Summary
Här presenteras ett kirurgiskt ingrepp för permanent ligering av vänster kransartär hos möss. Denna modell kan användas för att undersöka patofysiologin och tillhörande inflammatoriskt svar efter hjärtinfarkt.
Abstract
Ischemisk hjärtsjukdom och efterföljande hjärtinfarkt (MI) är en av de främsta orsakerna till dödlighet i USA och runt om i världen. För att utforska de patofysiologiska förändringarna efter hjärtinfarkt och designa framtida behandlingar krävs forskningsmodeller av MI. Permanent ligering av vänster kranskärl (LCA) hos möss är en populär modell för att undersöka hjärtfunktion och ventrikulär ombyggnad efter MI. Här beskriver vi en mindre invasiv, pålitlig och reproducerbar kirurgisk murin MI-modell genom permanent ligering av LCA. Vår kirurgiska modell består av en lätt reversibel generell anestesi, endotrakeal intubation som inte kräver trakeotomi och en thorakotomi. Elektrokardiografi och troponinmätning bör utföras för att säkerställa MI. Ekokardiografi vid dag 28 efter MI kommer att urskilja hjärtfunktion och hjärtsviktparametrar. Graden av hjärtfibros kan utvärderas med Massons trikromfärgning och hjärt-MR. Denna MI-modell är användbar för att studera patofysiologiska och immunologiska förändringar efter MI.
Introduction
Hjärt-kärlsjukdom är ett stort folkhälsoproblem som kräver 17,9 miljoner liv varje år, vilket står för 31 procent av den globala dödligheten1. Den vanligaste typen av kardiovaskulär anomali är kranskärlssjukdom, och hjärtinfarkt (MI) är en av de viktigaste manifestationerna av kranskärlssjukdom2. MI orsakas vanligtvis av trombotisk ocklusion av ett kranskärl på grund av bristning av en sårbar plack3. Den resulterande ischemin orsakar djupa joniska och metaboliska förändringar i det drabbade myokardiet, liksom en snabb minskning av systolisk funktion. MI resulterar i kardiomyocyters död, vilket ytterligare kan leda till ventrikulär dysfunktion och hjärtsvikt4.
Forskning om MI hos patienter är begränsad på grund av bristen på vävnader erhållna från patienter med MI5. Som sådan är murina modeller av MI användbara både för att studera sjukdomsmekanismer och utveckla potentiella terapeutiska mål. För närvarande tillgängliga murina modeller av MI inkluderar irreversibla ischemimodeller (LCA och ablationsmetoder) och reperfusionsmodeller (ischemi/reperfusion, I/R)6. Permanent ligering av vänster kranskärl (LCA) hos möss är den mest använda metoden, och den imiterar patofysiologin och immunologin för MI hos patienter 7,8,9. Permanent MI kan också induceras genom ablationsmetoder, som involverar elektrisk skada eller kryoskada. Ablationsmetoder kan generera infarkt av enhetlig storlek på den exakta platsen10. Å andra sidan kan ärrbildning, infarktmorfologi och molekylära signalmekanismer variera mellan ablationsmetoderna10,11. Murin I / R-metoden är en annan viktig MI-modell eftersom den representerar det kliniska scenariot för reperfusionsterapi12. I/R-modellen är förknippad med utmaningar som variabel infarktstorlek, svårigheter att urskilja reaktioner vid initial skada och reperfusion6.
Även om LCA-ligeringsmetoder används i stor utsträckning är de förknippade med låg överlevnad och postoperativ smärta13. Detta protokoll demonstrerar den murina kirurgiska MI-modellen av LCA-ligering som involverar beredning och intubation av möss, LCA-ligering, postoperativ vård och validering av MI. I stället för att använda en invasiv trakeotomi14 använder denna metod endotrakeal intubation. Djuret intuberas genom att belysa orofarynx med hjälp av ett laryngoskop, vilket gör proceduren enklare, säkrare och mindre traumatisk15. Musen hålls i respirator och under isofluranbedövning under hela ingreppet. Vidare utförs ekokardiografi och Massons trikromfärgning för att utvärdera hjärtfunktion respektive hjärtfibros efter MI. Sammantaget ger denna metod en tillförlitlig och reproducerbar kirurgisk murin modell av MI som kan användas för att studera patofysiologi och inflammation efter MI.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Det aktuella studieprotokollet granskades och godkändes av Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) vid University of Pittsburgh. Åtta (sham n = 4 och MI n = 4) 1-åriga kvinnliga C57BL / 6J-möss som väger 24-30 g användes för dessa experiment. Cirka 100% och minst 80% av mössen överlevde under de första 24 timmarna respektive 28 dagarna.
1. Beredning och endotrakeal intubation av mössen
- Förvärm en pärlsterilisator (se materialförteckning) till 250 °C och placera autoklaverade kirurgiska instrument i den i några minuter.
- Bedöva musen i en induktionskammare med 3% isofluran och 1 l/min syre i 5 min.
- Se till att anestesidjupet i musen genom att kontrollera svaret på en fast tåknäpa.
- Väg musen för att uppskatta dosen av det preoperativa smärtstillande läkemedlet buprenorfin (0,1 mg/kg). Injicera läkemedlet intraperitoniellt.
- Trimma pälsen på vänster sida av bröstkorgen med en elektrisk rakhyvel.
- Desinficera operationsområdet med povidonjod och 70% etanol därefter tre gånger.
- Placera musen i ryggläge på ett lutande bräde. Säkra musens huvud och lemmar med ett elastiskt band fäst vid de övre snedställningarna respektive tejpen. Applicera sterilt oftalmiskt smörjmedel på ögonen för att förhindra torrhet under anestesi.
- Öppna käken och dra försiktigt tungan ut ur munhålan.
- Identifiera struphuvudets öppning genom att belysa orofarynx med hjälp av ett laryngoskop (se materialförteckning).
- Skär av ca 0,5 cm från en 24 G kateternål och för in den trubbiga nålen i plastskyddet. Rikta den trubbiga nålen med plastskölden in i luftstrupen. Ta ut nålen och lämna plastskölden i luftstrupen.
- Ställ in ventilatorn (se materialtabell) på en andningsfrekvens på 137 slag per minut (optimerad för mössen som används i denna studie) och tidalvolymen 0,18 cc. Anslut andningsslangarna till kateterskölden och bekräfta korrekt intubation genom att leta efter en synkroniserad bröströrelse med ventilatorn.
- Koppla bort andningsröret från kateterskölden och placera djuret i ryggläge på ett förvärmt temperaturkontrollerat kirurgiskt kort. Anslut musen till ventilatorn igen.
2. Permanent ligering av vänster kransartär
- Desinficera operationsområdet med povidonjod och 70% alkohol. Applicera ett sterilt draperi med ett kvartsstort hål i mitten för att säkra operationsområdet. Lyft försiktigt huden med ett par pincett och gör ett litet (1,5-2 cm) kutant tvärgående snitt längs linjen mellan vänster bröstkorg och mindre muskler med hjälp av en kirurgisk sax.
OBS: Sax användes för att göra snittet eftersom det ger den nödvändiga kontrollen över skärets djup och riktning. - Separera de underliggande bröstmusklerna med pincett och dissekerande sax. Musklerna separerades med hjälp av retraktorer fästa vid elastiska band.
- Gör ett snitt i det tredje interkostala utrymmet med en mikrosax som följer bröstkorgens naturliga vinkel. I denna fas måste extrem försiktighet iakttas för att förhindra skador på hjärta och lungor.
- Sträck försiktigt isär revbenen med hjälp av retraktorer för att exponera vänster kammare. Flytta perikardfettet åt sidan och lokalisera LCA, som löper från kanten av vänster förmak mot hjärtans topp.
- Passera en 8-0 nylonsutur under LCA med hjälp av en nålhållare. Ligate LCA med en dubbel knut följt av en andra knut (en modifierad kirurgknut).
OBS: Blanchering av nedre vänstra ventrikeln bekräftar en framgångsrik LCA-ligering. Utöver detta rekommenderas också troponinmätning, EKG-övervakning (ST-höjning), eko / in vivo hjärtstyrd MR eller mikro-CT-bilder för att bekräfta jämförbara MI-lesioner. - Ta bort upprullningsdonen och för in en 22 G kateternål i brösthålan. Ta bort nålen och lämna spetsen på plastskölden i brösthålan. Stäng bröstkorgen med en 4-0 nylonsutur.
- Anslut en spruta till 22 G plastskölden och avlägsna långsamt överflödig luft som fångas i brösthålan genom att försiktigt trycka på bröstet för att upprätta ett negativt lufttryck. Ta bort plastskölden.
- Stäng huden med en 4-0 nylonsutur.
- Stäng av isoflurantillförseln. I detta skede är musen på ventilatorn som levererar syre.
3. Postoperativ vård
- Stäng av ventilatorn när spontanandningen startar.
OBS: Proceduren tar cirka 30-35 min per djur från beredning av mössen fram till detta steg. - Håll musen under en värmelampa och övervaka den tills den är vaken. Djuret ska inte lämnas utan uppsikt förrän det har återfått tillräckligt med medvetande för att bibehålla sternal liggande.
- Efter operationen, placera djuret i en separat bur och återför den till den ursprungliga buren med andra djur först efter att den har återhämtat sig helt.
- Övervaka musen dagligen för tecken på smärta eller obehag.
- Fortsätt intraperitoneal injektion av buprenorfin (0,1 mg/kg) var 6-8:e timme i ytterligare 2 dagar efter operationen.
4. Ekokardiografisk utvärdering
OBS: Ekokardiografi utfördes för att utvärdera parametrarna för hjärtsvikt på dag 28 efter MI.
- Efter 28 dagar efter operationen, söva mössen med 3% isofluran och 1 l/min syre, applicera sterilt oftalmiskt glidmedel på ögonen och ta bort brösthår med hårborttagningskräm. Desinficera bröstområdet med povidonjod och 70% etanol tre gånger.
- Säkra de bedövade mössen ovanpå bildplattformen (se Materialförteckning) i ryggläge och upprätthåll en jämn nivå av anestesi under hela proceduren med hjälp av en noskon ansluten till anestesisystemet (1% -2% isofluran och 1 l / min syre).
- Tejpa fast de fyra tassarna på EKG-elektroderna med elektrodgel (se Materialförteckning). Övervaka djurets temperatur genom att sätta in en rektal sond (se materialtabell).
- Applicera skanningsgelen (se Materialförteckning) på bröstet, placera givaren vertikalt, sänk den till parasternlinjen (parallellt med bröstkorgen) och rotera 35° moturs för att få den parasternala långaxelns vy av vänster kammare.
- Tryck på B-mode imaging button på bildbehandlingsprogrammet (se Materialförteckning) för att få en komplett lång axelvy av hjärtat. Justera grindens storlek och ljusstyrka och spara bilderna med Spara klipp eller Spara ram för senare mätningar16.
- Växla till M-läge (rörelseläge) och placera M-lägesaxeln i nivå med papillärmuskeln. Justera grindstorleken och tryck på M-mode Start-knappen. Spara bilderna med Spara klipp eller Spara bildruta16,17.
- Eftersom bildinsamlingsprocessen i 4D-läge är automatiserad, kontrollera att EKG- och andningssignalerna är aktiva (figur 1) innan du hämtar data.
- Börja hämta data i B-läge. Öppna 4D-skanningspanelen och starta 3D-motorn. Ställ in bildparametrarna i 4D-skanningspanelen och tryck på knappen Skanna för att starta skanningen. När du har granskat bilderna i 2D-vyn laddar du bilderna i 4D-läge med knappen Läs in i 4D .
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Figur 1 visar de representativa aktiva EKG- och andningssignalerna under ekokardiografisk utvärdering av möss med skenmus (figur 1A) och hjärtinfarkt (figur 1B). Verifiering av aktiva EKG och andningssignaler är viktiga innan ekokardiografiska data förvärvas. Figur 2 visar ekokardiografisk mätning av hjärtfunktionella parametrar efter 28 dagar efter LCA-ligering. Figur 2 visar M-lägesbilder av den para sternala kortaxelvyn av skenhjärtan (figur 2A) och MI (figur 2B). Figur 2B visar defekt hjärtväggsrörelse efter LCA-ligering. Indikatorer för hjärtsvikt, såsom ökad LV-massa (figur 2C), minskad ejektionsfraktion (figur 2D) och minskad hjärtminutvolym (figur 2E), observerades i MI-gruppen jämfört med skengruppen.
Alla djuren avlivades enligt standardprotokoll med en överdriven dos CO2-gas . Hjärtana fixerades och frystes i optimal skärtemperatur (OCT). Massons trikromfärgning18 utfördes för tre olika ventrikelsektioner (nedre, mellersta och övre) och bilder togs med hjälp av en forskningsskanner under 10x förstoring för att undersöka graden av hjärtfibros. Figur 3 visar ökad kollagenfärgning (blå) i infarkthjärtat, vilket indikerar förstärkt fibros.
Figur 1: Aktiva EKG- och andningssignaler under ekokardiografisk utvärdering. Representativa aktiva EKG- och andningssignaler under ekokardiografisk utvärdering av (A) sken- och (B) MI-möss. Grön = EKG-signaler, gul = andningssignaler. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 2: Ekokardiografisk utvärdering av hjärtfunktionella parametrar efter LCA-ligering dag 28 efter operationen. Representativa parasternala kortaxliga (PSAX) M-mode ekokardiografiska bilder av (A) bluff och (B) MI-möss. Bedömning av (C) vänster kammarmassa (mg), (D) ejektionsfraktion (%) och (E) hjärtminutvolym (ml/min) hos sham och mus med MI. LVAW;d = vänster ventrikulär främre väggtjocklek i diastol; LVAW;s = vänster ventrikulär främre väggtjocklek i systole; LVPW;d = vänster ventrikulär bakre väggtjocklek i diastol; LVPW;s = vänster ventrikulär bakre väggtjocklek i systole; LVID;d = inre diameter i vänster kammare i diastol; LVID;s = inre diameter i vänster kammare i systole. Data visas som medelvärde ± SD. * P < 0,05, ** P < 0,01, **** P < 0,0001. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 3: Bedömning av fibros efter LCA-ligering dag 28 efter operationen. Representativa bilder som visar Massons trikromfärgning av (A) bluff och (B) MI-hjärtan 28 dagar efter operationen. De fibrotiska regionerna i det infarkterade hjärtat kännetecknas av kollagenavsättning och färgas blått efter Massons trikromfärgning. Skalstång = 500 μm. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Murina modellen av MI ökar popularitet i kardiovaskulära forskningslaboratorier, och denna studie beskriver en reproducerbar och kliniskt relevant MI-modell. Detta protokoll förbättrar LCA-ligeringsprocessen på flera sätt. Till att börja med undviks användning av injicerbara preoperativa anestetika såsom xylazin / ketamin eller natriumpentobarbital14,15. Endast isoflurananestesi användes, vilket bidrar till att förbättra djurens överlevnad (>80% överlevnad 28 dagar efter operationen), minimera läkemedelsinducerade komplikationer och har minimala hjärteffekter jämfört med andra medel19. Men isofluran bromsar också hjärtat, om än i lägre grad jämfört med andra bedövningsmedel20. Detta protokoll innebär mindre invasiv endotrakeal intubation som undviker trakeostomi21, vilket minskar postoperativ smärta och obehag. Tidigare murina LCA-ligeringsstudier har rekommenderat att göra ett snitt i mitten av halsen för att förbättra visualiseringen av endotrakeal intubation; Det nuvarande protokollet använder dock ett laryngoskop istället för att belysa orofarynx15. Lugrin et al. demonstrerade nyligen en murin LCA MI-modell utan thoracentes14; Det nuvarande protokollet innehåller emellertid en effektiv thoracentes, som hjälper till att avlägsna överskott av blod och luft från bröstkaviteten, vilket förhindrar pneumotorax19. Dessutom använder denna metod steril gasväv för blödningshantering i stället för en cauterizer, eftersom användning av en cauterizer för att minska blödning kan resultera i iatrogena brännskador och kan förändra inflammatoriska avläsningar21.
Ett av de kritiska stegen i denna kirurgiska modell är identifiering och ligering av LCA. Placeringen av kransartären kan variera beroende på musstammar och genotyper9. I de flesta fall är artären inte synlig under ett mikroskop. Av erfarenhet resulterar ligering av myokardvävnaden 2-4 mm under kanten av vänster förmak i effektiv blanchering av vänster kammarvägg. Dessutom kan proceduren enkelt modifieras för att inducera tillfällig myokardischemi följt av reperfusion (I / R) genom att ta bort ligeringen22. Denna djurmodell efterliknar återställandet av koronar blodflöde hos MI-patienter efter perkutan koronar intervention23,24. Eftersom den permanenta LCA-ocklusionsmodellen skiljer sig från I/R-modellen i flera aspekter, såsom storleken på infarktområdet, infarktens placering och infiltration av inflammatoriska celler, måste forskare vara försiktiga när de väljer relevant modell beroende på studien 7,14,25.
Det finns flera metoder för att säkerställa framgångsrik ligering av LCA och efterföljande utveckling av MI. Att observera omedelbar blanchering av den nedre vänstra ventrikeln är den tidigaste bekräftelsen på framgångsrik LCA-ligering. Bortsett från detta kan omfattningen och placeringen av hjärtinfarkten visualiseras genom att färga hela hjärtat med Evans blå eller 2,3,5-trifenyltetrazoliumklorid (TTC)26. Mätning av cirkulerande hjärt-troponin kan ytterligare validera myokardvävnadsskada21. Elektrokardiografi kan användas som en icke-invasiv metod för att bekräfta höjning av ST-segmentet efter MI17. Graden av hjärtfibros associerad med MI kan utvärderas med Massons trikromfärgning och hjärt-MR27,28,29. Ekokardiografi kan användas för att utvärdera parametrarna för hjärtsvikt på dag 1 och 28 efter MI. För att undersöka hjärtremodellering efter MI kan Massons trikomfärgning och ekokardiografi användas17. Det är också möjligt att använda qPCR och immunoblot för att ytterligare undersöka och bekräfta uttrycket av de gener och proteiner som är inblandade i fibros, inflammation och hjärtsvikt efter MI14.
Den största begränsningen av LCA-ligering är den höga förekomsten av dödlighet, vilket kan bero på postoperativa hjärtarytmier, ventrikulär ruptur, blödning, pneumotorax och postoperativt obehag19,30. En framgångsrik thoracentes, minimering av vävnadsskador som inte är mål och korrekt postoperativ smärta och temperaturhantering kan dock bidra till att minska djurets död. Som med alla andra kirurgiska modeller är exakt reproducerbarhet en annan begränsning av denna kirurgiska modell. Forskare kan dock reproducera MI, kontrollera infarktstorlek och förbättra överlevnad efter operationen genom rigorös övning och erfarenhet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har inga intressekonflikter att avslöja.
Acknowledgments
Detta arbete stöddes av National Institute of Health-bidrag (R01HL143967, R01HL142629, R01AG069399 och R01DK129339), AHA Transformational Project Award (19TPA34910142), AHA Innovative Project Award (19IPLOI34760566) och ALA Innovation Project Award (IA-629694) (till PD).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 22 G catheter needle | Exel INT | 26741 | Thoracentesis |
| 24 G catheter needle | Exel INT | 26746 | Endotracheal intubation |
| 4-0 nylon suture | Covetrus | 29263 | Suturing of muscles and skin |
| 8-0 nylon suture | S&T | 3192 | Ligation of LAD |
| Anesthetic Vaporizers | Vet equip | VE-6047 | Anesthetic support |
| Animal physiology monitor | Fujifilm | VEVO 3100 | Monitor heart rate,respiration rate and body temperature |
| Betadine solution | PBS animal health | 11205 | Antispetic |
| Buprenorphine | Covetrus | 55175 | Analgesic |
| Disecting microscope | OMANO | OM2300S-V7 | Binocular |
| Electric razor | Wahl | 79300-1001M | Shaving |
| Electrode gel | Parker Laboratories | W60698L | Electrically conductive gel |
| Ethanol | Decon Laboratories | 22-032-601 | Disinfectant |
| Forceps | FST | 11065-07 | Stainless Steel |
| Gauze | Curity | CAR-6339-PK | Sterile |
| Heat lamp | Satco | S4998 | Post surgery care |
| Heating pad | Kent scientific | Surgi-M | Temperature control |
| Hot Bead sterilizer | Germinator 500 | 11503 | Sterilization of surgical instrument |
| Isoflurane | Covetrus | 29405 | Anesthesia |
| Masson’s trichrome staining kit | Thermoscientific | 87019 | Measurement of cardiac Fibrosis |
| Micro Needle Holder | FST | 12500-12 | Stainless Steel |
| Micro scissors | FST | 15000-02 | Stainless Steel |
| Ophthalmic ointment | Dechra | Puralube Vet | Sterile occular lubricant |
| Scanning Gel | Parker Laboratories | Aquasonic 100 | Aqueous ultrasound transmission gel |
| Scissors | FST | 14060-11 | Stainless Steel |
| Small Animal Laryngoscope | Penn-Century | Model LS-2-M | Illuminating the oropharynx |
| Small animal ventilator | Harvard apparatus | 557058 | Ventilator support |
| Surgical light | Cole parmer | 41723 | Illuminator Width (in): 7 |
| Vevo 3100 preclinical imaging platform | Fujifilm | VEVO 3100 | Echocardiography |
| VevoLAB software | Fujifilm | VevoLAB 3.2.6 | Echocardiography data analysis |
References
- Virani, S. S., et al. Heart disease and stroke statistics-2021 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 143 (8), 254 (2021).
- Mendis, S., et al. World Health Organization definition of myocardial infarction: 2008-09 revision. International Journal of Epidemiology. 40 (1), 139-146 (2011).
- Frangogiannis, N. G.
- Smit, M., Coetzee, A., Lochner, A. The pathophysiology of myocardial ischemia and perioperative myocardial infarction. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 34 (9), 2501-2512 (2020).
- Johny, E., et al. Platelet mediated inflammation in coronary artery disease with Type 2 Diabetes patients. Journal of Inflammation Research. 14, 5131 (2021).
- Martin, T. P., et al. Preclinical models of myocardial infarction: from mechanism to translation. British Journal of Pharmacology. 179 (5), 770-791 (2022).
- De Villiers, C., Riley, P. R. Mouse models of myocardial infarction: comparing permanent ligation and ischaemia-reperfusion. Disease Models & Mechanisms. 13 (11), (2020).
- Vasamsetti, S. B., et al. Apoptosis of hematopoietic progenitor-derived adipose tissue-resident macrophages contributes to insulin resistance after myocardial infarction. Science Translational Medicine. 12 (553), (2020).
- Fernandez, B., et al. The coronary arteries of the C57BL/6 mouse strains: implications for comparison with mutant models. Journal of Anatomy. 212 (1), 12-18 (2008).
- van Amerongen, M. J., Harmsen, M. C., Petersen, A. H., Popa, E. R., van Luyn, M. J. Cryoinjury: a model of myocardial regeneration. Cardiovascular Pathology. 17 (1), 23-31 (2008).
- Lam, N. T., Sadek, H. A. Neonatal heart regeneration: comprehensive literature review. Circulation. 138 (4), 412-423 (2018).
- Heusch, G., Gersh, B. J. The pathophysiology of acute myocardial infarction and strategies of protection beyond reperfusion: a continual challenge. European Heart Journal. 38 (11), 774-784 (2017).
- Srikanth, G., Prakash, P., Tripathy, N., Dikshit, M., Nityanand, S. Establishment of a rat model of myocardial infarction with a high survival rate: A suitable model for evaluation of efficacy of stem cell therapy. Journal of Stem Cells & Regenerative Medicine. 5 (1), 30-36 (2009).
- Lugrin, J., Parapanov, R., Krueger, T., Liaudet, L. Murine myocardial infarction model using permanent ligation of left anterior descending coronary artery. Journal of Visualized Experiments. (150), e59591 (2019).
- Muthuramu, I., Lox, M., Jacobs, F., De Geest, B. Permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice: a model of post-myocardial infarction remodelling and heart failure. Journal of Visualized Experiments. (94), e52206 (2014).
- Pistner, A., Belmonte, S., Coulthard, T., Blaxall, B. C. Murine echocardiography and ultrasound imaging. Journal of Visualized Experiments. (42), e2100 (2010).
- Li, L., et al. Assessment of cardiac morphological and functional changes in mouse model of transverse aortic constriction by echocardiographic imaging. Journal of Visualized Experiments. (112), e54101 (2016).
- Vasamsetti, S. B., et al. Sympathetic neuronal activation triggers myeloid progenitor proliferation and differentiation. Immunity. 49 (1), 93-106 (2018).
- Reichert, K., et al. Murine left anterior descending (LAD) coronary artery ligation: an improved and simplified model for myocardial infarction. Journal of Visualized Experiments. (122), e55353 (2017).
- Alwardt, C. M., Redford, D., Larson, D. F. General anesthesia in cardiac surgery: a review of drugs and practices. The Journal of Extra-Corporeal Technology. 37 (2), 227-235 (2005).
- Kolk, M. V., et al. LAD-ligation: a murine model of myocardial infarction. Journal of Visualized Experiments. (32), e1438 (2009).
- Wu, Y., Yin, X., Wijaya, C., Huang, M. -H., McConnell, B. K.
- Kalogeris, T., Baines, C., Krenz, M., Korthuis, R. Chapter six-cell biology of ischemia/reperfusion injury. International Review of Cell and Molecular Biology. , Academic Press. 229-317 (2012).
- Scofield, S. L., Singh, K. Confirmation of myocardial ischemia and reperfusion injury in mice using surface pad electrocardiography. Journal of Visualized Experiments. (117), e54814 (2016).
- Yan, X., et al. Temporal dynamics of cardiac immune cell accumulation following acute myocardial infarction. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 62, 24-35 (2013).
- Xu, Q., et al. Protective effects of fentanyl preconditioning on cardiomyocyte apoptosis induced by ischemia-reperfusion in rats. Brazilian Journal of Medical and Biological Research. 50 (2), 5286 (2017).
- Leuschner, F., et al. Rapid monocyte kinetics in acute myocardial infarction are sustained by extramedullary monocytopoiesis. Journal of Experimental Medicine. 209 (1), 123-137 (2012).
- Leuschner, F., et al.
- Dutta, P., et al. E-selectin inhibition mitigates splenic HSC activation and myelopoiesis in hypercholesterolemic mice with myocardial infarction. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 36 (9), 1802-1808 (2016).
- Jiang, C., et al. A modified simple method for induction of myocardial infarction in mice. Journal of Visualized Experiments. (178), e63042 (2021).
