Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

מודל עכברוש של השתלת לב הטרוטופית נורמומית לשעבר

Published: April 21, 2023 doi: 10.3791/64954
Automatic Translation
*1,2,3, *2,3, 2,3, 2, 2,3, 4, 5, 3,6
1Department of Medical Science, Chonnam National University Graduate School, 2Department of Thoracic and Cardiovascular Surgery, Chonnam National University Hospital and Medical School, 3Cardiovascular and Respiratory Research Team, Chonnam National University Hospital, 4Department of Internal Medicine, Chonnam National University Hospital and Medical School, 5Departments of Surgery, Chonnam National University Hospital and Medical School, 6Department of Pediatrics, Chonnam National University Children’s Hospital, and Medical School
* These authors contributed equally

ERRATUM NOTICE

Summary

כאן, אנו מציגים פרוטוקול הערכה של לב מושתל הטרוטופית לאחר שימור נורמותרמי ex situ במודל חולדה.

Abstract

השתלת לב היא הטיפול היעיל ביותר לאי ספיקת לב סופנית. למרות השיפורים בגישות ובהתערבויות הטיפוליות, מספר חולי אי ספיקת הלב הממתינים להשתלה עדיין גדל. טכניקת השימור הנורמותרמית ex situ נקבעה כשיטה דומה לטכניקת האחסון הקר הסטטית הקונבנציונלית. היתרון העיקרי של טכניקה זו הוא כי לבבות התורם ניתן לשמר עד 12 שעות במצב פיזיולוגי. יתר על כן, טכניקה זו מאפשרת החייאה של לבבות התורם לאחר מוות במחזור הדם ומיישמת התערבויות פרמקולוגיות נדרשות לשיפור תפקוד התורם לאחר ההשתלה. מודלים רבים של בעלי חיים הוקמו כדי לשפר טכניקות שימור נורמותרמיות ex situ ולמנוע סיבוכים הקשורים לשימור. למרות שמודלים של בעלי חיים גדולים קלים לטיפול בהשוואה למודלים של בעלי חיים קטנים, זה יקר ומאתגר. אנו מציגים מודל חולדה של שימור לב נורמותרמי אקס סיטו מתורם ואחריו השתלת בטן הטרוטופית. מודל זה זול יחסית וניתן להשגה על ידי נסיין יחיד.

Introduction

השתלת לב נותרה הטיפול המעשי היחיד לאי ספיקת לב עקשנית 1,2,3,4. למרות עלייה מתמדת במספר החולים הזקוקים להשתלת לב, לא נצפתה עלייה פרופורציונלית בזמינות האיברים התורמים5. כדי להתמודד עם בעיה זו, פותחו גישות חדשניות לשימור לבבות התורמים במטרה לשפר את האתגרים ולהגדיל את זמינותם של תורמים 6,7,8,9.

זילוח לב Normothermic ex situ (NESHP) באמצעות מכונות מערכת טיפול איברים (OCS) התגלה כהתערבות קלינית 1,3. טכניקה זו נחשבה חלופה מתאימה לשיטת אחסון קר סטטי קונבנציונלית (SCS) 2,9. NESHP מפחית ביעילות את משך האיסכמיה הקרה, מפחית את הביקוש המטבולי, ומאפשר אספקה תזונתית אופטימלית וחמצון במהלך הובלת איברים תורמים10,11. למרות הפוטנציאל הברור של שיטה זו לשפר את שימור האיברים התורמים, היישום הקליני שלה וחקירה נוספת הוגבלו על ידי עלויות גבוהות. לכן, מודלים פרה-קליניים של NESHP בבעלי חיים חיוניים לזיהוי אתגרים טכניים מרכזיים הקשורים לטכניקה זו12,13. חזירים וחולדות הם המודלים המועדפים על בעלי חיים למחקרים פרה-קליניים בשל סבילות איסכמית9. למרות שהמודל החזירי אידיאלי למחקר בסיסי ותרגומי, הוא מוגבל על ידי עלותו הגבוהה והעבודה האינטנסיבית הנדרשת לטיפול ותחזוקה. לעומת זאת, דגמי חולדות זולים יותר וקלים יותר לטיפול14.

במחקר זה, אנו מציגים מודל חולדה פשוט של NESHP, ואחריו השתלת לב הטרוטופית, כדי להעריך את ההשפעה של טכניקת השימור על מצב השתל לאחר ההשתלה. מודל זה הוא פשוט, חסכוני, וניתן לביצוע על ידי נסיין יחיד. איור 1 מציג את הסכמות של ההליך.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

הוועדה האתית של המרכז לחקר חיות מעבדה בבית החולים האוניברסיטאי הלאומי צ'ונאם (אישור מס' CNU IACUC - H - 2022-36) אישר את כל הניסויים בבעלי חיים. חולדות Sprague-Dawley זכרים (350-450 גרם), ששימשו במחקר זה, קיבלו טיפול בהתאם להנחיות לטיפול ושימוש בחיות המעבדה. החולדות שוכנו בחדרים מבוקרי טמפרטורה עם מחזור אור-חושך של 12 שעות, עם מזון ומים סטנדרטיים זמינים.

1. הכנה

הערה: נסיין יחיד יכול לבצע את כל הליכי הניסוי.

  1. הרכיבו את מכשיר לנגנדורף, כולל המחמצן, המשאבה וקווי הזילוח, לפני הניתוח (איור 2). ממלאים את מעגל הזילוח עם 20 מ"ל של תמיסת מלח ומפיצים אותו עד שהוא דרוך עם דם אוטולוגי.
    הערה: מטרת שלב זה היא לחמם את המעגל החוץ-גופי.
  2. חברו את הקו הקרדיופלגי למעגל באמצעות הסטופקוק המחובר לצינורית אבי העורקים והכינו את משאבת המזרק לעירוי הקרדיופלגי הסופי.
    הערה: הקפד להסיר בועות אוויר ממעגל הזילוח ומהקו הקרדיופלגי.
  3. מקם את חיישן הטמפרטורה בתוך המאגר שבו יאוחסן הלב התורם, תוך שמירה על טמפרטורת המעגל ב -37 מעלות צלזיוס.
  4. תכשירים כירורגיים
    1. הכינו סט נפרד של מיקרו-מכשירים וחומרים סטריליים לכל חולדה תורמת ומושתלת.
      1. הכינו את הסט הכירורגי לתורם: זוג מספריים כירורגיים, זוג מלקחיים זעירים, מלקחיים חדים של יתושים, תפרי משי 5-0, צמר גפן, מזרק 50 מ"ל, קו זילוח לתמיסה הקרדיופלגית (CPS), משאבת מזרק, אנגיוקטטר 18 גרם, סט אחד של 5 צנתרי עצם הירך וגזה סטרילית.
      2. הכן את ערכת הניתוח לנמען: מספריים מיקרוכירורגיים, מסיר פצעים, זוג מלקחיים מיקרו, מלקחיים יתושים, מלחציים מיקרו וסקולריים, מזרק 1 מ"ל, אחד 5-0 ותפרי פוליפרופילן 9-0, תפרי משי 5-0, צמר גפן וגזה סטרילית.

2. שימור לב התורם ואיסוף דם

  1. יש להשרות הרדמה בחולדה התורמת עם איזופלורן (5%) בתא ההרדמה ולרשום את משקל החולדה לפני הנחתה על שולחן הניתוחים.
  2. הניחו את החולדה במצב שכיבה על שולחן הניתוחים ובצעו הרדמה רציפה על ידי אספקת איזופלורן 2%-2.5% עם 90% חמצן דרך חרוט האף.
  3. אמת את עומק ההרדמה על ידי בדיקת חוסר התגובה לצביטה בבוהן ותדירות הנשימה, אשר צריך להיות בין 50-60 לדקה.
    הערה: רמה נאותה של הרדמה חיונית כדי למנוע מתח וכאב מיותרים לחולדה התורמת.
  4. יש למרוח חומר סיכה לעיניים ולגלח את אזור הפאביס לעצם הבריח, שם יבוצע הניתוח. נקו את האזור עם פילינג על בסיס יוד ו-70% אלכוהול.
  5. צנתור
    1. בצע חתך בטני בקו האמצע של 7 ס"מ וחתכים דו צדדיים בגודל 3 ס"מ מתהליך הקסיפואיד ועד אמצע עצם הבריח. הסר את הפרוות מאזור בית החזה.
    2. באמצעות צמר גפן, לגייס את איברי הבטן לצד שמאל של הבטן. בודדו את אבי העורקים הבטני מהפאשיה הרטרופריטוניאלית ומרקמות השומן.
    3. הזריקו 1,000 IU הפרין מומס ב-0.3 מ"ל של מלח איזוטוני דרך הווריד הנבוב התחתון (IVC) באמצעות מזרק 1 מ"ל. עצור כל דימום מחור המחט על ידי דחיסה עדינה עם צמר גפן.
      הערה: היזהרו מתסחיף אוויר במהלך ההזרקה, שכן הוא עלול להוביל לדום לב.
    4. יש להחדיר קטטר פמורלי 5 Fr. לתוך אבי העורקים הבטני (Abd. A). ודא שקצה הצנתר מגיע לקשת אבי העורקים. אשר את מיקום הצנתר על ידי הערכת האורך המשוער של החלק המוחדר של הצנתר.
  6. איסוף דם
    1. יש לאסוף כ-10 מ"ל דם באמצעות הצנתר המוחדר ל-Abd. A.
    2. מאוחר יותר, לדלל את הדם הראשוני עם מלוחים איזוטוניים עד נפח הכולל מגיע 12 מ"ל. הוסף 5 מ"ג של cefazolin מומס ב 0.3 מ"ל של מלוחים ואינסולין (20 IU).
  7. דום לב
    1. חבר את קו הזלוף CPS שהוכן בעבר לצנתר הבטן והתחל את מתן CPS עם משאבת המזרק בקצב של 800 מ"ל / שעה.
    2. פתח את חלל בית החזה מהסרעפת וחתך את ה- IVC קרוב לסרעפת כדי למנוע התנפחות חדרית. חותכים את הצלעות באופן דו צדדי לאורך עמוד השדרה החזי עד פתח בית החזה. שקפו את דופן החזה הגחוני המגויס בצורה מעולה בעזרת מלקחיים נגד יתושים.
    3. הסירו את בלוטת התימוס לחלוטין באמצעות מיקרו מלקחיים כדי להמחיש את קשת אבי העורקים. יש למרוח דחיסת אור אם העורקים התימיים מדממים.
  8. חילוץ
    1. לאחר מתן כל CPS, לבודד את קשת אבי העורקים מן הרקמות שמסביב. יש לנתח בזהירות ממש מתחת לעורק התת-קלאבי השמאלי.
    2. חצו את עורקי התרדמה הברכיוצפליים והשמאליים המשותפים במיקום מרוחק, והותירו את הגדם הארוך יותר של קשת אבי העורקים לטיפול קל במהלך קנולציה של אבי העורקים. חצו את עורק הריאה הראשי (MPA) קרוב ככל האפשר לביפורקציה. היזהר שלא לפגוע בתוספתן פרוזדורים שמאלי.
    3. יש לסדר בזהירות את הווריד הנבוב העליון (SVC) וה-IVC עם 5-0 תפרי משי, ולמנוע חסימה של האטריום הימני (RA) והסינוס הכלילי. כסו את השוליים השמאליים של בית החזה בגזה רטובה, הניחו עליו את הלב ומשכו בעדינות את ליגטורות SVC ו-IVC כדי לחשוף את ההילום.
    4. קשרו את ורידים ריאתיים ואזיגוס יחד עם תפר משי 5-0. חותכים את הרקמה הגבית לליגטורה ומחלצים את הלב. בדוק את הלב עבור כל פציעה. לבסוף, לשקול את הלב לפני קנולציה אבי העורקים.

3. זילוח Ex situ

  1. קנולציה של אבי העורקים וזילוח
    1. לפני קנולציית אבי העורקים, החלף את מעגל המלח בהקדמת דם.
    2. הכנס את צינורית אבי העורקים לקשת אבי העורקים וחבר אותה באמצעות מהדק מיקרו זמני. ודא כי קצה הצינורית ממוקם בצומת brachiocephalic.
    3. אשר את המיקום הנכון של הצינורית על ידי אחיזה עדינה באבי העורקים עם מיקרו מלקחיים.
    4. התחל את הזילוח בקצב זרימה של 2-3 מ"ל/דקה, המאפשר לפרפוזט לדלוף מאתר הקנולציה כדי להסיר בועות אוויר.
    5. עקוב אחר לחץ הזילוח והטמפרטורה באמצעות החיישן המחובר למערכת הניטור.
    6. עסו בעדינות את הלב עם האצבע הראשונה והאצבע המורה עד לדליפות דם ורידי מעורק הריאה הראשי (MPA).
    7. אבטח את אבי העורקים עם ליגטורה משי 1-0 והסר את המהדק לאחר אימות כל ההגדרות (מעגל זילוח, לחץ זילוח, טמפרטורה).
    8. לאחר מיקום הרצועה הקבועה, יש לוודא שהלב מתחיל להתכווץ תוך מספר שניות ומגיע לקצב תקין תוך 60 שניות. לחץ זילוח ממוצע של 55-65 מ"מ כספית עם קצב זרימה כלילי של 3-4 מ"ל ב 37 ° C מצביע על זילוח נאות.
    9. לאסוף 0.15 מ"ל של דם מהמאגר ולבדוק את ניתוח גז הדם (BGA) בתחילת זילוח וכל 20 דקות לאחר מכן. נטר והקלט את ה- pH, pCO 2, pO2, גלוקוז, המטוקריט, אשלגן ולקטט במהלך הזילוח. לאחר 120 דקות של זילוח, יש לתת 3 מ"ל של קוסטודיול דרך משאבת המזרק בקצב של 250 מ"ל/שעה כדי לעצור את הלב.

4. השתלה

  1. הכנת הנמען
    1. התחל את הכנת הנמען 30 דקות לפני הפסקת הזילוח ex situ .
    2. להרדים את בעל החיים המקבל באותה שיטה שהוזכרה בשלב 2.2.
    3. הניחו את החולדה במצב שכיבה על כרית החימום והכניסו את בדיקת הטמפרטורה לפי הטבעת כדי לשמור על טמפרטורת הגוף ב -37 מעלות צלזיוס.
    4. יש למרוח חומר סיכה לעיניים, לגלח את הערווה לאזור האפיגסטרי ולנקות את האזור עם פילינג על בסיס יוד ו-70% אלכוהול.
  2. תרופות
    1. הזריקו 2 מ"ל של מי מלח חמים תת עורית כדי לפצות על הנוזל שאבד במהלך הניתוח. להזריק 200 IU של הפרין תת עורית.
    2. טיפול מונע אנטיביוטי על ידי הזרקת 10 מ"ג / ק"ג cefazolin מומס ב 0.3 מ"ל של מלוחים תת עורית או תוך שרירית.
    3. ניהול שליטה בכאב על ידי הזרקת 20 מ"ג / ק"ג של דיקלופנק תת עורית.
  3. בצע את laparotomy קו האמצע ולהכניס retractor כדי להרחיב את חלל הבטן. גייס את איברי הבטן לצד שמאל של הנמען באמצעות צמר גפן כדי לפנות מקום להליך.
  4. מניעת התייבשות על ידי עטיפת איברי הבטן עם גזה חמה ורטובה. יש לפזר לסירוגין מי מלח חמים עם מזרק במינון 50 מ"ל במהלך הניתוח.
  5. באמצעות מיקרוסקופ כירורגי עם הגדלה של פי 10, גייסו את התריסריון ואת הג'ג'ונום הפרוקסימלי על ידי דיסקציה קהה עם צמר גפן כדי לחשוף את Abd. A. ו- IVC. הכינו את העבד. A ו- IVC לאסטומוזה והשתלה שיטתית של הלב התורם, בהתאם לאיור 3 או שיטותשתועדו בעבר 15.
    הערה: אין להפריד בין עבד א' ל- IVC.
    1. בהנחה שאנסטומוזה וסקולרית ממוקמת אינפרא כלייתית, הכינו חלק מספיק של אבי העורקים ו- IVC להידוק.
    2. בצעו הכנה קהה באמצעות צמר גפן או מלקחיים משוננים חדים כדי להסיר את השומנים והפאשיה סביב כלי הדם.
    3. מניחים 5-0 ליגטורות משי לענפים המזנטריים ולשני הצדדים הגולגולתיים והקאודליים של הכלים העיקריים. מרימים את כלי הבטן ומקרישים, או קושרים את הענפים המותניים עם 5-0 תפרי משי. זכור לחסוך את עורקי האשכים וורידים ולא להדק אותם.
    4. השתמש בליגטורות כדי להרים את כלי הדם ולמקם את המיקרו-מלחציים לענפים המזנטריים, הצדדים הקאודליים והגולגולתיים של כלי הדם העיקריים כדי לעצור את זרימת הדם באתר האנסטומוזיס. כבו את כרית החימום לפני הנחת המלחציים, מכיוון שחימום עודף עלול להחמיר איסכמיה של הגפיים. הקפד להפעיל את כרית החימום לאחר הסרת הידוק הכלים כדי למנוע היפותרמיה.
    5. נקבו את אבי העורקים באמצעות מחט 27 גרם והאריכו את החתך במספריים זעירים לאורך שווה או מעט גדול יותר מפתח אבי העורקים העולה של התורם (Asc. A), שהוא כ-5 מ"מ.
    6. בצע חתך אורכי ב- IVC באותו אופן כמו אבי העורקים, אך הפוך אותו קרוב יותר ב -3 מ"מ לצד הקאודלי בהשוואה לחתך באבי העורקים.
    7. מתחילים את האנסטומוזות, מניחים את לב התורם בצד ימין של בטנו של המקבל ומחברים את התורם Asc. א' לעבד הנמען. A עם תפר אחד פשוט קטוע (9-0 פוליפרופילן) בפינת הגולגולת של החתך האורכי.
    8. הזז את הלב לצד שמאל של בטן המקבל ובצע אנסטומוזה של ה- Asc של התורם. A עם Abd של הנמען. A באמצעות תפר פוליפרופילן רץ 9-0.
    9. קיבעו את עורק הריאה התורם ל- IVC עם שני תפרים קטועים (פוליפרופילן 9-0) בפינות הקאודליות והגולגולתיות של החתך האורכי.
    10. בצע את המחצית הראשונה של אנסטומוזה ורידי מן הצד intraluminal של כלי ולהשלים את המחצית השנייה מן הצד extraluminal של כלי השיט. לפני הידוק הקשרים, שטפו את השדה במי מלח כדי למנוע תסחיף אוויר.
  6. ביטול שידור וביטול הידוק
    1. הסר את מהדק הווריד המזנטרי תחילה לאחר השלמת האנסטומוזה כדי לאפשר לצד הימני של הלב להתמלא בדם ורידי.
    2. הסר את האוויר במעגל הכלילי ו- Asc. A. על ידי מריחת זילוח כלילי מדרדר למשך מספר שניות.
    3. מניחים חתיכת גזה משני צידי הכלים ולהסיר את המהדק הקאודלי ואת מהדק הגולגולת.
    4. יש למרוח דחיסה עדינה עם צמר גפן למשך 1-2 דקות. לאחר הבטחת hemostasis נאותה, להסיר את מטושים לשטוף את anastomoses עם מלוחים חמים.
      הערה: הלב אמור להתחיל לפעום כבר בדקה הראשונה של הרפרפוזיה. אם טמפרטורת הגוף של החולדה המקבלת נמוכה מ-35°C, קצב הלב יתנרמל לאחר שהטמפרטורה תגיע ל-36°C.
  7. יש להחליף את איברי הבטן בצורה מתפתלת ולסגור את שכבות חתך הבטן באמצעות תפרים רציפים מפוליפרופילן 5-0.
  8. לאחר הניתוח, הניחו את בעל החיים המרדים על אזור נקי מעל כרית חימום עד שטמפרטורת הגוף תגיע ל-37 מעלות צלזיוס.
    הערה: אין להתחיל את הבדיקות לאחר הניתוח עד שטמפרטורת הגוף מגיעה ל-37°C. לשמור על הרדמה ב 2-2.5% isoflurane עד סוף הניסויים.
  9. עקוב אחר האק"ג של הלב התורם המושתל במשך 3 שעות. לאחר מכן, להוציא את הלב תחת הרדמה עמוקה עבור מחקרים היסטולוגיים.
    הערה: יש לוודא את עומק ההרדמה באמצעות חוסר רפלקס דוושה לפני כריתת הלב. ההליך הכירורגי וניטור האק"ג אורכים פחות מ -6 שעות. דיקלופנק, הניתנת באופן פריאופרטיבי (שלב 4.2.3), מאפשרת ניהול כאב לכל אורך ההליך. ניתן להתאים את משטר שיכוך הכאבים בהתאם להנחיות המוסדיות לשימוש בבעלי חיים.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

איור 1 מדגים את התכנון הניסויי שבו נעשה שימוש במודל של חיה קטנה. איור 2 מציג את מנגנון זילוח לנגנדורף שעבר שינוי, הכולל מחמצן של חיות קטנות. סדר האנסטומוזה להשתלת בטן הטרוטופית מוצג באיור 3.

איור 4 מראה את הפרמטרים המשמשים להערכת הכדאיות של הלב במהלך זילוח אקס-סיטו , כגון לקטט, אשלגן ולחץ ממוצע של אבי העורקים. במחקר זה, השימוש בשימור נורמותרמי לשעבר סיטו הפחית את הזמן האיסכמי הכולל של שישה מקרים מוצלחים ל-46.2 ±-4.7 דקות, בעוד שהזמן החוץ-גופי הכולל היה 166.2 ±-4.7 דקות (איור 5). הוצאת הלב מהתורם וההכנה לזילוח אקס סיטו והשתלה הטרוטופית נדרשו 5.8 ± 1.3 דקות, כפי שניתן לראות באיור 5. שיעור ההצלחה הכולל של הניתוח היה 70% וזמן האנסטומוזה הממוצע של ששת המקרים המוצלחים היה 38.4 ±-3.4 דקות. בכל הניסויים, קצב הלב ירד באופן משמעותי מיד לאחר ההשתלה, אך בסופו של דבר הוא התאושש עם הזמן, כפי שמודגם באיור 6. המבנה הגולמי של הלבבות התורמים נשמר היטב לאחר שימור אקס-סיטו והשתלה הטרוטופית, ללא נזקים נראים לעין. אולם צביעת המטוקסילין-אאוזין חשפה מספר מוגבר של תאים דלקתיים, בעיקר נויטרופילים, לאחר 3 שעות של השתלה הטרוטופית (איור 7).

Figure 1
איור 1: תכנון ניסיוני של שימור לב נורמותרמי ex situ עם השתלת לב הטרוטופית. קיצורים: BGA = ניתוח גזים בדם, CPS = תמיסה קרדיופלגית. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

Figure 2
איור 2: סכמות של שימור לב ex-situ של בעלי חיים קטנים שעברו שינוי. קיצורים: חיישן BP = חיישן לחץ דם, CPS = תמיסה קרדיופלגית. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

Figure 3
איור 3: סדר האנסטומוזה בהשתלת לב הטרוטופית . (A) סכמות של מיקום הלב התורם בבטן המקבל וסדר האנסטומוזה. (B) אבי העורקים העולה של התורם ואנסטומוזה של אבי העורקים הבטני. (C) עורק הריאה התורם והמקבל IVC anastomosis. קיצורים: LV = חדר שמאלי, RV = חדר ימני, LA = אטריום שמאלי, MPA = עורק ריאתי ראשי, IVC = ורידי נבוב נחות. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

Figure 4
איור 4: פרמטרים להערכת כדאיות במהלך זילוח ex-situ. לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

Figure 5
איור 5: ציר הזמן לשימור ששת הלבבות שהשתמרו בהצלחה. מיצוי לב וסיוע בזילוח אקס סיטו : 5.8 ± 1.3 דקות. זילוח Ex situ : 120 דקות השתלה בבטנה של החולדה המושתלת: 38.4 ± 3.4 דקות. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

Figure 6
איור 6: הביצועים האלקטרופיזיולוגיים של הלב התורם לפני הרכישה ולאחר ההשתלה . (A) שינויים בקצב הלב. טרום קטיף, 30 דקות, 60 דקות, 90 דקות, 120 דקות, 150 דקות, 180 דקות: הזמנים לאחר ההשתלה. (B) צילומי אלקטרוקרדיוגרפיה לפני קצירת הלב מתורם ולאחר 3 שעות של השתלה. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

Figure 7
איור 7: מראה מקרוסקופי (A-C) ומיקרוסקופי (D-F) של הלב התורם. (א,ד) לפני שימור נורמותרמי ex situ . (ב,ה) לאחר שימור נורמותרמי ex situ . (ג,ו) לאחר שעתיים של השתלה הטרוטופית. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

ההתמקדות שלנו בביסוס מודל זה הייתה לשכפל השתלות לב אנושיות נורמותרמיות. מודלים ללא פליטה הם הטכניקה המועדפת בדרך כלל לשימור הלב התורם בסביבה ex-situ 16. בעוד שמודלים של פליטה מציעים יתרונות רבים בהערכת תפקוד הלב במהלך זילוח אקס סיטו 17, הם אינם מתאימים למודלים של השתלות הטרוטופיות. בהשתלה הטרוטופית, הלב התורם המושתל צריך להתגבר על לחץ העומס הסיסטולי שנוצר על ידי הלב המארח במערכת הדם של הנמען, מה שמוביל לביצועים מוגבלים של לב התורם ולהערכת חסר בהערכה18. לכן, מודלים שאינם פולטים נוחים יותר בהשתלה הטרוטופית. במודלים שאינם פולטים, הלב התורם מחורר אך אינו תומך במחזור הדם של המושתל, מה שמגביל משמעותית את הערכת הביצועים של הלב. הערכות מורפולוגיות ומולקולריות, כגון צביעה היסטולוגית וניתוח כתמים, יכולות להועיל לבחינת מצבי לב של תורם כאשר ההערכות התפקודיות מוגבלות. יתר על כן, ניתן להעריך את הסמנים המטבוליים באמצעות טכנולוגיות מתקדמות, כגון טומוגרפיית פליטת פוזיטרונים (PET) או דימות תהודה מגנטית (MRI)19. מודל זה יכול להיות שימושי בבדיקת היעילות ארוכת הטווח של התערבויות פרמקולוגיות וגנטיות לפני ההשתלה.

קבוצות מחקר רבות פיתחו מודל שימור נורמותרמי ex situ , אשר שימש בהצלחה לשימור לבבות חזיריים עד 12 שעות6. עם זאת, תחזוקה של מודלים גדולים של בעלי חיים יכולה להיות חסכונית עבור מעבדות קטנות, שכן היא כרוכה בהוצאות משמעותיות ודורשת מספר לא מבוטל של כוח אדם מיומן. כדי לטפל בבעיה זו, אנו מציעים שיטת שימור אקס סיטו זולה ופשוטה מבחינה טכנית, הכוללת שימוש בדם אוטולוגי ואחריו השתלת לב הטרוטופית. יש לציין כי עלות ניסוי בודד באמצעות המודל שלנו היא כ -300 דולר. למרות שאין מודל מקביל של בעלי חיים קטנים כדי להשוות את העלויות, מכשיר זילוח ex-situ לבעלי חיים גדולים, כאשר משתמשים בו פעם אחת, יכול לעלות עד $30,00016.

הפרוטוקול המוצג מדגים שכל הליכי הניסוי יכולים להתבצע באופן מדורג על-ידי נסיין יחיד (איור 3). האפשרות של השתלה הטרוטופית לאחר שימור ex situ היא יתרון נוסף של מודל זה. על ידי קנולציה של אבי העורקים היורד של הלב התורם עבור זילוח ex situ , הצלחנו לחסוך את החלק העולה מבלי לגרום נזק. יתר על כן, שינינו את מעגל לנגנדורף, והפחתנו את כמות תמיסת הזילוח הנדרשת ל -12 מ"ל לזילוח לב יעיל. דם הזילוח נלקח מהחולדה התורמת לפני הקציר, מה שמאפשר לנו לשמר את הלב עם הדם שלו ולהימנע מכל תגובה חיסונית במהלך השימור.

שינויים ופתרון בעיות
מעגל זילוח ex situ מומלץ לשמור על לחץ עומס ממוצע בטווח של 50-70 מ"מ כספית. הלחץ נקבע על ידי גורמים שונים, כולל זרימת זילוח, עמידות עורקים כליליים וצמיגות פרפוזט20. התנגדות העורקים הכליליים רגישה לתנודות עקב שינויים בטמפרטורה וב- pH, ולכן חיוני לשמור על פרמטרים אלה בטווח הנורמלי. זרימת הזילוח הנדרשת משתנה עבור כל ניסוי ותלויה בזרימה הדרושה כדי לשמור על לחץ הזילוח הרצוי. בדרך כלל, זרימה של 3-4 מ"ל/דקה (שווה ערך ל-5-6 סל"ד עבור המשאבה שלנו) מספיקה ללב חולדה של 350-450 גרם. רמת המטוקריט היא דטרמיננטה של צמיגות perfusate21. עבור המעגל שלנו, טווח המטוקריט אופטימלי הוא 25% עד 30%. למרות השימוש במחמצן הניסיוני הקטן ביותר, שטח הפנים הגדול של חילופי גזים של 0.05 מ"ר עבור נפח פרבוסט של 12 מ"ל יכול להוביל לאידוי וכתוצאה מכך לאיבוד נוזלים לאורך זמן. ניתן לתקן אובדן נוזלים זה על ידי הוספת מים מזוקקים לפי הצורך. לא מומלץ להוסיף תמיסת מלח או רינגר לפרבוסט, מכיוון שהם עלולים לגרום להיפרנתרמיה. ריכוז הגלוקוז perfusate צריך להישמר על 100-150 מ"ג / ד"ל.

זה חיוני כדי למנוע הפרעות קצב במהלך זילוח כפי שהוא מסמל את ההידרדרות של אחד או יותר פרמטרים פיזיולוגיים של הסביבה ex situ 10. טכיאריתמיה או פרפור חדר שמאל קשורים בדרך כלל לגורמים שונים, כגון חוסר איזון אלקטרוליטי, המטוקריט נמוך, חמצת/אלקלוזיס, היפרתרמיה ועומס יתר. מצד שני, bradyarrhythmia נגרמת בעיקר על ידי היפותרמיה. לקטט ואשלגן הם הפרמטרים העיקריים בהערכת כדאיות שריר הלב. רמות לקטט גבוהות (>5 mmol / L) והיפרקלמיה (>5.0 מ"ג / ד"ל) מצביעות על מידה ניכרת של נזק לשריר הלב22.

ניטור קפדני של מינון ההרדמה ודפוסי הנשימה של החולדה המושתלת, הוא חיוני במהלך הליכים כירורגיים. מאז בעלי החיים אינם מאווררים, ניהול מתמשך של הרדמה מוגזמת יכול להוביל hypoventilation וכישלון. סך כל laparotomy וחילוץ של איברי הבטן לגרום לאיבוד חום משמעותי, אשר יכול להידרדר עוד יותר את מצבו של המקבל. לכן, השימוש בבקר טמפרטורה המצויד בכרית חימום ובדיקת טמפרטורה הוא חיוני כדי למתן את ההשפעה של אובדן חום ולשמור על טמפרטורת גוף יציבה.

שלבים קריטיים
השלבים הקריטיים בהליך הכירורגי כוללים דיסקציה של קשת אבי העורקים ו- MPA, קנולציה של אבי העורקים עבור זילוח ex satu , de-airing לפני זילוח ex situ , ו de-airing לפני הסרת מלחציים לאחר ההשתלה. צעדים אלה פגיעים מאוד ולעתים קרובות קשורים לכישלון. עם זאת, המפתח להתגברות על אתגרים אלה טמון בזיהוי הטכניקה המתאימה והשגת תרגול מספיק. במהלך בידוד כלי הדם אצל הנמען, יש להקדיש תשומת לב מיוחדת לשופכן הימני, הממוקם בסמיכות ל- IVC בחלל הרטרופריטוניאלי ועשוי לחקות את צינור הלימפה. בהקשר של אנסטומוזה של הוורידים, מומלץ לאבטח תחילה את הקצה הקאודלי באמצעות תפרי שהייה ולאחר מכן את קצה הגולגולת למניעת קריעה והיצרות. זה חשוב במיוחד בשל האופי השברירי יחסית של ורידים בהשוואה אבי העורקים.

מגבלות
הפרוצדורות הכירורגיות הכרוכות בניסוי זה מורכבות במידה ניכרת, במיוחד כאשר משיגים את לב התורם ומבלבלים דם מאותה חיה. ההערכות התפקודיות לאחר ההשתלה מוגבלות מכיוון שהשתמשנו במודל אי-פליטה. מודל פליטה נחשב לספק תוצאות מתקדמות יותר בסביבה ex-situ . עם זאת, בהשתלה הטרוטופית, היא מוגבלת בשל נוכחותו של לב מארח תומך במערכת הדם.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

למחברים אין ניגודי עניינים.

Acknowledgments

עבודה זו נתמכה על ידי מענק B2021-0991 ממכון המחקר הביו-רפואי של בית החולים האוניברסיטאי הלאומי צ'ונאם ו-NRF-2020R1F1A1073921 מקרן המחקר הלאומית של קוריאה

Materials

Name Company Catalog Number Comments
AES active evacuation system Smiths medical PC-6769-51A Utilize CO2 and excess isoflurane
Anesthesia machine Smiths medical PC-8801-01A Mixes isoflurane and oxyegn and delivers to animal
B20 patient monitor GE medical systems B20 to observe mean aortic pressure and temperature
Homeothermic Monitoring System Harvard apparatus 55-7020 To monitor and maintain animal's temperature
Micro-1 Rat oxygenator Dongguan Kewei medical instruments Micro-MO For gas exchange in the langendorff circuit
Micropuncture introducer Set COOK medical G48007 for delivering cardioplegic solution to the arch through the abdominal aorta
Microscope Amscope MU1403 For zooming surgical field (Recipient)
Surgical loupe SurgiTel L2S09 For zooming surgical field (Donor)
Syringe pump AMP all SP-8800 To deliver cardioplegic solution
Transonic flow sensor Transonic ME3PXL-M5 Perfusion circuit flow sensor
Transonic tubing flow module Transonic TS410 flow acquiring system
Watson - Marlow pumps Harvard apparatus 010.6131.DAO Peristaltic pump used for recirculate perfusate
WBC-1510A JEIO TECH E03056D Heating bath
Sprague-Dawley rats Samtako Bio Korea Co., Ltd., Osan City Korea
Medications
BioHAnce Gel Eye Drops SENTRIX Animal care wet ointments for eye
Cefazolin JW pharmaceutical For prophilaxis
Custodiol DR, FRANZ KOHLER CHEMIE GMBH For heart harvesting
Diclofenac Myungmoon Pharm. Co. Ltd For pain control
Heparin JW pharmaceutical Anticoagulant
Insulin JW pharmaceutical hormon therapy
Saline JW pharmaceutical For hydration therapy

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Langmuur, S. J. J., et al. Normothermic ex-situ heart perfusion with the organ care system for cardiac transplantation: A meta-analysis. Transplantation. 106 (9), 1745-1753 (2022).
  2. Ardehali, A., et al. Ex-vivo perfusion of donor hearts for human heart transplantation (PROCEED II): a prospective, open-label, multicentre, randomized non-inferiority trial. Lancet. 385 (9987), 2577-2584 (2015).
  3. Dang Van, S., et al. Ex vivo perfusion of the donor heart: Preliminary experience in high-risk transplantations. Archives of Cardiovascular Diseases. 114 (11), 715-726 (2021).
  4. Zhou, P., et al. Donor heart preservation with hypoxic-conditioned medium-derived from bone marrow mesenchymal stem cells improves cardiac function in a heart transplantation model. Stem Cell Research and Therapy. 12 (1), 5f6 (2021).
  5. Messer, S., Large, S. Resuscitating heart transplantation: the donation after circulatory determined death donor.European. Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 49 (1), 1-4 (2016).
  6. Trahanas, J. M., et al. Achieving 12 hour normothermic ex situ heart perfusion: an experience of 40 porcine hearts. ASAIO Journal. 62 (4), 470-476 (2016).
  7. Yang, Y., et al. Keeping donor hearts in completely beating status with normothermicblood perfusion for transplants. The Annals of Thoracic Surgery. 95 (6), 2028-2034 (2013).
  8. Van Caenegem, O., et al. Hypothermic continuous machine perfusion enables preservation of energy charge and functional recovery of heart grafts in an ex vivo model of donation following circulatory death. European Journal of Cardiothoracic Surgery. 49 (5), 1348-1353 (2016).
  9. Lu, J., et al. Normothermic ex vivo heart perfusion combined with melatonin enhances myocardial protection in rat donation after circulatory death hearts via inhibiting NLRP3 inflammasome-mediated pyroptosis. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 9, 733183 (2021).
  10. Pinnelas, R., Kobashigawa, J. A. Ex vivo normothermic perfusion in heart transplantation: a review of the TransMedics Organ Care System. Future Cardiology. 18 (1), 5-15 (2022).
  11. Fuchs, M., et al. Does the heart transplant have a future. European Journal of Cardiothoracic Surgery. 55, i38-i48 (2019).
  12. Pahuja, M., Case, B. C., Molina, E. J., Waksman, R. Overview of the FDA's circulatory system devices panel virtual meeting on the TransMedics Organ Care System (OCS) Heart - portable extracorporeal heart perfusion and monitoring system. American Heart Journal. 247, 90-99 (2022).
  13. Jawitz, O. K., Devore, A. D., Patel, C. B., Bryner, B. S., Schroder, J. N. Expanding the donor pool: quantifying the potential impact of a portable organ-care system for expanded criteria heart donation. Journal of Cardiac Failure. 27 (12), 1462-1465 (2021).
  14. van Suylen, V., et al. Ex situ perfusion of hearts donated after euthanasia: a promising contribution to heart transplantation. Transplantation Direct. 7 (3), e676 (2021).
  15. Westhofen, S., et al. The heterotopic heart transplantation in mice as a small animal model to study mechanical unloading - Establishment of the procedure, perioperative management and postoperative scoring. PLoS One. 14 (4), e0214513 (2019).
  16. Qin, G., Jernryd, T., Sjoberg, S., Steen, S., Nilsson, J. Machine perfusion for human heart preservation: A systematic review. Transplant International. 35, 10258 (2022).
  17. Dang Van, S., Brunet, D., Akamkam, A., Decante, B., Guihaire, J. Functional assessment of the donor heart during ex situ perfusion: insights from pressure-volume loops and surface echocardiography. Journal of Visual Experiments. (188), e63945 (2022).
  18. Fu, X., Segiser, A., Carrel, T. P., Tevaearai Stahel, H. T., Most, H. Rat heterotopic heart transplantation model to investigate unloading-induced myocardial remodeling. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 3, 34 (2016).
  19. Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: experience of 3000 operations by one surgeon. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).
  20. Qi, X., et al. The evaluation of constant coronary artery flow versus constant coronary perfusion pressure during normothermic ex-situ heart perfusion. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 41 (12), 1738-1750 (2022).
  21. Okahara, S., et al. A novel blood viscosity estimation method based on pressure-flow characteristics of an oxygenator during cardiopulmonary bypass. Artificial Organs. 41 (3), 262-266 (2017).
  22. Quader, M., Torrado, J. F., Mangino, M. J., Toldo, S. Temperature and flow rate limit the optimal ex-vivo perfusion of the heart - an experimental study. Journal of Cardiothoracic Surgery. 15 (1), 180 (2020).

Tags

רפואה גיליון 194

Erratum

Formal Correction: Erratum: Rat Model of Normothermic Ex-Situ Perfused Heterotopic Heart Transplantation
Posted by JoVE Editors on 08/28/2023. Citeable Link.

An erratum was issued for: Rat Model of Normothermic Ex-Situ Perfused Heterotopic Heart Transplantation. The Protocol section was updated.

Section 4 of the Protocol was updated from:

4. Implantation

  1. Preparation of recipient
    1. Begin the recipient preparation 30 min before the cessation of ex situ perfusion.
    2. Anesthetize the recipient animal using the same method as mentioned in step 2.2.
    3. Place the rat in a supine position on the heating pad and insert the temperature probe into the rectum to maintain the body temperature at 37 °C.
    4. Apply eye lubricant, shave the pubic to the epigastric area, and cleanse the area with an iodine-based scrub and 70% alcohol.
  2. Medications
    1. Inject 2 mL of warm saline subcutaneously to compensate for the fluid lost during the surgery. Inject 200 IU of heparin subcutaneously.
    2. Administer antibiotic prophylaxis by injecting 10 mg/kg cefazolin dissolved in 0.3 mL of saline subcutaneously or intramuscularly.
    3. Administer pain control by injecting 20 mg/kg of diclofenac subcutaneously.
  3. Perform the mid-line laparotomy and insert a retractor to widen the abdominal cavity. Mobilize the abdominal organs to the left side of the recipient using cotton swabs to make space for the procedure.
  4. Prevent dehydration by wrapping the abdominal organs with warm and wet gauze. Intermittingly spread warm saline with a 50 mL syringe during the surgery.
  5. Utilizing a surgical microscope with a 10x magnification, mobilize the duodenum and proximal jejunum by blunt dissection with cotton swabs to expose the Abd. A. and IVC. Prepare the Abd. A and IVC for anastomosis and systematically implant the donor heart, in accordance with Figure 3 or previously documented methods15.
    NOTE: Do not separate the Abd. A. and IVC.
    1. Assuming vascular anastomosis to be placed infrarenal, prepare a sufficient portion of the aorta and IVC for clamping.
    2. Perform blunt preparation using cotton swabs or sharp-serrated forceps to remove the fats and fascia around the vessels.
    3. Place 5-0 silk ligatures to the mesenteric branches and both the cranial and caudal sides of the major vessels. Elevate the abdominal vessels and coagulate or ligate the lumbar branches with 5-0 silk sutures. Remember to spare the testicular arteries and veins and do not clamp them.
    4. Use ligatures to lift the vessels and position the micro-clamps to the mesenteric branches, caudal, and cranial sides of the major vessels to stop the blood flow at the anastomosis site. Be sure to switch off the heating pad before placing the clamps, as excess heating can exacerbate limb ischemia.
    5. Puncture the aorta using a 27 G needle and elongate the incision with micro scissors to a length equal to or slightly larger than the opening of the donor ascending aorta (Asc. A), which is approximately 5 mm.
    6. Make a longitudinal incision on the IVC in the same way as the aortotomy, but make it 3 mm closer to the caudal side compared to the aorta incision.
    7. Starting the anastomoses, placed the donor heart on the right side of the recipient's abdomen and attach the donor Asc. A to the recipient's Abd. A with one simple interrupted stitch (9-0 polypropylene) at the cranial corner of the longitudinal incision.
    8. Move the heart to the left side of the recipient abdomen and perform anastomosis of the donor's Asc. A with the recipient's Abd. A using a running 9-0 polypropylene suture.
    9. Fixate the donor pulmonary artery to the IVC with two interrupted sutures (9-0 polypropylene) at the caudal and cranial corners of the longitudinal incision.
    10. Perform the first half of the venous anastomosis from the intraluminal side of the vessel and complete the second half from the extraluminal side of the vessel. Before tightening the knots, flush the field with saline to prevent air embolism.
  6. De-airing and de-clamping
    1. Remove the mesenteric vein clamp first after completing the anastomosis to allow the right side of the heart to fill with venous blood.
    2. Remove the air in the coronary circuit and Asc. A. by applying retrograde coronary perfusion for several seconds.
    3. Place a piece of gauze on both sides of the vessels and remove the caudal clamp and the cranial clamp.
    4. Apply gentle compression with cotton swabs for 1-2 min. After ensuring adequate hemostasis, remove the swabs and wash the anastomoses with warm saline.
      NOTE: The heart should begin beating within the first minute of reperfusion. If the recipient rat's body temperature is below 35 °C, the heart rhythm will normalize after the temperature reaches 36 °C.
  7. Replace the abdominal organs in a meander-like manner and close the layers of the abdominal incision using continuous 5-0 polypropylene sutures.

to:

4. Implantation

  1. Preparation of recipient
    1. Begin the recipient preparation 30 min before the cessation of ex situ perfusion.
    2. Anesthetize the recipient animal using the same method as mentioned in step 2.2.
    3. Place the rat in a supine position on the heating pad and insert the temperature probe into the rectum to maintain the body temperature at 37 °C.
    4. Apply eye lubricant, shave the pubic to the epigastric area, and cleanse the area with an iodine-based scrub and 70% alcohol.
  2. Medications
    1. Inject 2 mL of warm saline subcutaneously to compensate for the fluid lost during the surgery. Inject 200 IU of heparin subcutaneously.
    2. Administer antibiotic prophylaxis by injecting 10 mg/kg cefazolin dissolved in 0.3 mL of saline subcutaneously or intramuscularly.
    3. Administer pain control by injecting 20 mg/kg of diclofenac subcutaneously.
  3. Perform the mid-line laparotomy and insert a retractor to widen the abdominal cavity. Mobilize the abdominal organs to the left side of the recipient using cotton swabs to make space for the procedure.
  4. Prevent dehydration by wrapping the abdominal organs with warm and wet gauze. Intermittingly spread warm saline with a 50 mL syringe during the surgery.
  5. Utilizing a surgical microscope with a 10x magnification, mobilize the duodenum and proximal jejunum by blunt dissection with cotton swabs to expose the Abd. A. and IVC. Prepare the Abd. A and IVC for anastomosis and systematically implant the donor heart, in accordance with Figure 3 or previously documented methods15.
    NOTE: Do not separate the Abd. A. and IVC.
    1. Assuming vascular anastomosis to be placed infrarenal, prepare a sufficient portion of the aorta and IVC for clamping.
    2. Perform blunt preparation using cotton swabs or sharp-serrated forceps to remove the fats and fascia around the vessels.
    3. Place 5-0 silk ligatures to the mesenteric branches and both the cranial and caudal sides of the major vessels. Elevate the abdominal vessels and coagulate or ligate the lumbar branches with 5-0 silk sutures. Remember to spare the testicular arteries and veins and do not clamp them.
    4. Use ligatures to lift the vessels and position the micro-clamps to the mesenteric branches, caudal, and cranial sides of the major vessels to stop the blood flow at the anastomosis site. Switch off the heating pad before placing the clamps, as excess heating can exacerbate limb ischemia. Ensure to switch on the heating pad after de-clamping the vessels to avoid hypothermia.
    5. Puncture the aorta using a 27 G needle and elongate the incision with micro scissors to a length equal to or slightly larger than the opening of the donor ascending aorta (Asc. A), which is approximately 5 mm.
    6. Make a longitudinal incision on the IVC in the same way as the aortotomy, but make it 3 mm closer to the caudal side compared to the aorta incision.
    7. Starting the anastomoses, placed the donor heart on the right side of the recipient's abdomen and attach the donor Asc. A to the recipient's Abd. A with one simple interrupted stitch (9-0 polypropylene) at the cranial corner of the longitudinal incision.
    8. Move the heart to the left side of the recipient abdomen and perform anastomosis of the donor's Asc. A with the recipient's Abd. A using a running 9-0 polypropylene suture.
    9. Fixate the donor pulmonary artery to the IVC with two interrupted sutures (9-0 polypropylene) at the caudal and cranial corners of the longitudinal incision.
    10. Perform the first half of the venous anastomosis from the intraluminal side of the vessel and complete the second half from the extraluminal side of the vessel. Before tightening the knots, flush the field with saline to prevent air embolism.
  6. De-airing and de-clamping
    1. Remove the mesenteric vein clamp first after completing the anastomosis to allow the right side of the heart to fill with venous blood.
    2. Remove the air in the coronary circuit and Asc. A. by applying retrograde coronary perfusion for several seconds.
    3. Place a piece of gauze on both sides of the vessels and remove the caudal clamp and the cranial clamp.
    4. Apply gentle compression with cotton swabs for 1-2 min. After ensuring adequate hemostasis, remove the swabs and wash the anastomoses with warm saline.
      NOTE: The heart should begin beating within the first minute of reperfusion. If the recipient rat's body temperature is below 35 °C, the heart rhythm will normalize after the temperature reaches 36 °C.
  7. Replace the abdominal organs in a meander-like manner and close the layers of the abdominal incision using continuous 5-0 polypropylene sutures.
  8. After the surgery, place the anesthetized animal on a clean area over a heating pad until the body temperature reaches 37°C. 
    NOTE: Do not initiate the postoperative examinations till the body temperature reaches 37°C. Maintain anesthesia at 2-2.5% isoflurane until the end of the experiments.
  9. Monitor ECG of the transplanted donor heart for 3 h. Then, excise the heart under deep anesthesia for histological studies.
    NOTE: Confirm anesthesia depth via lack of pedal reflex before excising the heart. The surgical procedure and the ECG monitoring take less than 6 h. Diclofenac, administered perioperatively (step 4.2.3.), enables pain management for the entire duration of this procedure. The analgesia regimen can be adjusted per the institutional animal use guidelines.
מודל עכברוש של השתלת לב הטרוטופית נורמומית לשעבר
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Kayumov, M., Jeong, I. S., Kim, D.,… More

Kayumov, M., Jeong, I. S., Kim, D., Kwak, Y., Obiweluozor, F. O., Yoon, N., Kim, H. S., Cho, H. J. Rat Model of Normothermic Ex-Situ Perfused Heterotopic Heart Transplantation. J. Vis. Exp. (194), e64954, doi:10.3791/64954 (2023).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter