Summary
Dans ce protocole, un modèle de transplantation hépatique orthotopique porcine après entreposage statique à froid d’organes de donneurs pendant 20 h sans pontage veino-veineux pendant la greffe est décrit. L’approche utilise une technique chirurgicale simplifiée avec minimisation de la phase hépatique et une gestion sophistiquée du volume et du vasopresseur.
Abstract
La transplantation hépatique est considérée comme l’étalon-or pour le traitement d’une variété de maladies hépatiques mortelles. Cependant, les problèmes non résolus de l’échec chronique des greffons, des pénuries persistantes de donneurs d’organes et de l’utilisation accrue de greffons marginaux appellent à l’amélioration des concepts actuels, tels que la mise en œuvre de la perfusion des machines d’organes. Afin d’évaluer de nouvelles méthodes de reconditionnement et de modulation du greffon, des modèles translationnels sont nécessaires. En ce qui concerne les similitudes anatomiques et physiologiques avec les humains et les progrès récents dans le domaine de la xénotransplantation, les porcs sont devenus la principale grande espèce animale utilisée dans les modèles de transplantation. Après l’introduction initiale d’un modèle de transplantation hépatique orthotopique porcine par Garnier et al. en 1965, plusieurs modifications ont été publiées au cours des 60 dernières années.
En raison de traits anatomiques spécifiques spécifiques, un pontage veino-veineux pendant la phase anhépatique est considéré comme une nécessité pour réduire la congestion intestinale et l’ischémie entraînant une instabilité hémodynamique et une mortalité périopératoire. Cependant, la mise en place d’un bypass augmente la complexité technique et logistique de la procédure. De plus, des complications associées telles que l’embolie gazeuse, l’hémorragie et la nécessité d’une splénectomie simultanée ont déjà été signalées.
Dans ce protocole, nous décrivons un modèle de transplantation hépatique orthotopique porcine sans pontage veino-veineux. La greffe de foies de donneurs après une conservation statique au froid de 20 h - simulant des conditions de donneur à critères étendus - démontre que cette approche simplifiée peut être réalisée sans altérations hémodynamiques significatives ni mortalité peropératoire et avec une absorption régulière de la fonction hépatique (telle que définie par la production biliaire et le métabolisme hépatique spécifique du CYP1A2). Le succès de cette approche est assuré par une technique chirurgicale optimisée et une gestion sophistiquée du volume anesthésiologiste et du vasopresseur.
Ce modèle devrait présenter un intérêt particulier pour les groupes de travail axés sur l’évolution postopératoire immédiate, les lésions d’ischémie-reperfusion, les mécanismes immunologiques associés et le reconditionnement des organes de donneurs à critères étendus.
Introduction
La transplantation hépatique reste la seule chance de survie dans une variété de maladies différentes conduisant à une insuffisance hépatique aiguë ou chronique. Depuis sa première application réussie dans l’humanité en 1963 par Thomas E. Starzl, le concept de transplantation hépatique a évolué pour devenir une option de traitement fiable appliquée dans le monde entier, principalement en raison des progrès dans la compréhension du système immunitaire, du développement de l’immunosuppression moderne et de l’optimisation des soins périopératoires et des techniques chirurgicales 1,2 . Cependant, le vieillissement de la population et une demande accrue d’organes ont entraîné des pénuries de donneurs, avec une utilisation accrue de greffons marginaux provenant de donneurs à critères élargis et l’émergence de nouveaux défis au cours des dernières décennies. L’introduction et la mise en œuvre généralisée de la perfusion par machine d’organes ouvriraient un éventail de possibilités en ce qui concerne le reconditionnement et la modulation des greffons et contribueraient à atténuer les pénuries d’organes et à réduire la mortalité sur les listes d’attente 3,4,5,6.
Afin d’évaluer ces concepts et leurs effets in vivo, des modèles de transplantation translationnelle sont nécessaires7. En 1983, Kamada et al. ont introduit un modèle orthotopique efficace de transplantation hépatique chez le rat qui a depuis été largement modifié et appliqué par des groupes de travail du monde entier 8,9,10,11. Le modèle orthotopique de transplantation hépatique chez la souris est techniquement plus exigeant, mais aussi plus précieux en termes de transférabilité immunologique, et a été signalé pour la première fois en 1991 par Qian et al.12. Malgré les avantages en termes de disponibilité, de bien-être animal et de coûts, les modèles de rongeurs sont limités dans leur applicabilité en milieu clinique7. Par conséquent, de grands modèles d’animaux sont nécessaires.
Ces dernières années, les porcs sont devenus la principale espèce animale utilisée pour la recherche translationnelle en raison de leurs similitudes anatomiques et physiologiques avec les humains. En outre, les progrès actuels dans le domaine de la xénotransplantation pourraient encore accroître l’importance des porcs en tant qu’objets de recherche13,14.
Garnier et al. ont décrit un modèle de transplantation hépatique chez le porc dès 196515. Plusieurs auteurs, dont Calne et al. en 1967 et Chalstrey et al. en 1971, ont par la suite signalé des modifications, conduisant finalement à un concept sûr et réalisable de transplantation hépatique porcine expérimentale dans les décennies suivantes 16,17,18,19,20,21.
Plus récemment, différents groupes de travail ont fourni des données sur les problèmes actuels de transplantation hépatique à l’aide d’une technique de transplantation hépatique orthotopique porcine, incluant presque invariablement un pontage veino-veineux actif ou passif, c’est-à-dire porto-caval,19,22. La raison en est une intolérance spécifique à l’espèce au clampage de la veine cave inférieure et de la veine porte pendant la phase anhépatique en raison d’un intestin comparativement plus gros et de moins de shunts porto-caval ou cavo-caval (par exemple, absence de veine azygos), entraînant une augmentation de la morbidité et de la mortalité périopératoires23. Les techniques de transplantation de veine cave inférieure appliquées chez des receveurs humains comme alternative ne sont pas réalisables car la veine cave inférieure porcine est enveloppée de tissu hépatique23.
Cependant, l’utilisation d’un pontage veino-veineux augmente encore la complexité technique et logistique d’une intervention chirurgicale déjà exigeante, empêchant ainsi les groupes de travail de tenter la mise en œuvre complète du modèle. Outre les effets physiologiques et immunologiques directs d’un pontage, certains auteurs ont souligné la morbidité importante telle que la perte de sang ou l’embolie gazeuse lors de la pose du shunt et la nécessité d’une splénectomie simultanée, affectant potentiellement les résultats à court et à long terme après la greffe24,25.
Le protocole suivant décrit une technique simple de transplantation hépatique orthotopique porcine après entreposage frigorifique statique des organes du donneur pendant 20 h, représentant des conditions de donneur à critères étendus sans utilisation d’un pontage veino-veineux pendant la greffe, y compris l’obtention du foie du donneur, la préparation de la table arrière, l’hépatectomie du receveur et la prise en charge anesthésiologique pré- et peropératoire.
Ce modèle devrait présenter un intérêt particulier pour les groupes de travail chirurgicaux axés sur l’évolution postopératoire immédiate, les lésions d’ischémie-reperfusion, le reconditionnement des organes donneurs à critères étendus et les mécanismes immunologiques associés.
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Protocol
Cette étude a été réalisée au laboratoire de sciences animales de la faculté de médecine de Hanovre après approbation par l’autorité régionale de Basse-Saxe pour la protection des consommateurs et la sécurité alimentaire (Niedersächsisches Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit [LAVES]; 19/3146)
1. Prélèvement de foie de donneur
NOTE: Les donneurs de foie étaient des porcs domestiques femelles (Sus scrofa domesticus), âgés de 4-5 mois et d’un poids corporel moyen d’environ 50 kg, qui avaient déjà été en quarantaine au centre de recherche animale pendant au moins 10 jours avant la chirurgie.
- Effectuer une prémédication par injection intramusculaire d’atropine (0,04-0,08 mg / kg de poids corporel), de zolazépam (5 mg / kg de poids corporel) et de tilétamine (5 mg / kg de poids corporel). Après avoir établi un accès intraveineux (par exemple, veine auriculaire), induisez l’anesthésie avec une injection de propofol (1,5 à 2,5 mg / kg de poids corporel).
- Effectuer l’intubation avec un tube endotrachéal de 8,0 à 8,5 mm, selon la taille et l’anatomie de l’animal. Établir une surveillance de l’électrocardiographie, la mesure des gaz respiratoires et de la saturation périphérique en oxygène, et la mesure non invasive de la pression artérielle.
- Maintenir l’anesthésie chez les porcs pendant l’obtention du foie du donneur par inhalation d’isoflurane (0,8-1,5 vol%) et application intraveineuse de fentanyl (0,003-0,007 mg/kg de poids corporel). Effectuer une ventilation à volume contrôlé tout au long de la procédure.
- Après la mise en place du porc donneur en décubitus dorsal et la fixation des membres à la base de la table d’opération avec des bandes élastiques, frottez la peau avec un agent antiseptique, par exemple de la povidone iodée ou de l’alcool isopropylique, et couvrez l’animal avec des champs stériles.
- Confirmer une profondeur d’anesthésie adéquate par perte de la réponse de retrait au pincement de l’orteil. Effectuer une laparotomie médiane commençant au processus xiphoïde en utilisant la cautérisation monopolaire. Placez un rétracteur abdominal et mobilisez l’intestin à la droite du donneur.
- Effectuer une splénectomie par dissection du ligament splénocolique, du ligament gastrosplénique et du ligament phrénicosplénique. Serrez la veine splénique et l’artère splénique près du hile splénique avec une pince Overholt et placez les ligatures (suture polyfilamentaire 3-0) après avoir sectionné les vaisseaux. Couper les vaisseaux supplémentaires (plus petits) soit par pince bipolaire, soit par ligature.
REMARQUE: Une splénectomie lors de l’obtention du foie du donneur n’est pas obligatoire, mais réduit l’efflux de sang pendant et après la perfusion. - Mobiliser l’intestin du côté gauche du donneur et sectionner le ligament falciforme et les ligaments triangulaires à l’aide de ciseaux et de cautérisation bipolaire.
- Après une dissection suffisante du foie, inciser la partie gauche du diaphragme sur une distance de 5 à 10 cm à l’aide de ciseaux pour localiser le segment thoracique de l’aorte descendante. Encercler et placer une ligature (suture polyfilament 3-0) sans serrer.
- Inciser la partie droite du diaphragme sur une distance de 5 à 10 cm à l’aide de ciseaux et identifier la veine cave suprahépatique inférieure.
- Déplacez l’intestin en haut à gauche du donneur et entrez dans l’espace rétropéritonéal par incision transversale du péritoine sur une distance de 5 à 10 cm à l’aide de ciseaux.
- Localisez l’aorte abdominale et la veine cave inférieure juste au-dessus de la bifurcation iliaque et séparez les deux vaisseaux sur une longueur d’environ 6 cm. Placez deux ligatures polyfilamentaires 3-0 autour de l’aorte abdominale: une crânienne de la bifurcation iliaque et une d’environ 3 cm crâniennement, sans serrer. Placez une autre ligature autour de la veine cave intrahépatique inférieure sans serrer.
- Injecter de l’héparine par voie intraveineuse (25 000 I.E.). Choisissez une canule appropriée et désaérez la ligne d’égouttage avec une solution de conservation refroidie.
- Serrez la première ligature située caudale autour de l’aorte abdominale. Après avoir obstrué l’aorte abdominale crânienne de la deuxième ligature (manuellement ou en plaçant une pince vasculaire atraumatique), faites une incision transversale entre les deux ligatures à l’aide de ciseaux.
- Insérez la canule dans l’incision et fixez-la avec la ligature restante. Couper la veine cave inférieure suprahépatique loin crânienne (près de l’oreillette droite) à l’aide de ciseaux.
- Après une perte de sang d’environ 1 500 à 2 000 mL, serrez le segment thoracique de l’aorte descendante en attachant la ligature et commencez la perfusion antégrade.
REMARQUE : Pour le besoin possible de sang (transfusions) pendant la greffe ou pour la perfusion de machines normothermes, le sang total (environ 1 500 mL) peut être prélevé à l’aide d’un contenant contenant un anticoagulant à base de citrate. - Serrez la ligature placée autour de la veine cave infrahépatique inférieure, incisez le vaisseau crânien de la ligature et insérez un aspirateur chirurgical. Injectez une dose létale de pentobarbital sodique (5 000 mg). Placez de la glace stérile pilée dans la cavité thoracique et abdominale sans compromettre le tissu hépatique.
- Après perfusion avec 3 500 mL de solution de conservation sur une période d’environ 10 à 15 minutes, couper la veine cave suprahépatique incisée inférieure. Couper la veine cave infrahépatique inférieure au niveau de la veine rénale gauche.
- Sectionner le canal biliaire crânien du tissu pancréatique entre deux ligatures (polyfilament 3-0) pour éviter les déversements de bile. Sectionner la veine porte crânienne du pancréas.
- Localisez l’artère cœliaque après une préparation émoussée et suivez dorsalement jusqu’à l’aorte abdominale. Excise le segment aortique respectif afin de créer un patch pour une greffe ultérieure.
- Extrayez le diaphragme autour de la veine cave suprahépatique inférieure et coupez les adhérences restantes à l’aide de ciseaux. Extraire le foie.
- Effectuer une cholécystectomie ou resserrer une ligature autour du canal kystique et rincer le canal cholédoque avec au moins 20 ml de solution de conservation. Placer la canule de perfusion dans la veine porte et rincer le greffon avec 500 ml supplémentaires de solution de conservation. Placez le greffon dans un bol stérile placé sur de la glace.
NOTE: Selon l’objectif scientifique, l’organe peut être immédiatement préparé pour la greffe ou maintenu sur glace pour une durée indéterminée (20 h dans ce protocole) avant de commencer la préparation et la greffe de la table arrière.
2. Préparation du foie en back-table
- Enlever le tissu lymphatique en commençant par le segment aortique et ainsi identifier et obstruer les branches latérales artérielles et les vaisseaux lymphatiques avec des clips, des ligatures (polyfilament 4-0) ou des sutures (monofilament 5-0; Figure 1A). De même, retirez le tissu lymphatique autour de la veine porte et obstruez les branches latérales avec des sutures (monofilament 5-0).
- Identifier la veine cave suprahépatique inférieure et placer des sutures autour des deux veines diaphragmatiques (monofilament 5-0) après avoir enlevé le tissu diaphragmatique environnant. Rincer tous les récipients avec une solution saline froide ou une solution de préservation pour identifier les fuites restantes. Effectuer le raccourcissement des vaisseaux et la préparation du patch aortique uniquement lors de la greffe pour tenir compte des circonstances anatomiques individuelles.
3. Hépatectomie du receveur, greffe du foie du donneur et prise en charge périopératoire
NOTE: Comme receveurs de foie, des porcs domestiques femelles (Sus scrofa domesticus) âgés de 4-5 mois et d’un poids corporel moyen d’environ 50 kg, ont été utilisés. De la même manière que les donneurs de foie, les receveurs avaient été en quarantaine au centre de recherche animale pendant au moins 10 jours avant la transplantation.
- Anesthésie et prise en charge périopératoire
- Effectuer une prémédication par injection intramusculaire d’atropine (0,04-0,08 mg / kg de poids corporel), de zolazépam (5 mg / kg de poids corporel) et de tilétamine (5 mg / kg de poids corporel). Après avoir établi un accès intraveineux (par exemple, veine auriculaire), induire l’anesthésie avec une injection de propofol (1,5-2,5 mg / kg de poids corporel).
- Effectuer l’intubation avec un tube endotrachéal de 8,0 à 8,5 mm, selon la taille et l’anatomie de l’animal. Établir une surveillance de l’électrocardiographie, la mesure des gaz respiratoires et de la saturation périphérique en oxygène, et la mesure non invasive de la pression artérielle. Dans le cas d’un modèle chronique, appliquez une pommade oculaire pour éviter la sécheresse après l’intervention chirurgicale.
- Placez l’animal receveur sur une base chauffante en décubitus dorsal et fixez les membres sur la base de la table d’opération à l’aide de bandes élastiques.
- Pour une surveillance prolongée, sous guidage échographique, placer un cathéter veineux central à trois lumières et un cathéter veineux de gros calibre (7 Fr.) dans la veine jugulaire interne et un cathéter veineux de gros calibre (7 Fr.) pour la thérapie de volume. De plus, insérer un cathéter artériel dans l’artère carotide/cervicale interne sous contrôle échographique pour la mesure invasive de la pression artérielle (Figure 1B).
- Maintenir l’anesthésie pendant le prélèvement d’organes par inhalation d’isoflurane (0,8-1,5 vol%) et application intraveineuse de fentanyl (0,003-0,007 mg/kg de poids corporel). Effectuer une ventilation à volume contrôlé tout au long de la procédure. Appliquer 2 000 mg de sultamicilline pour l’antibiose périopératoire et 250 mg de méthylprednisolone par voie intraveineuse.
- Administrer un vasopresseur tel que la noradrénaline par voie intraveineuse pour atteindre une pression artérielle moyenne cible de 60 mmHg. De plus, appliquez des solutions cristalloïdes telles que la solution de lactate de Ringer ou des solutions colloïdales telles que des gélatines fluides si nécessaire.
- Appliquez du gluconate de calcium (10%) et du bicarbonate de sodium (8,4%), du glucose (40%) ou du chlorure de potassium (7,45%) par voie intraveineuse en ce qui concerne les analyses de gaz du sang obtenues toutes les 30 minutes.
- Hépatectomie du receveur
- Frottez la peau avec un agent antiseptique, par exemple de la povidone iodée ou de l’alcool isopropylique, et couvrez l’animal de champs stériles.
- Confirmer une profondeur d’anesthésie adéquate par perte de la réponse de retrait au pincement de l’orteil. Effectuer une laparotomie médiane commençant au processus xiphoïde en utilisant la cautérisation monopolaire. Placez un rétracteur abdominal et mobilisez l’intestin à gauche du donneur. Couvrez l’intestin avec un chiffon humidifié.
- Placer une sonde urinaire sus-pubienne pour optimiser la gestion du volume peropératoire.
- Couper le ligament falciforme et les ligaments triangulaires à l’aide de ciseaux et de cautérisation bipolaire. Après une dissection suffisante du foie, encercler la veine cave suprahépatique et infrahépatique inférieure près du parenchyme hépatique.
- Disséquer et sectionner le canal cholédoque sous la jonction du canal kystique entre deux ligatures (polyfilament 3-0).
- Inciser la couche péritonéale superficielle recouvrant le ligament hépatoduodénal et identifier les artères hépatiques peu avant d’entrer dans le parenchyme hépatique. Disséquer à l’aide d’une cautérisation bipolaire ou de la mise en place de clips, de ligatures ou de sutures.
- Disséquer l’aorte abdominale par incision dans la ligne médiane (couche avasculaire) des muscles diaphragmatiques droit et gauche. Préparer l’aorte pour l’anastomose aortique en enlevant le tissu environnant.
REMARQUE: Cette étape n’est requise que si une anastomose aortique est effectuée. Sinon, disséquez davantage l’artère hépatique / la région hilaire pour vous préparer à une anastomose conventionnelle de bout en bout entre les artères hépatiques donneuse et receveuse. - Effectuer une hépatectomie receveuse en plaçant une pince vasculaire atraumatique sur la veine porte, suivie de pinces vasculaires atraumatiques sur la veine cave suprahépatique inférieure (y compris le diaphragme environnant tout en rétractant caudalement le foie) et la veine cave infrahépatique inférieure.
- Sectionner les trois vaisseaux proches du parenchyme hépatique. Retirez le foie receveur de la cavité abdominale.
NOTE: Le serrage des vaisseaux marque le début de la phase anhépatique. Pendant la phase anhépatique, les porcs sont hémodynamiquement instables et ont besoin de quantités importantes de vasopresseurs/catécholamines. L’anesthésiologiste doit être prêt à appliquer la noradrénaline et l’épinéphrine. Gardez la phase jusqu’à la reperfusion du foie aussi courte que possible. Communiquez bien avec l’anesthésiste.
- Greffe de foie du donneur
- Placez le foie du donneur dans la cavité abdominale. Raccourcir la veine cave suprahépatique donneuse et/ou receveuse inférieure à une longueur adéquate tout en évitant les plissements ou trop de tension sur l’anastomose.
- Placer une seule suture comme fil de support (monofilament 5-0), en adaptant le coin droit de la veine cave suprahépatique donneuse et receveuse inférieure. Commencer la face dorsale de l’anastomose à partir du coin gauche du ou des vaisseaux avec une suture en cours d’exécution (monofilament 5-0, à deux bras).
- Lorsque vous atteignez le coin droit, retirez le fil de support, fixez la suture en cours d’exécution avec une pince et continuez avec la face ventrale de l’anastomose, en commençant à nouveau par le coin gauche du ou des vaisseaux. Serrez la suture avec plusieurs nœuds sans resserrer le diamètre du vaisseau afin d’éviter la sténose.
- Raccourcir la veine porte du donneur et/ou du receveur à une longueur adéquate tout en évitant le pliage ou une tension trop importante sur l’anastomose.
- Effectuer une anastomose vasculaire de la veine porte donneuse et receveuse analogue aux étapes 3.3.2-3.3.3 à l’aide d’une suture monofilament 6-0 à double bras.
- Effectuer la reperfusion porto-veineuse en retirant la pince vasculaire, en obstruant la veine porte receveuse et en obstruant la veine cave infrahépatique inférieure du donneur avec une pince vasculaire après avoir drainé environ 200 à 400 ml de sang. Retirez lentement la pince vasculaire obstruant la veine cave suprahépatique receveuse inférieure et recherchez un saignement actif.
REMARQUE: Le retrait des deux pinces marque la fin de la phase anhépatique. La quantité de catécholamines nécessaire devrait diminuer considérablement peu de temps après. - Raccourcir la veine cave infrahépatique donneuse et/ou receveuse inférieure. Effectuer une anastomose vasculaire de la veine cave infrahépatique donneuse et receveuse inférieure analogue aux étapes 3.3.2-3.3.3 à l’aide d’une suture monofilament à double bras 5-0. Retirer les pinces obstruant la veine cave infrahépatique donneuse et receveuse inférieure.
- Préparez un patch aortique elliptique (patch Carrel) d’un diamètre d’environ 1-1,5, cm selon les circonstances anatomiques, en utilisant des ciseaux. Serrez l’aorte abdominale avec une pince vasculaire de Cooley atraumatique et faites une incision à l’aide d’un scalpel. Agrandir l’incision à l’aide de ciseaux pour l’adapter au patch.
- Commencez l’anastomose aortique par une suture en cours d’exécution (monofilament 6-0, à deux bras) au coin crânien de l’incision / patch. Lorsque vous atteignez le coin caudal, fixez la suture en cours d’exécution avec une pince et terminez à nouveau l’anastomose en commençant par le coin crânien. Serrez la suture avec plusieurs nœuds et retirez lentement la pince vasculaire.
REMARQUE: Le clampage de l’aorte abdominale affectera considérablement la pression artérielle du porc. Communiquez bien avec l’anesthésiste. - Placez une gaze hémostatique autour de l’anastomose artérielle. Placez un cathéter dans le canal cholédoque et fixez-le avec une seule ligature. Assurez-vous de ne pas obstruer le diamètre du cathéter.
- Fermez temporairement l’abdomen en adaptant le fascia musculaire et la peau avec une suture courante et couvrez l’abdomen avec un film alimentaire et/ou des rideaux pour éviter les pertes thermiques.
REMARQUE : Si les objectifs scientifiques nécessitent un modèle chronique, effectuer une anastomose de bout en bout entre le canal biliaire donneur et receveur, fermer l’abdomen avec des sutures séparées pour le péritoine et le fascia musculaire, et fermer la peau avec des sutures simples. - À la fin du suivi, injecter une dose létale de 5 000 mg de pentobarbital sodique pour l’euthanasie peropératoire.
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Representative Results
La technique présentée dans ce protocole a fourni des résultats fiables et reproductibles en termes de stabilité hémodynamique et de survie de l’animal tout au long de la procédure, ainsi que de fonction du greffon dans le cours postopératoire.
Plus récemment, nous avons appliqué le modèle pour l’étude des lésions d’ischémie-reperfusion et des interventions thérapeutiques atténuant les effets néfastes dans le cours postopératoire immédiat. Lors du prélèvement et de 20 h d’entreposage frigorifique statique, des greffes de foie (d’un poids moyen de 983,38 g) ont été implantées de la manière décrite. Les expériences ont été interrompues 6 heures après la reperfusion veineuse porte et le prélèvement de sang et de bile ainsi que de tissu hépatique et biliaire à des intervalles définis. Tous les receveurs ont survécu à la greffe et au suivi subséquent de 6 heures sous anesthésie générale jusqu’à l’euthanasie.
Étant donné que l’objectif de ce protocole réside dans la faisabilité d’un modèle de transplantation hépatique orthotopique porcine sans pontage veino-veineux, les résultats présentés ici se limitent aux paramètres vitaux peropératoires et à l’application de vasopresseurs (Figure 2), ainsi qu’à la performance du greffon, définie par les paramètres de laboratoire conventionnels, c’est-à-dire les concentrations sériques de lactate, l’aspartate transaminase (AST), l’alanine transaminase (ALT) et la glutamate déshydrogénase (GLDH), la production biliaire (tableau 1) et le test de capacité hépatique maximale (LiMAx) décrit précédemment dans un modèle de résection hépatique porcine (figure 3)26. Le test LiMAx est basé sur le métabolisme en temps réel de la 13C-méthacétine injectée par voie intraveineuse par le système CYP1A2 spécifique du foie. Avant et après injection, le rapport de 13CO 212CO2 dans l’air expiré est déterminé pour quantifier la fonction hépatique individuelle27.
Comme prévu, les receveurs ont eu besoin de concentrations accrues de noradrénaline immédiatement avant et pendant la phase hépatique afin de stabiliser la pression artérielle moyenne (MAD) à ≥60 mmHg. De faibles concentrations d’épinéphrine ont été utilisées simultanément pour augmenter le débit cardiaque au cours de cette période vulnérable. Lors de la reperfusion veineuse porte, le besoin de vasopresseurs a rapidement diminué et encore plus lors du clampage temporaire de l’aorte abdominale pour compléter l’anastomose aortique. Après la greffe, la DAM et les doses requises de vasopresseurs sont restées stables.
Le temps moyen d’opération, défini comme le temps écoulé entre l’incision cutanée et l’achèvement de toutes les anastomoses vasculaires et de la reperfusion, était de 103,50 min, y compris une phase anhépatique moyenne de 27,13 min. Il est à noter que seuls deux receveurs ont subi une phase hépatique de plus de 30 minutes. Tous les receveurs ont montré une baisse des concentrations sériques de lactate 4 heures après la reperfusion veineuse porte, et les valeurs de LiMAx obtenues 6 heures après la reperfusion veineuse porte étaient comparables aux valeurs mesurées chez les donneurs de foie avant l’obtention d’organes chez tous les receveurs sauf un (phase hépatique de 34 minutes).
Figure 1 : Préparation du greffon et du receveur. (A) La figure représente la préparation de la table arrière de l’axe cœliaque et du segment aortique. (B) Cette figure montre le receveur en décubitus dorsal avec surveillance prolongée, y compris un cathéter veineux central (bleu) dans la veine jugulaire interne gauche et un cathéter artériel (rouge) dans l’artère carotide/cervicale interne droite. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Pression artérielle moyenne et concentrations de vasopresseurs nécessaires lors de la greffe. La figure illustre la pression artérielle moyenne (MAD en mmHg) mesurée et les concentrations de noradrénaline et d’épinéphrine (en μg/kg/h) pendant des périodes définies tout au long de la procédure chez les huit receveurs. Les valeurs sont présentées sous forme de moyenne ± SEM. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Valeurs du test de capacité fonctionnelle maximale hépatique (LiMAx) obtenues chez les donneurs avant l’obtention du foie et chez les receveurs 6 h après la greffe. La figure représente les données du diagramme en boîte (moyenne et erreur-type de la moyenne) du test de capacité fonctionnelle maximale hépatique (LiMAx) des donneurs avant l’obtention du foie et des receveurs 6 heures après la greffe (n = 8). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
| Expérience | Poids du greffon | Poids du receveur | Le GRWR | Temps de fonctionnement | Phase hépatique | Lactate (mmol/L) | Pic AST | ALT de pointe | Pic GLDH | Volume biliaire | ||
| Non. | g) | (kg) | (%) | (min) | (min) | 2 h | 4 h | 6 h | (U/L) | (U/L) | (U/L) | (mL) |
| 1 | 1082 | 48.8 | 2.22 | 115 | 25 | 5.8 | 4.7 | 3.7 | 677 | 122 | 39 | 48 |
| 2 | 946 | 51.4 | 1.84 | 125 | 34 | 6.6 | 5.9 | 5.2 | 1207 | 109 | 268 | 15 |
| 3 | 957 | 57.6 | 1.66 | 110 | 30 | 8.3 | 5.8 | 8.1 | 742 | 125 | 143 | 73 |
| 4 | 825 | 49.2 | 1.68 | 87 | 22 | 7.6 | 6.7 | 6.5 | 675 | 99 | 113 | 35 |
| 5 | 1045 | 53.4 | 1.96 | 101 | 25 | 7.9 | 6.8 | 5.6 | 919 | 86 | 129 | 25 |
| 6 | 924 | 45.2 | 2.04 | 105 | 32 | 6.7 | 4.6 | 3.7 | 414 | 90 | 114 | 75 |
| 7 | 785 | 48.2 | 1.63 | 95 | 24 | 6.8 | 4.8 | 4.1 | 557 | 70 | 110 | 1.5 |
| 8 | 1303 | 54.6 | 2.39 | 90 | 25 | 12.7 | 12.2 | 9.8 | 1011 | 87 | 94 | 10 |
| MÉCHANT | 983.38 | 51.05 | 1.93 | 103.50 | 27.13 | 7.80 | 6.44 | 5.84 | 775.25 | 98.50 | 126.25 | 35.31 |
| SEM | 57.59 | 1.41 | 0.10 | 4.57 | 1.52 | 0.76 | 0.88 | 0.78 | 90.79 | 6.73 | 23.00 | 9.87 |
Tableau 1 : Variables du greffon périopératoire et du receveur. Le tableau résume le poids du greffon et du receveur, ainsi que le rapport poids-greffon / receveur (GRWR) et la durée de l’opération (incision cutanée à l’achèvement de toute anastomose vasculaire et reperfusion) et de la phase anhépatique. Des variables indiquant la fonction du greffon, telles que les paramètres de laboratoire conventionnels, c’est-à-dire les concentrations sériques de lactate, d’aspartate transaminase (AST), d’alanine transaminase (ALT) et de glutamate déshydrogénase (GLDH), et la production biliaire sont fournies pour chacune des huit greffes effectuées.
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Discussion
Les développements techniques récents tels que l’introduction de la perfusion automatique ont le potentiel de révolutionner le domaine de la transplantation hépatique. Afin de traduire les concepts de reconditionnement ou de modification du greffon en milieu clinique, les modèles de transplantation reproductibles chez les grands animaux sont inévitables.
Après l’introduction initiale de la transplantation hépatique orthotopique porcine, plusieurs auteurs ont travaillé sur l’amélioration de ces techniques au cours des cinq dernières décennies. Les différences au sein des approches chirurgicales rapportées sont souvent mineures et concernent les anastomoses vasculaires et biliaires, l’anesthésie et la prise en charge périopératoire. Néanmoins, contrairement à la situation actuelle en transplantation hépatique clinique dans laquelle l’utilisation du pontage veino-veineux est encore courante mais facultative 28, un pontage porto-caval actif ou passif pendant la phase anhépatique chez le porc est considéré comme une nécessité pour réduire la congestion intestinale et, par conséquent, l’ischémie intestinale subséquente avec instabilité hémodynamique et mortalité périopératoire, tel que décrit dans un ouvrage bien élaboré d’Esmaeilzadeh et al.25.
Outre les coûts supplémentaires et les défis techniques liés à un pontage veino-veineux, par exemple, cathéters, dispositif à pompe, nécessité d’une anticoagulation supplémentaire et complications potentielles telles qu’une embolie gazeuse ou une hémorragie, et selon l’approche choisie, la nécessité d’une splénectomie simultanée a incité les groupes à décrire des techniques modifiées sans pontages veino-veineux25,29, 30.
Torres et coll.31 ont observé une instabilité hémodynamique sévère chez les animaux subissant une greffe sans pontage veino-veineux par rapport aux receveurs avec un shunt porto-caval passif et, par conséquent, ont effectué un clampage temporaire de l’aorte supracœliaque chez ces animaux, ce qui a également été décrit par d’autres dans des modèles d’autotransplantation ou d’allotransplantation hépatique porcine 23,31,32 . Cependant, l’induction d’une ischémie chaude par serrage croisé de l’aorte receveuse comporte le risque de libération de molécules pro-inflammatoires et de lésions tissulaires lors de la reperfusion et doit donc être évitée à tout prix afin de produire des résultats scientifiques fiables, en particulier lors de l’évaluation des lésions d’ischémie-reperfusion. De plus, cette approche ne ressemble pas à la pratique clinique chez l’homme, ce qui limite donc la traduction des résultats obtenus dans ces modèles.
Pour éviter de telles mesures de soutien préjudiciables, nous pensons que deux points sont cruciaux. (1) La phase hépatique doit être maintenue à un minimum absolu, c’est-à-dire inférieur à 30 minutes, comme cela a déjà été démontré dans les premières phases de transplantation hépatique porcine par Battersby et al.33. Nous pensons que des sutures courantes (à double bras) et un maximum d’un fil de soutien sont suffisants pour créer une anastomose simple et sûre à la fois pour la veine cave suprahépatique inférieure et la veine porte. De toute évidence, la reperfusion veineuse porte doit commencer avant d’anastomoser la veine cave infrahépatique inférieure. (2) La prise en charge anesthésique doit être effectuée par un anesthésiologiste expérimenté, idéalement familiarisé avec la chirurgie hépatique ou la transplantation chez les patients humains34. Une gestion sophistiquée du volume et une thérapie avec des vasopresseurs, c’est-à-dire la noradrénaline et l’épinéphrine, en combinaison avec une technique chirurgicale simplifiée sont la base de la mise en œuvre réussie de ce modèle.
Fait intéressant, seul un petit nombre de groupes chirurgicaux ont fourni des données sur la transplantation hépatique orthotopique porcine réussie sans pontage veino-veineux et clampage aortique supracœliaque concomitant. À notre connaissance, Oike et al., Heuer et al., et, plus récemment, Fondevila et al. ont été les seuls groupes à rapporter leurs résultats (prometteurs), avec des taux de survie de 87%, 80% et 100%, respectivement35,36,37. Le temps anhépatique médian dans notre cohorte était de 25 minutes et était donc identique aux données présentées par Heuer et al.36. Au cours de la phase anhépatique, Oike et coll.35 ont signalé une réduction de 50 % à 60 % de la pression artérielle, semblable aux observations faites dans cette cohorte, ce qui a entraîné une augmentation des doses de vasopresseurs pour éviter une diminution de la MAD en dessous de 60 mmHg. Heuer et coll.36 n’ont pas mentionné l’utilisation de la catécholamine dans leur publication, mais ont mentionné de manière non spécifique la transfusion de sang total pour améliorer la stabilité hémodynamique. Ce dernier n’était pas requis dans ce modèle. Fondevila et al., qui ont rapporté un temps anhépatique moyen inférieur à 20 minutes, se sont uniquement appuyés sur l’administration de solutions cristalloïdes et n’ont pas appliqué de substances vasoactives pendant la greffe37.
Il convient de noter que, contrairement aux publications récentes appliquant l’anastomose de bout en bout du donneur à l’artère hépatique du receveur19,22, ce modèle comprend une anastomose de bout en bout avec un patch de Carrel de l’aorte du donneur anastomosé à l’aorte supracœliaque du receveur. En particulier pour les contextes expérimentaux, avec l’utilisation d’organes répondant à des critères de donneur étendus, par exemple, un temps ischémique prolongé à froid, il pourrait être favorable d’exclure tout problème de perfusion artérielle du greffon. L’application d’un patch de Carrel aidera à éviter la sténose de l’anastomose artérielle qui pourrait devenir fonctionnellement pertinente dans le cas de vasospasmes périphériques concomitants fréquemment observés après une reperfusion. Néanmoins, cette approche prendra plus de temps que l’anastomose conventionnelle de bout en bout en raison de l’accès plus élaboré de l’aorte.
Comme nos expériences représentatives se concentraient sur la phase postopératoire immédiate et la lésion d’ischémie-reperfusion, les receveurs ont été maintenus sous anesthésie et euthanasiés 6 heures après la reperfusion. Bien que bénéfique en ce qui concerne le bien-être animal, cela constitue une limitation importante à la validation de notre technique concernant la survie du greffon et du receveur. Nous pensons cependant que, sur la base des paramètres vitaux, de l’hémodynamique, de la clairance du lactate, de la production de bile, et surtout du métabolisme hépatique spécifique du CYP1A2 (test LiMAx) en temps réel observé tout au long du suivi, l’application à long terme de notre modèle devrait être réalisable, d’autant plus que les greffons utilisés dans les expériences ont subi un stockage frigorifique statique pendant 20 heures avant la greffe, contrairement à l’application réussie de modèles de transplantation comparables par d’autres35, 36,37. De plus, les rapports précédents mentionnés ont démontré que la mortalité périopératoire était exclusivement observée pendant et jusqu’à 6 heures après la chirurgie, à l’exception d’un receveur décédé d’une embolie pulmonaire le premier jour postopératoire de l’étude d’Oike et coll.35.
Dans ce travail, nous démontrons qu’une approche simplifiée de la transplantation hépatique orthotopique porcine sans l’utilisation d’un pontage veino-veineux pendant la greffe peut être réalisée en toute sécurité et est plus rentable, sans altérations hémodynamiques significatives ni mortalité peropératoire, même après une conservation statique prolongée au froid de l’organe du donneur. Un tel modèle devrait présenter un intérêt particulier pour les groupes de travail (chirurgicaux) axés sur l’évolution postopératoire immédiate, les lésions d’ischémie-reperfusion, le reconditionnement des organes de donneurs à critères étendus et les mécanismes immunologiques associés.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Les auteurs remercient Britta Trautewig, Corinna Löbbert, Astrid Dinkel et Ingrid Meder pour leur diligence et leur engagement. En outre, les auteurs remercient Tom Figiel pour la production du matériel photographique.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Abdominal retractor | No Company Name available | No Catalog Number available | |
| Aortic clamp, straight | Firma Martin | No Catalog Number available | |
| Arterial Blood Sampler Aspirator (safePICOAspirator) 1.5 mL | Radiometer Medical ApS | 956-622 | |
| Atropine (Atropinsulfat 0.5 mg/1 mL) | B.Braun | 648037 | |
| Backhaus clamp | Bernshausen | BF432 | |
| Bipolar forceps, 23 cm | SUTTER | 780222 SG | |
| Bowl 5 L, 6 L, 9 L | Chiru-Instrumente | 35-114327 | |
| Braunol Braunoderm | B.Braun | 3881059 | |
| Bulldog clamp | Aesculap | No Catalog Number available | |
| Button canula | Krauth + Timmermann GmbH | 1464LL1B | |
| Calcium gluconate (2.25 mmol/10 mL (10%)) | B.Braun | 2353745 | |
| Cell Saver (Autotransfusion Reservoir) | Fresenius Kabi AG | 9108471 | |
| Central venous catheter 7Fr., 3 Lumina, 30 cm 0.81 mm | Arrow | AD-24703 | |
| Clamp | INOX | B-17845 / BH110 / B-481 | |
| Clamp | Aesculap | AN909R | |
| Clamp, 260 mm | Fehling Instruments GMbH &Co.KG | ZAU-2 | |
| Clip Forceps, medium | Ethicon | LC207 | |
| Clip forceps, small | Ethicon | LC107 | |
| CPDA-1 solution | Fresenius Kabi AG | 41SD09AA00 | |
| Custodiol (Histidin-Tryptophan-Ketogluterat-Solution) | Dr.Franz Köhler Chemie GmbH | 2125921 | |
| Dissecting scissors | LAWTON 05-0641 | No Catalog Number available | |
| Dissecting scissors, 180 mm | Metzenbaum | BC606R | |
| Endotracheal tube 8.0 mm | Covetrus | 800764 | |
| Epinephrine (Adrenalin 1:1000) | InfectoPharm | 9508734 | |
| Falcon Tubes 50ml | Greiner | 227 261 L | |
| Femoralis clamp | Ulrich | No Catalog Number available | |
| Fentanyl 0.1mg | PanPharma | 00483 | |
| Forceps, anatomical | Martin | 12-100-20 | |
| Forceps, anatomical, 250 mm | Aesculap | BD052R | |
| Forceps, anatomical, 250 mm | Aesculap | BD032R | |
| Forceps, anatomical, 250 mm | Aesculap | BD240R | |
| Forceps, surgical | Bernshausen | BD 671 | |
| Forceps, surgical | INOX | B-1357 | |
| G40 solution | Serag Wiessner | 10755AAF | |
| Gelafundin ISO solution 40 mg/mL | B. Braun | 210257641 | |
| Guidewire with marker | Arrow | 14F21E0236 | |
| Haemostatic gauze ("Tabotamp" 5 x 7.5 cm) | Ethicon | 474273 | |
| Heparin sodium 25,000IE | Ratiopharm | W08208A | |
| Hico-Aquatherm 60 | Hospitalwerk | No Catalog Number available | |
| Infusion Set Intrafix | B.Braun | 4062981 L | |
| Intrafix SafeSet 180 cm | B.Braun | 4063000 | |
| Introcan Safety, 18 G | B.Braun | 4251679-01 | |
| Isofluran CP | CP-Pharma | No Catalog Number available | |
| Large-bore venous catheter, 7Fr. | Edwards Lifesciences | I301F7 | |
| Ligaclip, medium | Ethicon | LT200 | |
| Ligaclip, small | Ethicon | LT100 | |
| Material scissors | Martin | 11-285-23 | |
| Methylprednisolone (Urbason solubile forte 250 mg) | Sanofi | 7823704 | |
| Monopolar ERBE ICC 300 | Fa. Erbe | No Catalog Number available | |
| NaCl solution (0.9%) | Baxter | 1533 | |
| Needle holder | Aesculap | BM36 | |
| Needle holder | Aesculap | BM035R | |
| Needle holder | Aesculap | BM 67 | |
| Neutral electrode | Erbe Elektromedizin GmbH Tübingen | 21191 - 060 | |
| Norepinephrine (Sinora) | Sintetica GmbH | 04150124745717 | |
| Omniflush Sterile Filed 10 mL | B.Braun | 3133335 | |
| Original Perfusorline 300 cm | B.Braun | 21E26E8SM3 | |
| Overhold clamp | INOX | BH 959 | |
| Overhold clamp | Ulrich | CL 2911 | |
| Pentobarbital sodium(Release 500 mg/mL) | WDT, Garbsen | 21217 | |
| Perfusers | B.Braun | 49-020-031 | |
| Perfusor Syringe 50 mL | B.Braun | 8728810F | |
| Petri dishes 92 x 17 mm | Nunc | 150350 | |
| Poole Suction Instrument Argyle flexibel | Covidien, Mansfield USA | 20C150FHX | |
| Potassium chloride (7.45%) | B.Braun | 4030539078276 | |
| Pressure measurement set | Codan pvb Medical GmbH | 957179 | |
| Propofol (1%) | CP-Pharma | No Catalog Number available | |
| S-Monovette 2.6 mL K3E | Sarstedt | 04.1901 | |
| S-Monovette 2.9 mL 9NC | Sarstedt | 04.1902 | |
| S-Monovette 7.5 mL Z-Gel | Sarstedt | 11602 | |
| Sartinski clamp | Aesculap | No Catalog Number available | |
| Scalpel No.11 | Feather Safety Razor Co.LTD | 02.001.40.011 | |
| Scissors | INOX | BC 746 | |
| Seldinger Arterial catheter | Arrow | SAC-00520 | |
| Sodium bicarbonate (8.4%) | B.Braun | 212768082 | |
| Sterilization Set ("ProSet Preparation Kit CVC") | B.Braun | 4899719 | |
| Sterofundin ISO solution | B.Braun | No Catalog Number available | |
| Suction | Dahlhausen | 07.068.25.301 | |
| Suction Aesculap Securat 80 | Aesculap | No Catalog Number available | |
| Suction catheter | ConvaTec | 5365049 | |
| Sultamicillin (Unacid: 2000 mg Ampicillin/1000 mg Sulbactam) | Pfizer | DL253102 | |
| Suprapubic urinary catheter, "bronchialis", 50 cm | ConvaTec | UK 1F02772 | |
| Suprasorb ("Toptex lite RK") | Lohmann & Rauscher | 31654 | |
| Suture Vicryl 3-0 | Ethicon | VCP 1218 H | |
| Suture Vicryl 4-0 | Ethicon | V392H | |
| Suture, Prolene 4-0 | Ethicon | 7588 H | |
| Suture, Prolene 5-0, double armed | Ethicon | 8890 H | |
| Suture, Prolene 5-0, single armed | Ethicon | 8720 H | |
| Suture, Prolene 6-0, double armed | Ethicon | 7230 H | |
| Suture, Prolene 6-0, single armed | Ethicon | EH 7406 H | |
| Suture, Prolene: blau 3-0 | Ethicon | EH 7499H | |
| Suture, Safil 2/0 | Aesculap | C 1038446 | |
| Suture, Terylene 0 | Serag Wiessner | 353784 | |
| Syringe 2 mL, 5 mL, 10 mL, 20 mL | B.Braun | 4606027V | |
| TransferSet "1D/X-double" steril 330 cm | Fresenius Kabi AG | 2877101 | |
| Ultrasound Butterfly IQ+ | Butterfly Network Inc. | 850-20014 | |
| Ventilator "Oxylog Dräger Fl" | Dräger Medical AG | No Catalog Number available | |
| Yankauer Suction | Medline | RA19GMD | |
| Zoletil 100 mg/mL (50 mg Zolazepam, 50 mg tiletamin) | Virbac | 794-861794861 |
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