Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

קשירת עורקים כליליים שמאליים: מודל מורין כירורגי של אוטם שריר הלב

Published: August 9, 2022 doi: 10.3791/64387
Automatic Translation
1, 1,2,3
1Pittsburgh Heart, Lung, Blood, and Vascular Medicine Institute, Department of Medicine, University of Pittsburgh, 2Department of Immunology, University of Pittsburgh, 3Department of Bioengineering, Swanson School of Engineering, University of Pittsburgh

Summary

מוצג כאן הליך כירורגי לקשירה קבועה של העורק הכלילי השמאלי בעכברים. מודל זה יכול לשמש כדי לחקור את הפתופיזיולוגיה ואת התגובה הדלקתית הקשורים לאחר אוטם שריר הלב.

Abstract

מחלת לב איסכמית ואוטם שריר הלב (MI) לאחר מכן היא אחד הגורמים המובילים לתמותה בארצות הברית וברחבי העולם. על מנת לחקור את השינויים הפתופיזיולוגיים לאחר אוטם שריר הלב ולתכנן טיפולים עתידיים, נדרשים מודלים מחקריים של MI. קשירה קבועה של העורק הכלילי השמאלי (LCA) בעכברים היא מודל פופולרי לחקר תפקוד הלב ועיצוב מחדש של החדרים לאחר MI. כאן אנו מתארים מודל MI כירורגי פחות פולשני, אמין וניתן לשחזור על ידי קשירה קבועה של LCA. המודל הניתוחי שלנו כולל הרדמה כללית הפיכה בקלות, אינטובציה אנדוטרכאלית שאינה דורשת טרכאוטומיה ותורקוטומיה. יש לבצע אלקטרוקרדיוגרפיה ומדידת טרופונין כדי להבטיח MI. אקוקרדיוגרפיה ביום 28 לאחר MI תבחין בתפקוד הלב ובפרמטרים של אי ספיקת לב. ניתן להעריך את מידת הפיברוזיס הלבבי על ידי צביעת טריכרום ו- MRI לב של מאסון. מודל MI זה שימושי לחקר השינויים הפתופיזיולוגיים והאימונולוגיים לאחר MI.

Introduction

מחלות לב וכלי דם הן דאגה מרכזית לבריאות הציבור שגובה את חייהם של 17.9 מיליון בני אדם מדי שנה, ומהווה 31% מהתמותה העולמית1. הסוג השכיח ביותר של אנומליה קרדיווסקולרית הוא מחלת לב כלילית, ואוטם שריר הלב (MI) הוא אחד הביטויים העיקריים של מחלת לב כלילית2. MI נגרמת בדרך כלל על ידי חסימה טרומבוטית של עורק כלילי עקב קרע של רובד פגיע3. האיסכמיה המתקבלת גורמת לשינויים יוניים ומטבוליים עמוקים בשריר הלב המושפע, כמו גם לירידה מהירה בתפקוד הסיסטולי. MI גורם למוות של קרדיומיוציטים, אשר יכול להוביל עוד יותר לתפקוד לקוי של החדרים ואי ספיקת לב4.

המחקר על MI בחולים מוגבל בשל מחסור ברקמות המתקבלות מחולים עם MI5. ככאלה, מודלים של MI שימושיים הן בחקר מנגנוני המחלה והן בפיתוח מטרות טיפוליות פוטנציאליות. המודלים הקיימים כיום של MI כוללים מודלים בלתי הפיכים של איסכמיה (LCA ושיטות אבלציה) ומודלים של רפרפוזיה (איסכמיה/רפרפוזיה, I/R)6. קשירה קבועה של העורק הכלילי השמאלי (LCA) בעכברים היא השיטה הנפוצה ביותר, והיא מחקה את הפתופיזיולוגיה והאימונולוגיה של MI בחולים 7,8,9. MI קבוע יכול להיגרם גם על ידי שיטות אבלציה, אשר כרוך נזק חשמלי או cryoinjury. שיטות אבלציה מסוגלות ליצור אוטם בגודל אחיד במיקום המדויק10. מצד שני, היווצרות צלקת, מורפולוגיית אוטם ומנגנוני איתות מולקולריים עשויים להשתנות בין שיטות האבלציה10,11. שיטת Murine I/R היא מודל MI חשוב נוסף מכיוון שהיא מייצגת את התרחיש הקליני של טיפול ברפרפוזיה12. מודל I/R קשור לאתגרים כגון גודל אוטם משתנה, קושי להבחין בין תגובות של פגיעה ראשונית ורפרפוזיה6.

למרות השימוש הנפוץ, שיטות קשירת LCA קשורות לשיעורי הישרדות נמוכים וכאב לאחר הניתוח13. פרוטוקול זה מדגים את מודל MI הכירורגי של קשירת LCA הכולל הכנה ואינטובציה של עכברים, קשירת LCA, טיפול לאחר ניתוח ותיקוף של MI. במקום להשתמש בטרכאוטומיה פולשנית14, שיטה זו משתמשת באינטובציה אנדוטרכאלית. החיה עוברת אינטובציה על ידי הארת הלוע באמצעות לרינגוסקופ, מה שהופך את ההליך לקל, בטוח יותר ופחות טראומטי15. העכבר מוחזק על תמיכת הנשמה ותחת הרדמה איזופלורנית לאורך כל ההליך. יתר על כן, אקוקרדיוגרפיה וצביעת טריכרום של מאסון מבוצעות כדי להעריך את תפקוד הלב ואת פיברוזיס הלב לאחר MI, בהתאמה. בסך הכל, שיטה זו מספקת מודל מורין כירורגי אמין וניתן לשחזור של MI שניתן להשתמש בו כדי ללמוד פתופיזיולוגיה ודלקת לאחר MI.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

פרוטוקול המחקר הנוכחי נבדק ואושר על ידי הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים (IACUC) של אוניברסיטת פיטסבורג. שמונה עכברי C57BL/6J בנות שנה (sham n = 4 ו-MI n = 4) בנות שנה במשקל 24-30 גרם שימשו לניסויים אלה. כ-100% ולפחות 80% מהעכברים שרדו ב-24 וב-28 הימים הראשונים, בהתאמה.

1. הכנה ואינטובציה אנדוטרכאלית של העכברים

  1. מחממים מעקר חרוזים (ראו טבלת חומרים) ל-250°C ומניחים בו כלי ניתוח אוטוקלאביים למשך מספר דקות.
  2. מרדימים את העכבר בתא אינדוקציה עם 3% איזופלורן ו-1 ליטר/דקה חמצן למשך 5 דקות.
  3. ודא את עומק ההרדמה בעכבר על ידי בדיקת התגובה לצביטת בוהן יציבה.
  4. שקול את העכבר כדי להעריך את המינון של התרופה משככת כאבים לפני הניתוח, buprenorphine (0.1 מ"ג / ק"ג). להזריק את התרופה intraperitonially.
  5. קצצו את הפרווה בצד שמאל של בית החזה באמצעות סכין גילוח חשמלי.
  6. יש לחטא את אתר הניתוח בפובידון-יוד ובאתנול 70% לאחר מכן שלוש פעמים.
  7. מקם את העכבר במצב שכיבה על לוח נוטה. אבטח את ראשו וגפיו של העכבר באמצעות רצועה אלסטית המחוברת לשיניים החותכות העליונות ולסרט הדבקה, בהתאמה. החל חומר סיכה אופתלמי סטרילי על העיניים כדי למנוע יובש תחת הרדמה.
  8. פתחו את הלסת ומשכו בעדינות את הלשון מחלל הפה.
  9. זהה את פתח הגרון על ידי הארת הלוע באמצעות לרינגוסקופ (ראה טבלת חומרים).
  10. חותכים כ-0.5 ס"מ ממחט צנתר 24 גרם ומחדירים את המחט הקהה למגן הפלסטיק. כוונו את המחט הקהה עם מגן הפלסטיק לתוך קנה הנשימה. מוציאים את המחט, ומשאירים את מגן הפלסטיק לתוך קנה הנשימה.
  11. כוונו את מכונת ההנשמה (ראו טבלת חומרים) לקצב נשימה של 137 פעימות לדקה (מותאם לעכברים ששימשו במחקר זה) ולנפח גאות ושפל של 0.18 סמ"ק. חבר את צינורות ההנשמה למגן הצנתר וודא אינטובציה תקינה על ידי חיפוש תנועת חזה מסונכרנת עם מכונת ההנשמה.
  12. נתק את צינור ההנשמה ממגן הצנתר והנח את בעל החיים במצב שכיבה על לוח ניתוחים מבוקר טמפרטורה שחומם מראש. חבר מחדש את העכבר למכונת ההנשמה.

2. קשירה קבועה של העורק הכלילי השמאלי

  1. לחטא את אתר הניתוח עם פובידון-יוד ו 70% אלכוהול. החל וילון סטרילי עם חור בגודל רבע במרכז כדי לאבטח את אתר הניתוח. הרימו בעדינות את העור באמצעות זוג מלקחיים ובצעו חתך עורי רוחבי קטן (1.5-2 ס"מ) לאורך הקו שבין שרירי החזה השמאלי הגדול לשרירי המינור באמצעות זוג מספריים כירורגיים.
    הערה: מספריים שימשו לביצוע החתך מכיוון שהוא מספק את השליטה הנדרשת על עומק וכיוון החיתוך.
  2. הפרידו את שרירי החזה הבסיסיים בעזרת מלקחיים ומספריים מנתחים. השרירים הופרדו באמצעות retractors מחובר רצועות אלסטיות.
  3. בצע חתך בחלל הבין-קוסטלי השלישי עם זוג מספריים מיקרו בעקבות הזווית הטבעית של כלוב הצלעות. בשלב זה יש לנקוט משנה זהירות כדי למנוע פגיעה בלב ובריאות.
  4. מתחו בעדינות את הצלעות זו מזו באמצעות retractors כדי לחשוף את החדר השמאלי. הזיזו את שומן קרום הלב הצידה ואתרו את ה-LCA, הזורם מקצה האטריום השמאלי לכיוון קודקוד הלב.
  5. פס"ד 8-0 תפר ניילון מתחת ל- LCA בעזרת מחזיק מחט. קשר את ה- LCA עם קשר כפול ואחריו קשר שני (קשר מנתח שונה).
    הערה: הלבנה של החדר השמאלי התחתון מאשרת קשירת LCA מוצלחת. בנוסף לכך, מדידת טרופונין, ניטור א.ק.ג. (גובה ST), אקו / in vivo מגודר לב, או תמונות micro-CT מומלץ גם לאשר את נגעי MI דומים.
  6. הסר את retractors ולהכניס מחט קטטר 22 G לתוך חלל החזה. הסר את המחט, משאיר את קצה מגן הפלסטיק בחלל החזה. סגור את כלוב הצלעות באמצעות תפר ניילון 4-0.
  7. חבר מזרק למגן הפלסטיק 22 G והסר באיטיות עודפי אוויר הכלואים בחלל בית החזה על ידי לחיצה עדינה על החזה כדי ליצור לחץ אוויר שלילי. הסירו את מגן הפלסטיק.
  8. סוגרים את העור בתפר ניילון 4-0.
  9. כבה את אספקת האיזופלורן. בשלב זה, העכבר נמצא על מכונת ההנשמה המספקת חמצן.

3. טיפול לאחר הניתוח

  1. כבו את מכונת ההנשמה ברגע שמתחילה נשימה ספונטנית.
    הערה: ההליך אורך כ-30-35 דקות לכל בעל חיים מהכנת העכברים ועד לשלב זה.
  2. שמור את העכבר מתחת למנורת חום ועקוב אחריו עד שהוא ער. אין להשאיר את בעל החיים ללא השגחה עד שהוא התאושש מספיק בהכרה כדי לשמור על שכיבת עצם החזה.
  3. לאחר הניתוח, הניחו את בעל החיים בכלוב נפרד והחזירו אותו לכלוב המקורי עם בעלי חיים אחרים רק לאחר החלמתו המלאה.
  4. עקוב אחר העכבר מדי יום עבור כל סימן של כאב או אי נוחות.
  5. יש להמשיך בהזרקה תוך צפקית של בופרנורפין (0.1 מ"ג/ק"ג) כל 6-8 שעות למשך יומיים נוספים לאחר הניתוח.

4. הערכה אקוקרדיוגרפית

הערה: אקוקרדיוגרפיה בוצעה כדי להעריך את הפרמטרים של אי ספיקת לב ביום 28 לאחר MI.

  1. לאחר 28 ימים לאחר הניתוח, יש להרדים את העכברים עם 3% איזופלורן ו-1 ליטר חמצן, למרוח חומר סיכה סטרילי על העיניים ולהסיר את שיער החזה באמצעות קרם להסרת שיער. יש לחטא את אזור החזה בפובידון-יוד ובאתנול 70% שלוש פעמים.
  2. אבטחו את העכברים המורדמים על גבי פלטפורמת ההדמיה (ראו טבלת חומרים) במצב שכיבה ושמרו על רמת הרדמה קבועה לאורך כל ההליך באמצעות חרוט אף המחובר למערכת ההרדמה (1%-2% איזופלורן ו-1 ליטר/דקה חמצן).
  3. הדביקו את ארבע הכפות לאלקטרודות האק"ג בעזרת אלקטרודה ג'ל (ראו טבלת חומרים). עקוב אחר הטמפרטורה של בעל החיים על ידי החדרת בדיקה רקטלית (ראה טבלת חומרים).
  4. יש למרוח את ג'ל הסריקה (ראו טבלת חומרים) על בית החזה, להניח את המתמר אנכית, להוריד אותו לקו הפארסטרנלי (במקביל לבית החזה) ולסובב 35° נגד כיוון השעון כדי לקבל את מבט הציר הארוך של החזה בחדר השמאלי.
  5. הקש על לחצן הדמיה במצב B בתוכנת ההדמיה (ראה רשימת חומרים) כדי לקבל תצוגה מלאה של הלב על ציר ארוך. התאם את גודל השער ואת בהירותו ושמור את התמונות באמצעות Save Clip או Save Frame למדידות מאוחרות יותר16.
  6. עברו למצב M (מצב תנועה) ומקמו את ציר מצב M ברמת שריר הפפילרי. התאם את גודל השער והקש על לחצן התחל במצב M. שמור את התמונות באמצעות Save Clip או Save Frame16,17.
  7. מכיוון שתהליך רכישת התמונה במצב 4D הוא אוטומטי, ודא שאותות האק"ג והנשימה פעילים (איור 1) לפני קבלת הנתונים.
  8. התחל לרכוש את הנתונים במצב B. פתח את לוח הסריקה 4D והפעל את המנוע התלת-ממדי. הגדר את פרמטרי התמונה בחלונית הסריקה 4D והקש על לחצן סריקה כדי להתחיל בסריקה. לאחר סקירת התמונות בתצוגה הדו-ממדית, טען את התמונות למצב 4D באמצעות הלחצן טען ל-4D .

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

איור 1 מדגים את אותות האק"ג והנשימה הפעילים המייצגים במהלך הערכה אקוקרדיוגרפית של עכברי דמה (איור 1A) ו-MI (איור 1B). אימות של אותות אק"ג פעילים ונשימה חשובים לפני רכישת הנתונים אקוקרדיוגרפיים. איור 2 מראה מדידה אקוקרדיוגרפית של פרמטרים תפקודיים לבביים לאחר 28 ימים לאחר קשירת LCA. איור 2 מראה תמונות במצב M של לבבות הציר הקצר הפארא-סטרנלי של לבבות דמה (איור 2A) ו-MI (איור 2B). איור 2B מראה תנועה פגומה של דופן הלב בעקבות קשירת LCA. אינדיקטורים לאי ספיקת לב, כגון עלייה במסת LV (איור 2C), ירידה במקטע הפליטה (איור 2D) וירידה בתפוקת הלב (איור 2E), נצפו בקבוצת MI בהשוואה לקבוצת הדמה.

כל בעלי החיים הומתו על פי פרוטוקולים סטנדרטיים תוך שימוש במינון מופרז של גזCO2 . הלבבות היו קבועים ומוקפאים בתרכובת טמפרטורת חיתוך אופטימלית (OCT). צביעת טריכרום 18 של מאסון בוצעה עבור שלושה חלקי חדרים שונים (תחתון, אמצעי ועליון) והתמונות צולמו באמצעות סורק שקופיות מחקר תחת הגדלה של פי10 כדי לבחון את מידת הפיברוזיס הלב. איור 3 מראה צביעת קולגן מוגברת (כחול) בלב האוטם, מה שמצביע על פיברוזיס מוגברת.

Figure 1
איור 1: אק"ג פעיל ואותות נשימה במהלך הערכת אקו לב. אותות אק"ג ונשימה פעילים מייצגים במהלך הערכה אקוקרדיוגרפית של (A) עכברי דמה ו-(B) MI. ירוק = אותות אק"ג, צהוב = אותות נשימה. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

Figure 2
איור 2: הערכה אקוקרדיוגרפית של פרמטרים תפקודיים לבביים לאחר קשירת LCA ביום ה-28 לאחר הניתוח. ציר קצר פרסטרנלי מייצג (PSAX) תמונות אקוקרדיוגרפיות במצב M של (A) עכברי דמה ו-(B) MI. הערכה של (C) מסת החדר השמאלי (mg), (D) מקטע פליטה (%), ו-(E) תפוקת לב (mL/min) של דמה ועכברים עם MI. LVAW;d = עובי דופן החדר השמאלי הקדמי בדיאסטולה; LVAW;s = עובי דופן החדר הקדמי השמאלי בסיסטולה; LVPW;d = עובי דופן החדר האחורי השמאלי בדיאסטולה; LVPW;s = עובי דופן החדר האחורי השמאלי בסיסטולה; LVID;d = קוטר פנימי של החדר השמאלי בדיאסטולה; LVID;s = קוטר פנימי של החדר השמאלי בסיסטולה. הנתונים מוצגים כממוצע ± SD. * P < 0.05, ** P < 0.01, **** P < 0.0001. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

Figure 3
איור 3: הערכת פיברוזיס לאחר קשירת LCA ביום ה-28 לאחר הניתוח. תמונות מייצגות המציגות את הכתמה הטריכרום של מאסון של (A) sham ו-(B) MI לבבות 28 ימים לאחר הניתוח. האזורים הפיברוטיים בלב האוטם מאופיינים בתצהיר קולגן ומוכתמים בכחול לאחר צביעת הטריכרום של מאסון. סרגל קנה מידה = 500 מיקרומטר. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

מודל מורין של MI צובר פופולריות במעבדות מחקר לב וכלי דם, ומחקר זה מתאר מודל MI הניתן לשחזור ורלוונטי קלינית. פרוטוקול זה משפר את תהליך קשירת LCA במספר דרכים. ראשית, נמנע השימוש בחומרי הרדמה לפני הניתוח בהזרקה כגון קסילזין/קטמין או נתרן פנטוברביטל14,15. נעשה שימוש רק בהרדמה איזופלורנית, המסייעת לשפר את שיעורי ההישרדות של בעלי חיים (>80% הישרדות 28 יום לאחר הניתוח), למזער סיבוכים הנגרמים על ידי תרופות, ויש לה השפעות לבביות מינימליות בהשוואה לחומרים אחרים19. עם זאת, איזופלורן גם מאט את הלב, אם כי במידה נמוכה יותר בהשוואה לחומרי הרדמה אחרים20. פרוטוקול זה כולל אינטובציה אנדוטרכאלית פחות פולשנית הנמנעת מקנה נשימה21, אשר מפחיתה כאב ואי נוחות לאחר הניתוח. מחקרים קודמים על קשירת LCA של מורין המליצו לבצע חתך באמצע הצוואר כדי לשפר את ההדמיה של אינטובציה אנדוטרכאלית; עם זאת, הפרוטוקול הנוכחי משתמש במקום זאת בלרינגוסקופ כדי להאיר את הלוע15. Lugrin et al. הדגימו לאחרונה מודל LCA MI של מורין ללא תורסנטזיס14; עם זאת, הפרוטוקול הנוכחי כולל בית החזה יעיל, אשר יסייע להסיר עודפי דם ואוויר מחלל החזה, מניעת דלקת ריאות19. בנוסף, שיטה זו משתמשת בגזה סטרילית לניהול דימום במקום צורב, שכן שימוש בצורבי להפחתת דימום עלול לגרום לכוויות יאטרוגניות ועלול לשנות קריאות דלקתיות21.

אחד השלבים הקריטיים במודל כירורגי זה הוא זיהוי וקשירה של LCA. מיקום העורק הכלילי עשוי להשתנות בהתאם לזני עכברים וגנוטיפים9. ברוב המקרים, העורק אינו נראה תחת מיקרוסקופ. מניסיון, קשירת רקמת שריר הלב 2-4 מ"מ מתחת לקצה האטריום השמאלי מביאה להלבנה יעילה של דופן החדר השמאלי. יתר על כן, ניתן פשוט לשנות את ההליך כדי לגרום לאיסכמיה זמנית של שריר הלב ואחריה רפרפוזיה (I/R) על ידי הסרת קשירה22. מודל בעלי חיים זה מחקה את שיקום זרימת הדם הכלילי בחולי MI לאחר התערבות כלילית מלעורית23,24. מכיוון שמודל חסימת LCA קבוע שונה ממודל I/R במספר היבטים, כגון גודל האזור האוטם, מיקום האינפרקט וחדירת תאי דלקת, על החוקרים להיות זהירים בעת בחירת המודל הרלוונטי בהתאם למחקר 7,14,25.

ישנן גישות רבות כדי להבטיח קשירה מוצלחת של LCA ופיתוח מאוחר יותר של MI. התבוננות מיידית בהלבנה מיידית של החדר השמאלי התחתון היא האישור המוקדם ביותר לקשירת LCA מוצלחת. מלבד זאת, ניתן לדמיין את ההיקף והמיקום של אוטם שריר הלב על ידי צביעת הלב כולו בכחול של אוון או 2,3,5-triphenyl tetrazolium chloride (TTC)26. מדידה של טרופונין לב במחזור יכולה לאמת עוד יותר את הפגיעה ברקמת שריר הלב21. אלקטרוקרדיוגרפיה יכולה לשמש כשיטה לא פולשנית לאישור גובה קטע ST לאחר MI17. ניתן להעריך את מידת הפיברוזיס הלבבי הקשור ל- MI על ידי צביעת טריכרום של מאסון ו- MRI לב27,28,29. אקוקרדיוגרפיה ניתן להשתמש כדי להעריך את הפרמטרים של אי ספיקת לב בימים 1 ו 28 לאחר MI. כדי לבחון שיפוץ לב לאחר MI, ניתן להשתמש בצביעת טריכומות ואקוקרדיוגרפיה של מאסון17. ניתן גם להשתמש ב- qPCR ובאימונובלוט כדי להמשיך לחקור ולאשר את ביטוי הגנים והחלבונים המעורבים בפיברוזיס, דלקת ואי ספיקת לב לאחר MI14.

המגבלה העיקרית של קשירת LCA היא שכיחות גבוהה של תמותה, אשר יכולה להיות עקב הפרעות קצב לב לאחר הניתוח, קרע חדרי, דימום, pneumothorax, ואי נוחות לאחר הניתוח19,30. עם זאת, בית חזה מוצלח, מזעור הנזק לרקמות שאינן מטרה, וניהול נכון של כאב וטמפרטורה לאחר הניתוח עשויים לסייע בהפחתת המוות של החיה. כמו בכל מודל כירורגי אחר, יכולת שחזור מדויקת היא מגבלה נוספת של מודל כירורגי זה. עם זאת, חוקרים יכולים לשחזר MI, לשלוט בגודל האוטם ולשפר את ההישרדות לאחר הניתוח על ידי תרגול וניסיון קפדניים.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

למחברים אין ניגודי עניינים לחשוף.

Acknowledgments

עבודה זו נתמכה על ידי מענקי המכון הלאומי לבריאות (R01HL143967, R01HL142629, R01AG069399 ו- R01DK129339), פרס פרויקט טרנספורמטיבי AHA (19TPA34910142), פרס פרויקט חדשני AHA (19IPLOI34760566) ופרס פרויקט החדשנות של ALA (IA-629694) (ל- PD).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
22 G catheter needle Exel INT 26741 Thoracentesis
24 G catheter needle Exel INT 26746 Endotracheal intubation
4-0 nylon suture Covetrus 29263 Suturing of muscles and skin
8-0 nylon suture S&T 3192 Ligation of LAD
Anesthetic Vaporizers Vet equip VE-6047 Anesthetic support
Animal physiology monitor Fujifilm VEVO 3100 Monitor heart rate,respiration rate and body temperature
Betadine solution PBS animal health 11205 Antispetic
Buprenorphine Covetrus 55175 Analgesic
Disecting microscope OMANO OM2300S-V7 Binocular
Electric razor Wahl 79300-1001M Shaving
Electrode gel Parker Laboratories W60698L Electrically conductive gel
Ethanol Decon Laboratories 22-032-601 Disinfectant
Forceps FST 11065-07 Stainless Steel
Gauze Curity CAR-6339-PK Sterile
Heat lamp Satco S4998 Post surgery care
Heating pad Kent scientific Surgi-M Temperature control
Hot Bead sterilizer Germinator 500 11503 Sterilization of surgical instrument
Isoflurane Covetrus 29405 Anesthesia
Masson’s trichrome staining kit Thermoscientific 87019 Measurement of cardiac Fibrosis
Micro Needle Holder FST 12500-12 Stainless Steel
Micro scissors FST 15000-02 Stainless Steel
Ophthalmic ointment Dechra Puralube Vet Sterile occular lubricant
Scanning Gel Parker Laboratories Aquasonic 100 Aqueous ultrasound transmission gel
Scissors FST 14060-11 Stainless Steel
Small Animal Laryngoscope Penn-Century Model LS-2-M Illuminating the oropharynx
Small animal ventilator Harvard apparatus 557058 Ventilator support
Surgical light Cole parmer 41723 Illuminator Width (in): 7
Vevo 3100 preclinical imaging platform Fujifilm VEVO 3100 Echocardiography
VevoLAB software Fujifilm VevoLAB 3.2.6 Echocardiography data analysis

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Virani, S. S., et al. Heart disease and stroke statistics-2021 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 143 (8), 254 (2021).
  2. Mendis, S., et al. World Health Organization definition of myocardial infarction: 2008-09 revision. International Journal of Epidemiology. 40 (1), 139-146 (2011).
  3. Frangogiannis, N. G. Pathophysiology of myocardial infarction. Comprehensive Physiology. 5 (4), 1841-1875 (2011).
  4. Smit, M., Coetzee, A., Lochner, A. The pathophysiology of myocardial ischemia and perioperative myocardial infarction. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 34 (9), 2501-2512 (2020).
  5. Johny, E., et al. Platelet mediated inflammation in coronary artery disease with Type 2 Diabetes patients. Journal of Inflammation Research. 14, 5131 (2021).
  6. Martin, T. P., et al. Preclinical models of myocardial infarction: from mechanism to translation. British Journal of Pharmacology. 179 (5), 770-791 (2022).
  7. De Villiers, C., Riley, P. R. Mouse models of myocardial infarction: comparing permanent ligation and ischaemia-reperfusion. Disease Models & Mechanisms. 13 (11), (2020).
  8. Vasamsetti, S. B., et al. Apoptosis of hematopoietic progenitor-derived adipose tissue-resident macrophages contributes to insulin resistance after myocardial infarction. Science Translational Medicine. 12 (553), (2020).
  9. Fernandez, B., et al. The coronary arteries of the C57BL/6 mouse strains: implications for comparison with mutant models. Journal of Anatomy. 212 (1), 12-18 (2008).
  10. van Amerongen, M. J., Harmsen, M. C., Petersen, A. H., Popa, E. R., van Luyn, M. J. Cryoinjury: a model of myocardial regeneration. Cardiovascular Pathology. 17 (1), 23-31 (2008).
  11. Lam, N. T., Sadek, H. A. Neonatal heart regeneration: comprehensive literature review. Circulation. 138 (4), 412-423 (2018).
  12. Heusch, G., Gersh, B. J. The pathophysiology of acute myocardial infarction and strategies of protection beyond reperfusion: a continual challenge. European Heart Journal. 38 (11), 774-784 (2017).
  13. Srikanth, G., Prakash, P., Tripathy, N., Dikshit, M., Nityanand, S. Establishment of a rat model of myocardial infarction with a high survival rate: A suitable model for evaluation of efficacy of stem cell therapy. Journal of Stem Cells & Regenerative Medicine. 5 (1), 30-36 (2009).
  14. Lugrin, J., Parapanov, R., Krueger, T., Liaudet, L. Murine myocardial infarction model using permanent ligation of left anterior descending coronary artery. Journal of Visualized Experiments. (150), e59591 (2019).
  15. Muthuramu, I., Lox, M., Jacobs, F., De Geest, B. Permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice: a model of post-myocardial infarction remodelling and heart failure. Journal of Visualized Experiments. (94), e52206 (2014).
  16. Pistner, A., Belmonte, S., Coulthard, T., Blaxall, B. C. Murine echocardiography and ultrasound imaging. Journal of Visualized Experiments. (42), e2100 (2010).
  17. Li, L., et al. Assessment of cardiac morphological and functional changes in mouse model of transverse aortic constriction by echocardiographic imaging. Journal of Visualized Experiments. (112), e54101 (2016).
  18. Vasamsetti, S. B., et al. Sympathetic neuronal activation triggers myeloid progenitor proliferation and differentiation. Immunity. 49 (1), 93-106 (2018).
  19. Reichert, K., et al. Murine left anterior descending (LAD) coronary artery ligation: an improved and simplified model for myocardial infarction. Journal of Visualized Experiments. (122), e55353 (2017).
  20. Alwardt, C. M., Redford, D., Larson, D. F. General anesthesia in cardiac surgery: a review of drugs and practices. The Journal of Extra-Corporeal Technology. 37 (2), 227-235 (2005).
  21. Kolk, M. V., et al. LAD-ligation: a murine model of myocardial infarction. Journal of Visualized Experiments. (32), e1438 (2009).
  22. Wu, Y., Yin, X., Wijaya, C., Huang, M. -H., McConnell, B. K. Acute myocardial infarction in rats. Journal of Visualized Experiments. (48), e2464 (2011).
  23. Kalogeris, T., Baines, C., Krenz, M., Korthuis, R. Chapter six-cell biology of ischemia/reperfusion injury. International Review of Cell and Molecular Biology. , Academic Press. 229-317 (2012).
  24. Scofield, S. L., Singh, K. Confirmation of myocardial ischemia and reperfusion injury in mice using surface pad electrocardiography. Journal of Visualized Experiments. (117), e54814 (2016).
  25. Yan, X., et al. Temporal dynamics of cardiac immune cell accumulation following acute myocardial infarction. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 62, 24-35 (2013).
  26. Xu, Q., et al. Protective effects of fentanyl preconditioning on cardiomyocyte apoptosis induced by ischemia-reperfusion in rats. Brazilian Journal of Medical and Biological Research. 50 (2), 5286 (2017).
  27. Leuschner, F., et al. Rapid monocyte kinetics in acute myocardial infarction are sustained by extramedullary monocytopoiesis. Journal of Experimental Medicine. 209 (1), 123-137 (2012).
  28. Leuschner, F., et al. Silencing of CCR2 in myocarditis. European Heart Journal. 36 (23), 1478-1488 (2015).
  29. Dutta, P., et al. E-selectin inhibition mitigates splenic HSC activation and myelopoiesis in hypercholesterolemic mice with myocardial infarction. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 36 (9), 1802-1808 (2016).
  30. Jiang, C., et al. A modified simple method for induction of myocardial infarction in mice. Journal of Visualized Experiments. (178), e63042 (2021).

Tags

רפואה גיליון 186 אוטם שריר הלב איסכמיה עורק כלילי שמאלי אינטובציה אנדוטרכאלית קשירת LCA
קשירת עורקים כליליים שמאליים: מודל מורין כירורגי של אוטם שריר הלב
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Johny, E., Dutta, P. Left Coronary… More

Johny, E., Dutta, P. Left Coronary Artery Ligation: A Surgical Murine Model of Myocardial Infarction. J. Vis. Exp. (186), e64387, doi:10.3791/64387 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter