Summary
В данной работе представлен новый метод синтеза гидрогелей децеллюляризованного хрящевого внеклеточного матрикса (DC-ECM). Гидрогели DC-ECM обладают отличной биосовместимостью и обеспечивают превосходное микроокружение для роста клеток. Поэтому они могут быть идеальными клеточными каркасами и системами биологической доставки.
Abstract
Гидрогели децеллюляризованного хрящевого внеклеточного матрикса (DC-ECM) являются перспективными биоматериалами для тканевой инженерии и регенеративной медицины благодаря своей биосовместимости и способности имитировать естественные свойства тканей. Этот протокол направлен на получение гидрогелей DC-ECM, которые точно имитируют нативную ECM хрящевой ткани. Протокол включает в себя комбинацию физического и химического разрушения и ферментативного расщепления для удаления клеточного материала с сохранением структуры и состава ECM. DC-ECM сшивается с помощью химического агента с образованием стабильного и биологически активного гидрогеля. Гидрогель DC-ECM обладает отличной биологической активностью, пространственной структурой и функцией биологической индукции, а также низкой иммуногенностью. Эти характеристики полезны для стимулирования клеточной адгезии, пролиферации, дифференцировки и миграции, а также для создания превосходной микросреды для роста клеток. Этот протокол является ценным ресурсом для исследователей и клиницистов в области тканевой инженерии. Биомиметические гидрогели потенциально могут способствовать разработке эффективных стратегий тканевой инженерии для восстановления и регенерации хряща.
Introduction
Инженерия хрящевой ткани является быстро развивающейся областью, направленной на регенерацию поврежденной или больной хрящевой ткани1. Одной из ключевых задач в этой области является разработка биомиметических каркасов, которые могут поддерживать рост и дифференцировку хондроцитов, клеток, ответственных за производство хряща. ВКМ хрящевой ткани играет важнейшую роль в регуляции поведения хондроцитов. DC-ECM является эффективным каркасом для применения в тканевой инженерии3.
Для получения DC-ECM из хрящевой ткани был разработан ряд методов, включая химический, ферментативный и физический методы. Однако эти методы часто приводят к получению гидрогелей ECM, которые недостаточно биомиметичны, что ограничивает их потенциал для использования в тканевой инженерии 4,5. Таким образом, возникает необходимость в более эффективном способе получения гидрогелей DC-ECM.
Разработка этого метода важна, потому что он может продвинуть вперед область тканевой инженерии, обеспечивая новый подход к созданию биомиметических каркасов, которые могут поддерживать регенерацию и восстановление тканей. Кроме того, эта технология может быть легко адаптирована для производства гидрогелей ECM из других тканей, тем самым расширяя возможности ее применения.
В более широкой литературе наблюдается растущий интерес к использованию DC-ECM в качестве каркаса для приложений тканевойинженерии 6. Многочисленные исследования продемонстрировали эффективность гидрогелей DC-ECM в стимулировании роста и дифференцировки клеток в различных тканях, включая хрящ 7,8. Поэтому разработка протокола получения гидрогелей DC-ECM, которые точно имитируют естественную ECM хрящевой ткани, является значительным вкладом в эту область.
Протокол, представленный в этой статье, удовлетворяет эту потребность, предоставляя новый метод получения гидрогелей DC-ECM, которые точно имитируют естественную ECM хрящевой ткани. Протокол включает в себя децеллюляризацию хрящевой ткани, выделение полученной ВКМ и создание гидрогеля путем сшивания ВКМ биосовместимым полимером. Полученный гидрогель показал многообещающие результаты в поддержке роста и дифференцировки хондроцитов.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Это исследование было одобрено Комитетом по этике больницы Тундэ провинции Чжэцзян.
1. Приготовление гидрогеля DC-ECM
ПРИМЕЧАНИЕ: В этом исследовании хрящ был получен из коленных суставов 12-месячных миниатюрных свиней породы Бама, избегая скопления костной ткани.
- Возьмите собранный хрящ, заблокируйте и разрежьте скальпелем на3 части размером 1-2 мм.
- Поместите 20 г измельченного хряща в центрифужную пробирку объемом 50 мл и добавьте 20 мл гипотонического буфера Tris-HCl (10 мМ Tris-HCl, pH 8,0), чтобы полностью погрузить ткань. Поместите центрифужную пробирку в морозильную камеру с температурой −80 °C на 3 часа, а затем в духовку с температурой 37 °C на 3 часа. Повторите этап замораживания и нагрева шесть раз. На этом этапе гипотонический буфер Tris-HCl не нуждается в замене.
- Встряхните центрифужную пробирку в течение 30 секунд с помощью вихревого смесителя со скоростью 1 000 об/мин. Поместите сито из нержавеющей стали (размер пор: ~250 мкм) на новую центрифужную пробирку объемом 50 мл.
- Медленно сцедите децеллюляризованный хрящ в сито из нержавеющей стали, трижды промойте ткань стерильным PBS и соберите хрящ.
- Добавьте 10 мл раствора трипсина (0,25% трипсина в PBS) и поместите пробирку в шейкер при температуре 37 °C на 24 часа. В течение этого периода заменяйте трипсин каждые 4 ч. Отфильтруйте суспензию с помощью сита из нержавеющей стали и сохраните ткань. Трипсин можно обрабатывать в течение ночи во время одного из процессов пищеварения, и это не повлияет на окончательное пищеварение.
- Трипсинизированную ткань промывают гипертоническим буфером (1,5 М NaCl, 50 мМ Tris-HCl, рН 7,6).
- Добавьте 10 мл раствора нуклеазы (50 ед/мл дезоксирибонуклеазы и 1 ед/мл рибонуклеазы в 10 мМ Tris-HCl, рН 7,5) и поместите пробирку в шейкер при температуре 37 °C на 4 ч.
- Удалить раствор нуклеазы, трижды промыть хрящ стерильным ПБС и добавить гипотонический раствор Tris-HCl. Поместите центрифужную пробирку на шейкер и промывайте в течение 20 ч при комнатной температуре (RT).
- Гипотонический раствор Tris-HCl удалить, трижды промыть хрящ стерильным PBS и добавить 1% раствор Triton X-100, чтобы погрузить ткань на 24 ч.
- Удалите раствор Triton X-100 и тщательно промойте децеллюляризованный хрящ дистиллированной водой в течение 3 дней, меняя дистиллированную воду каждые 12 ч.
- Замочите хрящ в растворе надуксусной кислоты (0,1% ПАА в 4% этаноле) на 4 ч. Удалите раствор надуксусной кислоты и трижды промойте хрящ стерильной дистиллированной водой.
- Поместите сито из нержавеющей стали (размер пор: ~250 мкм) на центрифужную пробирку объемом 50 мл. Медленно сцедите децеллюляризованный хрящ в сито из нержавеющей стали и соберите хрящ. Проверьте степень децеллюляризации и удержания матрикса хряща, оценив содержание ДНК, коллагена и гликозаминогликанов (ГАГ).
- Поместите децеллюляризованный хрящ в чашу для измельчения, добавьте жидкий азот и измельчите децеллюляризованный хрящ до образования порошка. Возьмите 2 г децеллюляризованного хрящевого порошка, добавьте 80 мл 0,5 М уксусной кислоты и 20 мг пепсина и переваривайте в течение 24 ч. Центрифуга при 400 х г в течение 10 мин; выбросьте осадок и соберите раствор надосадочной жидкости (раствор DC-ECM).
- Декантировать 1 мл раствора DC-ECM на лунку в 6-луночные планшеты. Поместите 6-луночные планшеты в лиофилизатор. Заморозьте решение DC-ECM. Как только температура в сублимационной сушилке упадет до −40 °C, включите вакуумный насос и поддерживайте степень вакуума на уровне 10 Па в течение 22 часов.
- Выньте лиофилизированный раствор DC-ECM, поместите его в центрифужные пробирки и храните при температуре −20 °C. Минимальный срок хранения сублимированного раствора DC-ECM превышает полгода.
- Добавьте 1 мл стерильной дистиллированной воды, чтобы растворить 20 мг лиофилизированного раствора DC-ECM в центрифужной пробирке. Встряхивайте в течение 1 мин с помощью вихревого миксера со скоростью 1 000 об/мин при RT. Добавьте 1 мг витамина B2 (0,1% по массе) в раствор DC-ECM, инкубируйте при 37 °C в течение 60 мин и облучайте ультрафиолетовым светом (370 нм, 3,5 мВт/см2) в течение 3 мин с образованием гидрогеля (гидрогель DC-ECM).
2. Обнаружение децеллюляризованного хряща
- Определение содержания ДНК децеллюляризованного хряща
ПРИМЕЧАНИЕ: Извлеките ДНК с помощью набора крови и тканей DNEasy.- Сначала возьмите 20 мг хряща DC-ECM в центрифужной пробирке. Добавьте 180 мкл буферного GTL и 20 мкл протеиназы K путем вихревых колебаний и инкубируйте хрящ при 56 °C в течение 4 ч до полного растворения.
- Встряхивайте центрифужную пробирку в течение 15 с с помощью вихревой мешалки со скоростью 1 000 об/мин при RT. Затем добавьте 200 мкл буфера GL и безводного этанола и тщательно перемешайте вихревой вибрацией. Центрифугируют образцы в течение 1 мин со скоростью 6 000 x g при 4 °C.
- Добавьте 500 мкл буфера GW1 в адсорбционную колонну и центрифугируйте образцы в течение 1 мин со скоростью 12 000 x g при 4 °C. Добавьте 500 мкл буфера GW2 в адсорбционную колонку и центрифугируйте при 20 000 x g при 4 °C в течение 1 минуты. Наконец, добавьте 50 мкл стерилизованной воды в адсорбционную колонку и центрифугируйте в течение 1 мин со скоростью 6 000 x g при 4 °C для сбора раствора ДНК. Определите содержание ДНК с помощью спектрофотометра.
- Определение содержания коллагена в децеллюляризованном хряще
- Чтобы определить содержание коллагена в децеллюляризованном хряще, используйте гидроксипролин в качестве аминокислотного маркера коллагена. Подкислить 5 мг децеллюляризованного хряща 5 мл 6 М соляной кислоты при 100 °С в течение 20 мин, а затем нейтрализовать 5 мл 6 М раствора гидроксида натрия.
- Рассчитайте содержание гидроксипролина, измерив абсорбцию образца при длине волны 570 нм с помощью спектрофотометра. Получить концентрационно-абсорбционную линейную регрессию с использованием стандартного образца гидроксипролина.
- Определение содержания ГАГ в децеллюляризованном хряще
ПРИМЕЧАНИЕ: Содержание ГАГ в хряще DC-ECM определяли с помощью тканевого колориметрического набора для количественного детектирования ГАГ. Все перечисленные ниже реагенты имеются в наборе.- Возьмите 200 мг хрящевого порошка DC-ECM и добавьте 500 мкл реагента А путем вихревых колебаний. Инкубируют образец при 4 °C в течение 16 ч, а затем центрифугируют при 14 000 x g в течение 10 мин.
- Возьмите 50 мл раствора пробы и добавьте 50 мкл раствора с высоким содержанием соли (реагент В) и 50 мкл раствора кислоты (реагент С) путем вихревых колебаний. Инкубируют образец в течение 10 мин.
- Добавьте 750 мкл раствора красителя (реагент D) путем вихревых колебаний и инкубируйте образец в течение 30 мин в темных условиях. Центрифугу образца при 14 000 x g в течение 10 мин, а затем выбросьте надосадочную жидкость.
- Добавьте 1 мкл чистящего раствора (реагент Е) и хорошо перемешайте. Центрифугируют образец при 14 000 x g в течение 10 мин и выбрасывают надосадочную жидкость.
- Добавьте к образцу 1 мкл раствора диссоциации (реагент F) и хорошо перемешайте. Инкубируйте образец в течение 30 мин в темных условиях. Наконец, определите содержание ГАГ с помощью спектрофотометра на длине волны 600 нм.
- Анализ децеллюляризованного хряща с помощью сканирующего электронного микроскопа (СЭМ) и просвечивающего электронного микроскопа (ПЭМ)
- Сравните децеллюляризованный хрящ и нормальную хрящевую ткань. Образец помещают в 2,5%-ный раствор глутарового альдегида, инкубируют при 4 °C в течение ночи, а затем трижды промывают PBS.
- Закрепляют пробу в 1% OsO4 в течение 1 ч, а затем трижды промывают PBS.
- Обезвоживают образец путем последовательного погружения в 50%, 70%, 90% и 100% этанол, а также 100% ацетон в течение 15 мин каждый. Образец помещают в смешанный раствор гексаметилдиссилазана и этанола (1:1) на 15 мин с последующим погружением в чистый гексаметилдисилазан на 15 мин.
- Поместите образец в сушилку HCP-2, а затем высушите с помощью жидкого азота. Затем полностью высохший образец покрыть тонким слоем золото-палладия с помощью напыления и получить изображение с помощью SEM. Нанесение покрытия методом напыления проводилось при мощности 120 Вт в течение 5 мин. Эксперимент проводился при следующих условиях: рабочее напряжение 15 кВ, степень вакуума ниже 5 х 10−5 Па.
- Для анализа ПЭМ помещают образец в смесь безводного ацетона и смолы (1:1) в течение 1 ч, а затем в смесь безводного ацетона и смолы (1:3) в течение 3 ч. Затем поместите образец в смолу на ночь.
- Поместите образец во вложенные капсулы со средним наполнением и нагревайте при 70 °C в течение 9 ч.
- После встраивания разрежьте образец на тонкие ломтики толщиной 70 нм с помощью ультратонкого микротома и поместите на медную сетку.
- Налейте пипетку 20 мкл раствора для окрашивания уранилацетата на медную сетку и окрашивайте в течение 15 мин при RT. Удалите раствор для окрашивания, осторожно дважды промыв сетку дистиллированной водой.
- Затем нанесите 20 мкл раствора для окрашивания цитрата свинца на медную сетку и окрашивайте в течение 15 минут при RT. Промойте сетку три раза дистиллированной водой.
- Поместите медную сетку на чистую чашку Петри, выстланную фильтровальной бумагой. После высыхания на воздухе сфотографируйте срезы с помощью ПЭМ. Зонд прикладывался с нисходящей силой 500 нН, сканировался с частотой 1 Гц и имел константу упругости (k-значение) 40 Нм-1. Радиус наконечника зонда был измерен равным 8 нм.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Чтобы получить более совершенный гидрогель хряща DC-ECM, мы изучили и проанализировали предыдущую литературу и сравнили различные протоколы децеллюляризации с точки зрения коэффициента децеллюляризации, иммуногенности и механической функциональности9.
На этой основе мы получили гидрогель хряща DC-ECM и исследовали влияние радиально-ориентированного экстрактивного матрикса/биочернил экзосомы мезенхимальных стволовых клеток на лечение костно-хрящевых дефектов. Результаты показали, что гидрогель хряща DC-ECM обладает низкой иммуногенностью и может усиливать миграцию клеток и способствовать восстановлению хряща10.
В последние годы мы оптимизировали подготовку хряща DC-ECM. Мы подготовили децеллюляризованный хрящ, используя описанные выше экспериментальные этапы. Результаты показали, что содержание ДНК было устранено в децеллюляризованном хряще по сравнению с таковым в нативном хряще (р < 0,001, рис. 1А). Тест на гидроксипролин показал, что содержание коллагена было одинаковым между нативным и децеллюляризованным хрящами (p = 0,48, рис. 1B). Анализ DMMB показал, что гликозаминогликан хорошо удерживается в децеллюляризованном хряще по сравнению с нативным хрящом (p = 0,68, рис. 1C). Кроме того, SEM и TEM были использованы для наблюдения за ультраструктурой DC-ECM (рис. 1D).
Для приготовления гидрогеля DC-ECM лиофилизированный раствор DC-ECM растворяли до конечной концентрации 2 мас.% Далее раствор DC-ECM смешивали с VB2 с последующим сшиванием UVA (370 нм) (рис. 2A). Раствор DC-ECM и гидрогель DC-ECM помещали в микроцентрифужные пробирки (рис. 2B). Когда трубки были перевернуты, гидрогель в трубках не стекал на дно, что было признаком гелеобразования. Время гелеобразования раствора DC-ECM на основе самосборки коллагена при 37 °C без сшивающего агента составило около 15 мин (рис. 2C). Проведены испытания вязкости и динамического модуля раствора DC-ECM и гидрогеля. Мы обнаружили, что вязкость раствора гидрогеля DC-ECM была выше, чем у раствора DC-ECM, а более высокие скорости сдвига были связаны с более низкой вязкостью раствора (рис. 2D). Кроме того, модуль накопления как раствора DC-ECM, так и гидрогеля был намного выше, чем модуль потерь, что указывает на то, что они оба обладают свойствами геля, а не жидкости (рис. 2E). Примечательно, что после сшивания и сублимационной сушки размеры пор раствора DC-ECM и гидрогеля DC-ECM, измеренных с помощью SEM, уменьшились со 137,672 мкм до 37,936 мкм (p < 0,00195, рис. 2F,G).
Рисунок 1: Подготовка и характеристика децеллюляризованного хряща. Децеллюляризованный хрящ сравнивали с нативным хрящом. (А-С) Количественное определение содержания ДНК, коллагена и гликозаминогликанов (ГАГ). n = 5, ***p < 0,001 (t-критерий Стьюдента). Все эксперименты проводились не менее трех раз. (D) Микроскопические структуры нативного хряща и децеллюляризованного хряща, сфотографированные с помощью SEM и TEM. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2: Приготовление и характеристика гидрогеля DC-ECM. Под действием ультрафиолета раствор DC-ECM и VB2 сшивались и образовывали гидрогель DC-ECM. (А) Молекулярные структуры и синтез гидрогеля DC-ECM. Внешний вид, характеристики и механические свойства раствора DC-ECM и гидрогеля DC-ECM сравнивали. (B) Изображения раствора DC-ECM и гидрогеля DC-ECM в пробирках микроцентрифуги. (C) Время гелеобразования гидрогеля DC-ECM и гидрогеля DC-ECM/VB2. n = 3, ***p < 0,001 (t-критерий Стьюдента). (D) Вязкость и (E) динамический модуль раствора DC-ECM и гидрогеля DC-ECM. (F) Микроскопические структуры раствора DC-ECM и гидрогеля (при малом и большом увеличении). Масштабные линейки = 100 мкм. (G) Размеры пор раствора DC-ECM и гидрогеля. n = 5, ***p < 0,001 (t-критерий Стьюдента). Все эксперименты проводились не менее трех раз. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Данный протокол обеспечивает системный подход к получению децеллюляризованных хрящевых внеклеточных матриксных гидрогелей, которые точно имитируют нативную ВКМ хрящевой ткани. Протокол включает в себя комбинацию физических, химических и ферментативных нарушений для удаления клеточного материала с сохранением структуры и состава ECM. Важнейшие этапы протокола включают в себя корректировку времени и методов децеллюляризации, а также обеспечение полной децеллюляризации.
По сравнению с другими существующими методами тканевой инженерии и регенеративной медицины, этот протокол имеет ряд преимуществ. Гидрогели DC-ECM обладают превосходной биологической активностью, пространственной структурой и функцией биологической индукции, а также низкой иммуногенностью, и эти характеристики полезны для стимулирования клеточной адгезии, пролиферации, дифференцировки и миграции11. Гидрогели DC-ECM также могут использоваться для доставки лекарств и лечения дефектов хряща12.
Одной из модификаций, которые могут быть внесены в этот протокол, является использование различных сшивающих агентов для улучшения механических свойств гидрогеля. Например, нанометаллические материалы могут быть использованы для улучшения механических свойств гидрогеля13. Кроме того, концентрация рибофлавина и время воздействия ультрафиолетового излучения могут быть оптимизированы для контроля прочности гидрогеля на сжатие и растяжение.
Несмотря на множество преимуществ, данная методика имеет некоторые ограничения, которые следует учитывать. Одним из ограничений является то, что процесс децеллюляризации может привести к некоторому повреждению ВКМ, что приведет к изменению его механических свойств14. Еще одно ограничение заключается в том, что процесс децеллюляризации может не полностью удалить весь антигенный материал, что приводит к потенциальному иммунномуответу. Кроме того, важно отметить, что протокол, описанный в этой статье, специфичен для хрящевой ткани, и другие типы тканей могут потребовать корректировки метода децеллюляризации.
С точки зрения будущих применений, этот протокол может быть дополнительно оптимизирован для разработки гидрогелей DC-ECM с различной прочностью на сжатие и растяжение. Кроме того, этот метод может быть применен к другим тканям для разработки биомиметических гидрогелей для тканевой инженерии и регенеративной медицины. В целом, протокол, представленный в этой статье, является ценным ресурсом для исследователей и клиницистов в области тканевой инженерии и имеет потенциал для развития эффективных стратегий тканевой инженерии для восстановления и регенерации хряща.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторам нечего раскрывать.
Acknowledgments
Эта работа была спонсирована Планом по медицине и технологиям здравоохранения провинции Чжэцзян (2019KY050), Научно-техническим планом традиционной китайской медицины провинции Чжэцзян (2019ZA026), Ключевым планом исследований и разработок в провинции Чжэцзян (грант No 2020C03043), Научно-техническим планом традиционной китайской медицины провинции Чжэцзян (2021ZQ021) и Фондом естественных наук провинции Чжэцзян Китая (LQ22H060007).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1 M Tris-HCl, pH7.6 | Beyotime | ST776-100 mL | |
| 1 M Tris-HCl, pH8.0 | Beyotime | ST780-500 mL | |
| -80 °C Freezer | Eppendorf | F440340034 | |
| Deoxyribonuclease | Aladdin | D128600-80KU | |
| DNEasy Blood &Tissue Kit | Qiagen | No. 69506 | |
| GAG colorimetric quantitative detection kit | Shanghai Haling | HL19236.2 | |
| HCP-2 dryer | Hitachi | N/A | |
| Nanodrop8000 | Thermo Fisher | N/A | Spectrophotometer |
| PBS (10x) | Gibco | 70011044 | |
| Ribonuclease | Aladdin | R341325-100 mg | |
| Sigma500 | ZIESS | N/A | Scanning electron microscope |
| Spectra S | Thermo Fisher | N/A | Transmission electron microscope |
| Stainless steel sieve | SHXB-Z-1 | Shanghai Xinbu | |
| Triton X-100 | Beyotime | P0096-500 mL | |
| Trypsin | Gibco | 15050065 | |
| Ultraviolet lamp | Omnicure 2000 | N/A | |
| Vitamin B2 | Gibco | R4500-5G | |
| Vortex mixer | Shanghai Qiasen | 78HW-1 |
References
- Vega, S. L., Kwon, M. Y., Burdick, J. A. Recent advances in hydrogels for cartilage tissue engineering. European Cells & Materials. 33, 59-75 (2017).
- Yang, J., Zhang, Y. S., Yue, K., Khademhosseini, A. Cell-laden hydrogels for osteochondral and cartilage tissue engineering. Acta Biomaterialia. 57, 1-25 (2017).
- Bejleri, D., Davis, M. E. Decellularized extracellular matrix materials for cardiac repair and regeneration. Advanced Healthcare Materials. 8 (5), e1801217 (2019).
- Brown, M., Li, J., Moraes, C., Tabrizian, M., Li-Jessen, N. Y. K. Decellularized extracellular matrix: New promising and challenging biomaterials for regenerative medicine. Biomaterials. 289, 121786 (2022).
- Barbulescu, G. I., et al. Decellularized extracellular matrix scaffolds for cardiovascular tissue engineering: Current techniques and challenges. International Journal of Molecular Sciences. 23 (21), 13040 (2022).
- Zhang, W., Du, A., Liu, S., Lv, M., Chen, S. Research progress in decellularized extracellular matrix-derived hydrogels. Regenerative Therapy. 18, 88-96 (2021).
- Zhu, W., et al. Cell-derived decellularized extracellular matrix scaffolds for articular cartilage repair. International Journal of Artificial Organs. 44 (4), 269-281 (2021).
- Li, T., Javed, R., Ao, Q. Xenogeneic decellularized extracellular matrix-based biomaterials for peripheral nerve repair and regeneration. Current Neuropharmacology. 19 (12), 2152-2163 (2021).
- Xia, C., et al. Decellularized cartilage as a prospective scaffold for cartilage repair. Materials Science & Engineering C-Materials for Biological Applications. 101, 588-595 (2019).
- Chen, P., et al. Desktop-stereolithography 3D printing of a radially oriented extracellular matrix/mesenchymal stem cell exosome bioink for osteochondral defect regeneration. Theranostics. 9 (9), 2439-2459 (2019).
- Saldin, L. T., Cramer, M. C., Velankar, S. S., White, L. J., Badylak, S. F. Extracellular matrix hydrogels from decellularized tissues: Structure and function. Acta Biomaterialia. 49, 1-15 (2017).
- Yuan, X., et al. Stem cell delivery in tissue-specific hydrogel enabled meniscal repair in an orthotopic rat model. Biomaterials. 132, 59-71 (2017).
- Zheng, L., et al. Intensified stiffness and photodynamic provocation in a collagen-based composite hydrogel drive chondrogenesis. Advanced Science. 6 (16), 1900099 (2019).
- Young, J. L., Holle, A. W., Spatz, J. P.Nanoscale and mechanical properties of the physiological cell-ECM microenvironment. Experimental Cell Research. 343 (1), 3-6 (2016).
- Abdolghafoorian, H., et al. Effect of heart valve decellularization on xenograft rejection. Experimental and Clinical Transplantation. 15 (3), 329-336 (2017).
