder Blutung, und je nach gewähltem Ansatz hat die Notwendigkeit einer simultanen Splenektomie Gruppen veranlasst, modifizierte Techniken ohne venovenöse Bypässe zu beschreiben25,29, 30.
Torres et al.31 beobachteten eine schwere hämodynamische Instabilität bei Tieren, die sich einer Anpflanzung ohne die Verwendung eines veno-venösen Bypasses unterzogen, im Vergleich zu Empfängern mit einem passiven Porto-Caval-Shunt und führten daher bei diesen Tieren eine vorübergehende Klemmung der suprazöliakie-Aorta durch, die auch von anderen in Modellen der Porcinleber-Auto-/Allo-Transplantation beschrieben wurde 23,31,32 . Die Induktion einer warmen Ischämie durch Kreuzklemmung der Empfängeraorta birgt jedoch das Risiko einer relevanten Freisetzung entzündungsfördernder Moleküle und Gewebeschäden bei der Reperfusion und sollte daher unbedingt vermieden werden, um zuverlässige wissenschaftliche Ergebnisse zu erzielen, insbesondere bei der Bewertung einer Ischämie-Reperfusionsverletzung. Darüber hinaus ähnelt dieser Ansatz nicht der klinischen Praxis am Menschen, was daher die Translation der in diesen Modellen erzielten Ergebnisse einschränkt.
Um solche nachteiligen Unterstützungsmaßnahmen zu vermeiden, halten wir zwei Punkte für entscheidend. (1) Die anhepatische Phase sollte auf einem absoluten Minimum gehalten werden, d.h. unter 30 min, wie bereits in den frühen Phasen der Schweinelebertransplantation von Battersby et al.33 gezeigt wurde. Wir glauben, dass Laufnähte (doppelarmig) und maximal ein Stützfaden ausreichen, um eine einfache und sichere Anastomose sowohl für die suprahepatische Vena cava inferior als auch für die Pfortader zu schaffen. Offensichtlich sollte die portalvenöse Reperfusion beginnen, bevor die infrahepatische Vena cava inferior anastomosiert wird. (2) Die Anästhesiebehandlung sollte von einem erfahrenen Anästhesisten durchgeführt werden, der idealerweise mit Leberoperationen oder Transplantationen bei menschlichen Patienten vertraut ist34. Ein ausgeklügeltes Volumenmanagement und eine Therapie mit Vasopressoren, also Noradrenalin und Epinephrin, in Kombination mit einer vereinfachten Operationstechnik sind die Basis für die erfolgreiche Umsetzung dieses Modells.
Interessanterweise haben nur wenige chirurgische Gruppen Daten zur erfolgreichen porcinen orthotopen Lebertransplantation ohne venovenösen Bypass und begleitender suprazöliakie-Aortenklemmung geliefert. Unseres Wissens waren Oike et al., Heuer et al. und zuletzt Fondevila et al. die einzigen Gruppen, die ihre (vielversprechenden) Ergebnisse mit Überlebensraten von 87%, 80% bzw. 100% 35,36,37 berichteten. Die mediane anhepatische Zeit in unserer Kohorte betrug 25 min und war damit identisch mit den von Heuer et al.36 präsentierten Daten. Während der anhepatischen Phase berichteten Oike et al.35 über eine Senkung des arteriellen Blutdrucks um 50% -60%, ähnlich den Beobachtungen in dieser Kohorte, was zu erhöhten Dosen von Vasopressoren führte, um eine Abnahme der MAD unter 60 mmHg zu vermeiden. Heuer et al.36 erwähnten in ihrer Publikation nicht die Verwendung der Katecholamintherapie, sondern erwähnten nicht ausdrücklich die Transfusion von Vollblut zur Verbesserung der hämodynamischen Stabilität. Letzteres war bei diesem Modell nicht erforderlich. Fondevila et al., die eine mittlere anhepatische Zeit von weniger als 20 min berichteten, verließen sich ausschließlich auf die Verabreichung kristalloider Lösungen und applizierten während des Engraftments keine vasoaktiven Substanzen37.
Bemerkenswert ist, dass dieses Modell im Gegensatz zu neueren Veröffentlichungen, die eine End-to-End-Anastomose vom Spender auf die Leberarterie des Empfängers anwenden19,22, eine End-to-Side-Anastomose mit einem Carrel-Patch der Spenderaorta enthält, das an die suprazöliakie-Aorta des Empfängers anastomosiert wird. Insbesondere für experimentelle Umgebungen, bei denen Organe erweiterte Spenderkriterien erfüllen, z. B. verlängerte kalte ischämische Zeit, kann es vorteilhaft sein, Probleme mit der arteriellen Perfusion des Transplantats auszuschließen. Die Anwendung eines Carrel-Pflasters hilft, eine Stenose der arteriellen Anastomose zu vermeiden, die bei begleitenden peripheren Vasospasmen, die häufig nach Reperfusion beobachtet werden, funktionell relevant werden könnte. Dennoch wird dieser Ansatz aufgrund des aufwendigeren Zugangs der Aorta zeitaufwendiger sein als die konventionelle Ende-zu-Ende-Anastomose.
Da sich unsere repräsentativen Experimente auf die unmittelbare postoperative Phase und die Ischämie-Reperfusionsverletzung konzentrierten, wurden die Empfänger unter Narkose gehalten und 6 h nach der Reperfusion eingeschläfert. Obwohl dies für den Tierschutz von Vorteil ist, stellt dies eine erhebliche Einschränkung für die Validierung unserer Technik in Bezug auf Transplantat und Überleben des Empfängers dar. Wir glauben jedoch, dass auf der Grundlage der Vitalparameter, der Hämodynamik, der Laktatclearance, der Gallenproduktion und insbesondere des während der Nachbeobachtung beobachteten leberspezifischen CYP1A2-Metabolismus (LiMAx-Test) in Echtzeit die langfristige Anwendung unseres Modells möglich sein sollte, zumal die in den Experimenten verwendeten Transplantate 20 h lang statisch gekühlt gelagert wurden, im Gegensatz zur erfolgreichen Anwendung vergleichbarer Transplantationsmodelle durch andere35, 36,37. Darüber hinaus zeigten die erwähnten früheren Berichte, dass die perioperative Mortalität ausschließlich während und bis zu 6 Stunden nach der Operation beobachtet wurde, mit Ausnahme eines Empfängers, der am ersten postoperativen Tag in der Studie von Oike et al.35 an einer Lungenembolie starb.
In dieser Arbeit zeigen wir, dass ein vereinfachter Ansatz zur porcinen orthotopen Lebertransplantation ohne die Verwendung eines veno-venösen Bypasses während der Transplantation sicher durchgeführt werden kann und kostengünstiger ist, ohne signifikante hämodynamische Veränderungen oder intraoperative Mortalität auch nach längerer statischer Kältelagerung des Spenderorgans. Ein solches Modell sollte von besonderem Interesse für (chirurgische) Arbeitsgruppen sein, die sich auf den unmittelbaren postoperativen Verlauf, Ischämie-Reperfusionsverletzungen, die Rekonditionierung von Spenderorganen mit erweiterten Kriterien und damit verbundene immunologische Mechanismen konzentrieren.
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Disclosures
Die Autoren haben nichts offenzulegen.
Acknowledgments
Die Autorinnen danken Britta Trautewig, Corinna Löbbert, Astrid Dinkel und Ingrid Meder für ihren Fleiß und ihr Engagement. Darüber hinaus danken die Autoren Tom Figiel für die Erstellung des Bildmaterials.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Abdominal retractor | No Company Name available | No Catalog Number available | |
| Aortic clamp, straight | Firma Martin | No Catalog Number available | |
| Arterial Blood Sampler Aspirator (safePICOAspirator) 1.5 mL | Radiometer Medical ApS | 956-622 | |
| Atropine (Atropinsulfat 0.5 mg/1 mL) | B.Braun | 648037 | |
| Backhaus clamp | Bernshausen | BF432 | |
| Bipolar forceps, 23 cm | SUTTER | 780222 SG | |
| Bowl 5 L, 6 L, 9 L | Chiru-Instrumente | 35-114327 | |
| Braunol Braunoderm | B.Braun | 3881059 | |
| Bulldog clamp | Aesculap | No Catalog Number available | |
| Button canula | Krauth + Timmermann GmbH | 1464LL1B | |
| Calcium gluconate (2.25 mmol/10 mL (10%)) | B.Braun | 2353745 | |
| Cell Saver (Autotransfusion Reservoir) | Fresenius Kabi AG | 9108471 | |
| Central venous catheter 7Fr., 3 Lumina, 30 cm 0.81 mm | Arrow | AD-24703 | |
| Clamp | INOX | B-17845 / BH110 / B-481 | |
| Clamp | Aesculap | AN909R | |
| Clamp, 260 mm | Fehling Instruments GMbH &Co.KG | ZAU-2 | |
| Clip Forceps, medium | Ethicon | LC207 | |
| Clip forceps, small | Ethicon | LC107 | |
| CPDA-1 solution | Fresenius Kabi AG | 41SD09AA00 | |
| Custodiol (Histidin-Tryptophan-Ketogluterat-Solution) | Dr.Franz Köhler Chemie GmbH | 2125921 | |
| Dissecting scissors | LAWTON 05-0641 | No Catalog Number available | |
| Dissecting scissors, 180 mm | Metzenbaum | BC606R | |
| Endotracheal tube 8.0 mm | Covetrus | 800764 | |
| Epinephrine (Adrenalin 1:1000) | InfectoPharm | 9508734 | |
| Falcon Tubes 50ml | Greiner | 227 261 L | |
| Femoralis clamp | Ulrich | No Catalog Number available | |
| Fentanyl 0.1mg | PanPharma | 00483 | |
| Forceps, anatomical | Martin | 12-100-20 | |
| Forceps, anatomical, 250 mm | Aesculap | BD052R | |
| Forceps, anatomical, 250 mm | Aesculap | BD032R | |
| Forceps, anatomical, 250 mm | Aesculap | BD240R | |
| Forceps, surgical | Bernshausen | BD 671 | |
| Forceps, surgical | INOX | B-1357 | |
| G40 solution | Serag Wiessner | 10755AAF | |
| Gelafundin ISO solution 40 mg/mL | B. Braun | 210257641 | |
| Guidewire with marker | Arrow | 14F21E0236 | |
| Haemostatic gauze ("Tabotamp" 5 x 7.5 cm) | Ethicon | 474273 | |
| Heparin sodium 25,000IE | Ratiopharm | W08208A | |
| Hico-Aquatherm 60 | Hospitalwerk | No Catalog Number available | |
| Infusion Set Intrafix | B.Braun | 4062981 L | |
| Intrafix SafeSet 180 cm | B.Braun | 4063000 | |
| Introcan Safety, 18 G | B.Braun | 4251679-01 | |
| Isofluran CP | CP-Pharma | No Catalog Number available | |
| Large-bore venous catheter, 7Fr. | Edwards Lifesciences | I301F7 | |
| Ligaclip, medium | Ethicon | LT200 | |
| Ligaclip, small | Ethicon | LT100 | |
| Material scissors | Martin | 11-285-23 | |
| Methylprednisolone (Urbason solubile forte 250 mg) | Sanofi | 7823704 | |
| Monopolar ERBE ICC 300 | Fa. Erbe | No Catalog Number available | |
| NaCl solution (0.9%) | Baxter | 1533 | |
| Needle holder | Aesculap | BM36 | |
| Needle holder | Aesculap | BM035R | |
| Needle holder | Aesculap | BM 67 | |
| Neutral electrode | Erbe Elektromedizin GmbH Tübingen | 21191 - 060 | |
| Norepinephrine (Sinora) | Sintetica GmbH | 04150124745717 | |
| Omniflush Sterile Filed 10 mL | B.Braun | 3133335 | |
| Original Perfusorline 300 cm | B.Braun | 21E26E8SM3 | |
| Overhold clamp | INOX | BH 959 | |
| Overhold clamp | Ulrich | CL 2911 | |
| Pentobarbital sodium(Release 500 mg/mL) | WDT, Garbsen | 21217 | |
| Perfusers | B.Braun | 49-020-031 | |
| Perfusor Syringe 50 mL | B.Braun | 8728810F | |
| Petri dishes 92 x 17 mm | Nunc | 150350 | |
| Poole Suction Instrument Argyle flexibel | Covidien, Mansfield USA | 20C150FHX | |
| Potassium chloride (7.45%) | B.Braun | 4030539078276 | |
| Pressure measurement set | Codan pvb Medical GmbH | 957179 | |
| Propofol (1%) | CP-Pharma | No Catalog Number available | |
| S-Monovette 2.6 mL K3E | Sarstedt | 04.1901 | |
| S-Monovette 2.9 mL 9NC | Sarstedt | 04.1902 | |
| S-Monovette 7.5 mL Z-Gel | Sarstedt | 11602 | |
| Sartinski clamp | Aesculap | No Catalog Number available | |
| Scalpel No.11 | Feather Safety Razor Co.LTD | 02.001.40.011 | |
| Scissors | INOX | BC 746 | |
| Seldinger Arterial catheter | Arrow | SAC-00520 | |
| Sodium bicarbonate (8.4%) | B.Braun | 212768082 | |
| Sterilization Set ("ProSet Preparation Kit CVC") | B.Braun | 4899719 | |
| Sterofundin ISO solution | B.Braun | No Catalog Number available | |
| Suction | Dahlhausen | 07.068.25.301 | |
| Suction Aesculap Securat 80 | Aesculap | No Catalog Number available | |
| Suction catheter | ConvaTec | 5365049 | |
| Sultamicillin (Unacid: 2000 mg Ampicillin/1000 mg Sulbactam) | Pfizer | DL253102 | |
| Suprapubic urinary catheter, "bronchialis", 50 cm | ConvaTec | UK 1F02772 | |
| Suprasorb ("Toptex lite RK") | Lohmann & Rauscher | 31654 | |
| Suture Vicryl 3-0 | Ethicon | VCP 1218 H | |
| Suture Vicryl 4-0 | Ethicon | V392H | |
| Suture, Prolene 4-0 | Ethicon | 7588 H | |
| Suture, Prolene 5-0, double armed | Ethicon | 8890 H | |
| Suture, Prolene 5-0, single armed | Ethicon | 8720 H | |
| Suture, Prolene 6-0, double armed | Ethicon | 7230 H | |
| Suture, Prolene 6-0, single armed | Ethicon | EH 7406 H | |
| Suture, Prolene: blau 3-0 | Ethicon | EH 7499H | |
| Suture, Safil 2/0 | Aesculap | C 1038446 | |
| Suture, Terylene 0 | Serag Wiessner | 353784 | |
| Syringe 2 mL, 5 mL, 10 mL, 20 mL | B.Braun | 4606027V | |
| TransferSet "1D/X-double" steril 330 cm | Fresenius Kabi AG | 2877101 | |
| Ultrasound Butterfly IQ+ | Butterfly Network Inc. | 850-20014 | |
| Ventilator "Oxylog Dräger Fl" | Dräger Medical AG | No Catalog Number available | |
| Yankauer Suction | Medline | RA19GMD | |
| Zoletil 100 mg/mL (50 mg Zolazepam, 50 mg tiletamin) | Virbac | 794-861794861 |
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