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Fuente y ruta de contaminación por alcaloides pirrolizidina en muestras de té

Published: September 28, 2022 doi: 10.3791/64375
Automatic Translation
1,2, 2, 1, 1,3, 4, 3, 3, 1, 1
1Key Laboratory of Agri-food Safety of Anhui Province, School of Resource & Environment, Anhui Agricultural University, 2State Key Laboratory of Tea Plant Biology and Utilization, School of Tea and Food Science & Technology, Anhui Agricultural University, 3Key Laboratory of Tea Quality and Safety & Risk Assessment, Tea Research Institute, Chinese Academy of Agricultural Sciences, Ministry of Agriculture, 4Department of Molecular Biosciences and Bioengineering, University of Hawaii at Manoa

Summary

El presente protocolo describe la contaminación de los alcaloides de pirrolizidina (PA) en muestras de té de malezas productoras de PA en jardines de té.

Abstract

Los alcaloides tóxicos de pirrolizidina (PA) se encuentran en muestras de té, que representan una amenaza para la salud humana. Sin embargo, la fuente y la ruta de contaminación por PA en muestras de té no están claras. En este trabajo, se desarrolló un método adsorbente combinado con UPLC-MS / MS para determinar 15 PA en la maleza Ageratum conyzoides L., suelo rizosférico de A. conyzoides , hojas de té frescas y muestras de té secas. Las recuperaciones promedio oscilaron entre 78% y 111%, con desviaciones estándar relativas de 0.33% -14.8%. Quince pares de muestras de suelo rizosférico de A. conyzoides y A. conyzoides y 60 muestras de hojas de té frescas se recolectaron del jardín de té Jinzhai en la provincia de Anhui, China, y se analizaron para las 15 AP . No se detectaron los 15 PA en hojas de té frescas, excepto el N-óxido intermedio (ImNO) y la senecionina (Sn). El contenido de ImNO (34,7 μg/kg) fue mayor que el de Sn (9,69 μg/kg). Además, tanto ImNO como Sn se concentraron en las hojas jóvenes de la planta del té, mientras que su contenido fue menor en las hojas viejas. Los resultados indicaron que los PA en el té se transfirieron a través del camino de las malezas productoras de PA-suelo-hojas de té frescas en los jardines de té.

Introduction

Como metabolitos secundarios, los alcaloides de pirrolizidina (AP) protegen a las plantas contra herbívoros, insectos y patógenos 1,2. Hasta ahora, se han encontrado más de 660 PA y óxidos de PA (PANO) con diferentes estructuras en más de 6.000 especies de plantas en todo el mundo 3,4. Las plantas productoras de PA se encuentran principalmente en las familias Asteraceae, Boraginaceae, Fabaceae y Apocynaceae 5,6. Los PA se oxidan fácilmente a alcaloides deshidropirrolizidina inestables, que tienen una fuerte electrofilicidad y pueden atacar nucleófilos como el ADN y las proteínas, lo que resulta en necrosis de células hepáticas, oclusiones venosas, cirrosis, ascitis y otros síntomas 7,8. El principal órgano diana de la toxicidad por PA es el hígado. Los AP también pueden causar toxicidad pulmonar, renal y de otros órganos, así como toxicidad mutagénica, carcinogénica y para el desarrollo 9,10.

En muchos países se han notificado casos de intoxicación humana y animal por la ingestión de hierbas, suplementos o tés tradicionales que contienen AP o la contaminación indirecta de alimentos como la leche, la miel o la carne (tóxicos por la ingestión de pastos que contienen AP)11,12,13. Los resultados de la Autoridad Europea de Seguridad Alimentaria (EFSA) indican que sustancias como el té (a base de hierbas) son una fuente importante de exposición humana a las AP/PANO14. Las muestras de té no producen AP, mientras que las plantas productoras de PA se encuentran comúnmente en jardines de té (por ejemplo, Emilia sonchifolia, Senecio angulatus, y Ageratum conyzoides)15. Anteriormente se sospechaba que el té podría estar contaminado con PA de sus plantas productoras durante la recolección y el procesamiento. Sin embargo, también se detectaron AP en algunas hojas de té recogidas a mano (es decir, sin plantas productoras de AP), lo que sugiere que debe haber otras rutas o fuentes de contaminación16. Se realizó un experimento de cocultivo de artemisa (Senecio jacobaea) con melisa (Melissa officinalis), menta (Mentha piperita), perejil (Petroselinum crispum), manzanilla (Matricaria recutita) y capuchina (Tropaeolum majus), y los resultados mostraron que se detectaron APs en todas estas plantas17. Se ha verificado que las AP son efectivamente transferidas e intercambiadas entre plantas vivas a través del suelo18,19. Van Wyk et al.20 encontraron que el té rooibos (Aspalathus linearis) estaba severamente contaminado en sitios ricos en malezas y contenía AP del mismo tipo y proporción. Sin embargo, no se detectaron AP en el té rooibos en sitios libres de malezas.

En la actualidad, la cromatografía líquida de ultra alta resolución espectrometría de masas en tándem (UPLC-MS/MS) con alta selectividad y sensibilidad ha sido ampliamente utilizada en el análisis cualitativo y cuantitativo de APs en productos agrícolas y alimentarios21,22. El método de tratamiento de la muestra generalmente consiste en la extracción en fase sólida (SPE) o en la limpieza QuEChERS (Quick Easy Cheap Effective Rugged Safe) de extractos de matrices alimentarias complejas, que pueden obtener la mayor sensibilidad posible12,19. Sin embargo, todavía faltan métodos analíticos robustos que permitan la detección y cuantificación de AP en matrices complejas como tierra, malezas y hojas de té frescas.

Este estudio analizó 15 PA en muestras de té seco, hojas de té frescas, malezas y muestras de suelo rizosférico de malezas con UPLC-MS / MS combinado con un método de purificación adsorbente. Además, se recolectaron 15 muestras de suelo rizosférico de malezas y malezas emparejadas y 60 muestras de hojas de té frescas de cinco sitios de muestreo en el jardín de té Jinzhai en la provincia de Anhui, China, y se analizaron para detectar 15 AP. Estos resultados pueden proporcionar un método de encuesta y cierta información sobre la fuente y la ruta de las AP (contaminación) en las muestras de té para garantizar la calidad y seguridad del té.

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Protocol

Para el presente estudio, se recolectaron las siguientes especies de malezas: Ludwigia prostrata Roxb., Murdannia triquetra (Wall. ex C. B. Clarke) Bruckn., Ageratum conyzoides L., Chenopodium ambrosioides, Trachelospermum jasminoide (L.) Lem., Ageratum conyzoides L., Emilia sonchifolia (L.) DC, Ageratum conyzoides L. y Crassocephalum crepidioides (Benth.) S. Moore. Las hojas de té frescas se recogieron de la variedad de árboles de té Longjing 43 #, y las muestras de té seco estaban disponibles comercialmente para el té procesado de acuerdo con el proceso de fabricación del té verde (ver Tabla de materiales).

1. Recogida de muestras

  1. Recoge 40 muestras reales.
    1. Recolecte 10 malezas, 10 suelos y 10 hojas de té frescas al azar de múltiples jardines de té.
      NOTA: Para el presente estudio, el suelo fue muestreado a una profundidad de 20 cm con una cantidad de muestra de 200 g.
    2. Recoja al azar 10 productos de té seco (250 g) de un supermercado.
  2. Recoja muestras de malezas, tierra y hojas de té frescas para estudiar la fuente de contaminación de los PA en el té.
    1. Establezca cinco puntos de muestreo en el mismo jardín de té, con tres réplicas en cada punto.
    2. Recoja muestras de malezas de Ageratum conyzoides L. con el mayor contenido de PA que se encuentra comúnmente en los jardines de té.
      NOTA: La cantidad muestral fue de 250 g para el presente estudio.
    3. Recoger las muestras de suelo.
      NOTA: Las muestras de suelo fueron suelo rizosférico de A. conyzoides a una profundidad de 20 cm con una cantidad muestral de 200 g.
    4. Recoja las hojas de té frescas de diferentes partes de las plantas de té, incluyendo un brote con dos hojas, un brote con tres hojas, un brote con cuatro hojas y hojas maduras.
      NOTA: La cantidad de muestra fue de 250 g.

2. Tratamiento de la muestra

  1. Pretrate las muestras siguiendo los pasos a continuación.
    1. Moler las muestras de té seco y tierra con un molinillo, pasar las muestras pulverizadas a través de un tamiz de malla 200 y almacenarlas a -20 ° C.
      NOTA: El té seco era un producto de té disponible comercialmente (ver Tabla de materiales), por lo que se trituraba y tamizaba directamente para su almacenamiento. Las muestras de suelo (200 g) se colocaron en un lugar ventilado en la oscuridad para secar al aire durante aproximadamente una semana.
    2. Homogeneice la hierba y las hojas de té frescas con un homogeneizador y guárdelas a -20 °C.
  2. Realice un tratamiento de muestra de los productos de té seco, hojas de té frescas y malezas.
    1. Pesar 1,00 g de cada muestra (productos de té secos, hojas de té frescas y malezas) y colóquela en tubos de centrífuga de 50 ml.
    2. Agregue 10 ml de solución de ácido sulfúrico 0.1 mol / L y vórtice durante 2 minutos para la extracción en fase sólida (usando cartucho SPE, consulte la Tabla de materiales) y 1 min para la purificación del adsorbente. Realice la extracción ultrasónica23 durante 15 min, y luego centrifugar durante 10 min a una velocidad de 9,390 x g a temperatura ambiente.
      NOTA: La potencia del oscilador ultrasónico fue de 290 W, la frecuencia de oscilación fue de 35 kHz y la temperatura se estableció en 30 ° C.
    3. Transfiera el sobrenadante a un tubo de centrífuga de 50 ml con un gotero de punta de plástico.
    4. Siga los pasos anteriores para repetir la extracción una vez. Combine los dos sobrenadantes.
      1. Active los cartuchos SPE con 5 mL de metanol y 5 mL de agua desionizada. Agregue 10 ml de sobrenadante al cartucho preactivado y realice la limpieza de la muestra.
      2. Después de que el nivel de la solución de muestra haya alcanzado la capa superior de los cartuchos, eluya los analitos con 5 ml de solución de ácido fórmico al 1% y luego 5 ml de metanol. Deseche el eluido.
      3. Eluya con 5 ml de metanol (que contiene 0,5% de agua de amoníaco), filtre el eluido a través de un filtro de membrana de 0,22 μm y analice mediante UPLC-MS/MS (consulte la Tabla de materiales).
    5. Realice la limpieza de muestras utilizando adsorbentes.
      1. Tomar 2 ml del sobrenadante (paso 2.2.4) en un tubo de centrífuga de 10 ml lleno con los adsorbentes de GCB:PSA:C18 (10 mg:20 mg:15 mg, ver Tabla de materiales), vórtice durante 1 min y centrifugar a 9,390 x g durante 8 min a temperatura ambiente.
      2. Pasar 1 ml del sobrenadante a través de un filtro de membrana de 0,22 μm antes del análisis por UPLC-MS/MS.
  3. Realizar el tratamiento de las muestras de suelo.
    1. Pesar una muestra de suelo de 1,00 g. Colóquelo en un tubo de centrífuga de 50 ml y agregue 0.1 ml de solución de citrato trisódico de 0.1 mol / L (consulte la Tabla de materiales) para ajustar el valor del pH del suelo a 6.0.
    2. Deje reposar durante 2 minutos y luego agregue 10 ml de solución de metanol de ácido sulfúrico 0.1 mol / L, vórtice durante 2 minutos y agite durante 30 minutos, y luego realice la extracción ultrasónica durante 30 minutos.
    3. Centrifugar a 9.390 x g durante 10 min, y transferir el sobrenadante a un tubo de centrífuga de 50 ml con un gotero de punta de plástico.
    4. Siga los pasos anteriores para repetir la extracción y combine el sobrenadante dos veces.
      NOTA: El método de purificación fue el mismo que en los pasos 2.2.5.1 y 2.2.5.2.

3. Análisis instrumental

  1. Detecte los 15 PA en muestras de té seco, hojas de té frescas, malezas y tierra (muestras del paso 2) utilizando un sistema UPLC-MS/MS disponible comercialmente (2.1 mm x 100 mm, 1.8 μm) (ver Tabla de materiales).
  2. Ajuste la temperatura de la columna a 40 °C, el caudal a 0,250 ml/min y el volumen de inyección a 3 μL.
  3. Establezca la fase móvil A: metanol (que contiene 0,1% de ácido fórmico + 1 mmol / L de formiato de amonio) y la fase móvil B: agua (que contiene 0,1% de ácido fórmico + 1 mmol / L de formiato de amonio).
  4. Establezca un procedimiento de elución de gradiente: 10% A de 0.0 min a 0.25 min, 10% -30% A de 0.25 min a 6.0 min, 30%-40% A de 6.0 min a 9.0 min, 40%-98% A de 9.0 min a 9.01 min que se mantuvo durante 1.9 min, y 98%-100% A de 11.0 min a 11.1 min que se mantuvo durante 2.9 min.
  5. Ajuste los parámetros del espectrómetro de masas: modo de ionización, fuente de iones positivos por electrospray (ESI+); presión del atomizador, 7,0 bar; tensión capilar, 4,0 kV; flujo de soplado hacia atrás del orificio cónico, 150 L/h; caudal de gas disolvente, 800 L/h; temperatura del disolvente, 400 °C; caudal de gas de impacto, 0,25 mL/min.

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Representative Results

Se estableció el método optimizado de purificación y análisis de adsorbentes de 15 PA en muestras de té seco, hojas de té frescas, malezas y suelo y se comparó con el método de purificación comúnmente utilizado utilizando el cartucho SPE. Los resultados mostraron que las recuperaciones de los 15 PA en muestras de té seco, malezas y hojas de té frescas utilizando el cartucho SPE fueron del 72% -120%, mientras que el uso de la purificación adsorbente fue del 78% -98% (Figura 1). Las recuperaciones de los 15 AP en suelo mediante purificación de adsorbentes fueron del 79%-111% (Figura 1). Cuarenta (40) muestras reales fueron recolectadas aleatoriamente para detectar el contenido de APs para comparar los dos métodos de limpieza (Tablas Suplementarias 1-7). La heliotrina (He) se detectó en las 10 muestras de té seco utilizando el método adsorbente con un contenido de 1,3-22 μg/kg, mientras que sólo se detectó en tres muestras de té seco utilizando el cartucho SPE con un contenido de 1,8-24,6 μg/kg (Tablas complementarias 3-4).

Se seleccionó el método de purificación de adsorbentes (GCB: PSA: C18) para detectar PA en malezas, suelos rizosféricos de malezas y hojas de té frescas en sistemas de plantaciones de té. Se eligieron cinco sitios de muestreo en un jardín de té en Jinzhai. Además de jacobina (Jb), senecifilina (Sp), senecifilina N-oxida (SpNO) y senkirkina (Sk), se detectaron un total de 11 AP en la maleza A. conyzoides, de las cuales el mayor contenido de AP fue intermedina (Im) (2.006-2.970 μg/kg), heliotrina-N-óxido (HeNO) (2.446-2.731 μg/kg) e intermedina-N-óxido (ImNO) (13.535-17.345 μg/kg) (Tabla 1). En el suelo, sólo se detectó ImNO en el sitio de muestreo 5, con un contenido de 6,05 μg/kg (Tabla complementaria 8). Se detectaron ImNO y Sn en las hojas de té frescas de los cinco sitios de muestreo (Figura 2). Se detectó ImNO en diferentes partes de las plantas de té, y su contenido varió de 4,36 a 26,5 μg/kg, que fue mayor que el de Sn, excepto que no se detectó Sn en hojas maduras del sitio de muestreo 1 y el sitio de muestreo 2. Se detectó sn en diferentes partes de las plantas de té en los otros sitios de muestreo, y el contenido varió de 1.0 a 3.14 μg / kg (Figura 2).

En el sitio de muestreo 5, se mostró el fenómeno de transferencia de AP entre las malas hierbas, el suelo rizosférico de malezas y las hojas de té frescas (Figura 3). Entre las 11 malezas PAs, solo se detectó ImNO en el suelo, con un contenido de 6,05 μg/kg, mientras que ImNO y Sn se detectaron en diferentes partes de las plantas de té. El contenido de ImNO en una yela con dos hojas fue el más alto, que fue de 12,6 μg/kg (Figura 3).

Figure 1
Figura 1: Comparación de recuperación. Comparación de las recuperaciones de 15 AP (alcaloides pirrolizidina) en extractos de (A) hojas de té frescas, (B) muestras de té secas, (C) malezas, y (D) muestras de suelo tras la limpieza con el adsorbente (nivel con púas = 0,02 mg / kg) y cartuchos SPE (columnas de extracción en fase sólida de intercambio catiónico mixto, nivel de púas = 0,01 mg / kg). Las barras de error muestran la desviación estándar, y la prueba de significancia se realizó mediante análisis de varianza. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 2
Figura 2: Contenido y tipos de AP (alcaloides de pirrolizidina) en diferentes partes de las plantas de té recogidas en los cinco lugares de muestreo. A) Lugar de muestreo 1. B) Lugar de muestreo 2. C) Lugar de muestreo 3. D) Lugar de muestreo 4. E) Lugar de muestreo 5. Las barras de error muestran la desviación estándar, y la prueba de significancia se realizó mediante análisis de varianza. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 3
Figura 3: PA contenidos en las malas hierbas y su transferencia al suelo y a las hojas de té frescas. (A) El contenido y el tipo de AP (alcaloides pirrolizidina) detectados en las malas hierbas, el suelo y las hojas de té frescas. (B) El contenido y tipo de APs detectadas en las malas hierbas. Las barras de error muestran la desviación estándar, y la prueba de significancia se realizó mediante análisis de varianza. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Sitio de muestreo Contenido medio de AP individuales (± desviaciones típicas relativas), μg/kg Contenido de AP totales (μg/kg)
Él HeNO Im ImNO Jb JbNO Re Reno Sn SnNO Sp Sp
NO		 UE EuNO Sk
1 97.4 (2.43) 2731.1 (2.04) 2424.9 (1.84) 13754 (0.56) ND 1.92 (1.54) 21.2 (10.45) 4.01 (5.72) 58.4 (2.52) 17.2 (9.03) ND ND 224.0 (1.75) 6.9 (2.02) ND 19341.03
2 83.9 (1.21) 2518.6 (0.81) 2476.5 (1.15) 13945 (0.30) ND 2.60 (2.52) 28.8 (1.51) 4.82 (3.66) 63.7 (3.52) 19.8 (10.2) ND ND 248.6 (1.48) 7.0 (1.58) ND 19399.32
3 96.6 (1.67) 2470.4 (1.08) 2969.7 (1.02) 16829 (0.36) ND 2.12 (1.08) 20.9 (9.30) 2.94 (1.08) 51.0 (7.50) 14.9 (8.25) ND ND 252.1 (3.17) 5.91 (0.35) ND 22715.57
4 91.4 (1.98) 2638.6 (2.75) 2882.4 (1.98) 17345 (0.76) ND 2.42 (10.59) 15.4 (6.99) 2.67 (10.59) 51.6 (6.73) 15.0 (0.92) ND ND 281.3 (2.36) 6.78 (2.15) ND 23332.57
5 83.4 (3.79) 2446.7 (6.0) 2005.5 (3.79) 13535 (1.96) ND 1.68 (4.94) 15.2 (0.91) 2.70 (4.94) 49.4 (8.78) 16.9 (10.7) ND ND 215.2 (2.47) 5.99 (3.76) ND 18377.67

Tabla 1: El contenido de AP simples y totales (alcaloides pirrolizidina) de las malas hierbas en los cinco sitios de muestreo. ND representa ninguno detectado.

Tabla complementaria 1: El contenido de PA simples y totales en hojas de té frescas purificadas por el método adsorbente. ND representa ninguno detectado. Haga clic aquí para descargar esta tabla.

Cuadro complementario 2: Contenido de AP simples y totales en hojas de té frescas purificadas por SPE. ND representa ninguno detectado. Haga clic aquí para descargar esta tabla.

Tabla complementaria 3: El contenido de AP simples y totales en té seco purificado por el método adsorbente. ND representa ninguno detectado. Haga clic aquí para descargar esta tabla.

Cuadro complementario 4: Contenido de AP simples y totales en el té seco purificado por SPE. ND representa ninguno detectado. Haga clic aquí para descargar esta tabla.

Tabla complementaria 5: El contenido de AP simples y totales en malezas purificadas por el método adsorbente. ND representa ninguno detectado. Haga clic aquí para descargar esta tabla.

Cuadro complementario 6: Contenido de AP simples y totales en malas hierbas purificadas por SPE. ND representa ninguno detectado. Haga clic aquí para descargar esta tabla.

Cuadro complementario 7: Contenido de AP simples y totales en suelos purificados por el método adsorbente. ND representa ninguno detectado. Haga clic aquí para descargar esta tabla.

Cuadro suplementario 8: Contenido de AP únicas y totales de suelos en los cinco lugares de muestreo. ND representa ninguno detectado. Haga clic aquí para descargar esta tabla.

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Discussion

El presente trabajo fue diseñado para desarrollar un método eficaz y sensible para explorar las rutas de contaminación y las fuentes de AP en muestras de té, así como la distribución de AP en diferentes partes de las plantas de té. Sin embargo, en este estudio, sólo 15 PA fueron separados con éxito en la columna cromatográfica, que es un número muy pequeño en comparación con el gran número de alcaloides en las especies de plantas 3,4. Esto no solo estaba relacionado con las propiedades de empaque de la columna en sí, sino también con la compleja matriz de las muestras de té examinadas. Por lo tanto, los mejores métodos de separación y purificación para detectar múltiples AP aún necesitan una mayor exploración.

Se han aplicado cartuchos SPE y métodos adsorbentes para detectar multi-PA en una variedad de matrices de muestra, pero en la matriz compleja del té, el método adsorbente no ha sido reportado24. Por lo tanto, en este trabajo se desarrolló el método de adsorbente con una relación GCB:PSA:C18 (10 mg:20 mg:15 mg), y las recuperaciones de 15 AP cumplieron con los requisitos de detección de AP en diferentes matrices muestrales. En contraste, las recuperaciones de ImNO, Eu y Re promediaron 119%, 120% y 115%, respectivamente, en té seco después de la limpieza con cartuchos SPE, que mostraron un efecto de matriz significativo. Además, en comparación con los cartuchos SPE, el método adsorbente (GCB: PSA: C18) tuvo un tiempo de tratamiento de muestra más corto, menor costo y mejores recuperaciones para el análisis de PA (Figura 1B). El establecimiento de métodos de detección para 15 AP en muestras de té seco, hojas de té frescas, malezas y suelo proporcionó un método de detección eficaz para explorar la fuente de contaminación de AP en muestras de té. Además, de acuerdo con el conocimiento actual, un método de detección multi-PA en el suelo se estableció por primera vez en este estudio.

Se estudió la ruta de transferencia de AP en el sistema de plantación de té. Nuestros estudios indican que A. conyzoides fue una de las malezas con el mayor contenido total de PA en el jardín de té Jinzhai, y creció junto a las plantas de té. Por lo tanto, se recolectaron A. conyzoides, A. conyzoides rhizospheric soil y las diferentes partes de hojas de té frescas de los cinco sitios de muestreo en un jardín de té en Jinzhai para analizar los 15 AP. La Figura 3 muestra que, entre los 11 PA producidos en A. conyzoides, solo se detectó ImNO en el suelo rizosférico de A. conyzoides, mientras que ImNO y Sn se detectaron en hojas de té frescas. Esto indica que no todo el contenido de los PA producidos en A. conyzoides podría ser transportado a las plantas de té a través del medio del suelo. Parte del contenido de los AP transferidos al suelo puede ser degradado por microorganismos del suelo.

ImNO y Sn se distribuyeron principalmente en una yema con dos hojas y una yema con tres hojas, mientras que el contenido de PA en hojas maduras fue relativamente bajo. En el sitio de muestreo 4, el contenido de ImNO en un brote con dos hojas alcanzó 26.5 μg / kg, mientras que en otras partes de la planta de té varió de 7.14-10.4 μg / kg. No se detectó sn en hojas maduras en el sitio de muestreo 1 y en el sitio de muestreo 2. Esto indica que las partes enriquecidas de las AP en las plantas de té se concentraron principalmente en las hojas jóvenes, y el contenido estaba muy por debajo del límite máximo de residuos de AP en muestras de té establecido por la Unión Europea (150 μg/kg para adultos, 75 μg/kg para lactantes y niños pequeños)25. Los resultados revelan que los PA en las muestras de té pueden provenir de malezas productoras de PA en jardines de té a través del suelo. Además, los resultados confirman la transferencia e intercambio de APs entre plantas17.

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Disclosures

Los autores no tienen nada que revelar.

Acknowledgments

Este trabajo fue apoyado por la Fundación Nacional de Ciencias Científicas Naturales de China (32102244), el Proyecto Nacional de Calidad e Inocuidad y Evaluación de Riesgos de Productos Agrícolas (GJFP2021001), la Fundación Científica Natural de la Provincia de Anhui (19252002) y el USDA (HAW05020H).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Acetonitrile (99.9%) Tedia Company,Inc. 21115197 CAS No:75-05-8
Ammonia (25%-28%) Wuxi Zhanwang Chemical Reagent Co., Ltd. 181210 CAS No:1336-21-6
Ammonium formate (97.0%) Anpel Laboratory Technoiogies (shanghai) G0860050 CAS No:540-69-2
Carbon-GCB CNW B7760030 120-400 MESH, 10g. per box 
Centrifuge Z 36 HK HERMLE Z36HK 30000 rpm (min:10 rpm), Dimensions (W x H x D): 71.5 cm× 42 cm × 51 cm
Commercially available tea product Lvming, Qingshan, Luyuchun, Changling, Huixing, Wuyunjian, Heshengchun loose tea Green tea
Europine N-oxid (EuNO) (98.0%) BioCrick 323256 CAS No:65582-53-8
Europine (Eu) (98.0%) BioCrick 98222 CAS No:570-19-4
Formate (98.0%) Aladdin E2022005 CAS No:64-18-6
HC-C18 CNW D2110060 40-63 μm,100g.per box
Heliotrine (He) (98.0%) BioCrick 906426 CAS No:303-33-3
Heliotrine-N-oxide (HeNO) (98.0%) BioCrick 22581 CAS No:6209-65-0
High speed centrifuge TG16-WS cence 203158000 Max:16000 r/min, 330 × 390 × 300 mm (L × W × H), Capacity: 6 × 50 mL
HSS T3 column Waters 186004976 ACQUITY UPLC HSS T3 (2.1 × 100 mm 1.8 μm)
Intermedine (Im) (98.0%) BioCrick 114843 CAS No:10285-06-0
Intermedine-N-oxide (ImNO) (98.0%) BioCrick 340066 CAS No:95462-14-9
Jacobine (Jb) (98.0%) BioCrick 132282048 CAS No:6870-67-3
Jacobine-N-oxide (JbNO) (98.0%) ChemFaces CFN00461 CAS No:38710-25-7
Methyl Alcohol (99.9%) Tedia Company,Inc. 21115100 CAS No:67-56-1
PSA Agela P19-00833 40-60 μm, 60 Å 100g.per box
Retrorsine (Re) (98.0%) BioCrick 5281743 CAS No:480-54-6
Retrorsine-N-oxide (ReNO) (98.0%) BioCrick 5281734 CAS No:15503-86-3
Senecionine (Sc) (98.0%) BioCrick 5280906 CAS No:130-01-8
Senecionine-N-oxide (ScNO) (98.0%) BioCrick 5380876 CAS No:13268-67-2
Seneciphylline N-oxid (SpNO) (98.0%) BioCrick 6442619 CAS No:38710-26-8
Seneciphylline (Sp) (98.0%) BioCrick 5281750 CAS No:480-81-9
Senkirkine (Sk) (98.0%) BioCrick 5281752 CAS No:2318-18-5
SPE PCX Agilent Technologies 12108206 Cation Mixed Mode, 6 mL
Sulfuric acid (97%) Wuxi Zhanwang Chemical Reagent Co., Ltd. 1003019 CAS No:7664-93-9
Trisodium citrate Sinpharm Chemical Reagent Co., Ltd. 20121009 CAS No:6132-04-3
Ultrasonic cleaner Supmile KQ-600B Inner slot size: 500 × 300 × 150 mm; Capacity: 22.5 L
UPLC-xevoTQMS Waters ZPLYY-003 Triple four-stage rod mass analyzer, Waters Alliance 2695/Waters ACQUITY UPLC Liquid Phase System
Water bath thermostat oscillator Guoyu instrument SHY-2AHS Oscillation times:  60-300 times/min, Constant temperature range: room temperature to 100 °C

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References

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Fuente y ruta de contaminación por alcaloides pirrolizidina en muestras de té
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Jiao, W., Shen, T., Wang, L., Zhu, L., Li, Q. X., Wang, C., Chen, H., Hua, R., Wu, X. Source and Route of Pyrrolizidine Alkaloid Contamination in Tea Samples. J. Vis. Exp. (187), e64375, doi:10.3791/64375 (2022).

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