Summary
Este trabalho apresenta um novo método para a síntese de hidrogéis de matriz extracelular de cartilagem decelularizada (DC-ECM). Os hidrogéis DC-ECM têm excelente biocompatibilidade e fornecem um microambiente superior para o crescimento celular. Portanto, podem ser arcabouços celulares ideais e sistemas de liberação biológica.
Abstract
Os hidrogéis de matriz extracelular de cartilagem decelularizada (DC-ECM) são biomateriais promissores para a engenharia de tecidos e medicina regenerativa devido à sua biocompatibilidade e capacidade de mimetizar propriedades teciduais naturais. Este protocolo visa produzir hidrogéis DC-ECM que mimetizem intimamente a MEC nativa do tecido cartilaginoso. O protocolo envolve uma combinação de ruptura física e química e digestão enzimática para remover o material celular, preservando a estrutura e a composição da MEC. O DC-ECM é reticulado usando um agente químico para formar um hidrogel estável e biologicamente ativo. O hidrogel DC-ECM tem excelente atividade biológica, estrutura espacial e função de indução biológica, além de baixa imunogenicidade. Essas características são benéficas para promover a adesão, proliferação, diferenciação e migração celular e para criar um microambiente superior para o crescimento celular. Este protocolo fornece um recurso valioso para pesquisadores e clínicos na área de engenharia de tecidos. Os hidrogéis biomiméticos podem potencialmente melhorar o desenvolvimento de estratégias eficazes de engenharia tecidual para o reparo e regeneração da cartilagem.
Introduction
A engenharia de tecidos cartilaginosos é um campo em rápido desenvolvimento que busca regenerar tecido cartilaginoso danificado ou doente1. Um dos principais desafios nesse campo é o desenvolvimento de arcabouços biomiméticos que possam suportar o crescimento e a diferenciação dos condrócitos, células responsáveis pela produção decartilagem2. A MEC do tecido cartilaginoso desempenha um papel crítico na regulação do comportamento dos condrócitos. DC-ECM é um arcabouço eficaz para aplicações de engenharia de tecidos3.
Várias técnicas foram desenvolvidas para produzir DC-ECM a partir de tecido cartilaginoso, incluindo métodos químicos, enzimáticos e físicos. No entanto, esses métodos frequentemente resultam na geração de hidrogéis de MEC insuficientemente biomiméticos, o que limita seu potencial para uso em aplicações de engenharia de tecidos 4,5. Assim, há necessidade de um método mais eficaz para a produção de hidrogéis DC-ECM.
O desenvolvimento desta técnica é importante porque pode avançar no campo da engenharia de tecidos, fornecendo uma nova abordagem para a criação de arcabouços biomiméticos que podem apoiar a regeneração e reparação tecidual. Além disso, essa técnica poderia ser facilmente adaptada para produzir hidrogéis de MEC a partir de outros tecidos, ampliando assim suas potenciais aplicações.
No corpo mais amplo da literatura, tem havido um interesse crescente no uso de DC-ECM como arcabouço para aplicações de engenharia de tecidos6. Numerosos estudos têm demonstrado a eficácia dos hidrogéis DC-ECM em promover o crescimento e diferenciação celular em vários tecidos, incluindo a cartilagem 7,8. Portanto, o desenvolvimento de um protocolo para a produção de hidrogéis DC-ECM que mimetizem intimamente a MEC natural do tecido cartilaginoso é uma contribuição significativa para o campo.
O protocolo apresentado neste trabalho aborda essa necessidade, fornecendo um novo método para a produção de hidrogéis DC-ECM que mimetizam intimamente a MEC natural do tecido cartilaginoso. O protocolo envolve a descelularização do tecido cartilaginoso, o isolamento da MEC resultante e a criação de um hidrogel por meio da reticulação da MEC com um polímero biocompatível. O hidrogel resultante tem mostrado resultados promissores no suporte ao crescimento e diferenciação de condrócitos.
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Protocol
Este estudo foi aprovado pelo Comitê de Ética do Hospital de Tongde da Província de Zhejiang.
1. Preparação do hidrogel DC-ECM
OBS: Neste estudo, a cartilagem foi obtida das articulações do joelho de porcos miniatura Bama com 12 meses de idade, evitando a coleta de tecido ósseo.
- Pegue a cartilagem coletada, bloqueie e pique em pedaços de 1-2 mm3 com um bisturi.
- Colocar 20 g da cartilagem picada em um tubo centrífugo de 50 mL e adicionar 20 mL de tampão hipotônico Tris-HCl (Tris-HCl 10 mM, pH 8,0) para submergir completamente o tecido. Coloque o tubo de centrifugação num congelador de -80 °C durante 3 h e, em seguida, num forno a 37 °C durante 3 h. Repita a etapa de congelamento e aquecimento seis vezes. Nesta etapa, o tampão hipotônico Tris-HCl não necessita de substituição.
- Agite o tubo centrífugo por 30 s usando um misturador de vórtice a uma velocidade de 1.000 rpm. Coloque uma peneira de aço inoxidável (tamanho dos poros: ~250 μm) em um novo tubo centrífugo de 50 mL.
- Decantar lentamente a cartilagem decelularizada na peneira de aço inoxidável, lavar o tecido três vezes com PBS estéril e coletar a cartilagem.
- Adicionar 10 mL de solução de tripsina (tripsina a 0,25% em PBS) e colocar o tubo em um agitador a 37 °C por 24 horas. Durante este período, substitua a tripsina a cada 4 h. Filtre a suspensão usando a peneira de aço inoxidável e preserve o tecido. A tripsina pode ser tratada durante a noite durante um dos processos de digestão, e isso não afetará a digestão final.
- Lavar o tecido tripsinizado com tampão hipertônico (NaCl 1,5 M, Tris-HCl 50 mM, pH 7,6).
- Adicionar 10 ml de solução de nuclease (50 U/ml desoxirribonuclease e 1 U/ml ribonuclease em Tris-HCl 10 mM, pH 7,5) e colocar o tubo num agitador a 37 °C durante 4 horas.
- Remova a solução de nuclease, lave a cartilagem três vezes com PBS estéril e adicione solução hipotônica de Tris-HCl. Coloque o tubo de centrífuga em um agitador e enxágue por 20 h à temperatura ambiente (RT).
- Remover a solução hipotônica de Tris-HCl, lavar a cartilagem três vezes com PBS estéril e adicionar solução de Triton X-100 a 1% para submergir o tecido por 24 h.
- Retirar a solução de Triton X-100 e enxaguar completamente a cartilagem decelularizada com água destilada por 3 dias, trocando a água destilada a cada 12 h.
- Mergulhe a cartilagem em solução de ácido peracético (PAA 0,1% em etanol 4%) por 4 h. Retire a solução de ácido peracético e lave a cartilagem três vezes com água destilada estéril.
- Coloque a peneira de aço inoxidável (tamanho dos poros: ~250 μm) em um tubo de centrífuga de 50 mL. Decantar lentamente a cartilagem decelularizada na peneira de aço inoxidável e coletar a cartilagem. Testar o grau de decelularização e a retenção da matriz da cartilagem estimando o conteúdo de DNA, colágeno e glicosaminoglicanos (GAG).
- Coloque a cartilagem decelularizada em uma tigela de moagem, adicione nitrogênio líquido e triture a cartilagem decelularizada para formar um pó. Tomar 2 g do pó de cartilagem decelularizada, adicionar 80 mL de ácido acético 0,5 M e 20 mg de pepsina e digerir por 24 h. Centrifugar a 400 x g por 10 min; descartar o sedimento e coletar a solução sobrenadante (solução DC-ECM).
- Decantar 1 mL de solução de DC-ECM por poço em placas de 6 poços. Coloque as placas de 6 poços em um liofilizador. Congele a solução DC-ECM. Quando a temperatura no liofilizador cair para -40 °C, ligue a bomba de vácuo e mantenha o grau de vácuo em 10 Pa por 22 horas.
- Retire a solução liofilizada DC-ECM, coloque-a em tubos de centrífuga e armazene a -20 °C. O período mínimo de armazenamento da solução DC-ECM liofilizada excede meio ano.
- Adicionar 1 ml de água destilada estéril para dissolver 20 mg de solução liofilizada de DC-ECM no tubo de centrifugação. Agitar por 1 min usando um misturador de vórtices a uma velocidade de 1.000 rpm em TR. Adicionar 1 mg de vitamina B2 (0,1% p/v) à solução DC-ECM, incubar a 37 °C por 60 min e irradiar com luz UV (370 nm, 3,5 mW/cm2) por 3 min para formar um hidrogel (hidrogel DC-ECM).
2. Detecção de cartilagem decelularizada
- Detecção do conteúdo de DNA da cartilagem decelularizada
NOTA: Extraia o DNA usando o DNEasy Blood & Tissue Kit.- Primeiro, tome 20 mg de cartilagem DC-ECM em um tubo de centrífuga. Adicionar 180 μL de Buffer GTL e 20 μL de Proteinase K por oscilação de vórtice e incubar a cartilagem a 56 °C durante 4 h até à sua completa dissolução.
- Agite o tubo da centrífuga por 15 s usando um misturador de vórtice a uma velocidade de 1.000 rpm no RT. Em seguida, adicione 200 μL de Buffer GL e etanol anidro e misture completamente por vibração de vórtice. Centrifugar as amostras durante 1 min a uma velocidade de 6.000 x g a 4 °C.
- Adicionar 500 μL de tampão GW1 à coluna de adsorção e centrifugar as amostras durante 1 min a uma velocidade de 12 000 x g a 4 °C. Adicionar 500 μL de tampão GW2 à coluna de adsorção e centrifugar a 20.000 x g a 4 °C durante 1 min. Finalmente, adicionar 50 μL de água esterilizada à coluna de adsorção e centrifugar por 1 min a uma velocidade de 6.000 x g a 4 °C para coletar a solução de DNA. Determinar o conteúdo de DNA usando um espectrofotômetro.
- Detecção do conteúdo de colágeno na cartilagem decelularizada
- Para detectar o conteúdo de colágeno na cartilagem decelularizada, use hidroxiprolina como marcador de aminoácidos colágeno. Acidificar 5 mg de cartilagem decelularizada com 5 mL de ácido clorídrico 6 M a 100 °C por 20 min e, em seguida, neutralizá-la com 5 mL de uma solução de hidróxido de sódio 6 M.
- Calcular o teor de hidroxiprolina medindo a absorbância da amostra a 570 nm com um espectrofotómetro. Obter uma regressão linear concentração-absorção usando a amostra padrão de hidroxiprolina.
- Detecção de conteúdo de GAG na cartilagem decelularizada
NOTA: O conteúdo de GAG na cartilagem DC-ECM foi detectado usando um kit de detecção quantitativa colorimétrica de GAG tecidual. Todos os reagentes abaixo estão disponíveis no kit.- Tome 200 mg de pó de cartilagem DC-ECM e adicione 500 μL de Reagente A por oscilação de vórtice. Incubar a amostra a 4 °C durante 16 h e, em seguida, centrifugar a 14.000 x g durante 10 minutos.
- Tomar 50 ml de solução de amostra e adicionar 50 μL de solução rica em sal (Reagente B) e 50 μL de solução ácida (Reagente C) por oscilação de vórtices. Incubar a amostra por 10 min.
- Adicionar 750 μL de solução corante (Reagente D) por oscilação de vórtice e incubar a amostra por 30 min no escuro. Centrifugar a amostra a 14.000 x g por 10 min e, em seguida, descartar o sobrenadante.
- Adicione 1 μL de solução de limpeza (Reagente E) e misture bem. Centrifugar a amostra a 14.000 x g por 10 min e descartar o sobrenadante.
- Adicionar 1 μL de solução de dissociação (Reagente F) à amostra e misturar bem. Incubar a amostra durante 30 min em condições de escuridão. Finalmente, determinar o teor de GAG usando um espectrofotômetro a 600 nm.
- Análise em microscopia eletrônica de varredura (MEV) e microscopia eletrônica de transmissão (MET) da cartilagem decelularizada
- Comparar a cartilagem decelularizada e o tecido cartilaginoso normal. Colocar a amostra numa solução de glutaraldeído a 2,5%, incubar a 4 °C durante a noite e, em seguida, lavar com PBS três vezes.
- Fixar a amostra em OsO4 a 1% por 1 h e, em seguida, lavar três vezes com PBS.
- Desidratar a amostra por imersão sequencial em etanol 50%, 70%, 90% e 100%, bem como acetona 100% por 15 min cada. Colocar a amostra numa solução mista de hexametildisilazano e etanol (1:1) durante 15 minutos, seguida de imersão em hexametildisilazano puro durante 15 minutos.
- Coloque a amostra em um secador HCP-2 e, em seguida, seque usando nitrogênio líquido. Em seguida, revestir o espécime totalmente seco com uma fina camada de ouro-paládio usando revestimento de pulverização e imagem usando MEV. O revestimento foi realizado a uma potência de 120 W por 5 min. O experimento foi conduzido nas seguintes condições: tensão de trabalho de 15 kV e grau de vácuo inferior a 5 x 10−5 Pa.
- Para a análise de MET, colocar a amostra em uma mistura de acetona anidra e resina (1:1) por 1 h, seguida de uma mistura de acetona anidra e resina (1:3) por 3 h. Em seguida, coloque a amostra em resina durante a noite.
- Colocar a amostra em cápsulas de embutir cheias médias e aquecer a 70 °C durante 9 horas.
- Após a incorporação, corte o espécime em fatias finas de 70 nm usando um micrótomo ultrafino e coloque em uma malha de cobre.
- Pipetar 20 μL de solução corante de acetato de uranila sobre a malha de cobre e manchar por 15 min na RT. Retire a solução corante lavando suavemente a malha duas vezes com água destilada.
- Em seguida, pipetar 20 μL de solução corante de citrato de chumbo sobre a tela de cobre e corar por 15 min em RT. Lave a malha três vezes com água destilada.
- Coloque a malha de cobre em uma placa de Petri limpa forrada com papel de filtro. Após a secagem ao ar, fotografar os cortes com MET. A sonda foi aplicada com força descendente de 500 nN, escaneada a uma taxa de 1 Hz, e tinha uma constante elástica (k-valor) de 40 Nm-1. O raio da ponta da sonda foi medido em 8 nm.
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Representative Results
Para preparar um melhor hidrogel de cartilagem DC-ECM, estudamos e revisamos a literatura anterior e comparamos os vários protocolos de decelularização em termos de razão de decelularização, imunogenicidade e funcionalidade mecânica9.
Com base nisso, preparamos o hidrogel de cartilagem DC-ECM e exploramos o efeito de uma matriz extrativa radialmente orientada/biotinta de exossomo de células-tronco mesenquimais no tratamento de defeitos osteocondrais. Os resultados mostraram que o hidrogel de cartilagem DC-ECM apresentou baixa imunogenicidade, podendo aumentar a migração celular e promover o reparo da cartilagem10.
Nos últimos anos, otimizamos o preparo da cartilagem DC-ECM. Preparamos a cartilagem decelularizada usando as etapas experimentais acima. Os resultados mostraram que o conteúdo de DNA foi eliminado na cartilagem decelularizada em comparação com a cartilagem nativa (p < 0,001, Figura 1A). O teste de hidroxiprolina indicou que o conteúdo de colágeno foi semelhante entre as cartilagens nativa e decelularizada (p = 0,48, Figura 1B). O ensaio DMMB mostrou que o glicosaminoglicano estava bem retido na cartilagem decelularizada em comparação com a cartilagem nativa (p = 0,68, Figura 1C). Além disso, MEV e ETM foram utilizados para observar a ultraestrutura da MEC-CD (Figura 1D).
Para preparar um hidrogel DC-ECM, a solução liofilizada DC-ECM foi solubilizada para uma concentração final de 2% em peso. Além disso, a solução DC-ECM foi misturada com VB2, seguida por reticulação induzida por UVA (370 nm) (Figura 2A). Colocamos a solução DC-ECM e o hidrogel DC-ECM em tubos de microcentrífuga (Figura 2B). Quando os tubos foram invertidos, o hidrogel nos tubos não fluiu para o fundo, o que foi um sinal de gelificação. O tempo de gelificação da solução de DC-ECM baseada na automontagem de colágeno a 37 °C sem reticulante foi de aproximadamente 15 min (Figura 2C). A viscosidade e o módulo dinâmico da solução DC-ECM e do hidrogel foram testados. Observamos que a viscosidade da solução do hidrogel DC-ECM foi maior do que a da solução DC-ECM, e maiores taxas de cisalhamento foram associadas com menor viscosidade da solução (Figura 2D). Além disso, o módulo de armazenamento da solução DC-ECM e do hidrogel foi muito maior do que o módulo de perda, indicando que ambos tinham propriedades de um gel em vez de um líquido (Figura 2E). Notavelmente, após reticulação e liofilização, os tamanhos de poros da solução DC-ECM e do hidrogel DC-ECM, medidos com MEV, diminuíram de 137,672 μm para 37,936 μm (p < 0,00195, Figura 2F,G).
Figura 1: Preparo e caracterização da cartilagem decelularizada. A cartilagem decelularizada foi comparada com a cartilagem nativa. (A-C) Quantificação do conteúdo de DNA, colágeno e glicosaminoglicanos (GAG). n = 5, ***p < 0,001 (teste t de Student). Todos os experimentos foram realizados pelo menos três vezes. (D) Estruturas microscópicas da cartilagem nativa e cartilagem decelularizada fotografadas com MEV e MET. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: Preparo e caracterização do hidrogel DC-ECM. Sob luz ultravioleta, a solução DC-ECM e VB2 reticularam-se e formaram um hidrogel DC-ECM. (A) Estruturas da molécula e síntese do hidrogel DC-ECM. A aparência, caracterização e propriedades mecânicas foram comparadas entre a solução de DC-ECM e o hidrogel de DC-ECM. (B) As imagens da solução DC-ECM e do hidrogel DC-ECM em tubos de microcentrífuga. (C) O tempo de gelificação do hidrogel DC-ECM e do hidrogel DC-ECM/VB2. n = 3, ***p < 0,001 (teste t de Student). (D) A viscosidade e (E) módulo dinâmico da solução DC-ECM e do hidrogel DC-ECM. (F) Estruturas microscópicas da solução de DC-ECM e hidrogel (baixa e alta magnificação). Barras de escala = 100 μm. (G) Tamanho dos poros da solução de DC-ECM e hidrogel. n = 5, ***p < 0,001 (teste t de Student). Todos os experimentos foram realizados pelo menos três vezes. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Discussion
Este protocolo fornece uma abordagem sistemática para a preparação de hidrogéis de matriz extracelular de cartilagem decelularizada que mimetizam intimamente a MEC nativa do tecido cartilaginoso. O protocolo envolve uma combinação de ruptura física, química e enzimática para remover material celular, preservando a estrutura e a composição da MEC. As etapas críticas do protocolo incluem ajustar o tempo e os métodos de decelularização e garantir a descelularização completa.
Comparado a outros métodos existentes para engenharia de tecidos e medicina regenerativa, este protocolo oferece várias vantagens. Os hidrogéis DC-ECM apresentam excelente atividade biológica, estrutura espacial e função de indução biológica, além de baixa imunogenicidade, e essas características são benéficas na promoção da adesão, proliferação, diferenciação e migração celular11. Os hidrogéis DC-ECM também podem ser utilizados para liberação de fármacos e tratamento de defeitos cartilaginosos12.
Uma modificação que pode ser feita neste protocolo é o uso de diferentes agentes reticulantes para melhorar as propriedades mecânicas do hidrogel. Por exemplo, materiais nanometálicos podem ser usados para melhorar as propriedades mecânicas do hidrogel13. Além disso, a concentração de riboflavina e os tempos de exposição à luz UV podem ser otimizados para controlar as resistências à compressão e à tração do hidrogel.
Apesar de suas inúmeras vantagens, essa técnica apresenta algumas limitações que devem ser consideradas. Uma limitação é que o processo de decelularização pode causar algum dano à MEC, levando a alterações em suas propriedadesmecânicas 14. Outra limitação é que o processo de descelularização pode não remover completamente todo o material antigênico, levando a uma potencial resposta imune15. Além disso, é importante ressaltar que o protocolo descrito neste trabalho é específico para tecido cartilaginoso, e outros tipos de tecido podem necessitar de ajustes no método de decelularização.
Em termos de aplicações futuras, este protocolo pode ser otimizado para desenvolver hidrogéis DC-ECM com diferentes resistências à compressão e tração. Além disso, esta técnica pode ser aplicada a outros tecidos para desenvolver hidrogéis biomiméticos para aplicações em engenharia de tecidos e medicina regenerativa. Em geral, o protocolo apresentado neste artigo fornece um recurso valioso para pesquisadores e clínicos na área de engenharia de tecidos e tem o potencial de melhorar o desenvolvimento de estratégias eficazes de engenharia de tecidos para reparo e regeneração de cartilagem.
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Disclosures
Os autores não têm nada a revelar.
Acknowledgments
Este trabalho foi patrocinado pelo Plano de Medicina e Tecnologia de Saúde da Província de Zhejiang (2019KY050), pelo Plano de Ciência e Tecnologia da Medicina Tradicional Chinesa da Província de Zhejiang (2019ZA026), pelo Plano Chave de Pesquisa e Desenvolvimento na Província de Zhejiang (Grant No.2020C03043), pelo Plano de Ciência e Tecnologia da Medicina Tradicional Chinesa da Província de Zhejiang (2021ZQ021) e pela Fundação Provincial de Ciências Naturais de Zhejiang da China (LQ22H060007).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1 M Tris-HCl, pH7.6 | Beyotime | ST776-100 mL | |
| 1 M Tris-HCl, pH8.0 | Beyotime | ST780-500 mL | |
| -80 °C Freezer | Eppendorf | F440340034 | |
| Deoxyribonuclease | Aladdin | D128600-80KU | |
| DNEasy Blood &Tissue Kit | Qiagen | No. 69506 | |
| GAG colorimetric quantitative detection kit | Shanghai Haling | HL19236.2 | |
| HCP-2 dryer | Hitachi | N/A | |
| Nanodrop8000 | Thermo Fisher | N/A | Spectrophotometer |
| PBS (10x) | Gibco | 70011044 | |
| Ribonuclease | Aladdin | R341325-100 mg | |
| Sigma500 | ZIESS | N/A | Scanning electron microscope |
| Spectra S | Thermo Fisher | N/A | Transmission electron microscope |
| Stainless steel sieve | SHXB-Z-1 | Shanghai Xinbu | |
| Triton X-100 | Beyotime | P0096-500 mL | |
| Trypsin | Gibco | 15050065 | |
| Ultraviolet lamp | Omnicure 2000 | N/A | |
| Vitamin B2 | Gibco | R4500-5G | |
| Vortex mixer | Shanghai Qiasen | 78HW-1 |
References
- Vega, S. L., Kwon, M. Y., Burdick, J. A. Recent advances in hydrogels for cartilage tissue engineering. European Cells & Materials. 33, 59-75 (2017).
- Yang, J., Zhang, Y. S., Yue, K., Khademhosseini, A. Cell-laden hydrogels for osteochondral and cartilage tissue engineering. Acta Biomaterialia. 57, 1-25 (2017).
- Bejleri, D., Davis, M. E. Decellularized extracellular matrix materials for cardiac repair and regeneration. Advanced Healthcare Materials. 8 (5), e1801217 (2019).
- Brown, M., Li, J., Moraes, C., Tabrizian, M., Li-Jessen, N. Y. K. Decellularized extracellular matrix: New promising and challenging biomaterials for regenerative medicine. Biomaterials. 289, 121786 (2022).
- Barbulescu, G. I., et al. Decellularized extracellular matrix scaffolds for cardiovascular tissue engineering: Current techniques and challenges. International Journal of Molecular Sciences. 23 (21), 13040 (2022).
- Zhang, W., Du, A., Liu, S., Lv, M., Chen, S. Research progress in decellularized extracellular matrix-derived hydrogels. Regenerative Therapy. 18, 88-96 (2021).
- Zhu, W., et al. Cell-derived decellularized extracellular matrix scaffolds for articular cartilage repair. International Journal of Artificial Organs. 44 (4), 269-281 (2021).
- Li, T., Javed, R., Ao, Q. Xenogeneic decellularized extracellular matrix-based biomaterials for peripheral nerve repair and regeneration. Current Neuropharmacology. 19 (12), 2152-2163 (2021).
- Xia, C., et al. Decellularized cartilage as a prospective scaffold for cartilage repair. Materials Science & Engineering C-Materials for Biological Applications. 101, 588-595 (2019).
- Chen, P., et al. Desktop-stereolithography 3D printing of a radially oriented extracellular matrix/mesenchymal stem cell exosome bioink for osteochondral defect regeneration. Theranostics. 9 (9), 2439-2459 (2019).
- Saldin, L. T., Cramer, M. C., Velankar, S. S., White, L. J., Badylak, S. F. Extracellular matrix hydrogels from decellularized tissues: Structure and function. Acta Biomaterialia. 49, 1-15 (2017).
- Yuan, X., et al. Stem cell delivery in tissue-specific hydrogel enabled meniscal repair in an orthotopic rat model. Biomaterials. 132, 59-71 (2017).
- Zheng, L., et al. Intensified stiffness and photodynamic provocation in a collagen-based composite hydrogel drive chondrogenesis. Advanced Science. 6 (16), 1900099 (2019).
- Young, J. L., Holle, A. W., Spatz, J. P.Nanoscale and mechanical properties of the physiological cell-ECM microenvironment. Experimental Cell Research. 343 (1), 3-6 (2016).
- Abdolghafoorian, H., et al. Effect of heart valve decellularization on xenograft rejection. Experimental and Clinical Transplantation. 15 (3), 329-336 (2017).
