Summary
Dette papiret introduserer en ny metode for syntese av decellularisert brusk ekstracellulær matriks (DC-ECM) hydrogeler. DC-ECM-hydrogeler har utmerket biokompatibilitet og gir et overlegent mikromiljø for cellevekst. Derfor kan de være ideelle cellestillas og biologiske leveringssystemer.
Abstract
Decellularisert brusk ekstracellulær matriks (DC-ECM) hydrogeler er lovende biomaterialer for vevsteknikk og regenerativ medisin på grunn av deres biokompatibilitet og evne til å etterligne naturlige vevsegenskaper. Denne protokollen tar sikte på å produsere DC-ECM-hydrogeler som tett etterligner den opprinnelige ECM av bruskvev. Protokollen innebærer en kombinasjon av fysisk og kjemisk forstyrrelse og enzymatisk fordøyelse for å fjerne det cellulære materialet samtidig som strukturen og sammensetningen av ECM opprettholdes. DC-ECM er tverrbundet ved hjelp av et kjemisk middel for å danne en stabil og biologisk aktiv hydrogel. DC-ECM-hydrogelen har utmerket biologisk aktivitet, romlig struktur og biologisk induksjonsfunksjon, samt lav immunogenisitet. Disse egenskapene er gunstige for å fremme celleadhesjon, proliferasjon, differensiering og migrasjon og for å skape et overlegent mikromiljø for cellevekst. Denne protokollen gir en verdifull ressurs for forskere og klinikere innen vevsteknikk. Biomimetiske hydrogeler kan potensielt forbedre utviklingen av effektive vevstekniske strategier for bruskreparasjon og regenerering.
Introduction
Bruskvevsteknikk er et raskt utviklende felt som søker å regenerere skadet eller sykt bruskvev1. En sentral utfordring på dette feltet er utviklingen av biomimetiske stillaser som kan støtte vekst og differensiering av kondrocytter, cellene som er ansvarlige for å produsere brusk2. ECM av bruskvev spiller en kritisk rolle i å regulere oppførselen til kondrocytter. DC-ECM er et effektivt stillas for vevstekniske applikasjoner3.
En rekke teknikker har blitt utviklet for å produsere DC-ECM fra bruskvev, inkludert kjemiske, enzymatiske og fysiske metoder. Imidlertid resulterer disse metodene ofte i generering av ECM-hydrogeler som ikke er tilstrekkelig biomimetiske, noe som begrenser potensialet for bruk i vevstekniske applikasjoner 4,5. Dermed er det behov for en mer effektiv metode for produksjon av DC-ECM-hydrogeler.
Utviklingen av denne teknikken er viktig fordi den kan fremme feltet vevsteknikk ved å gi en ny tilnærming for å skape biomimetiske stillaser som kan støtte vevregenerering og reparasjon. Videre kan denne teknikken lett tilpasses for å produsere ECM-hydrogeler fra andre vev, og dermed utvide dens potensielle applikasjoner.
I den bredere litteraturen har det vært økende interesse for å bruke DC-ECM som stillas for vevstekniske applikasjoner6. Tallrike studier har vist effektiviteten av DC-ECM-hydrogeler for å fremme cellevekst og differensiering i forskjellige vev, inkludert brusk 7,8. Derfor er utviklingen av en protokoll for produksjon av DC-ECM-hydrogeler som nært etterligner den naturlige ECM av bruskvev, et betydelig bidrag til feltet.
Protokollen som presenteres i denne artikkelen adresserer dette behovet ved å tilby en ny metode for å produsere DC-ECM-hydrogeler som nøye etterligner den naturlige ECM av bruskvev. Protokollen innebærer decellularisering av bruskvev, isolering av den resulterende ECM og oppretting av en hydrogel ved å kryssbinde ECM med en biokompatibel polymer. Den resulterende hydrogelen har vist lovende resultater ved å støtte veksten og differensieringen av kondrocytter.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Denne studien ble godkjent av etikkomiteen ved Tongde-sykehuset i Zhejiang-provinsen.
1. Fremstilling av DC-ECM hydrogel
MERK: I denne studien ble brusken hentet fra kneleddene til 12 måneder gamle Bama miniatyrgriser, og unngikk samlingen av beinvev.
- Ta den oppsamlede brusk, og blokker og hakk den i 1-2 mm3 stykker med en skalpell.
- Plasser 20 g av hakket brusk i et 50 ml sentrifugerør, og tilsett 20 ml hypoton Tris-HCl-buffer (10 mM Tris-HCl, pH 8,0) for å senke vevet helt. Plasser sentrifugerøret i en fryser på -80 °C i 3 timer og deretter i en ovn på 37 °C i 3 timer. Gjenta fryse- og oppvarmingstrinnet seks ganger. I dette trinnet trenger ikke den hypotone Tris-HCl-bufferen utskifting.
- Rist sentrifugerøret i 30 s ved hjelp av en virvelblander med en hastighet på 1000 o / min. Plasser en sil i rustfritt stål (porestørrelse: ~250 μm) på et nytt 50 ml sentrifugerør.
- Dekanter sakte den decellulariserte brusk i rustfritt stålsikt, vask vevet tre ganger med steril PBS og samle brusk.
- Tilsett 10 ml trypsinoppløsning (0,25% trypsin i PBS), og legg røret på en shaker ved 37 °C i 24 timer. I løpet av denne perioden, bytt trypsin hver 4. Filtrer suspensjonen ved hjelp av rustfritt stålsil, og bevar vevet. Trypsinet kan behandles over natten under en av fordøyelsesprosessene, og dette vil ikke påvirke den endelige fordøyelsen.
- Vask trypsinisert vev med hypertonisk buffer (1,5 M NaCl, 50 mM Tris-HCl, pH 7,6).
- Tilsett 10 ml nukleaseoppløsning (50 E/ml deoksyribonuklease og 1 E/ml ribonuklease i 10 mM Tris-HCl, pH 7,5), og legg røret på en shaker ved 37 °C i 4 timer.
- Fjern nukleaseoppløsningen, vask brusk tre ganger med steril PBS, og tilsett hypotonisk Tris-HCl-løsning. Plasser sentrifugerøret på en shaker, og skyll i 20 timer ved romtemperatur (RT).
- Fjern den hypotoniske Tris-HCl-løsningen, vask brusk tre ganger med steril PBS, og tilsett 1% Triton X-100-løsning for å senke vevet i 24 timer.
- Fjern Triton X-100-løsningen, og skyll grundig decellularisert brusk med destillert vann i 3 dager, bytt destillert vann hver 12.
- Bløtlegg brusken i pereddiksyreoppløsning (0,1 % PAA i 4 % etanol) i 4 timer. Fjern pereddiksyreoppløsningen, og vask brusk tre ganger med sterilt destillert vann.
- Plasser sikten i rustfritt stål (porestørrelse: ~250 μm) på et 50 ml sentrifugerør. Dekanter sakte den decellulariserte brusken i rustfritt stålsilen, og samle brusk. Test graden av decellularisering og matriksretensjon av brusk ved å estimere DNA-, kollagen- og glykosaminoglykan (GAG) innhold.
- Sett den decellulariserte brusk i en slipeskål, tilsett flytende nitrogen og slip den decellulariserte brusk for å danne et pulver. Ta 2 g av det decellulariserte bruskpulveret, tilsett 80 ml 0,5 M eddiksyre og 20 mg pepsin, og fordøy i 24 timer. Sentrifuge ved 400 x g i 10 minutter; kast sedimentet, og samle supernatantløsningen (DC-ECM-løsning).
- Dekanter 1 ml DC-ECM-løsning per brønn i 6-brønnsplater. Plasser 6-brønnsplatene i en lyofilisator. Frys DC-ECM-oppløsningen. Når temperaturen i frysetørkeren synker til -40 °C, slå på vakuumpumpen og hold vakuumgraden på 10 Pa i 22 timer.
- Ta ut den frysetørkede DC-ECM-oppløsningen, legg den i sentrifugerør og oppbevar ved -20 °C. Minste lagringstid for frysetørket DC-ECM-løsning overstiger et halvt år.
- Tilsett 1 ml sterilt destillert vann for å oppløse 20 mg frysetørket DC-ECM-oppløsning i sentrifugerøret. Rist i 1 min med en virvelblander med en hastighet på 1000 o / min ved RT. Tilsett 1 mg vitamin B2 (0,1 % w/v) til DC-ECM-løsningen, inkuber ved 37 °C i 60 minutter, og bestråle med UV-lys (370 nm, 3,5 mW/cm2) i 3 minutter for å danne en hydrogel (DC-ECM hydrogel).
2. Påvisning av decellularisert brusk
- DNA-innhold deteksjon av decellularisert brusk
MERK: Pakk ut DNA ved hjelp av DNEasy Blood &; Tissue Kit.- Ta først 20 mg DC-ECM-brusk i et sentrifugerør. Tilsett 180 μL buffer GTL og 20 μL proteinase K ved virveloscillasjon, og inkuber brusken ved 56 °C i 4 timer til den er fullstendig oppløst.
- Rist sentrifugerøret i 15 s ved hjelp av en hvirvelblander med en hastighet på 1000 o / min ved RT. Deretter tilsettes 200 μL buffer GL og vannfri etanol, og blandes grundig med hvirvelvibrasjon. Sentrifuger prøvene i 1 min med en hastighet på 6000 x g ved 4 °C.
- Tilsett 500 μL buffer GW1 til adsorpsjonskolonnen, og sentrifuge prøvene i 1 min med en hastighet på 12 000 x g ved 4 °C. Tilsett 500 μL buffer GW2 til adsorpsjonskolonnen, og sentrifuge ved 20 000 x g ved 4 °C i 1 min. Tilsett til slutt 50 μL sterilisert vann til adsorpsjonskolonnen, og sentrifuge i 1 min med en hastighet på 6000 x g ved 4 ° C for å samle DNA-løsningen. Bestem DNA-innholdet ved hjelp av et spektrofotometer.
- Deteksjon av kollageninnhold i decellularisert brusk
- For å oppdage kollageninnholdet i decellularisert brusk, bruk hydroksyprolin som en kollagenaminosyremarkør. Forsur 5 mg decellularisert brusk med 5 ml 6 M saltsyre ved 100 °C i 20 minutter, og nøytraliser den deretter med 5 ml av en 6 M natriumhydroksidløsning.
- Beregn innholdet av hydroksyprolin ved å måle absorbansen av prøven ved 570 nm med et spektrofotometer. Oppnå en konsentrasjon-absorpsjon lineær regresjon ved bruk av standard hydroksyprolinprøve.
- GAG-innholdsdeteksjon i decellularisert brusk
MERK: GAG-innholdet i DC-ECM-brusk ble detektert ved hjelp av et vev GAG kolorimetrisk kvantitativ deteksjonssett. Alle reagensene nedenfor er tilgjengelige i settet.- Ta 200 mg DC-ECM bruskpulver, og tilsett 500 μL reagens A ved vortexoscillasjon. Inkuber prøven ved 4 °C i 16 timer, og sentrifuger deretter ved 14 000 x g i 10 minutter.
- Ta 50 ml prøveoppløsning, og tilsett 50 μL saltoppløsning (Reagens B) og 50 μL syreoppløsning(Reagens C) ved hvirveloscillasjon. Inkuber prøven i 10 minutter.
- Tilsett 750 μL fargestoffløsning (reagens D) ved vortexoscillasjon, og inkuber prøven i 30 minutter under mørke forhold. Sentrifuger prøven ved 14 000 x g i 10 minutter, og kast deretter supernatanten.
- Tilsett 1 μL rengjøringsmiddel (Reagens E), og bland godt. Sentrifuger prøven ved 14 000 x g i 10 minutter, og kast supernatanten.
- Tilsett 1 μL dissosiasjonsløsning (reagens F) til prøven, og bland godt. Inkuber prøven i 30 minutter under mørke forhold. Til slutt bestemmer du GAG-innholdet ved hjelp av et spektrofotometer ved 600 nm.
- Skanning elektronmikroskop (SEM) og transmisjonselektronmikroskop (TEM) analyse av decellularisert brusk
- Sammenlign decellularisert brusk og normalt bruskvev. Legg prøven i en 2,5 % glutaraldehydoppløsning, inkuber ved 4 °C over natten og vask deretter med PBS tre ganger.
- Fest prøven i 1% OsO4 i 1 time, og vask deretter tre ganger med PBS.
- Dehydrer prøven ved sekvensiell nedsenking i 50%, 70%, 90% og 100% etanol, samt 100% aceton i 15 minutter hver. Prøven legges i en blandet oppløsning av heksametyldisilazan og etanol (1:1) i 15 minutter, etterfulgt av nedsenking i ren heksametyldisilazan i 15 minutter.
- Plasser prøven i en HCP-2-tørketrommel, og tørk deretter med flytende nitrogen. Deretter belegger du den fullt tørkede prøven med et tynt lag gull-palladium ved hjelp av sputterbelegg, og bilde med SEM. Sputterbelegget ble utført med en effekt på 120 W i 5 minutter. Forsøket ble utført under følgende forhold: en arbeidsspenning på 15 kV og en vakuumgrad lavere enn 5 x 10-5 Pa.
- For TEM-analysen, plasser prøven i en blanding av vannfri aceton og harpiks (1: 1) i 1 time, etterfulgt av en blanding av vannfri aceton og harpiks (1: 3) i 3 timer. Legg deretter prøven i harpiks over natten.
- Legg prøven i innstøping av middels fylte kapsler, og varm opp ved 70 °C i 9 timer.
- Etter embedding, kutt prøven i 70 nm tynne skiver ved hjelp av en ultrafin mikrotom, og legg på et kobbernett.
- Pipet 20 μL uranylacetatfargeløsning på kobbernettet, og beis i 15 min ved RT. Fjern fargeløsningen ved å vaske nettet forsiktig to ganger med destillert vann.
- Deretter piper du 20 μL blycitratfargeløsning på kobbernettet, og beis i 15 min ved RT. Vask nettet tre ganger med destillert vann.
- Legg kobbernettet på en ren petriskål foret med filterpapir. Etter lufttørking, fotografer du seksjonene ved hjelp av TEM. Sonden ble påført med en nedadgående kraft på 500 nN, skannet med en hastighet på 1 Hz, og hadde en elastisk konstant (k-verdi) på 40 Nm-1. Radiusen til sondespissen ble målt til 8 nm.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
For å forberede en bedre DC-ECM-bruskhydrogel studerte og gjennomgikk vi den tidligere litteraturen og sammenlignet de forskjellige decellulariseringsprotokollene med hensyn til decellulariseringsforholdet, immunogenitet og mekanisk funksjonalitet9.
På dette grunnlaget forberedte vi DC-ECM-bruskhydrogelen og undersøkte effekten av en radialt orientert ekstraksjonsmatrise / mesenkymalt stamcelleeksosom bioblekk i behandling av osteokondrale defekter. Resultatene viste at DC-ECM-bruskhydrogelen hadde lav immunogenitet og kunne forbedre cellemigrasjon og fremme bruskreparasjon10.
De siste årene har vi optimalisert prepareringen av DC-ECM-brusk. Vi forberedte den decellulariserte brusk ved hjelp av de ovennevnte eksperimentelle trinnene. Resultatene viste at DNA-innholdet ble eliminert i decellularisert brusk sammenlignet med det i naturlig brusk (p < 0,001, figur 1A). Hydroksyprolintesten indikerte at kollageninnholdet var likt mellom de innfødte og decellulariserte bruskene (p = 0,48, figur 1B). DMMB-analysen viste at glykosaminoglykan var godt bevart i decellularisert brusk sammenlignet med den opprinnelige brusken (p = 0,68, figur 1C). Videre ble SEM og TEM brukt til å observere ultrastrukturen til DC-ECM (figur 1D).
For å fremstille en DC-ECM-hydrogel ble den frysetørkede DC-ECM-løsningen solubilisert for en endelig konsentrasjon på 2 vekt%. Videre ble DC-ECM-løsningen blandet med VB2, etterfulgt av UVA (370 nm)-indusert tverrbinding (figur 2A). Vi plasserte DC-ECM-løsningen og DC-ECM-hydrogelen i mikrosentrifugerør (figur 2B). Når rørene ble invertert, strømmet ikke hydrogelen i rørene til bunnen, noe som var et tegn på gelering. Geleringstiden for DC-ECM-løsningen basert på kollagenets selvmontering ved 37 °C uten kryssbindingsmiddel var ca. 15 minutter (figur 2C). Viskositeten og den dynamiske modulen til DC-ECM-løsningen og hydrogelen ble testet. Vi fant at løsningsviskositeten til DC-ECM-hydrogelen var høyere enn for DC-ECM-løsningen, og høyere skjærhastigheter var assosiert med lavere løsningsviskositet (figur 2D). I tillegg var lagringsmodulen til både DC-ECM-løsningen og hydrogelen mye høyere enn tapsmodulen, noe som indikerer at de begge hadde egenskaper av en gel i stedet for en væske (figur 2E). Spesielt etter kryssbinding og frysetørking ble porestørrelsene til DC-ECM-løsningen og DC-ECM-hydrogelen, målt med SEM, redusert fra 137,672 μm til 37,936 μm (p < 0,00195, figur 2F,G).
Figur 1 Fremstilling og karakterisering av decellularisert brusk. Den decellulariserte brusk ble sammenlignet med den innfødte brusk. (AC) Kvantifisering av DNA, kollagen og glykosaminoglykan (GAG) innhold. n = 5, ***p < 0,001 (Student t-test). Alle forsøkene ble utført minst tre ganger. (D) Mikroskopiske strukturer av den opprinnelige brusk og decellularisert brusk fotografert med SEM og TEM. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2: Fremstilling og karakterisering av DC-ECM-hydrogelen. Under ultrafiolett lys krysset DC-ECM-løsningen og VB2 og dannet en DC-ECM-hydrogel. (A) Molekylstrukturer og syntese av DC-ECM hydrogel. Utseendet, karakteriseringen og mekaniske egenskaper ble sammenlignet mellom DC-ECM-løsningen og DC-ECM hydrogel. (B) Bildene av DC-ECM-løsningen og DC-ECM-hydrogelen i mikrosentrifugerør. (C) Geleringstiden til DC-ECM-hydrogelen og DC-ECM/VB2-hydrogelen. n = 3, ***p < 0,001 (Student t-test). (D) Viskositeten og (E) dynamisk modul av DC-ECM-løsningen og DC-ECM hydrogel. (F) Mikroskopiske strukturer av DC-ECM-løsningen og hydrogelen (lav og høy forstørrelse). Skalastenger = 100 μm. (G) Porestørrelser av DC-ECM-løsningen og hydrogelen. n = 5, ***p < 0,001 (Student t-test). Alle forsøkene ble utført minst tre ganger. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Denne protokollen gir en systematisk tilnærming til fremstilling av decellulariserte brusk ekstracellulære matrikshydrogeler som nøye etterligner den opprinnelige ECM av bruskvev. Protokollen innebærer en kombinasjon av fysisk, kjemisk og enzymatisk forstyrrelse for å fjerne cellulært materiale samtidig som strukturen og sammensetningen av ECM opprettholdes. Protokollens kritiske trinn inkluderer justering av decellulariseringstid og metoder og sikring av fullstendig decellularisering.
Sammenlignet med andre eksisterende metoder for vevsteknikk og regenerativ medisin, gir denne protokollen flere fordeler. DC-ECM-hydrogeler har utmerket biologisk aktivitet, romlig struktur og biologisk induksjonsfunksjon, samt lav immunogenisitet, og disse egenskapene er gunstige for å fremme celleadhesjon, proliferasjon, differensiering og migrasjon11. DC-ECM-hydrogeler kan også brukes til legemiddellevering og bruskdefektbehandling12.
En modifikasjon som kan gjøres i denne protokollen er bruken av forskjellige tverrbindingsmidler for å forbedre hydrogelens mekaniske egenskaper. For eksempel kan nanometallmaterialer brukes til å forbedre de mekaniske egenskapene til hydrogelen13. I tillegg kan konsentrasjonen av riboflavin og eksponeringstidene for UV-lys optimaliseres for å kontrollere hydrogelens trykk- og strekkfasthet.
Til tross for sine mange fordeler har denne teknikken noen begrensninger som bør vurderes. En begrensning er at decellulariseringsprosessen kan forårsake skade på ECM, noe som fører til endringer i dens mekaniske egenskaper14. En annen begrensning er at decellulariseringsprosessen kanskje ikke helt fjerner alt antigent materiale, noe som fører til en potensiell immunrespons15. Videre er det viktig å merke seg at protokollen beskrevet i dette papiret er spesifikk for bruskvev, og andre typer vev kan kreve justeringer av decellulariseringsmetoden.
Når det gjelder fremtidige applikasjoner, kan denne protokollen optimaliseres ytterligere for å utvikle DC-ECM-hydrogeler med forskjellige trykk- og strekkfastheter. I tillegg kan denne teknikken brukes på andre vev for å utvikle biomimetiske hydrogeler for vevsteknikk og regenerativ medisin. Samlet sett gir protokollen som presenteres i dette papiret en verdifull ressurs for forskere og klinikere innen vevsteknikk og har potensial til å forbedre utviklingen av effektive vevstekniske strategier for bruskreparasjon og regenerering.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingenting å avsløre.
Acknowledgments
Dette arbeidet ble sponset av Medicine and Health Technology Plan of Zhejiang Province (2019KY050), Traditional Chinese Medicine Science and Technology Plan of Zhejiang Province (2019ZA026), Key Research and Development Plan i Zhejiang-provinsen (Grant No.2020C03043), Traditional Chinese Medicine Science and Technology Plan of Zhejiang Province (2021ZQ021), og Zhejiang Provincial Natural Science Foundation of China (LQ22H060007).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1 M Tris-HCl, pH7.6 | Beyotime | ST776-100 mL | |
| 1 M Tris-HCl, pH8.0 | Beyotime | ST780-500 mL | |
| -80 °C Freezer | Eppendorf | F440340034 | |
| Deoxyribonuclease | Aladdin | D128600-80KU | |
| DNEasy Blood &Tissue Kit | Qiagen | No. 69506 | |
| GAG colorimetric quantitative detection kit | Shanghai Haling | HL19236.2 | |
| HCP-2 dryer | Hitachi | N/A | |
| Nanodrop8000 | Thermo Fisher | N/A | Spectrophotometer |
| PBS (10x) | Gibco | 70011044 | |
| Ribonuclease | Aladdin | R341325-100 mg | |
| Sigma500 | ZIESS | N/A | Scanning electron microscope |
| Spectra S | Thermo Fisher | N/A | Transmission electron microscope |
| Stainless steel sieve | SHXB-Z-1 | Shanghai Xinbu | |
| Triton X-100 | Beyotime | P0096-500 mL | |
| Trypsin | Gibco | 15050065 | |
| Ultraviolet lamp | Omnicure 2000 | N/A | |
| Vitamin B2 | Gibco | R4500-5G | |
| Vortex mixer | Shanghai Qiasen | 78HW-1 |
References
- Vega, S. L., Kwon, M. Y., Burdick, J. A. Recent advances in hydrogels for cartilage tissue engineering. European Cells & Materials. 33, 59-75 (2017).
- Yang, J., Zhang, Y. S., Yue, K., Khademhosseini, A. Cell-laden hydrogels for osteochondral and cartilage tissue engineering. Acta Biomaterialia. 57, 1-25 (2017).
- Bejleri, D., Davis, M. E. Decellularized extracellular matrix materials for cardiac repair and regeneration. Advanced Healthcare Materials. 8 (5), e1801217 (2019).
- Brown, M., Li, J., Moraes, C., Tabrizian, M., Li-Jessen, N. Y. K. Decellularized extracellular matrix: New promising and challenging biomaterials for regenerative medicine. Biomaterials. 289, 121786 (2022).
- Barbulescu, G. I., et al. Decellularized extracellular matrix scaffolds for cardiovascular tissue engineering: Current techniques and challenges. International Journal of Molecular Sciences. 23 (21), 13040 (2022).
- Zhang, W., Du, A., Liu, S., Lv, M., Chen, S. Research progress in decellularized extracellular matrix-derived hydrogels. Regenerative Therapy. 18, 88-96 (2021).
- Zhu, W., et al. Cell-derived decellularized extracellular matrix scaffolds for articular cartilage repair. International Journal of Artificial Organs. 44 (4), 269-281 (2021).
- Li, T., Javed, R., Ao, Q. Xenogeneic decellularized extracellular matrix-based biomaterials for peripheral nerve repair and regeneration. Current Neuropharmacology. 19 (12), 2152-2163 (2021).
- Xia, C., et al. Decellularized cartilage as a prospective scaffold for cartilage repair. Materials Science & Engineering C-Materials for Biological Applications. 101, 588-595 (2019).
- Chen, P., et al. Desktop-stereolithography 3D printing of a radially oriented extracellular matrix/mesenchymal stem cell exosome bioink for osteochondral defect regeneration. Theranostics. 9 (9), 2439-2459 (2019).
- Saldin, L. T., Cramer, M. C., Velankar, S. S., White, L. J., Badylak, S. F. Extracellular matrix hydrogels from decellularized tissues: Structure and function. Acta Biomaterialia. 49, 1-15 (2017).
- Yuan, X., et al. Stem cell delivery in tissue-specific hydrogel enabled meniscal repair in an orthotopic rat model. Biomaterials. 132, 59-71 (2017).
- Zheng, L., et al. Intensified stiffness and photodynamic provocation in a collagen-based composite hydrogel drive chondrogenesis. Advanced Science. 6 (16), 1900099 (2019).
- Young, J. L., Holle, A. W., Spatz, J. P.Nanoscale and mechanical properties of the physiological cell-ECM microenvironment. Experimental Cell Research. 343 (1), 3-6 (2016).
- Abdolghafoorian, H., et al. Effect of heart valve decellularization on xenograft rejection. Experimental and Clinical Transplantation. 15 (3), 329-336 (2017).
