Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

Normotermik Ex-Situ Perfüze Heterotopik Kalp Transplantasyonunun Sıçan Modeli

Published: April 21, 2023 doi: 10.3791/64954
Automatic Translation
*1,2,3, *2,3, 2,3, 2, 2,3, 4, 5, 3,6
1Department of Medical Science, Chonnam National University Graduate School, 2Department of Thoracic and Cardiovascular Surgery, Chonnam National University Hospital and Medical School, 3Cardiovascular and Respiratory Research Team, Chonnam National University Hospital, 4Department of Internal Medicine, Chonnam National University Hospital and Medical School, 5Departments of Surgery, Chonnam National University Hospital and Medical School, 6Department of Pediatrics, Chonnam National University Children’s Hospital, and Medical School
* These authors contributed equally

ERRATUM NOTICE

Summary

Burada, sıçan modelinde normotermik ex situ koruma sonrası heterotopik olarak implante edilen bir kalbin değerlendirme protokolünü sunuyoruz.

Abstract

Kalp nakli, son dönem kalp yetmezliği için en etkili tedavidir. Terapötik yaklaşımlar ve girişimlerdeki gelişmelere rağmen, nakil için bekleyen kalp yetersizliği hastalarının sayısı hala artmaktadır. Normotermik ex situ koruma tekniği, geleneksel statik soğuk hava deposu tekniği ile karşılaştırılabilir bir yöntem olarak kurulmuştur. Bu tekniğin temel avantajı, donör kalplerin fizyolojik bir durumda 12 saate kadar korunabilmesidir. Ayrıca bu teknik, dolaşım ölümünden sonra donör kalplerinin resüsitasyonuna izin verir ve implantasyon sonrası donör fonksiyonunu iyileştirmek için gerekli farmakolojik müdahaleleri uygular. Normotermik ex situ koruma tekniklerini geliştirmek ve koruma ile ilgili komplikasyonları ortadan kaldırmak için çok sayıda hayvan modeli oluşturulmuştur. Büyük hayvan modelleri, küçük hayvan modellerine göre kullanımı kolay olsa da maliyetli ve zorludur. Bu çalışmada normotermik ex situ donör kalp korunumu ve ardından heterotopik abdominal transplantasyonun uygulandığı bir sıçan modeli sunulmuştur. Bu model nispeten ucuzdur ve tek bir deneyci tarafından gerçekleştirilebilir.

Introduction

Kalp nakli, dirençli kalp yetmezliği için tek uygulanabilir tedavi olmaya devam etmektedir 1,2,3,4. Kalp nakli ihtiyacı olan hasta sayısında istikrarlı bir artışa rağmen, donör organların mevcudiyetinde orantılı bir artış gözlenmemiştir5. Bu sorunu ele almak için, zorlukları iyileştirmek ve donörlerin kullanılabilirliğini artırmak amacıyla donör kalplerini korumaya yönelik yeni yaklaşımlar geliştirilmiştir6,7,8,9.

Organ bakım sistemi (OCS) makineleri kullanılarak yapılan normemik ex situ kalp perfüzyonu (NESHP) klinik bir müdahale olarak ortaya çıkmıştır 1,3. Bu teknik, geleneksel statik soğuk depolama (SCS) yöntemine uygun bir alternatif olarak kabul edilmiştir 2,9. NESHP, soğuk iskemi süresini etkili bir şekilde azaltır, metabolik talebi azaltır ve donör organların taşınması sırasında optimal besin tedarikini ve oksijenasyonu kolaylaştırır10,11. Bu yöntemin donör organ korumasını iyileştirme konusundaki açık potansiyeline rağmen, klinik uygulaması ve daha fazla araştırması yüksek maliyetler nedeniyle kısıtlanmıştır. Bu nedenle, NESHP'nin klinik öncesi hayvan modelleri, bu teknikle ilişkili temel teknik zorlukları belirlemek için çok önemlidir12,13. Domuzlar ve sıçanlar, iskemik toleransları nedeniyle klinik öncesi çalışmalar için tercih edilen hayvan modelleridir9. Domuz modeli, temel ve translasyonel araştırmalar için ideal olmasına rağmen, yüksek maliyeti ve bakım ve bakım için gereken yoğun işçilik ile sınırlıdır. Buna karşılık, sıçan modelleri daha ucuzdur ve kullanımı daha kolaydır14.

Bu çalışmada, koruma tekniğinin implantasyon sonrası greft durumu üzerindeki etkisini değerlendirmek için NESHP'nin basitleştirilmiş bir sıçan modelini ve ardından heterotopik kalp transplantasyonunu sunuyoruz. Bu model basit, uygun maliyetlidir ve tek bir deneyci tarafından yürütülebilir. Şekil 1 , prosedürün şemalarını göstermektedir.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Chonnam Ulusal Üniversite Hastanesi Laboratuvar Hayvanları Araştırma Merkezi etik kurulu (onay no. CNU IACUC - H - 2022-36) tüm hayvan deneylerini onayladı. Bu çalışmada kullanılan erkek Sprague-Dawley sıçanları (350-450 g), laboratuvar hayvanlarının bakım ve kullanım kılavuzuna uygun olarak bakım aldı. Sıçanlar, standart yiyecek ve su ile 12 saatlik bir aydınlık-karanlık döngüsüne sahip sıcaklık kontrollü odalara yerleştirildi.

1. Hazırlık

NOT: Tek bir deneyci tüm deneysel prosedürleri gerçekleştirebilir.

  1. Ameliyattan önce oksijenatör, pompa ve perfüzyon hatları dahil olmak üzere Langendorff cihazını monte edin (Şekil 2). Perfüzyon devresini 20 mL salin solüsyonu ile doldurun ve otolog kanla dolana kadar dolaştırın.
    NOT: Bu adımın amacı, ekstrakorporeal devreyi ısıtmaktır.
  2. Kardiyoplejik hattı, aort kanülüne bağlı musluk aracılığıyla devreye bağlayın ve şırınga pompasını son kardiyoplejik infüzyon için hazırlayın.
    NOT: Perfüzyon devresinden ve kardiyoplejik hattan hava kabarcıklarının çıkarıldığından emin olun.
  3. Sıcaklık sensörünü, devrenin sıcaklığını 37 °C'de tutarak donör kalbin depolanacağı rezervuara yerleştirin.
  4. Cerrahi preparatlar
    1. Her donör ve alıcı sıçan için ayrı bir steril mikro alet ve malzeme seti hazırlayın.
      1. Verici için cerrahi seti hazırlayın: bir çift cerrahi makas, bir çift mikro forseps, keskin sivrisinek forseps, 5-0 ipek sütür, pamuklu çubuklar, 50 mL şırınga, kardiyoplejik çözelti (CPS) için perfüzyon hattı, şırınga pompası, 18 G anjiyokateter, bir set 5 Fr. femoral kateterler ve steril gazlı bezler.
      2. Alıcı için cerrahi seti hazırlayın: mikrocerrahi makas, yara ekartörü, bir çift mikro forseps, sivrisinek forsepsi, vasküler mikro kelepçeler, 1 mL şırınga, bir adet 5-0 ve 9-0 polipropilen sütür, 5-0 ipek sütürler, pamuklu çubuklar ve steril gazlı bezler.

2. Donör kalp koruma ve kan alma

  1. Anestezi odasında izofluran (% 5) ile donör sıçanda anesteziyi indükleyin ve ameliyat masasına yerleştirmeden önce sıçanın ağırlığını kaydedin.
  2. Sıçanı ameliyat masasına sırtüstü pozisyonda yerleştirin ve bir burun konisinden %90 oksijen ile %2-2.5 izofluran vererek sürekli anestezi uygulayın.
  3. Ayak parmağı tutamına yanıt eksikliğini ve dakikada 50-60 arasında olması gereken nefes sıklığını kontrol ederek anestezi derinliğini doğrulayın.
    NOT: Donör sıçan için gereksiz stres ve ağrıdan kaçınmak için yeterli düzeyde anestezi çok önemlidir.
  4. Göz kayganlaştırıcı uygulayın ve ameliyatın yapılacağı klavikula bölgesine pubis bölgesini tıraş edin. Alanı iyot bazlı bir ovma ve% 70 alkol ile temizleyin.
  5. Kateterizasyon
    1. 7 cm'lik orta hat abdominal insizyon ve ksifoid işleminden orta klavikulaya kadar 3 cm'lik bilateral insizyonlar yapın. Postu torasik bölgeden çıkarın.
    2. Pamuklu çubuklar kullanarak, karın organlarını karnın sol tarafına hareket ettirin. Abdominal aortu retroperitoneal fasya ve yağ dokularından izole edin.
    3. 1 mL'lik bir şırınga kullanarak inferior vena kava (IVC) yoluyla 0.3 mL izotonik salin içinde çözünmüş 1.000 IU heparin enjekte edin. Pamuklu çubukla hafifçe sıkıştırarak iğne deliğinden kanamayı durdurun.
      NOT: Kalp durmasına yol açabileceğinden enjeksiyon sırasında hava embolisine karşı dikkatli olun.
    4. 5 Fr. abdominal aort içine femoral kateter (Abd. A). Kateter ucunun aort arkına ulaştığından emin olun. Kateterin takılan kısmının yaklaşık uzunluğunu değerlendirerek kateter konumunu onaylayın.
  6. Kan alma
    1. Abd'ye yerleştirilen kateter yoluyla yaklaşık 10 mL kan toplayın.
    2. Daha sonra, toplam hacim 12 mL'ye ulaşana kadar astar kanını izotonik salinle seyreltin. 0.3 mL salin ve insülin (20 IU) içinde çözülmüş 5 mg sefazolin ekleyin.
  7. Kardiyak arrest
    1. Önceden hazırlanmış CPS perfüzyon hattını abdominal katetere bağlayın ve şırınga pompası ile 800 mL/s hızında CPS uygulamasına başlayın.
    2. Göğüs boşluğunu diyaframdan açın ve ventriküler distansiyonu önlemek için IVC'yi diyaframa yakın kesin. Kaburgaları torasik omurga boyunca torasik girişe kadar iki taraflı olarak kesin. Mobilize ventral göğüs duvarını sivrisinek forseps ile üstün bir şekilde yansıtın.
    3. Aort arkını görselleştirmek için mikro forseps kullanarak timusu tamamen çıkarın. Timik arterler kanarsa hafif kompresyon uygulayın.
  8. Çıkarma
    1. Tüm CPS'yi uyguladıktan sonra, aort arkını çevre dokulardan izole edin. Sol subklavyen arterin hemen altında dikkatlice inceleyin.
    2. Aort kanülasyonu sırasında kolay kullanım için aort arkının daha uzun kütüklerini bırakarak brakiyosefalik ve sol ortak karotis arterleri uzak bir pozisyonda kesin. Ana pulmoner arteri (MPA) çatallanmaya mümkün olduğunca yakın kesin. Sol atriyal apendiks'e zarar vermemeye dikkat edin.
    3. Superior vena kava (SVC) ve IVC'yi 5-0 ipek sütürlerle dikkatli bir şekilde bağlayarak sağ atriyum (RA) ve koroner sinüsün tıkanmasını önleyin. Göğüs kafesinin sol kenarlarını ıslak gazlı bezle örtün, kalbi üzerine yerleştirin ve hilumu ortaya çıkarmak için SVC ve IVC ligatürlerini nazikçe geri çekin.
    4. Pulmoner ve azygos damarlarını 5-0 ipek sütür ile birlikte bağlayın. Doku dorsalini bağa kesin ve kalbi çıkarın. Kalbi herhangi bir yaralanma açısından inceleyin. Son olarak, aort kanülasyonundan önce kalbi tartın.

3. Ex situ perfüzyon

  1. Aort kanülasyonu ve perfüzyon
    1. Aort kanülasyonundan önce, salin astarlı devreyi kan astarı ile değiştirin.
    2. Aort kanülünü aort arkına yerleştirin ve geçici bir mikro kelepçe ile sabitleyin. Kanülün ucunun brakiyosefalik bileşkede yer aldığından emin olun.
    3. Aortu mikro forseps ile nazikçe kavrayarak kanülün doğru pozisyonunu onaylayın.
    4. Perfüzyonu 2-3 mL/dk'lık bir akış hızında başlatın ve hava kabarcıklarını gidermek için perfüzatın kanülasyon bölgesinden sızmasına izin verin.
    5. İzleme sistemine bağlı sensör aracılığıyla perfüzyon basıncını ve sıcaklığını izleyin.
    6. Ana pulmoner arterden (MPA) venöz kan sızana kadar kalbe ilk ve işaret parmaklarıyla hafifçe masaj yapın.
    7. Aortu 1-0 ipek bağ ile sabitleyin ve tüm ayarları (perfüzyon devresi, perfüzyon basıncı, sıcaklık) doğruladıktan sonra kelepçeyi çıkarın.
    8. Kalıcı bağ yerleştirildikten sonra, kalbin birkaç saniye içinde kasılmaya başladığından ve 60 saniye içinde normal ritme ulaştığından emin olun. 37 °C'de 3-4 mL koroner akış hızı ile 55-65 mmHg'lik ortalama perfüzyon basıncı, yeterli perfüzyonu gösterir.
    9. Rezervuardan 0.15 mL kan toplayın ve perfüzyonun başlangıcında ve sonrasında her 20 dakikada bir kan gazı analizini (BGA) kontrol edin. Perfüzyon sırasında pH, pCO2, pO2, glikoz, hematokrit, potasyum ve laktatı izleyin ve kaydedin. 120 dakikalık perfüzyondan sonra, kalbi durdurmak için şırınga pompasından 250 mL / s hızında 3 mL Custodiol uygulayın.

4. İmplantasyon

  1. Alıcının hazırlanması
    1. Ex situ perfüzyonun kesilmesinden 30 dakika önce alıcı hazırlığına başlayın.
    2. Alıcı hayvanı adım 2.2'de belirtilen yöntemle uyuşturun.
    3. Fareyi ısıtma yastığına sırtüstü pozisyonda yerleştirin ve vücut sıcaklığını 37 °C'de tutmak için sıcaklık probunu rektuma yerleştirin.
    4. Göz kayganlaştırıcı uygulayın, kasıkları epigastrik bölgeye tıraş edin ve bölgeyi iyot bazlı bir ovma ve% 70 alkol ile temizleyin.
  2. Ilaç
    1. Ameliyat sırasında kaybedilen sıvıyı telafi etmek için deri altına 2 mL ılık salin enjekte edin. Deri altına 200 IU heparin enjekte edin.
    2. Deri altına veya kas içine 0.3 mL salin içinde çözülmüş 10 mg / kg sefazolin enjekte ederek antibiyotik profilaksisi uygulayın.
    3. Deri altına 20 mg / kg diklofenak enjekte ederek ağrı kontrolünü uygulayın.
  3. Orta hat laparotomisini gerçekleştirin ve karın boşluğunu genişletmek için bir ekartör yerleştirin. Prosedür için yer açmak için pamuklu çubuklar kullanarak karın organlarını alıcının sol tarafına hareket ettirin.
  4. Karın organlarını ılık ve ıslak gazlı bezle sararak dehidrasyonu önleyin. Ameliyat sırasında 50 mL'lik bir şırınga ile aralıklı olarak ılık salin serpin.
  5. 10x büyütmeli bir cerrahi mikroskop kullanarak, duodenum ve proksimal jejunumu pamuklu çubuklarla künt diseksiyonla harekete geçirerek Abd. A. ve IVC. Abd'yi hazırlayın. Anastomoz için A ve IVC ve Şekil 3 veya daha önce belgelenmiş yöntemlere uygun olarak donör kalbi sistematik olarak implante edin15.
    NOT: Abd. A. ve IVC'yi ayırmayın.
    1. Vasküler anastomozun infrarenal yerleştirileceğini varsayarsak, aort ve IVC'nin yeterli bir kısmını klempleme için hazırlayın.
    2. Damarların etrafındaki yağları ve fasyayı çıkarmak için pamuklu çubuklar veya keskin tırtıklı forseps kullanarak künt hazırlık yapın.
    3. Mezenterik dallara ve ana damarların hem kraniyal hem de kaudal taraflarına 5-0 ipek ligatür yerleştirin. Karın damarlarını yükseltin ve bel dallarını 5-0 ipek dikişlerle pıhtılaştırın veya bağlayın. Testis arterlerini ve damarlarını yedeklemeyi unutmayın ve onları klemplemeyin.
    4. Damarları kaldırmak için ligatürler kullanın ve anastomoz bölgesindeki kan akışını durdurmak için mikro kelepçeleri ana damarların mezenterik dallarına, kaudal ve kraniyal taraflarına yerleştirin. Kelepçeleri yerleştirmeden önce ısıtma yastığını kapatın, çünkü aşırı ısıtma uzuv iskemisini şiddetlendirebilir. Hipotermiyi önlemek için kapların kelepçesini çözdükten sonra ısıtma yastığını açtığınızdan emin olun.
    5. 27 G'lik bir iğne kullanarak aortu delin ve insizyonu mikro makasla donör çıkan aortun açıklığına eşit veya biraz daha büyük bir uzunluğa kadar uzatın (Asc. A), yaklaşık 5 mm'dir.
    6. IVC'de aortotomi ile aynı şekilde uzunlamasına bir kesi yapın, ancak aort insizyonuna kıyasla kaudal tarafa 3 mm daha yakın yapın.
    7. Anastomozları başlatarak, donör kalbi alıcının karnının sağ tarafına yerleştirin ve donör Asc'yi takın. A, alıcının Abd. Uzunlamasına insizyonun kraniyal köşesinde basit bir kesikli dikiş (9-0 polipropilen) ile.
    8. Kalbi alıcı karnının sol tarafına hareket ettirin ve donörün Asc'sinin anastomozunu gerçekleştirin. A alıcının Abd. A çalışan bir 9-0 polipropilen sütür kullanarak.
    9. Donör pulmoner arteri, uzunlamasına insizyonun kaudal ve kraniyal köşelerinde iki kesintili sütür (9-0 polipropilen) ile IVC'ye sabitleyin.
    10. Venöz anastomozun ilk yarısını damarın intraluminal tarafından, ikinci yarısını ise damarın ekstraluminal tarafından tamamlayın. Düğümleri sıkmadan önce, hava embolisini önlemek için alanı tuzlu suyla yıkayın.
  6. Hava alma ve kenetten arındırma
    1. Kalbin sağ tarafının venöz kanla dolmasını sağlamak için anastomozu tamamladıktan sonra önce mezenterik ven kelepçesini çıkarın.
    2. Koroner devredeki ve Asc'deki havayı boşaltın. A. birkaç saniye retrograd koroner perfüzyon uygulayarak.
    3. Damarların her iki tarafına bir parça gazlı bez yerleştirin ve kaudal kelepçeyi ve kraniyal kelepçeyi çıkarın.
    4. Pamuklu çubuklarla 1-2 dakika hafifçe sıkıştırın. Yeterli hemostaz sağladıktan sonra, swabları çıkarın ve anastomozları ılık tuzlu su ile yıkayın.
      NOT: Kalp, reperfüzyonun ilk dakikasında atmaya başlamalıdır. Alıcı sıçanın vücut ısısı 35 °C'nin altındaysa, sıcaklık 36 °C'ye ulaştıktan sonra kalp ritmi normale dönecektir.
  7. Karın organlarını menderes benzeri bir şekilde değiştirin ve sürekli 5-0 polipropilen sütürler kullanarak karın kesisinin katmanlarını kapatın.
  8. Ameliyattan sonra, anestezi uygulanan hayvanı vücut ısısı 37°C'ye ulaşana kadar bir ısıtma yastığı üzerinde temiz bir alana yerleştirin.
    NOT: Vücut ısısı 37°C'ye ulaşana kadar ameliyat sonrası tetkiklere başlamayın. Deneylerin sonuna kadar anesteziyi% 2-2.5 izofluranda tutun.
  9. Nakledilen donör kalbin EKG'sini 3 saat izleyin. Daha sonra histolojik çalışmalar için derin anestezi altında kalbi çıkarın.
    NOT: Kalbi çıkarmadan önce pedal refleksi eksikliği ile anestezi derinliğini onaylayın. Cerrahi prosedür ve EKG monitörizasyonu 6 saatten az sürer. Perioperatif olarak uygulanan diklofenak (adım 4.2.3.), bu prosedürün tüm süresi boyunca ağrı yönetimini sağlar. Analjezi rejimi, kurumsal hayvan kullanım kılavuzlarına göre ayarlanabilir.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Şekil 1 , küçük bir hayvan modelinde kullanılan deneysel tasarımı göstermektedir. Şekil 2 , küçük bir hayvan oksijenatörü içeren modifiye edilmiş Langendorff perfüzyon aparatını göstermektedir. Heterotopik abdominal implantasyon için anastomoz sırası Şekil 3'te sunulmuştur.

Şekil 4 , laktat, potasyum ve ortalama aort basıncı gibi ex situ perfüzyon sırasında kalbin canlılığını değerlendirmek için kullanılan parametreleri göstermektedir. Bu çalışmada, normotermik ex situ koruma kullanımı, altı başarılı olgunun toplam iskemik süresini 46.2 ± 4.7 dakikaya düşürürken, toplam vücut dışı süre 166.2 ± 4.7 dakika idi (Şekil 5). Kalbin donörden çıkarılması ve ex situ perfüzyon ve heterotopik transplantasyon için hazırlanması, Şekil 5'te gösterildiği gibi 5.8 ± 1.3 dakika gerektirdi. Ameliyatın genel başarı oranı %70 idi ve altı başarılı olgunun ortalama anastomoz süresi 38.4 ± 3.4 dakika idi. Tüm deneylerde, kalp atış hızı implantasyondan hemen sonra önemli ölçüde azaldı, ancak Şekil 6'da gösterildiği gibi zamanla iyileşti. Donör kalplerin brüt yapısı, ex situ koruma ve heterotopik implantasyondan sonra iyi korunmuş ve görünür bir hasar tespit edilmemiştir. Bununla birlikte, hematoksilen-eozin boyama, 3 saatlik heterotopik implantasyondan sonra, çoğunlukla nötrofiller olmak üzere artan sayıda inflamatuar hücre ortaya çıkardı (Şekil 7).

Figure 1
Şekil 1: Heterotopik kalp nakli ile normotermik ex situ kalp korunmasının deneysel tasarımı. Kısaltmalar: BGA = kan gazı analizi, CPS = kardiyoplejik çözelti. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Figure 2
Şekil 2: Modifiye edilmiş küçük hayvan ex situ kalp koruma şemaları. Kısaltmalar: BP sensörü = kan basıncı sensörü, CPS = kardiyoplejik çözelti. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Figure 3
Şekil 3: Heterotopik kalp transplantasyonunda anastomoz sırası. (A) Alıcı karnındaki donör kalp pozisyonunun şemaları ve anastomoz sırası. (B) Donör asendan aort ve alıcı abdominal aort anastomozu. (C) Donör pulmoner arter ve alıcı IVC anastomozu. Kısaltmalar: LV = sol ventrikül, RV = sağ ventrikül, LA = sol atriyum, MPA = ana pulmoner arter, IVC = inferior vena kava. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Figure 4
Şekil 4: Ex situ perfüzyon sırasında canlılık değerlendirmesi için parametreler. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Figure 5
Şekil 5: Başarıyla korunmuş altı kalbin korunma zaman çizelgesi. Kalp ekstraksiyonu ve ex situ perfüzyon kolaylaştırma: 5.8 ± 1.3 dk. Ex situ perfüzyon: 120 dk. Alıcı sıçanın karnına implantasyon: 38.4 ± 3.4 dk. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Figure 6
Şekil 6: Donör kalbin tedarik öncesi ve implantasyon sonrası elektrofizyolojik performansı . (A) Kalp atış hızındaki değişiklikler. Hasat öncesi, 30 dk, 60 dk, 90 dk, 120 dk, 150 dk, 180 dk: implantasyondan sonraki süreler. (B) Donör kalp alımından önce ve implantasyondan 3 saat sonra elektrokardiyografi görüntüleri. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Figure 7
Şekil 7: Donör kalbin makroskopik (A-C) ve mikroskobik (D-F) görünümü. (A,D) Normotermik ex situ korumadan önce. (B,E) Normotermik ex situ korumadan sonra. (C,F) 2 saat heterotopik implantasyondan sonra. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Bu modeli kurarken odak noktamız, normotermik insan kalp naklini çoğaltmaktı. Ejecting olmayan modeller, donör kalbin ex situ ortamda korunması için yaygın olarak tercih edilen tekniktir16. Ejecting modelleri, ex situ perfüzyon17 sırasında kardiyak fonksiyonun değerlendirilmesinde birçok avantaj sunarken, heterotopik transplantasyon modelleri için uygun değildir. Heterotopik transplantasyonda, implante edilen donör kalbin, alıcı dolaşım sisteminde konakçı kalp tarafından oluşturulan sistolik art yük basıncının üstesinden gelmesi gerekir, bu da sınırlı bir donör kalp performansına ve değerlendirmede hafife alınmasına yol açar18. Bu nedenle, heterotopik transplantasyonda ejeksiyonsuz modeller daha uygundur. Çıkarmayan modellerde, donör kalp perfüze edilir, ancak alıcının dolaşımını desteklemez, bu da kalbin performans değerlendirmesini önemli ölçüde sınırlar. Histolojik boyama ve lekeleme analizi gibi morfolojik ve moleküler değerlendirmeler, fonksiyonel değerlendirmelerin sınırlı olduğu durumlarda donör kalp durumlarını incelemek için faydalı olabilir. Ayrıca, metabolik belirteçler pozitron emisyon tomografisi (PET) veya manyetik rezonans görüntüleme (MRG) gibi gelişmiş teknolojiler kullanılarak değerlendirilebilir19. Bu model, implantasyondan önce farmakolojik ve genetik müdahalelerin uzun vadeli etkinliğini test etmede faydalı olabilir.

Çok sayıda araştırma grubu, domuz kalplerini 12 saate kadar korumak için başarıyla kullanılan bir normotermik ex situ koruma modeli geliştirmiştir6. Bununla birlikte, büyük hayvan modellerinin bakımı, önemli masraflar içerdiğinden ve önemli sayıda eğitimli personel gerektirdiğinden, küçük laboratuvarlar için maliyet engelleyici olabilir. Bu sorunu çözmek için, otolog kan kullanımını ve ardından heterotopik kalp naklini içeren daha ucuz ve teknik olarak basit bir ex situ koruma yöntemi öneriyoruz. Özellikle, modelimizi kullanan tek bir deneyin maliyeti yaklaşık 300 $ 'dır. Maliyetleri karşılaştırmak için eşdeğer bir küçük hayvan modeli olmamasına rağmen, büyük hayvanlar için ex situ perfüzyon aparatı, bir kez kullanıldığında 30.000 dolara kadar mal olabilir16.

Sunulan protokol, tüm deneysel prosedürlerin tek bir deneyci tarafından aşamalı olarak gerçekleştirilebileceğini göstermektedir (Şekil 3). Ex situ korumadan sonra heterotopik implantasyon olasılığı bu modelin bir başka avantajıdır. Donör kalbin inen aortunu ex situ perfüzyon için kanüle ederek, çıkan kısmı herhangi bir hasara neden olmadan yedekleyebildik. Ayrıca, etkili kalp perfüzyonu için gereken perfüzyon solüsyonu miktarını 12 mL'ye düşürerek Langendorff devresini değiştirdik. Perfüzyon kanı, toplanmadan önce donör sıçandan elde edildi, bu da kalbi kendi kanıyla korumamızı ve koruma sırasında herhangi bir immünolojik reaksiyondan kaçınmamızı sağladı.

Değişiklikler ve sorun giderme
Ex situ perfüzyon devresinin, 50-70 mmHg aralığında ortalama bir art yük basıncını koruması önerilir. Basınç, perfüzyon akışı, koroner arter direnci ve perfüzat viskozitesi20 dahil olmak üzere çeşitli faktörler tarafından belirlenir. Koroner arter direnci, sıcaklık ve pH'daki değişikliklere bağlı dalgalanmalara karşı hassastır, bu nedenle bu parametreleri normal aralıkta tutmak çok önemlidir. Gerekli perfüzyon akışı her deney için değişir ve istenen perfüzyon basıncını korumak için gerekli akışa bağlıdır. Tipik olarak, 350-450 g sıçan kalbi için 3-4 mL/dk'lık bir akış (pompamız için 5-6 rpm'ye eşdeğer) yeterlidir. Hematokrit seviyesi, perfüzat viskozitesinin bir belirleyicisidir21. Devremiz için optimal hematokrit aralığı %25 ila %30'dur. En küçük deneysel oksijenatörün kullanılmasına rağmen, 12 mL'lik bir perfüzat hacmi için 0,05m2'lik büyük gaz değişim yüzey alanı, zamanla buharlaşmaya ve bunun sonucunda sıvı kaybına neden olabilir. Bu sıvı kaybı, gerektiğinde damıtılmış su ilavesiyle düzeltilebilir. Hipernatremiye neden olabileceğinden perfüzata salin veya zil çözeltisi eklenmesi önerilmez. Perfüzat glikoz konsantrasyonu 100-150 mg / dL'de tutulmalıdır.

Perfüzyon sırasında aritmiden kaçınmak çok önemlidir, çünkü ex situ ortamın bir veya daha fazla fizyolojik parametresininbozulmasını gösterir 10. Taşiaritmi veya sol ventrikül fibrilasyonu genellikle elektrolitik dengesizlik, düşük hematokrit, asidoz/alkaloz, hipertermi ve aşırı yük yükü gibi çeşitli faktörlerle ilişkilidir. Öte yandan, bradiaritmi esas olarak hipotermiden kaynaklanır. Laktat ve potasyum, miyokardiyal canlılığın değerlendirilmesinde anahtar parametrelerdir. Yüksek laktat seviyeleri (>5 mmol / L) ve hiperkalemi (> 5.0 mg / dL) önemli derecede miyokard hasarını gösterir22.

Cerrahi prosedürler sırasında alıcı sıçanın anestezi dozajının ve solunum paternlerinin dikkatli bir şekilde izlenmesi çok önemlidir. Hayvanlar havalandırılmadığından, sürekli aşırı anestezi uygulanması hipoventilasyona ve başarısızlığa neden olabilir. Total laparotomi ve karın organlarının ekstraksiyonu, alıcının durumunu daha da kötüleştirebilecek önemli ısı kaybına neden olur. Bu nedenle, ısı kaybının etkisini azaltmak ve sabit bir vücut sıcaklığını korumak için bir ısıtma yastığı ve sıcaklık probu ile donatılmış bir sıcaklık kontrol cihazının kullanılması çok önemlidir.

Kritik adımlar
Cerrahi prosedürdeki kritik aşamalar, aort arkı ve MPA'nın diseksiyonu, ex situ perfüzyon için aort kanülasyonu, ex situ perfüzyondan önce havanın alınması ve implantasyondan sonra klemplerin çıkarılmasından önce havanın alınmasını içerir. Bu adımlar son derece savunmasızdır ve genellikle başarısızlıkla ilişkilendirilir. Bununla birlikte, bu zorlukların üstesinden gelmenin anahtarı, uygun tekniği belirlemek ve yeterli uygulama kazanmaktır. Alıcıda damar izolasyonu sırasında, retroperitoneal boşlukta IVC'ye yakın bir yerde bulunan ve lenfatik kanalı taklit edebilen sağ üretere özellikle dikkat edilmelidir. Ven anastomozu bağlamında, yırtılma ve darlığı önlemek için önce kaudal ucun kalıcı dikişlerle sabitlenmesi ve ardından kraniyal ucun sabitlenmesi önerilir. Bu, aorta kıyasla damarların nispeten kırılgan doğası nedeniyle özellikle önemlidir.

Sınırlama
Bu deneyde yer alan cerrahi prosedürler, özellikle donör kalbi elde edilirken ve aynı hayvandan kan fışkırtırken oldukça karmaşıktır. İmplantasyon sonrası fonksiyonel değerlendirmeler, ejeksiyonsuz bir model kullandığımız için sınırlıdır. Bir çıkarma modelinin, ex situ bir ortamda daha gelişmiş sonuçlar sağladığı düşünülmektedir. Ancak heterotopik transplantasyonda dolaşım sisteminde destekleyici bir konakçı kalbin varlığı nedeniyle kısıtlanır.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Yazarların çıkar çatışması yoktur.

Acknowledgments

Bu çalışma, Chonnam Ulusal Üniversite Hastanesi Biyomedikal Araştırma Enstitüsü'nden B2021-0991 ve Kore Ulusal Araştırma Vakfı'ndan NRF-2020R1F1A1073921 hibesi ile desteklenmiştir

Materials

Name Company Catalog Number Comments
AES active evacuation system Smiths medical PC-6769-51A Utilize CO2 and excess isoflurane
Anesthesia machine Smiths medical PC-8801-01A Mixes isoflurane and oxyegn and delivers to animal
B20 patient monitor GE medical systems B20 to observe mean aortic pressure and temperature
Homeothermic Monitoring System Harvard apparatus 55-7020 To monitor and maintain animal's temperature
Micro-1 Rat oxygenator Dongguan Kewei medical instruments Micro-MO For gas exchange in the langendorff circuit
Micropuncture introducer Set COOK medical G48007 for delivering cardioplegic solution to the arch through the abdominal aorta
Microscope Amscope MU1403 For zooming surgical field (Recipient)
Surgical loupe SurgiTel L2S09 For zooming surgical field (Donor)
Syringe pump AMP all SP-8800 To deliver cardioplegic solution
Transonic flow sensor Transonic ME3PXL-M5 Perfusion circuit flow sensor
Transonic tubing flow module Transonic TS410 flow acquiring system
Watson - Marlow pumps Harvard apparatus 010.6131.DAO Peristaltic pump used for recirculate perfusate
WBC-1510A JEIO TECH E03056D Heating bath
Sprague-Dawley rats Samtako Bio Korea Co., Ltd., Osan City Korea
Medications
BioHAnce Gel Eye Drops SENTRIX Animal care wet ointments for eye
Cefazolin JW pharmaceutical For prophilaxis
Custodiol DR, FRANZ KOHLER CHEMIE GMBH For heart harvesting
Diclofenac Myungmoon Pharm. Co. Ltd For pain control
Heparin JW pharmaceutical Anticoagulant
Insulin JW pharmaceutical hormon therapy
Saline JW pharmaceutical For hydration therapy

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Langmuur, S. J. J., et al. Normothermic ex-situ heart perfusion with the organ care system for cardiac transplantation: A meta-analysis. Transplantation. 106 (9), 1745-1753 (2022).
  2. Ardehali, A., et al. Ex-vivo perfusion of donor hearts for human heart transplantation (PROCEED II): a prospective, open-label, multicentre, randomized non-inferiority trial. Lancet. 385 (9987), 2577-2584 (2015).
  3. Dang Van, S., et al. Ex vivo perfusion of the donor heart: Preliminary experience in high-risk transplantations. Archives of Cardiovascular Diseases. 114 (11), 715-726 (2021).
  4. Zhou, P., et al. Donor heart preservation with hypoxic-conditioned medium-derived from bone marrow mesenchymal stem cells improves cardiac function in a heart transplantation model. Stem Cell Research and Therapy. 12 (1), 5f6 (2021).
  5. Messer, S., Large, S. Resuscitating heart transplantation: the donation after circulatory determined death donor.European. Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 49 (1), 1-4 (2016).
  6. Trahanas, J. M., et al. Achieving 12 hour normothermic ex situ heart perfusion: an experience of 40 porcine hearts. ASAIO Journal. 62 (4), 470-476 (2016).
  7. Yang, Y., et al. Keeping donor hearts in completely beating status with normothermicblood perfusion for transplants. The Annals of Thoracic Surgery. 95 (6), 2028-2034 (2013).
  8. Van Caenegem, O., et al. Hypothermic continuous machine perfusion enables preservation of energy charge and functional recovery of heart grafts in an ex vivo model of donation following circulatory death. European Journal of Cardiothoracic Surgery. 49 (5), 1348-1353 (2016).
  9. Lu, J., et al. Normothermic ex vivo heart perfusion combined with melatonin enhances myocardial protection in rat donation after circulatory death hearts via inhibiting NLRP3 inflammasome-mediated pyroptosis. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 9, 733183 (2021).
  10. Pinnelas, R., Kobashigawa, J. A. Ex vivo normothermic perfusion in heart transplantation: a review of the TransMedics Organ Care System. Future Cardiology. 18 (1), 5-15 (2022).
  11. Fuchs, M., et al. Does the heart transplant have a future. European Journal of Cardiothoracic Surgery. 55, i38-i48 (2019).
  12. Pahuja, M., Case, B. C., Molina, E. J., Waksman, R. Overview of the FDA's circulatory system devices panel virtual meeting on the TransMedics Organ Care System (OCS) Heart - portable extracorporeal heart perfusion and monitoring system. American Heart Journal. 247, 90-99 (2022).
  13. Jawitz, O. K., Devore, A. D., Patel, C. B., Bryner, B. S., Schroder, J. N. Expanding the donor pool: quantifying the potential impact of a portable organ-care system for expanded criteria heart donation. Journal of Cardiac Failure. 27 (12), 1462-1465 (2021).
  14. van Suylen, V., et al. Ex situ perfusion of hearts donated after euthanasia: a promising contribution to heart transplantation. Transplantation Direct. 7 (3), e676 (2021).
  15. Westhofen, S., et al. The heterotopic heart transplantation in mice as a small animal model to study mechanical unloading - Establishment of the procedure, perioperative management and postoperative scoring. PLoS One. 14 (4), e0214513 (2019).
  16. Qin, G., Jernryd, T., Sjoberg, S., Steen, S., Nilsson, J. Machine perfusion for human heart preservation: A systematic review. Transplant International. 35, 10258 (2022).
  17. Dang Van, S., Brunet, D., Akamkam, A., Decante, B., Guihaire, J. Functional assessment of the donor heart during ex situ perfusion: insights from pressure-volume loops and surface echocardiography. Journal of Visual Experiments. (188), e63945 (2022).
  18. Fu, X., Segiser, A., Carrel, T. P., Tevaearai Stahel, H. T., Most, H. Rat heterotopic heart transplantation model to investigate unloading-induced myocardial remodeling. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 3, 34 (2016).
  19. Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: experience of 3000 operations by one surgeon. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).
  20. Qi, X., et al. The evaluation of constant coronary artery flow versus constant coronary perfusion pressure during normothermic ex-situ heart perfusion. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 41 (12), 1738-1750 (2022).
  21. Okahara, S., et al. A novel blood viscosity estimation method based on pressure-flow characteristics of an oxygenator during cardiopulmonary bypass. Artificial Organs. 41 (3), 262-266 (2017).
  22. Quader, M., Torrado, J. F., Mangino, M. J., Toldo, S. Temperature and flow rate limit the optimal ex-vivo perfusion of the heart - an experimental study. Journal of Cardiothoracic Surgery. 15 (1), 180 (2020).

Tags

Tıp Sayı 194

Erratum

Formal Correction: Erratum: Rat Model of Normothermic Ex-Situ Perfused Heterotopic Heart Transplantation
Posted by JoVE Editors on 08/28/2023. Citeable Link.

An erratum was issued for: Rat Model of Normothermic Ex-Situ Perfused Heterotopic Heart Transplantation. The Protocol section was updated.

Section 4 of the Protocol was updated from:

4. Implantation

  1. Preparation of recipient
    1. Begin the recipient preparation 30 min before the cessation of ex situ perfusion.
    2. Anesthetize the recipient animal using the same method as mentioned in step 2.2.
    3. Place the rat in a supine position on the heating pad and insert the temperature probe into the rectum to maintain the body temperature at 37 °C.
    4. Apply eye lubricant, shave the pubic to the epigastric area, and cleanse the area with an iodine-based scrub and 70% alcohol.
  2. Medications
    1. Inject 2 mL of warm saline subcutaneously to compensate for the fluid lost during the surgery. Inject 200 IU of heparin subcutaneously.
    2. Administer antibiotic prophylaxis by injecting 10 mg/kg cefazolin dissolved in 0.3 mL of saline subcutaneously or intramuscularly.
    3. Administer pain control by injecting 20 mg/kg of diclofenac subcutaneously.
  3. Perform the mid-line laparotomy and insert a retractor to widen the abdominal cavity. Mobilize the abdominal organs to the left side of the recipient using cotton swabs to make space for the procedure.
  4. Prevent dehydration by wrapping the abdominal organs with warm and wet gauze. Intermittingly spread warm saline with a 50 mL syringe during the surgery.
  5. Utilizing a surgical microscope with a 10x magnification, mobilize the duodenum and proximal jejunum by blunt dissection with cotton swabs to expose the Abd. A. and IVC. Prepare the Abd. A and IVC for anastomosis and systematically implant the donor heart, in accordance with Figure 3 or previously documented methods15.
    NOTE: Do not separate the Abd. A. and IVC.
    1. Assuming vascular anastomosis to be placed infrarenal, prepare a sufficient portion of the aorta and IVC for clamping.
    2. Perform blunt preparation using cotton swabs or sharp-serrated forceps to remove the fats and fascia around the vessels.
    3. Place 5-0 silk ligatures to the mesenteric branches and both the cranial and caudal sides of the major vessels. Elevate the abdominal vessels and coagulate or ligate the lumbar branches with 5-0 silk sutures. Remember to spare the testicular arteries and veins and do not clamp them.
    4. Use ligatures to lift the vessels and position the micro-clamps to the mesenteric branches, caudal, and cranial sides of the major vessels to stop the blood flow at the anastomosis site. Be sure to switch off the heating pad before placing the clamps, as excess heating can exacerbate limb ischemia.
    5. Puncture the aorta using a 27 G needle and elongate the incision with micro scissors to a length equal to or slightly larger than the opening of the donor ascending aorta (Asc. A), which is approximately 5 mm.
    6. Make a longitudinal incision on the IVC in the same way as the aortotomy, but make it 3 mm closer to the caudal side compared to the aorta incision.
    7. Starting the anastomoses, placed the donor heart on the right side of the recipient's abdomen and attach the donor Asc. A to the recipient's Abd. A with one simple interrupted stitch (9-0 polypropylene) at the cranial corner of the longitudinal incision.
    8. Move the heart to the left side of the recipient abdomen and perform anastomosis of the donor's Asc. A with the recipient's Abd. A using a running 9-0 polypropylene suture.
    9. Fixate the donor pulmonary artery to the IVC with two interrupted sutures (9-0 polypropylene) at the caudal and cranial corners of the longitudinal incision.
    10. Perform the first half of the venous anastomosis from the intraluminal side of the vessel and complete the second half from the extraluminal side of the vessel. Before tightening the knots, flush the field with saline to prevent air embolism.
  6. De-airing and de-clamping
    1. Remove the mesenteric vein clamp first after completing the anastomosis to allow the right side of the heart to fill with venous blood.
    2. Remove the air in the coronary circuit and Asc. A. by applying retrograde coronary perfusion for several seconds.
    3. Place a piece of gauze on both sides of the vessels and remove the caudal clamp and the cranial clamp.
    4. Apply gentle compression with cotton swabs for 1-2 min. After ensuring adequate hemostasis, remove the swabs and wash the anastomoses with warm saline.
      NOTE: The heart should begin beating within the first minute of reperfusion. If the recipient rat's body temperature is below 35 °C, the heart rhythm will normalize after the temperature reaches 36 °C.
  7. Replace the abdominal organs in a meander-like manner and close the layers of the abdominal incision using continuous 5-0 polypropylene sutures.

to:

4. Implantation

  1. Preparation of recipient
    1. Begin the recipient preparation 30 min before the cessation of ex situ perfusion.
    2. Anesthetize the recipient animal using the same method as mentioned in step 2.2.
    3. Place the rat in a supine position on the heating pad and insert the temperature probe into the rectum to maintain the body temperature at 37 °C.
    4. Apply eye lubricant, shave the pubic to the epigastric area, and cleanse the area with an iodine-based scrub and 70% alcohol.
  2. Medications
    1. Inject 2 mL of warm saline subcutaneously to compensate for the fluid lost during the surgery. Inject 200 IU of heparin subcutaneously.
    2. Administer antibiotic prophylaxis by injecting 10 mg/kg cefazolin dissolved in 0.3 mL of saline subcutaneously or intramuscularly.
    3. Administer pain control by injecting 20 mg/kg of diclofenac subcutaneously.
  3. Perform the mid-line laparotomy and insert a retractor to widen the abdominal cavity. Mobilize the abdominal organs to the left side of the recipient using cotton swabs to make space for the procedure.
  4. Prevent dehydration by wrapping the abdominal organs with warm and wet gauze. Intermittingly spread warm saline with a 50 mL syringe during the surgery.
  5. Utilizing a surgical microscope with a 10x magnification, mobilize the duodenum and proximal jejunum by blunt dissection with cotton swabs to expose the Abd. A. and IVC. Prepare the Abd. A and IVC for anastomosis and systematically implant the donor heart, in accordance with Figure 3 or previously documented methods15.
    NOTE: Do not separate the Abd. A. and IVC.
    1. Assuming vascular anastomosis to be placed infrarenal, prepare a sufficient portion of the aorta and IVC for clamping.
    2. Perform blunt preparation using cotton swabs or sharp-serrated forceps to remove the fats and fascia around the vessels.
    3. Place 5-0 silk ligatures to the mesenteric branches and both the cranial and caudal sides of the major vessels. Elevate the abdominal vessels and coagulate or ligate the lumbar branches with 5-0 silk sutures. Remember to spare the testicular arteries and veins and do not clamp them.
    4. Use ligatures to lift the vessels and position the micro-clamps to the mesenteric branches, caudal, and cranial sides of the major vessels to stop the blood flow at the anastomosis site. Switch off the heating pad before placing the clamps, as excess heating can exacerbate limb ischemia. Ensure to switch on the heating pad after de-clamping the vessels to avoid hypothermia.
    5. Puncture the aorta using a 27 G needle and elongate the incision with micro scissors to a length equal to or slightly larger than the opening of the donor ascending aorta (Asc. A), which is approximately 5 mm.
    6. Make a longitudinal incision on the IVC in the same way as the aortotomy, but make it 3 mm closer to the caudal side compared to the aorta incision.
    7. Starting the anastomoses, placed the donor heart on the right side of the recipient's abdomen and attach the donor Asc. A to the recipient's Abd. A with one simple interrupted stitch (9-0 polypropylene) at the cranial corner of the longitudinal incision.
    8. Move the heart to the left side of the recipient abdomen and perform anastomosis of the donor's Asc. A with the recipient's Abd. A using a running 9-0 polypropylene suture.
    9. Fixate the donor pulmonary artery to the IVC with two interrupted sutures (9-0 polypropylene) at the caudal and cranial corners of the longitudinal incision.
    10. Perform the first half of the venous anastomosis from the intraluminal side of the vessel and complete the second half from the extraluminal side of the vessel. Before tightening the knots, flush the field with saline to prevent air embolism.
  6. De-airing and de-clamping
    1. Remove the mesenteric vein clamp first after completing the anastomosis to allow the right side of the heart to fill with venous blood.
    2. Remove the air in the coronary circuit and Asc. A. by applying retrograde coronary perfusion for several seconds.
    3. Place a piece of gauze on both sides of the vessels and remove the caudal clamp and the cranial clamp.
    4. Apply gentle compression with cotton swabs for 1-2 min. After ensuring adequate hemostasis, remove the swabs and wash the anastomoses with warm saline.
      NOTE: The heart should begin beating within the first minute of reperfusion. If the recipient rat's body temperature is below 35 °C, the heart rhythm will normalize after the temperature reaches 36 °C.
  7. Replace the abdominal organs in a meander-like manner and close the layers of the abdominal incision using continuous 5-0 polypropylene sutures.
  8. After the surgery, place the anesthetized animal on a clean area over a heating pad until the body temperature reaches 37°C. 
    NOTE: Do not initiate the postoperative examinations till the body temperature reaches 37°C. Maintain anesthesia at 2-2.5% isoflurane until the end of the experiments.
  9. Monitor ECG of the transplanted donor heart for 3 h. Then, excise the heart under deep anesthesia for histological studies.
    NOTE: Confirm anesthesia depth via lack of pedal reflex before excising the heart. The surgical procedure and the ECG monitoring take less than 6 h. Diclofenac, administered perioperatively (step 4.2.3.), enables pain management for the entire duration of this procedure. The analgesia regimen can be adjusted per the institutional animal use guidelines.
Normotermik Ex-Situ Perfüze Heterotopik Kalp Transplantasyonunun Sıçan Modeli
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Kayumov, M., Jeong, I. S., Kim, D.,… More

Kayumov, M., Jeong, I. S., Kim, D., Kwak, Y., Obiweluozor, F. O., Yoon, N., Kim, H. S., Cho, H. J. Rat Model of Normothermic Ex-Situ Perfused Heterotopic Heart Transplantation. J. Vis. Exp. (194), e64954, doi:10.3791/64954 (2023).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter