Summary
Hier wordt een chirurgische procedure gepresenteerd voor permanente ligatie van de linker kransslagader bij muizen. Dit model kan worden gebruikt om de pathofysiologie en bijbehorende ontstekingsreactie na een hartinfarct te onderzoeken.
Abstract
Ischemische hartziekte en het daaropvolgende myocardinfarct (MI) is een van de belangrijkste oorzaken van sterfte in de Verenigde Staten en over de hele wereld. Om de pathofysiologische veranderingen na een hartinfarct te onderzoeken en toekomstige behandelingen te ontwerpen, zijn onderzoeksmodellen van MI vereist. Permanente ligatie van de linker kransslagader (LCA) bij muizen is een populair model om de hartfunctie en ventriculaire remodellering na MI te onderzoeken. Hier beschrijven we een minder invasief, betrouwbaar en reproduceerbaar chirurgisch murine MI-model door permanente ligatie van de LCA. Ons chirurgisch model bestaat uit een gemakkelijk omkeerbare algemene anesthesie, endotracheale intubatie waarvoor geen tracheotomie nodig is en een thoracotomie. Elektrocardiografie en troponinemeting moeten worden uitgevoerd om MI te garanderen. Echocardiografie op dag 28 na MI zal hartfunctie- en hartfalenparameters onderscheiden. De mate van hartfibrose kan worden geëvalueerd door Masson's trichrome kleuring en cardiale MRI. Dit MI-model is nuttig voor het bestuderen van de pathofysiologische en immunologische veranderingen na MI.
Introduction
Hart- en vaatziekten zijn een groot probleem voor de volksgezondheid dat elk jaar 17,9 miljoen levens eist, goed voor 31 procent van de wereldwijde sterfte1. Het meest voorkomende type cardiovasculaire anomalie is coronaire hartziekte en myocardinfarct (MI) is een van de belangrijkste manifestaties van coronaire hartziekten2. MI wordt meestal veroorzaakt door trombotische occlusie van een kransslagader als gevolg van het scheuren van een kwetsbare plaque3. De resulterende ischemie veroorzaakt diepgaande ionische en metabole veranderingen in het aangetaste myocardium, evenals een snelle afname van de systolische functie. MI resulteert in de dood van cardiomyocyten, wat verder kan leiden tot ventriculaire disfunctie en hartfalen4.
Onderzoek naar MI bij patiënten is beperkt vanwege de schaarste aan weefsels verkregen van patiënten met MI5. Als zodanig zijn muizenmodellen van MI nuttig bij zowel het bestuderen van ziektemechanismen als het ontwikkelen van potentiële therapeutische doelen. Momenteel beschikbare muizenmodellen van MI omvatten irreversibele ischemiemodellen (LCA en ablatiemethoden) en reperfusiemodellen (ischemie/reperfusie, I/R)6. Permanente ligatie van de linker kransslagader (LCA) bij muizen is de meest gebruikte methode en imiteert de pathofysiologie en immunologie van MI bij patiënten 7,8,9. Permanente MI kan ook worden geïnduceerd door ablatiemethoden, waarbij elektrische schade of cryoletsel met zich meebrengt. Ablatiemethoden zijn in staat om een infarct van uniforme grootte te genereren op de exacte locatie10. Aan de andere kant kunnen littekenvorming, infarctmorfologie en moleculaire signaleringsmechanismen variëren tussen de ablatiemethoden10,11. De murine I/R-methode is een ander belangrijk MI-model omdat het het klinische scenario van reperfusietherapievertegenwoordigt 12. Het I/R-model wordt geassocieerd met uitdagingen zoals een variabele infarctgrootte, moeilijkheid bij het onderscheiden van reacties van initieel letsel en reperfusie6.
Hoewel veel gebruikt, worden LCA-ligatiemethoden geassocieerd met lage overlevingskansen en postoperatieve pijn13. Dit protocol demonstreert het murine chirurgische MI-model van LCA-ligatie dat de voorbereiding en intubatie van muizen, LCA-ligatie, postoperatieve zorg en validatie van MI omvat. In plaats van een invasieve tracheotomie14 te gebruiken, maakt deze methode gebruik van endotracheale intubatie. Het dier wordt geïntubeerd door de orofarynx te verlichten met behulp van een laryngoscoop, waardoor de procedure gemakkelijker, veiliger en minder traumatisch wordt15. De muis wordt gedurende de hele procedure op beademingsondersteuning en onder isofluraananesthesie gehouden. Verder worden echocardiografie en Masson's trichrome kleuring uitgevoerd om respectievelijk de hartfunctie en hartfibrose na MI te evalueren. Over het algemeen biedt deze methode een betrouwbaar en reproduceerbaar chirurgisch muizenmodel van MI dat kan worden gebruikt om pathofysiologie en ontsteking na MI te bestuderen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Het huidige studieprotocol werd beoordeeld en goedgekeurd door de Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) van de Universiteit van Pittsburgh. Acht (sham n = 4 en MI n = 4) 1-jarige vrouwelijke C57BL / 6J-muizen met een gewicht van 24-30 g werden gebruikt voor deze experimenten. Ongeveer 100% en ten minste 80% van de muizen overleefden respectievelijk in de eerste 24 uur en 28 dagen.
1. Voorbereiding en endotracheale intubatie van de muizen
- Verwarm een kralensterilisator (zie materiaaltabel) voor op 250 °C en plaats er enkele minuten geautoclaveerde chirurgische instrumenten in.
- Verdoof de muis in een inductiekamer met 3% isofluraan en 1 L/min zuurstof gedurende 5 min.
- Zorg voor de diepte van de anesthesie in de muis door de reactie op een stevige teenknijp te controleren.
- Weeg de muis om de dosering van het preoperatieve analgeticum, buprenorfine, (0,1 mg / kg) te schatten. Injecteer het medicijn intraperitonisch.
- Trim de vacht aan de linkerkant van de thorax met een elektrisch scheermes.
- Desinfecteer de operatieplaats daarna drie keer met povidon-jodium en 70% ethanol.
- Plaats de muis in rugligging op een hellend bord. Bevestig de kop en ledematen van de muis met behulp van een elastische band die respectievelijk aan de bovenste snijtanden en plakband is bevestigd. Breng steriel oftalmisch glijmiddel aan op de ogen om uitdroging te voorkomen terwijl u onder narcose bent.
- Open de kaak en trek de tong voorzichtig uit de mondholte.
- Identificeer de opening van het strottenhoofd door de orofarynx te verlichten met behulp van een laryngoscoop (zie tabel met materialen).
- Snijd ongeveer 0,5 cm van een katheternaald van 24 G af en steek de stompe naald in het plastic schild. Richt de stompe naald met het plastic schild in de luchtpijp. Haal de naald eruit en laat het plastic schild in de luchtpijp zitten.
- Stel de ventilator (zie tabel met materialen) in op een ademhalingsfrequentie van 137 slagen per minuut (geoptimaliseerd voor de muizen die in deze studie worden gebruikt) en getijdenvolume 0,18 cc. Sluit de ademhalingsbuizen aan op het katheterschild en bevestig de juiste intubatie door te zoeken naar een gesynchroniseerde borstbeweging met de beademingsmachine.
- Koppel de beademingsbuis los van het katheterschild en plaats het dier in rugligging op een voorverwarmde temperatuurgecontroleerde operatieplaat. Sluit de muis opnieuw aan op de ventilator.
2. Permanente ligatie van de linker kransslagader
- Desinfecteer de operatieplaats met povidon-jodium en 70% alcohol. Breng een steriel gordijn aan met een gat van een kwart formaat in het midden om de chirurgische plaats te beveiligen. Til de huid voorzichtig op met een tang en maak een kleine (1,5-2 cm) cutane transversale incisie langs de lijn tussen de linker pectoralis major en minor spieren met behulp van een chirurgische schaar.
OPMERKING: Er werd een schaar gebruikt om de incisie te maken, omdat deze de vereiste controle biedt over de diepte en richting van de snede. - Scheid de onderliggende borstspieren met een tang en een ontleedschaar. De spieren werden gescheiden met behulp van retractors bevestigd aan elastische banden.
- Maak een incisie in de derde intercostale ruimte met een microschaar volgens de natuurlijke hoek van de ribbenkast. In deze fase moet uiterste voorzichtigheid worden betracht om letsel aan het hart en de longen te voorkomen.
- Rek de ribben voorzichtig uit elkaar met behulp van retractors om de linker ventrikel bloot te leggen. Beweeg het pericardvet opzij en lokaliseer de LCA, die van de rand van het linkeratrium naar de top van het hart loopt.
- Pass een 8-0 nylon hechting onder de LCA met behulp van een naaldhouder. Ligate de LCA met een dubbele knoop gevolgd door een tweede knoop (een gemodificeerde chirurgenknoop).
OPMERKING: Blancheren van de linker linker ventrikel bevestigt een succesvolle LCA-ligatie. Daarnaast worden ook troponinemeting, ECG-monitoring (ST-elevatie), echo/in vivo cardiale gated MRI of micro-CT-beelden geadviseerd om de vergelijkbare MI-laesies te bevestigen. - Verwijder de oprolmechanismen en breng een katheternaald van 22 G in de borstholte in. Verwijder de naald en laat de punt van het plastic schild in de thoracale holte. Sluit de ribbenkast met een 4-0 nylon hechting.
- Sluit een spuit aan op de plastic afscherming van 22 G en verwijder langzaam overtollige lucht die vastzit in de borstholte door zachtjes op de borstkas te drukken om een negatieve luchtdruk vast te stellen. Verwijder het plastic schild.
- Sluit de huid met een 4-0 nylon hechting.
- Schakel de isofluraantoevoer uit. In dit stadium bevindt de muis zich op de ventilator die zuurstof levert.
3. Postoperatieve zorg
- Schakel de ventilator uit zodra de spontane ademhaling begint.
OPMERKING: De procedure duurt ongeveer 30-35 minuten per dier vanaf de voorbereiding van de muizen tot deze stap. - Houd de muis onder een warmtelamp en controleer deze totdat deze wakker is. Het dier mag niet onbeheerd worden achtergelaten totdat het voldoende bewustzijn heeft hersteld om sternale lighouding te behouden.
- Plaats het dier na de operatie in een aparte kooi en breng het pas terug naar de oorspronkelijke kooi met andere dieren nadat het volledig is hersteld.
- Controleer de muis dagelijks op tekenen van pijn of ongemak.
- Ga door met intraperitoneale injectie van buprenorfine (0,1 mg/kg) om de 6-8 uur gedurende nog eens 2 dagen na de operatie.
4. Echocardiografische evaluatie
OPMERKING: Echocardiografie werd uitgevoerd om de parameters van hartfalen op dag 28 na MI te evalueren.
- Na 28 dagen na de operatie, verdoven de muizen met 3% isofluraan en 1 l / min zuurstof, steriele oftalmische glijmiddel op de ogen aanbrengen en borsthaar verwijderen met ontharingscrème. Desinfecteer het borstgebied drie keer met povidon-jodium en 70% ethanol.
- Beveilig de verdoofde muizen bovenop het beeldvormingsplatform (zie tabel met materialen) in rugligging en handhaaf een stabiel niveau van anesthesie gedurende de hele procedure met behulp van een neuskegel die is aangesloten op het anesthesiesysteem (1% -2% isofluraan en 1 l / min zuurstof).
- Plak de vier poten met elektrodegel op de ECG-elektroden (zie materiaaltabel). Controleer de temperatuur van het dier door een rectale sonde in te brengen (zie materiaaltabel).
- Breng de scangel (zie Materiaaltabel) aan op de borst, plaats de transducer verticaal, laat deze zakken naar de parasternale lijn (parallel aan de thorax) en draai 35° tegen de klok in om het parasternale lange asbeeld van de linker ventrikel te verkrijgen.
- Tik op de B-mode beeldvormingsknop op de beeldbewerkingssoftware (zie Materiaaltabel) om een volledig beeld van de lange as van het hart te krijgen. Pas de grootte en helderheid van de poort aan en sla de afbeeldingen op met Clip opslaan of Frame opslaan voor latere metingen16.
- Schakel over naar de M-modus (bewegingsmodus) en plaats de M-modus-as ter hoogte van de papillaire spier. Pas de grootte van de poort aan en tik op de startknop van de M-modus. Sla de afbeeldingen op met Clip opslaan of Frame16,17 opslaan.
- Aangezien het beeldacquisitieproces in de 4D-modus is geautomatiseerd, controleert u of het ECG- en ademhalingssignaal actief zijn (figuur 1) voordat u de gegevens ophaalt.
- Begin met het verkrijgen van de gegevens in B-modus. Open het 4D-scanpaneel en start de 3D-motor. Stel de afbeeldingsparameters in het 4D-scanvenster in en tik op de knop Scannen om het scannen te starten. Nadat u de afbeeldingen in de 2D-weergave hebt bekeken, laadt u de afbeeldingen in de 4D-modus met de knop Laden in 4D .
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Figuur 1 toont de representatieve actieve ECG- en ademhalingssignalen tijdens de echocardiografische evaluatie van sham (figuur 1A) en MI (figuur 1B) muizen. Verificatie van actieve ECG- en ademhalingssignalen zijn belangrijk voordat de echocardiografische gegevens worden verkregen. Figuur 2 toont echocardiografische meting van cardiale functionele parameters na 28 dagen na LCA-ligatie. Figuur 2 toont M-mode beelden van de parasternale korte as weergave van schijn (Figuur 2A) en MI (Figuur 2B) harten. Figuur 2B toont een defecte hartwandbeweging na LCA-ligatie. Indicatoren van hartfalen, zoals verhoogde LV-massa (figuur 2C), verminderde ejectiefractie (figuur 2D) en verminderde cardiale output (figuur 2E), werden waargenomen in de MI-groep in vergelijking met de schijngroep.
Alle dieren werden volgens standaardprotocollen geëuthanaseerd met een te hoge dosis CO2-gas . De harten werden gefixeerd en ingevroren in optimale snijtemperatuur (OCT) compound. Masson's trichrome kleuring18 werd uitgevoerd voor drie verschillende ventrikelsecties (onder, midden en boven) en foto's werden gemaakt met behulp van een onderzoeksdiascanner onder 10x vergroting om de mate van hartfibrose te onderzoeken. Figuur 3 toont verhoogde collageenkleuring (blauw) in het infarcthart, wat wijst op verhoogde fibrose.
Figuur 1: Actieve ECG- en ademhalingssignalen tijdens de echocardiografische evaluatie. Representatieve actieve ECG- en ademhalingssignalen tijdens de echocardiografische evaluatie van (A) sham- en (B) MI-muizen. Groen = ECG-signalen, geel = ademhalingssignalen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: Echocardiografische evaluatie van cardiale functionele parameters na LCA-ligatie op dag 28 na de operatie. Representatieve parasternale korte as (PSAX) M-mode echocardiografische beelden van (A) sham en (B) MI muizen. Beoordeling van (C) linkerventrikelmassa (mg), (D) ejectiefractie (%), en (E) cardiale output (ml / min) van sham en muizen met MI. LVAW;d = linkerventrikel voorste wanddikte in diastole; LVAW;s = linkerventrikel voorste wanddikte in systole; LVPW;d = linkerventrikel achterste wanddikte in diastole; LVPW;s = linkerventrikel achterste wanddikte in systole; LVID;d = linkerventrikel inwendige diameter in diastole; LVID;s = linkerventrikel inwendige diameter in systole. Gegevens worden weergegeven als Gemiddelde ± SD. * P < 0,05, ** P < 0,01, **** P < 0,0001. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3: Beoordeling van fibrose na LCA-ligatie op dag 28 na de operatie. Representatieve beelden van Masson's trichrome kleuring van (A) sham en (B) MI harten 28 dagen na de operatie. De fibrotische gebieden in het hart van het infarct worden gekenmerkt door collageenafzetting en blauw gekleurd na de trichrome kleuring van Masson. Schaalbalk = 500 μm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Het muizenmodel van MI wint aan populariteit in cardiovasculaire onderzoekslaboratoria en deze studie beschrijft een reproduceerbaar en klinisch relevant MI-model. Dit protocol verbetert het LCA-ligatieproces op verschillende manieren. Om te beginnen wordt het gebruik van injecteerbare preoperatieve anesthetica zoals xylazine/ketamine of natriumpentobarbital14,15 vermeden. Alleen isofluraananesthesie werd gebruikt, wat helpt de overlevingskansen van dieren te verbeteren (>80% overleving 28 dagen na de operatie), door geneesmiddelen geïnduceerde complicaties te minimaliseren en minimale cardiale effecten heeft in vergelijking met andere middelen19. Isofluraan vertraagt echter ook het hart, zij het in mindere mate in vergelijking met andere anesthetica20. Dit protocol omvat minder invasieve endotracheale intubatie waarbij tracheostomiewordt vermeden 21, wat postoperatieve pijn en ongemak vermindert. Eerdere murine LCA-ligatiestudies hebben aanbevolen om een incisie in het midden van de nek te maken om de visualisatie van endotracheale intubatie te verbeteren; Het huidige protocol gebruikt echter in plaats daarvan een laryngoscoop om de orofarynx15 te verlichten. Lugrin et al. demonstreerden onlangs een murine LCA MI-model zonder thoracentese14; Het huidige protocol omvat echter een effectieve thoracentese, die zal helpen overtollig bloed en lucht uit de borstholte te verwijderen, waardoor pneumothorax19 wordt voorkomen. Bovendien maakt deze methode gebruik van steriel gaas voor bloedingsbeheer in plaats van een cauterizer, omdat het gebruik van een cauterizer om bloedingen te verminderen kan leiden tot iatrogene brandwonden en ontstekingsmetingen kan veranderen21.
Een van de kritieke stappen in dit chirurgische model is de identificatie en ligatie van de LCA. De locatie van de kransslagader kan variëren, afhankelijk van muizenstammen en genotypen9. In de meeste gevallen is de slagader niet zichtbaar onder een microscoop. Uit ervaring blijkt dat het ligeren van het myocardweefsel 2-4 mm onder de rand van het linkeratrium resulteert in een efficiënte blanchering van de linker ventriculaire wand. Bovendien kan de procedure eenvoudig worden aangepast om tijdelijke myocardiale ischemie te induceren, gevolgd door reperfusie (I / R) door de ligatie22 te verwijderen. Dit diermodel bootst het herstel van de coronaire bloedstroom na bij MI-patiënten na percutane coronaire interventie23,24. Aangezien het permanente LCA-occlusiemodel op verschillende punten verschilt van het I/R-model, zoals de grootte van het infarctgebied, de locatie van het infarct en de infiltratie van ontstekingscellen, moeten onderzoekers voorzichtig zijn bij het selecteren van het relevante model, afhankelijk van de studie 7,14,25.
Er zijn meerdere benaderingen om te zorgen voor een succesvolle ligatie van de LCA en de daaropvolgende ontwikkeling van MI. Het observeren van onmiddellijke blanchering van de linker linker ventrikel is de vroegste bevestiging van succesvolle LCA-ligatie. Afgezien hiervan kan de omvang en locatie van het myocardinfarct worden gevisualiseerd door het hele hart te kleuren met Evan's blauw of 2,3,5-trifenyltetrazoliumchloride (TTC)26. Meting van circulerend cardiaal troponine kan het myocardweefselletsel verder valideren21. Elektrocardiografie kan worden gebruikt als een niet-invasieve methode om de verhoging van het ST-segment na MI17 te bevestigen. De mate van cardiale fibrose geassocieerd met MI kan worden geëvalueerd door Masson's trichrome kleuring en cardiale MRI27,28,29. Echocardiografie kan worden gebruikt om de parameters van hartfalen op dag 1 en 28 na MI te evalueren. Om cardiale remodellering na de MI te onderzoeken, kunnen Masson's trichoomkleuring en echocardiografie worden gebruikt17. Het is ook mogelijk om qPCR en immunoblot te gebruiken om de expressie van de genen en eiwitten die betrokken zijn bij fibrose, ontsteking en hartfalen na MI14 verder te onderzoeken en te bevestigen.
De belangrijkste beperking van LCA-ligatie is de hoge incidentie van mortaliteit, die te wijten kan zijn aan postoperatieve hartritmestoornissen, ventriculaire ruptuur, bloeding, pneumothorax en postoperatief ongemak19,30. Een succesvolle thoracentese, het minimaliseren van de schade aan het niet-doelweefsel en een goed postoperatief pijn- en temperatuurbeheer kunnen echter helpen de dood van het dier te verminderen. Net als bij elk ander chirurgisch model is exacte reproduceerbaarheid een andere beperking van dit chirurgische model. Onderzoekers kunnen echter MI reproduceren, de infarctgrootte beheersen en de overleving na de operatie verbeteren door rigoureuze oefening en ervaring.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben geen belangenconflicten bekend te maken.
Acknowledgments
Dit werk werd ondersteund door subsidies van het National Institute of Health (R01HL143967, R01HL142629, R01AG069399 en R01DK129339), AHA Transformational Project Award (19TPA34910142), AHA Innovative Project Award (19IPLOI34760566) en ALA Innovation Project Award (IA-629694) (aan PD).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 22 G catheter needle | Exel INT | 26741 | Thoracentesis |
| 24 G catheter needle | Exel INT | 26746 | Endotracheal intubation |
| 4-0 nylon suture | Covetrus | 29263 | Suturing of muscles and skin |
| 8-0 nylon suture | S&T | 3192 | Ligation of LAD |
| Anesthetic Vaporizers | Vet equip | VE-6047 | Anesthetic support |
| Animal physiology monitor | Fujifilm | VEVO 3100 | Monitor heart rate,respiration rate and body temperature |
| Betadine solution | PBS animal health | 11205 | Antispetic |
| Buprenorphine | Covetrus | 55175 | Analgesic |
| Disecting microscope | OMANO | OM2300S-V7 | Binocular |
| Electric razor | Wahl | 79300-1001M | Shaving |
| Electrode gel | Parker Laboratories | W60698L | Electrically conductive gel |
| Ethanol | Decon Laboratories | 22-032-601 | Disinfectant |
| Forceps | FST | 11065-07 | Stainless Steel |
| Gauze | Curity | CAR-6339-PK | Sterile |
| Heat lamp | Satco | S4998 | Post surgery care |
| Heating pad | Kent scientific | Surgi-M | Temperature control |
| Hot Bead sterilizer | Germinator 500 | 11503 | Sterilization of surgical instrument |
| Isoflurane | Covetrus | 29405 | Anesthesia |
| Masson’s trichrome staining kit | Thermoscientific | 87019 | Measurement of cardiac Fibrosis |
| Micro Needle Holder | FST | 12500-12 | Stainless Steel |
| Micro scissors | FST | 15000-02 | Stainless Steel |
| Ophthalmic ointment | Dechra | Puralube Vet | Sterile occular lubricant |
| Scanning Gel | Parker Laboratories | Aquasonic 100 | Aqueous ultrasound transmission gel |
| Scissors | FST | 14060-11 | Stainless Steel |
| Small Animal Laryngoscope | Penn-Century | Model LS-2-M | Illuminating the oropharynx |
| Small animal ventilator | Harvard apparatus | 557058 | Ventilator support |
| Surgical light | Cole parmer | 41723 | Illuminator Width (in): 7 |
| Vevo 3100 preclinical imaging platform | Fujifilm | VEVO 3100 | Echocardiography |
| VevoLAB software | Fujifilm | VevoLAB 3.2.6 | Echocardiography data analysis |
References
- Virani, S. S., et al. Heart disease and stroke statistics-2021 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 143 (8), 254 (2021).
- Mendis, S., et al. World Health Organization definition of myocardial infarction: 2008-09 revision. International Journal of Epidemiology. 40 (1), 139-146 (2011).
- Frangogiannis, N. G.
- Smit, M., Coetzee, A., Lochner, A. The pathophysiology of myocardial ischemia and perioperative myocardial infarction. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 34 (9), 2501-2512 (2020).
- Johny, E., et al. Platelet mediated inflammation in coronary artery disease with Type 2 Diabetes patients. Journal of Inflammation Research. 14, 5131 (2021).
- Martin, T. P., et al. Preclinical models of myocardial infarction: from mechanism to translation. British Journal of Pharmacology. 179 (5), 770-791 (2022).
- De Villiers, C., Riley, P. R. Mouse models of myocardial infarction: comparing permanent ligation and ischaemia-reperfusion. Disease Models & Mechanisms. 13 (11), (2020).
- Vasamsetti, S. B., et al. Apoptosis of hematopoietic progenitor-derived adipose tissue-resident macrophages contributes to insulin resistance after myocardial infarction. Science Translational Medicine. 12 (553), (2020).
- Fernandez, B., et al. The coronary arteries of the C57BL/6 mouse strains: implications for comparison with mutant models. Journal of Anatomy. 212 (1), 12-18 (2008).
- van Amerongen, M. J., Harmsen, M. C., Petersen, A. H., Popa, E. R., van Luyn, M. J. Cryoinjury: a model of myocardial regeneration. Cardiovascular Pathology. 17 (1), 23-31 (2008).
- Lam, N. T., Sadek, H. A. Neonatal heart regeneration: comprehensive literature review. Circulation. 138 (4), 412-423 (2018).
- Heusch, G., Gersh, B. J. The pathophysiology of acute myocardial infarction and strategies of protection beyond reperfusion: a continual challenge. European Heart Journal. 38 (11), 774-784 (2017).
- Srikanth, G., Prakash, P., Tripathy, N., Dikshit, M., Nityanand, S. Establishment of a rat model of myocardial infarction with a high survival rate: A suitable model for evaluation of efficacy of stem cell therapy. Journal of Stem Cells & Regenerative Medicine. 5 (1), 30-36 (2009).
- Lugrin, J., Parapanov, R., Krueger, T., Liaudet, L. Murine myocardial infarction model using permanent ligation of left anterior descending coronary artery. Journal of Visualized Experiments. (150), e59591 (2019).
- Muthuramu, I., Lox, M., Jacobs, F., De Geest, B. Permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice: a model of post-myocardial infarction remodelling and heart failure. Journal of Visualized Experiments. (94), e52206 (2014).
- Pistner, A., Belmonte, S., Coulthard, T., Blaxall, B. C. Murine echocardiography and ultrasound imaging. Journal of Visualized Experiments. (42), e2100 (2010).
- Li, L., et al. Assessment of cardiac morphological and functional changes in mouse model of transverse aortic constriction by echocardiographic imaging. Journal of Visualized Experiments. (112), e54101 (2016).
- Vasamsetti, S. B., et al. Sympathetic neuronal activation triggers myeloid progenitor proliferation and differentiation. Immunity. 49 (1), 93-106 (2018).
- Reichert, K., et al. Murine left anterior descending (LAD) coronary artery ligation: an improved and simplified model for myocardial infarction. Journal of Visualized Experiments. (122), e55353 (2017).
- Alwardt, C. M., Redford, D., Larson, D. F. General anesthesia in cardiac surgery: a review of drugs and practices. The Journal of Extra-Corporeal Technology. 37 (2), 227-235 (2005).
- Kolk, M. V., et al. LAD-ligation: a murine model of myocardial infarction. Journal of Visualized Experiments. (32), e1438 (2009).
- Wu, Y., Yin, X., Wijaya, C., Huang, M. -H., McConnell, B. K.
- Kalogeris, T., Baines, C., Krenz, M., Korthuis, R. Chapter six-cell biology of ischemia/reperfusion injury. International Review of Cell and Molecular Biology. , Academic Press. 229-317 (2012).
- Scofield, S. L., Singh, K. Confirmation of myocardial ischemia and reperfusion injury in mice using surface pad electrocardiography. Journal of Visualized Experiments. (117), e54814 (2016).
- Yan, X., et al. Temporal dynamics of cardiac immune cell accumulation following acute myocardial infarction. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 62, 24-35 (2013).
- Xu, Q., et al. Protective effects of fentanyl preconditioning on cardiomyocyte apoptosis induced by ischemia-reperfusion in rats. Brazilian Journal of Medical and Biological Research. 50 (2), 5286 (2017).
- Leuschner, F., et al. Rapid monocyte kinetics in acute myocardial infarction are sustained by extramedullary monocytopoiesis. Journal of Experimental Medicine. 209 (1), 123-137 (2012).
- Leuschner, F., et al.
- Dutta, P., et al. E-selectin inhibition mitigates splenic HSC activation and myelopoiesis in hypercholesterolemic mice with myocardial infarction. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 36 (9), 1802-1808 (2016).
- Jiang, C., et al. A modified simple method for induction of myocardial infarction in mice. Journal of Visualized Experiments. (178), e63042 (2021).
