Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

Крысиная модель нормальной перфузионной гетеротопической трансплантации сердца ex-situ

Published: April 21, 2023 doi: 10.3791/64954
Automatic Translation
*1,2,3, *2,3, 2,3, 2, 2,3, 4, 5, 3,6
1Department of Medical Science, Chonnam National University Graduate School, 2Department of Thoracic and Cardiovascular Surgery, Chonnam National University Hospital and Medical School, 3Cardiovascular and Respiratory Research Team, Chonnam National University Hospital, 4Department of Internal Medicine, Chonnam National University Hospital and Medical School, 5Departments of Surgery, Chonnam National University Hospital and Medical School, 6Department of Pediatrics, Chonnam National University Children’s Hospital, and Medical School
* These authors contributed equally

ERRATUM NOTICE

Summary

В данной работе представлен протокол оценки гетеротопически имплантированного сердца после нормотермической консервации ex situ на модели крысы.

Abstract

Трансплантация сердца является наиболее эффективным методом лечения терминальной стадии сердечной недостаточности. Несмотря на совершенствование терапевтических подходов и вмешательств, число пациентов с сердечной недостаточностью, ожидающих трансплантации, продолжает расти. Нормотермический метод консервации ex situ был признан методом, сопоставимым с традиционным методом статического холодного хранения. Основное преимущество этой методики заключается в том, что донорские сердца могут сохраняться до 12 часов в физиологическом состоянии. Кроме того, эта методика позволяет реанимировать донорские сердца после циркуляторной смерти и применяет необходимые фармакологические вмешательства для улучшения донорской функции после имплантации. Было создано множество моделей на животных для улучшения нормотермических методов сохранения ex situ и устранения осложнений, связанных с сохранением. Несмотря на то, что с моделями крупных животных легко обращаться по сравнению с моделями мелких животных, это дорого и сложно. Представлена модель нормотермического сохранения донорского сердца ex situ на крысах с последующей гетеротопической абдоминальной трансплантацией. Эта модель относительно дешева и может быть выполнена одним экспериментатором.

Introduction

Трансплантация сердца остается единственным эффективным методом лечения рефрактерной сердечной недостаточности 1,2,3,4. Несмотря на неуклонный рост числа пациентов, нуждающихся в трансплантации сердца, пропорционального увеличения доступности донорских органовне наблюдается5. Для решения этой проблемы были разработаны новые подходы к сохранению донорских сердец с целью решения проблем и увеличения доступности доноров 6,7,8,9.

Нормомемическая перфузия сердца ex situ (NESHP) с использованием аппаратов системы ухода за органами (OCS) стала клиническим вмешательством 1,3. Этот метод был признан подходящей альтернативой традиционному методу статического холодного хранения (SCS) 2,9. НЭШП эффективно сокращает продолжительность холодовой ишемии, снижает метаболическую потребность и способствует оптимальному снабжению питательными веществами и насыщению кислородом во время транспортировки донорских органов10,11. Несмотря на очевидный потенциал этого метода для улучшения сохранности донорских органов, его клиническое применение и дальнейшие исследования были ограничены высокой стоимостью. Таким образом, доклинические модели NESHP на животных имеют решающее значение для выявления ключевых технических проблем, связанных с этим методом12,13. Свиньи и крысы являются предпочтительными животными моделями для доклинических исследований из-за их ишемической толерантности9. Несмотря на то, что модель свиньи идеально подходит для фундаментальных и трансляционных исследований, она ограничена своей высокой стоимостью и интенсивными трудозатратами, необходимыми для ухода и обслуживания. В отличие от них, модели крыс дешевле ипроще в обращении.

В этом исследовании мы представляем упрощенную модель NESHP на крысах с последующей гетеротопической трансплантацией сердца, чтобы оценить влияние метода консервации на состояние трансплантата после имплантации. Эта модель проста, экономична и может быть реализована одним экспериментатором. На рисунке 1 показана схема процедуры.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Этический комитет Научно-исследовательского центра лабораторных животных больницы Чоннамского национального университета (одобрение No CNU IACUC - H - 2022-36) одобрил все эксперименты на животных. Крысы-самцы Спрэга-Доули (350-450 г), использованные в данном исследовании, получали уход в соответствии с рекомендациями по уходу и использованию лабораторных животных. Крысы были помещены в комнаты с контролируемой температурой и 12-часовым циклом света и темноты, со стандартной пищей и водой.

1. Подготовка

ПРИМЕЧАНИЕ: Один экспериментатор может проводить все экспериментальные процедуры.

  1. Перед операцией соберите аппарат Лангендорфа, включая оксигенатор, насос и перфузионные линии (рис. 2). Заполните контур перфузии 20 мл физиологического раствора и циркулируйте его до тех пор, пока он не наполнится аутологичной кровью.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Целью этого шага является разогрев экстракорпорального контура.
  2. Присоедините кардиоплегический катетер к контуру через запорный кран, прикрепленный к аортальной канюле, и подготовьте шприцевой насос к заключительной кардиоплегической инфузии.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Обеспечьте удаление любых пузырьков воздуха из контура перфузии и кардиоплегической линии.
  3. Поместите датчик температуры в резервуар, где будет храниться донорское сердце, поддерживая температуру контура на уровне 37 °C.
  4. Хирургическая подготовка
    1. Подготовьте отдельный набор стерильных микроинструментов и материалов для каждой крысы-донора и крысы-реципиента.
      1. Подготовьте хирургический набор для донора: хирургические ножницы, пара микрощипцов, острые комариные щипцы, шелковые швы 5-0, ватные палочки, шприц объемом 50 мл, перфузионный катетер для кардиоплегического раствора (CPS), шприцевой насос, ангиокатетер 18 G, один комплект из 5 катетеров Fr. бедренной кости и стерильные марли.
      2. Подготовьте хирургический набор для реципиента: микрохирургические ножницы, расширитель раны, пара микрощипцов, противомоскитные щипцы, сосудистые микрозажимы, шприц объемом 1 мл, один полипропиленовый шов 5-0 и 9-0, шелковые шовные нити 5-0, ватные палочки и стерильные марли.

2. Сохранение донорского сердца и забор крови

  1. Индуцируйте анестезию крысы-донора изофлураном (5%) в наркозной камере и запишите вес крысы перед тем, как положить ее на операционный стол.
  2. Поместите крысу в положение лежа на спине на операционном столе и введите непрерывную анестезию, вводя 2%-2,5% изофлурана с 90% кислородом через носовой конус.
  3. Проверьте глубину анестезии, проверив отсутствие реакции на защемление пальца ноги и частоту дыхания, которая должна быть в пределах 50-60 в минуту.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Адекватный уровень анестезии имеет решающее значение для того, чтобы избежать ненужного стресса и боли для крысы-донора.
  4. Нанесите смазку для глаз и побрейте область лобка до ключицы, где будет проводиться операция. Очистите участок скрабом на основе йода и 70% спиртом.
  5. Катетеризация
    1. Сделайте разрез по средней линии живота 7 см и двусторонние разрезы размером 3 см от мечевидного отростка до середины ключицы. Снимите шкурку с грудного отдела.
    2. С помощью ватных палочек мобилизуйте органы брюшной полости в левую сторону живота. Изолируют брюшную аорту от забрюшинной фасции и жировых тканей.
    3. Ввести 1 000 МЕ гепарина, растворенного в 0,3 мл изотонического физиологического раствора, через нижнюю полую вену (НПВ) с помощью шприца объемом 1 мл. Остановите кровотечение из отверстия иглы, осторожно сжав его ватным тампоном.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Будьте осторожны с воздушной эмболией во время инъекции, так как это может привести к остановке сердца.
    4. Введите бедренный катетер 5 Fr. в брюшную аорту (Abd. A). Убедитесь, что кончик катетера достигает дуги аорты. Подтвердите местоположение катетера, оценив приблизительную длину введенной части катетера.
  6. Забор крови
    1. Соберите около 10 мл крови через катетер, вставленный в Abd. A.
    2. Позже разбавляют прайминговую кровь изотоническим физиологическим раствором до тех пор, пока общий объем не достигнет 12 мл. Добавить 5 мг цефазолина, растворенного в 0,3 мл физиологического раствора и инсулина (20 МЕ).
  7. Остановка сердца
    1. Подсоедините заранее подготовленную перфузионную линию CPS к абдоминальному катетеру и начните введение CPS шприцевым насосом со скоростью 800 мл/ч.
    2. Откройте грудную полость от диафрагмы и разрежьте НПВ близко к диафрагме, чтобы предотвратить растяжение желудочков. Разрежьте ребра с двух сторон вдоль грудного отдела позвоночника до грудного входа. Отработанную вентральную грудную стенку отражают выше с помощью комарных щипцов.
    3. Полностью удалите вилочковую железу с помощью микрощипцов, чтобы визуализировать дугу аорты. Наложите легкую компрессию, если вилочковые артерии кровоточат.
  8. Извлечение
    1. После введения всех CPS изолируйте дугу аорты от окружающих тканей. Осторожно рассеките чуть ниже левой подключичной артерии.
    2. Пересеките брахиоцефальную и левую общие сонные артерии в дальнем положении, оставив более длинные культи дуги аорты для удобства обработки во время канюляции аорты. Разрежьте магистральную легочную артерию (МПА) как можно ближе к бифуркации. Будьте осторожны, чтобы не повредить придаток левого предсердия.
    3. Осторожно перевязать верхнюю полую вену (SVC) и IVC шелковыми швами 5-0, предотвращая обструкцию правого предсердия (РА) и коронарного синуса. Накройте левый край грудной клетки влажной марлей, положите на нее сердце и осторожно втяните лигатуры SVC и IVC, чтобы обнажить подвздошную кость.
    4. Легочные и азиготные вены перевязать шелковым швом 5-0. Отрежьте ткань дорсальной до лигатуры и извлеките сердце. Осмотрите сердце на наличие повреждений. Наконец, взвесьте сердце перед канюляцией аорты.

3. Перфузия ex situ

  1. Канюляция и перфузия аорты
    1. Перед канюляцией аорты замените контур, заполненный физиологическим раствором, на прайминг крови.
    2. Вставьте аортальную канюлю в дугу аорты и закрепите ее временным микрозажимом. Убедитесь, что кончик канюли расположен в брахиоцефальном соединении.
    3. Подтвердите правильное положение канюли, осторожно обхватив аорту микрощипцами.
    4. Начните перфузию со скоростью потока 2-3 мл/мин, позволяя перфузату вытечь из места канюляции для удаления пузырьков воздуха.
    5. Контролируйте давление и температуру перфузии с помощью датчика, подключенного к системе мониторинга.
    6. Аккуратно массируйте сердце первым и указательным пальцами до тех пор, пока венозная кровь не оттечет из главной легочной артерии (МПА).
    7. Закрепите аорту шелковой лигатурой 1-0 и снимите зажим после проверки всех настроек (контур перфузии, давление перфузии, температура).
    8. После установки постоянной лигатуры убедитесь, что сердце начинает сокращаться в течение нескольких секунд и достигает нормального ритма через 60 секунд. Среднее перфузионное давление 55-65 мм рт.ст. с коронарным потоком 3-4 мл при 37 °C указывает на адекватную перфузию.
    9. Возьмите 0,15 мл крови из резервуара и проверьте анализ газов крови (BGA) в начале перфузии и каждые 20 минут после этого. Контролируйте и регистрируйте pH, pCO 2, pO2, глюкозу, гематокрит, калий и лактат во время перфузии. Через 120 минут после перфузии ввести 3 мл кустодиола через шприцевой насос со скоростью 250 мл/ч для остановки сердца.

4. Имплантация

  1. Подготовка получателя
    1. Препарат реципиента начинают за 30 мин до прекращения перфузии ex situ .
    2. Обезболивайте животное-реципиента, используя тот же метод, что и в шаге 2.2.
    3. Поместите крысу в положение лежа на спине на грелке и введите температурный зонд в прямую кишку, чтобы поддерживать температуру тела на уровне 37 °C.
    4. Нанесите смазку для глаз, побрейте лобок до эпигастральной области и очистите область скрабом на основе йода и 70% спиртом.
  2. Лекарства
    1. Введите 2 мл теплого физиологического раствора подкожно, чтобы компенсировать потерю жидкости во время операции. Ввести 200 МЕ гепарина подкожно.
    2. Проводят антибиотикопрофилактику путем введения 10 мг/кг цефазолина, растворенного в 0,3 мл физиологического раствора, подкожно или внутримышечно.
    3. Обезболивание вводят 20 мг/кг диклофенака подкожно.
  3. Выполните лапаротомию по средней линии и вставьте ретрактор для расширения брюшной полости. Мобилизуйте органы брюшной полости слева от реципиента с помощью ватных палочек, чтобы освободить место для процедуры.
  4. Предотвратите обезвоживание, обернув органы брюшной полости теплой и влажной марлей. Во время операции периодически вводите теплый физиологический раствор с помощью шприца объемом 50 мл.
  5. Используя хирургический микроскоп с 10-кратным увеличением, мобилизуйте двенадцатиперстную кишку и проксимальный отдел тощей кишки путем тупого рассечения ватными палочками, чтобы обнажить Abd. A. и IVC. Подготовьте Abd. А и НПВ для анастомоза и систематической имплантации донорского сердца в соответствии с рисунком 3 или ранее задокументированными методами15.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Не разделяйте Abd. A. и IVC.
    1. Предполагая, что сосудистый анастомоз будет помещен инфраренал, подготовьте достаточный участок аорты и НПВ для пережатия.
    2. Выполните тупую подготовку с помощью ватных палочек или щипцов с острыми зазубринами, чтобы удалить жир и фасции вокруг сосудов.
    3. Наложите шелковые лигатуры 5-0 на брыжеечные ветви и на черепную и каудальную стороны крупных сосудов. Приподнять брюшные сосуды и коагулировать или перевязать поясничные ветви шелковыми швами 5-0. Не забывайте щадить яичковые артерии и вены и не зажимать их.
    4. Используйте лигатуры, чтобы приподнять сосуды и расположить микрозажимы к брыжеечным ветвям, каудальной и краниальной сторонам крупных сосудов, чтобы остановить кровоток в месте анастомоза. Перед установкой зажимов выключите грелку, так как чрезмерный нагрев может усугубить ишемию конечностей. Обязательно включите грелку после разжатия сосудов, чтобы избежать переохлаждения.
    5. Проколите аорту иглой 27 G и удлините разрез микроножницами до длины, равной или немного превышающей отверстие донорской восходящей аорты (Asc. A), что составляет примерно 5 мм.
    6. Сделайте продольный разрез на НПВ так же, как и при аортотомии, но сделайте его на 3 мм ближе к каудальной стороне по сравнению с разрезом аорты.
    7. Начав анастомозы, помещают донорское сердце на правую сторону живота реципиента и прикрепляют донорского Asc. A к Abd. А одним простым прерывистым швом (полипропилен 9-0) в краниальном углу продольного разреза.
    8. Переместите сердце в левую сторону от брюшной полости реципиента и выполните анастомоз АСК донора. A с Abd. A с использованием полипропиленового шовного материала 9-0.
    9. Фиксируют донорскую легочную артерию к НПВ двумя прерывистыми швами (полипропилен 9-0) в каудальном и краниальном углах продольного разреза.
    10. Выполняют первую половину венозного анастомоза с внутрипросветной стороны сосуда и завершают вторую половину с внепросветной стороны сосуда. Перед затягиванием узлов промойте поле физиологическим раствором, чтобы предотвратить воздушную эмболию.
  6. Удаление воздуха и снятие зажима
    1. После завершения анастомоза сначала снимите зажим брыжеечной вены, чтобы позволить правой стороне сердца наполниться венозной кровью.
    2. Удалите воздух из коронарного контура и Asc. А. путем применения ретроградной коронарной перфузии в течение нескольких секунд.
    3. Положите кусок марли на обе стороны сосудов и снимите каудальный зажим и краниальный зажим.
    4. Наложить легкий компресс ватными тампонами на 1-2 мин. После обеспечения адекватного гемостаза извлеките тампоны и промойте анастомозы теплым физиологическим раствором.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Сердце должно начать биться в течение первой минуты реперфузии. Если температура тела крысы-реципиента ниже 35 °C, сердечный ритм нормализуется после того, как температура достигнет 36 °C.
  7. Замените органы брюшной полости меандровым способом и закройте слои разреза брюшной полости непрерывными полипропиленовыми швами 5-0.
  8. После операции поместите животное под наркозом на чистое место над грелкой до тех пор, пока температура тела не достигнет 37°C.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Не приступайте к послеоперационному обследованию до тех пор, пока температура тела не достигнет 37°C. Выдерживают анестезию на уровне 2-2,5% изофлурана до конца экспериментов.
  9. Контролируйте ЭКГ трансплантированного донорского сердца в течение 3 ч. Затем иссекают сердце под глубоким наркозом для гистологического исследования.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Перед иссечением сердца подтвердите глубину анестезии из-за отсутствия педального рефлекса. Хирургическое вмешательство и мониторинг ЭКГ занимают менее 6 часов. Диклофенак, вводимый периоперационно (шаг 4.2.3.), позволяет контролировать боль в течение всего периода процедуры. Режим обезболивания может быть скорректирован в соответствии с рекомендациями по использованию животных в учреждении.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

На рисунке 1 показан план эксперимента, использованный на модели небольшого животного. На рисунке 2 показан модифицированный перфузионный аппарат Лангендорфа, который включает в себя оксигенатор для мелких животных. Порядок анастомоза при гетеротопической абдоминальной имплантации представлен на рисунке 3.

На рисунке 4 показаны параметры, используемые для оценки жизнеспособности сердца во время перфузии ex situ , такие как лактат, калий и среднее аортальное давление. В данном исследовании использование нормотермической консервации ex situ снизило общее время ишемии шести успешных случаев до 46,2 ± 4,7 мин, в то время как общее время вне тела составило 166,2 ± 4,7 мин (рис. 5). Для извлечения сердца у донора и подготовки к перфузии ex situ и гетеротопической трансплантации потребовалось 5,8 ± 1,3 мин, как показано на рисунке 5. Общий успех операции составил 70%, а среднее время анастомоза в шести успешных случаях составило 38,4 ± 3,4 мин. Во всех экспериментах частота сердечных сокращений значительно снижалась сразу после имплантации, но со временем восстанавливалась, как показано на рисунке 6. Грубая структура донорских сердец хорошо сохранилась после консервации ex situ и гетеротопической имплантации, видимых повреждений не выявлено. Однако окрашивание гематоксилин-эозином выявило повышенное количество воспалительных клеток, в основном нейтрофилов, через 3 ч после гетеротопической имплантации (рис. 7).

Figure 1
Рисунок 1: Экспериментальный дизайн нормотермической консервации сердца ex situ с гетеротопической трансплантацией сердца. Сокращения: BGA = анализ газов крови, CPS = кардиоплегический раствор. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 2
Рисунок 2: Схемы сохранения сердца модифицированных мелких животных ex situ . Сокращения: датчик АД = датчик артериального давления, CPS = кардиоплегический раствор. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 3
Рисунок 3: Порядок анастомоза при гетеротопической трансплантации сердца. (А) Схема положения донорского сердца в брюшной полости реципиента и порядок анастомоза. (B) Донорский восходящий аортальный аорта и анастомоз брюшной аорты реципиента. (C) Донорская легочная артерия и анастомоз НПВ реципиента. Сокращения: ЛЖ = левый желудочек, ПЖ = правый желудочек, ЛП = левое предсердие, МПА = магистральная легочная артерия, НПВ = нижняя полая вена. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 4
Рисунок 4: Параметры оценки жизнеспособности при перфузии ex situ. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 5
Рисунок 5: Хронология сохранения шести успешно сохранившихся сердец. Экстракция сердца и перфузия ex situ: 5,8 ± 1,3 мин. Перфузия ex situ: 120 мин. Имплантация в брюшную полость крысы-реципиента: 38,4 ± 3,4 мин. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 6
Рисунок 6: Электрофизиологические показатели донорского сердца до заготовки и после имплантации . (А) Изменения частоты сердечных сокращений. Предварительная уборка, 30 мин, 60 мин, 90 мин, 120 мин, 150 мин, 180 мин: время после имплантации. (B) Электрокардиографические снимки до забора донорского сердца и через 3 ч после имплантации. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 7
Рисунок 7: Макроскопический (A-C) и микроскопический (D-F) внешний вид донорского сердца. (А,Г) До нормотермической консервации ex situ . (В,Е) После нормотермической консервации ex situ . (С,Ж) Через 2 ч после гетеротопической имплантации. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

При создании этой модели мы сосредоточились на воспроизведении нормотермической трансплантации человеческого сердца. Невыбрасывающие модели являются наиболее предпочтительным методом сохранения донорского сердца в условиях ex situ 16. Несмотря на то, что выталкивающие модели дают много преимуществ в оценке сердечной функции во время перфузии ex situ 17, они не подходят для гетеротопных моделей трансплантации. При гетеротопической трансплантации имплантированное донорское сердце должно преодолевать систолическое давление после нагрузки, создаваемое сердцем-хозяином в кровеносной системе реципиента, что приводит к ограниченной производительности донорского сердца и недооценке в оценке18. Поэтому невыбрасывающие модели более благоприятны при гетеротопной трансплантации. В невыбрасывающих моделях донорское сердце перфузируется, но не поддерживает кровообращение реципиента, что значительно ограничивает оценку работы сердца. Морфологические и молекулярные оценки, такие как гистологическое окрашивание и промокательный анализ, могут быть полезны для изучения состояния донорского сердца, когда функциональная оценка ограничена. Кроме того, метаболические маркеры можно оценить с помощью передовых технологий, таких как позитронно-эмиссионная томография (ПЭТ) или магнитно-резонансная томография (МРТ)19. Эта модель может быть полезна при тестировании долгосрочной эффективности фармакологических и генетических вмешательств перед имплантацией.

Многочисленные исследовательские группы разработали нормотермическую модель сохранения ex situ, которая была успешно использована для сохранения свиных сердец до 12 часов6 минут. Тем не менее, обслуживание моделей крупных животных может быть непомерно дорогостоящим для небольших лабораторий, так как оно сопряжено со значительными затратами и требует значительного количества обученного персонала. Для решения этой проблемы мы предлагаем менее дорогой и технически простой метод сохранения ex situ, который предполагает использование аутологичной крови с последующей гетеротопической трансплантацией сердца. Примечательно, что стоимость одного эксперимента с использованием нашей модели составляет примерно 300 долларов США. Несмотря на то, что не существует эквивалентной модели мелких животных для сравнения затрат, перфузионный аппарат ex situ для крупных животных при однократном использовании может стоить до 30 000 долларовСША.

Представленный протокол демонстрирует, что все экспериментальные процедуры могут быть выполнены поэтапно одним экспериментатором (рис. 3). Еще одним преимуществом данной модели является возможность гетеротопической имплантации после сохранения ex situ . Канюлируя нисходящую аорту донорского сердца для перфузии ex situ , мы смогли сохранить восходящую часть, не причинив никакого вреда. Кроме того, мы модифицировали схему Лангендорфа, уменьшив количество перфузионного раствора, необходимого для эффективной перфузии сердца, до 12 мл. Перфузионная кровь была получена от крысы-донора перед забором, что позволило сохранить сердце собственной кровью и избежать каких-либо иммунологических реакций при консервации.

Модификации и устранение неполадок
Контур перфузии ex situ рекомендуется поддерживать среднее давление после нагрузки в диапазоне 50-70 мм рт. Давление определяется различными факторами, включая перфузионный поток, сопротивление коронарных артерий и вязкость перфузата20. Коронарное артериальное сопротивление подвержено колебаниям из-за колебаний температуры и рН, поэтому очень важно поддерживать эти параметры в пределах нормы. Требуемый перфузионный поток варьируется для каждого эксперимента и зависит от необходимого расхода для поддержания желаемого перфузионного давления. Как правило, расход 3-4 мл/мин (эквивалент 5-6 об/мин для нашего насоса) достаточен для сердца крысы весом 350-450 г. Уровень гематокрита является определяющим фактором вязкости перфузата21. Для нашей схемы оптимальный диапазон гематокрита составляет от 25% до 30%. Несмотря на использование самого маленького экспериментального оксигенатора, большая площадь газообменной поверхности 0,05 м2 для объема перфузата12 мл может привести к испарению и, как следствие, потере жидкости с течением времени. Эта потеря жидкости может быть устранена путем добавления дистиллированной воды по мере необходимости. Не рекомендуется добавлять в перфузат физраствор или раствор Рингера, так как они могут вызвать гипернатриемию. Концентрация перфузата глюкозы должна поддерживаться на уровне 100-150 мг/дл.

Крайне важно избегать аритмии во время перфузии, поскольку она означает ухудшение одного или нескольких физиологических параметров среды ex situ 10. Тахиаритмия или фибрилляция левого желудочка обычно связаны с различными факторами, такими как электролитический дисбаланс, низкий гематокрит, ацидоз/алкалоз, гипертермия и чрезмерная постнагрузка. С другой стороны, брадиаритмия в основном вызвана переохлаждением. Лактат и калий являются ключевыми параметрами при оценке жизнеспособности миокарда. Повышенный уровень лактата (>5 ммоль/л) и гиперкалиемия (>5,0 мг/дл) указывают на значительную степень повреждения миокарда22.

Тщательный контроль дозировки анестезии и дыхания крысы-реципиента имеет решающее значение во время хирургических процедур. Поскольку животные не находятся на искусственной вентиляции легких, постоянное введение чрезмерной анестезии может привести к гиповентиляции и отказу. Тотальная лапаротомия и экстракция органов брюшной полости приводят к значительным потерям тепла, что может еще больше ухудшить состояние реципиента. Поэтому использование регулятора температуры, оснащенного грелкой и датчиком температуры, имеет решающее значение для смягчения последствий потери тепла и поддержания стабильной температуры тела.

Критические шаги
Критические этапы хирургической процедуры включают рассечение дуги аорты и МПА, канюляцию аорты для перфузии ex situ , удаление воздуха перед перфузией ex situ и удаление воздуха перед снятием зажимов после имплантации. Эти шаги очень уязвимы и часто связаны с неудачей. Тем не менее, ключ к преодолению этих трудностей лежит в определении подходящей техники и получении достаточной практики. При изоляции сосудов у реципиента особое внимание следует уделять правому мочеточнику, который расположен в непосредственной близости от НПВ в забрюшинном пространстве и может имитировать лимфатический проток. При венозном анастомозе рекомендуется сначала закрепить каудальный конец с помощью швов, а затем краниальный конец, чтобы предотвратить разрыв и стеноз. Это особенно важно из-за относительно хрупкого характера вен по сравнению с аортой.

Ограничения
Хирургические процедуры, связанные с этим экспериментом, довольно сложны, особенно при получении донорского сердца и перфусации крови одного и того же животного. Функциональная оценка после имплантации ограничена, так как мы использовали невыталкивающую модель. Считается, что модель катапультирования обеспечивает более продвинутые результаты в среде ex situ . Однако при гетеротопической трансплантации он ограничен из-за наличия поддерживающего сердца хозяина в кровеносной системе.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Конфликт интересов у авторов отсутствует.

Acknowledgments

Эта работа была поддержана грантом B2021-0991 от Института биомедицинских исследований больницы Чоннам и NRF-2020R1F1A1073921 от Национального исследовательского фонда Кореи

Materials

Name Company Catalog Number Comments
AES active evacuation system Smiths medical PC-6769-51A Utilize CO2 and excess isoflurane
Anesthesia machine Smiths medical PC-8801-01A Mixes isoflurane and oxyegn and delivers to animal
B20 patient monitor GE medical systems B20 to observe mean aortic pressure and temperature
Homeothermic Monitoring System Harvard apparatus 55-7020 To monitor and maintain animal's temperature
Micro-1 Rat oxygenator Dongguan Kewei medical instruments Micro-MO For gas exchange in the langendorff circuit
Micropuncture introducer Set COOK medical G48007 for delivering cardioplegic solution to the arch through the abdominal aorta
Microscope Amscope MU1403 For zooming surgical field (Recipient)
Surgical loupe SurgiTel L2S09 For zooming surgical field (Donor)
Syringe pump AMP all SP-8800 To deliver cardioplegic solution
Transonic flow sensor Transonic ME3PXL-M5 Perfusion circuit flow sensor
Transonic tubing flow module Transonic TS410 flow acquiring system
Watson - Marlow pumps Harvard apparatus 010.6131.DAO Peristaltic pump used for recirculate perfusate
WBC-1510A JEIO TECH E03056D Heating bath
Sprague-Dawley rats Samtako Bio Korea Co., Ltd., Osan City Korea
Medications
BioHAnce Gel Eye Drops SENTRIX Animal care wet ointments for eye
Cefazolin JW pharmaceutical For prophilaxis
Custodiol DR, FRANZ KOHLER CHEMIE GMBH For heart harvesting
Diclofenac Myungmoon Pharm. Co. Ltd For pain control
Heparin JW pharmaceutical Anticoagulant
Insulin JW pharmaceutical hormon therapy
Saline JW pharmaceutical For hydration therapy

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Langmuur, S. J. J., et al. Normothermic ex-situ heart perfusion with the organ care system for cardiac transplantation: A meta-analysis. Transplantation. 106 (9), 1745-1753 (2022).
  2. Ardehali, A., et al. Ex-vivo perfusion of donor hearts for human heart transplantation (PROCEED II): a prospective, open-label, multicentre, randomized non-inferiority trial. Lancet. 385 (9987), 2577-2584 (2015).
  3. Dang Van, S., et al. Ex vivo perfusion of the donor heart: Preliminary experience in high-risk transplantations. Archives of Cardiovascular Diseases. 114 (11), 715-726 (2021).
  4. Zhou, P., et al. Donor heart preservation with hypoxic-conditioned medium-derived from bone marrow mesenchymal stem cells improves cardiac function in a heart transplantation model. Stem Cell Research and Therapy. 12 (1), 5f6 (2021).
  5. Messer, S., Large, S. Resuscitating heart transplantation: the donation after circulatory determined death donor.European. Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 49 (1), 1-4 (2016).
  6. Trahanas, J. M., et al. Achieving 12 hour normothermic ex situ heart perfusion: an experience of 40 porcine hearts. ASAIO Journal. 62 (4), 470-476 (2016).
  7. Yang, Y., et al. Keeping donor hearts in completely beating status with normothermicblood perfusion for transplants. The Annals of Thoracic Surgery. 95 (6), 2028-2034 (2013).
  8. Van Caenegem, O., et al. Hypothermic continuous machine perfusion enables preservation of energy charge and functional recovery of heart grafts in an ex vivo model of donation following circulatory death. European Journal of Cardiothoracic Surgery. 49 (5), 1348-1353 (2016).
  9. Lu, J., et al. Normothermic ex vivo heart perfusion combined with melatonin enhances myocardial protection in rat donation after circulatory death hearts via inhibiting NLRP3 inflammasome-mediated pyroptosis. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 9, 733183 (2021).
  10. Pinnelas, R., Kobashigawa, J. A. Ex vivo normothermic perfusion in heart transplantation: a review of the TransMedics Organ Care System. Future Cardiology. 18 (1), 5-15 (2022).
  11. Fuchs, M., et al. Does the heart transplant have a future. European Journal of Cardiothoracic Surgery. 55, i38-i48 (2019).
  12. Pahuja, M., Case, B. C., Molina, E. J., Waksman, R. Overview of the FDA's circulatory system devices panel virtual meeting on the TransMedics Organ Care System (OCS) Heart - portable extracorporeal heart perfusion and monitoring system. American Heart Journal. 247, 90-99 (2022).
  13. Jawitz, O. K., Devore, A. D., Patel, C. B., Bryner, B. S., Schroder, J. N. Expanding the donor pool: quantifying the potential impact of a portable organ-care system for expanded criteria heart donation. Journal of Cardiac Failure. 27 (12), 1462-1465 (2021).
  14. van Suylen, V., et al. Ex situ perfusion of hearts donated after euthanasia: a promising contribution to heart transplantation. Transplantation Direct. 7 (3), e676 (2021).
  15. Westhofen, S., et al. The heterotopic heart transplantation in mice as a small animal model to study mechanical unloading - Establishment of the procedure, perioperative management and postoperative scoring. PLoS One. 14 (4), e0214513 (2019).
  16. Qin, G., Jernryd, T., Sjoberg, S., Steen, S., Nilsson, J. Machine perfusion for human heart preservation: A systematic review. Transplant International. 35, 10258 (2022).
  17. Dang Van, S., Brunet, D., Akamkam, A., Decante, B., Guihaire, J. Functional assessment of the donor heart during ex situ perfusion: insights from pressure-volume loops and surface echocardiography. Journal of Visual Experiments. (188), e63945 (2022).
  18. Fu, X., Segiser, A., Carrel, T. P., Tevaearai Stahel, H. T., Most, H. Rat heterotopic heart transplantation model to investigate unloading-induced myocardial remodeling. Frontiers in Cardiovascular Medicine. 3, 34 (2016).
  19. Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: experience of 3000 operations by one surgeon. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).
  20. Qi, X., et al. The evaluation of constant coronary artery flow versus constant coronary perfusion pressure during normothermic ex-situ heart perfusion. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 41 (12), 1738-1750 (2022).
  21. Okahara, S., et al. A novel blood viscosity estimation method based on pressure-flow characteristics of an oxygenator during cardiopulmonary bypass. Artificial Organs. 41 (3), 262-266 (2017).
  22. Quader, M., Torrado, J. F., Mangino, M. J., Toldo, S. Temperature and flow rate limit the optimal ex-vivo perfusion of the heart - an experimental study. Journal of Cardiothoracic Surgery. 15 (1), 180 (2020).

Tags

Медицина выпуск 194

Erratum

Formal Correction: Erratum: Rat Model of Normothermic Ex-Situ Perfused Heterotopic Heart Transplantation
Posted by JoVE Editors on 08/28/2023. Citeable Link.

An erratum was issued for: Rat Model of Normothermic Ex-Situ Perfused Heterotopic Heart Transplantation. The Protocol section was updated.

Section 4 of the Protocol was updated from:

4. Implantation

  1. Preparation of recipient
    1. Begin the recipient preparation 30 min before the cessation of ex situ perfusion.
    2. Anesthetize the recipient animal using the same method as mentioned in step 2.2.
    3. Place the rat in a supine position on the heating pad and insert the temperature probe into the rectum to maintain the body temperature at 37 °C.
    4. Apply eye lubricant, shave the pubic to the epigastric area, and cleanse the area with an iodine-based scrub and 70% alcohol.
  2. Medications
    1. Inject 2 mL of warm saline subcutaneously to compensate for the fluid lost during the surgery. Inject 200 IU of heparin subcutaneously.
    2. Administer antibiotic prophylaxis by injecting 10 mg/kg cefazolin dissolved in 0.3 mL of saline subcutaneously or intramuscularly.
    3. Administer pain control by injecting 20 mg/kg of diclofenac subcutaneously.
  3. Perform the mid-line laparotomy and insert a retractor to widen the abdominal cavity. Mobilize the abdominal organs to the left side of the recipient using cotton swabs to make space for the procedure.
  4. Prevent dehydration by wrapping the abdominal organs with warm and wet gauze. Intermittingly spread warm saline with a 50 mL syringe during the surgery.
  5. Utilizing a surgical microscope with a 10x magnification, mobilize the duodenum and proximal jejunum by blunt dissection with cotton swabs to expose the Abd. A. and IVC. Prepare the Abd. A and IVC for anastomosis and systematically implant the donor heart, in accordance with Figure 3 or previously documented methods15.
    NOTE: Do not separate the Abd. A. and IVC.
    1. Assuming vascular anastomosis to be placed infrarenal, prepare a sufficient portion of the aorta and IVC for clamping.
    2. Perform blunt preparation using cotton swabs or sharp-serrated forceps to remove the fats and fascia around the vessels.
    3. Place 5-0 silk ligatures to the mesenteric branches and both the cranial and caudal sides of the major vessels. Elevate the abdominal vessels and coagulate or ligate the lumbar branches with 5-0 silk sutures. Remember to spare the testicular arteries and veins and do not clamp them.
    4. Use ligatures to lift the vessels and position the micro-clamps to the mesenteric branches, caudal, and cranial sides of the major vessels to stop the blood flow at the anastomosis site. Be sure to switch off the heating pad before placing the clamps, as excess heating can exacerbate limb ischemia.
    5. Puncture the aorta using a 27 G needle and elongate the incision with micro scissors to a length equal to or slightly larger than the opening of the donor ascending aorta (Asc. A), which is approximately 5 mm.
    6. Make a longitudinal incision on the IVC in the same way as the aortotomy, but make it 3 mm closer to the caudal side compared to the aorta incision.
    7. Starting the anastomoses, placed the donor heart on the right side of the recipient's abdomen and attach the donor Asc. A to the recipient's Abd. A with one simple interrupted stitch (9-0 polypropylene) at the cranial corner of the longitudinal incision.
    8. Move the heart to the left side of the recipient abdomen and perform anastomosis of the donor's Asc. A with the recipient's Abd. A using a running 9-0 polypropylene suture.
    9. Fixate the donor pulmonary artery to the IVC with two interrupted sutures (9-0 polypropylene) at the caudal and cranial corners of the longitudinal incision.
    10. Perform the first half of the venous anastomosis from the intraluminal side of the vessel and complete the second half from the extraluminal side of the vessel. Before tightening the knots, flush the field with saline to prevent air embolism.
  6. De-airing and de-clamping
    1. Remove the mesenteric vein clamp first after completing the anastomosis to allow the right side of the heart to fill with venous blood.
    2. Remove the air in the coronary circuit and Asc. A. by applying retrograde coronary perfusion for several seconds.
    3. Place a piece of gauze on both sides of the vessels and remove the caudal clamp and the cranial clamp.
    4. Apply gentle compression with cotton swabs for 1-2 min. After ensuring adequate hemostasis, remove the swabs and wash the anastomoses with warm saline.
      NOTE: The heart should begin beating within the first minute of reperfusion. If the recipient rat's body temperature is below 35 °C, the heart rhythm will normalize after the temperature reaches 36 °C.
  7. Replace the abdominal organs in a meander-like manner and close the layers of the abdominal incision using continuous 5-0 polypropylene sutures.

to:

4. Implantation

  1. Preparation of recipient
    1. Begin the recipient preparation 30 min before the cessation of ex situ perfusion.
    2. Anesthetize the recipient animal using the same method as mentioned in step 2.2.
    3. Place the rat in a supine position on the heating pad and insert the temperature probe into the rectum to maintain the body temperature at 37 °C.
    4. Apply eye lubricant, shave the pubic to the epigastric area, and cleanse the area with an iodine-based scrub and 70% alcohol.
  2. Medications
    1. Inject 2 mL of warm saline subcutaneously to compensate for the fluid lost during the surgery. Inject 200 IU of heparin subcutaneously.
    2. Administer antibiotic prophylaxis by injecting 10 mg/kg cefazolin dissolved in 0.3 mL of saline subcutaneously or intramuscularly.
    3. Administer pain control by injecting 20 mg/kg of diclofenac subcutaneously.
  3. Perform the mid-line laparotomy and insert a retractor to widen the abdominal cavity. Mobilize the abdominal organs to the left side of the recipient using cotton swabs to make space for the procedure.
  4. Prevent dehydration by wrapping the abdominal organs with warm and wet gauze. Intermittingly spread warm saline with a 50 mL syringe during the surgery.
  5. Utilizing a surgical microscope with a 10x magnification, mobilize the duodenum and proximal jejunum by blunt dissection with cotton swabs to expose the Abd. A. and IVC. Prepare the Abd. A and IVC for anastomosis and systematically implant the donor heart, in accordance with Figure 3 or previously documented methods15.
    NOTE: Do not separate the Abd. A. and IVC.
    1. Assuming vascular anastomosis to be placed infrarenal, prepare a sufficient portion of the aorta and IVC for clamping.
    2. Perform blunt preparation using cotton swabs or sharp-serrated forceps to remove the fats and fascia around the vessels.
    3. Place 5-0 silk ligatures to the mesenteric branches and both the cranial and caudal sides of the major vessels. Elevate the abdominal vessels and coagulate or ligate the lumbar branches with 5-0 silk sutures. Remember to spare the testicular arteries and veins and do not clamp them.
    4. Use ligatures to lift the vessels and position the micro-clamps to the mesenteric branches, caudal, and cranial sides of the major vessels to stop the blood flow at the anastomosis site. Switch off the heating pad before placing the clamps, as excess heating can exacerbate limb ischemia. Ensure to switch on the heating pad after de-clamping the vessels to avoid hypothermia.
    5. Puncture the aorta using a 27 G needle and elongate the incision with micro scissors to a length equal to or slightly larger than the opening of the donor ascending aorta (Asc. A), which is approximately 5 mm.
    6. Make a longitudinal incision on the IVC in the same way as the aortotomy, but make it 3 mm closer to the caudal side compared to the aorta incision.
    7. Starting the anastomoses, placed the donor heart on the right side of the recipient's abdomen and attach the donor Asc. A to the recipient's Abd. A with one simple interrupted stitch (9-0 polypropylene) at the cranial corner of the longitudinal incision.
    8. Move the heart to the left side of the recipient abdomen and perform anastomosis of the donor's Asc. A with the recipient's Abd. A using a running 9-0 polypropylene suture.
    9. Fixate the donor pulmonary artery to the IVC with two interrupted sutures (9-0 polypropylene) at the caudal and cranial corners of the longitudinal incision.
    10. Perform the first half of the venous anastomosis from the intraluminal side of the vessel and complete the second half from the extraluminal side of the vessel. Before tightening the knots, flush the field with saline to prevent air embolism.
  6. De-airing and de-clamping
    1. Remove the mesenteric vein clamp first after completing the anastomosis to allow the right side of the heart to fill with venous blood.
    2. Remove the air in the coronary circuit and Asc. A. by applying retrograde coronary perfusion for several seconds.
    3. Place a piece of gauze on both sides of the vessels and remove the caudal clamp and the cranial clamp.
    4. Apply gentle compression with cotton swabs for 1-2 min. After ensuring adequate hemostasis, remove the swabs and wash the anastomoses with warm saline.
      NOTE: The heart should begin beating within the first minute of reperfusion. If the recipient rat's body temperature is below 35 °C, the heart rhythm will normalize after the temperature reaches 36 °C.
  7. Replace the abdominal organs in a meander-like manner and close the layers of the abdominal incision using continuous 5-0 polypropylene sutures.
  8. After the surgery, place the anesthetized animal on a clean area over a heating pad until the body temperature reaches 37°C. 
    NOTE: Do not initiate the postoperative examinations till the body temperature reaches 37°C. Maintain anesthesia at 2-2.5% isoflurane until the end of the experiments.
  9. Monitor ECG of the transplanted donor heart for 3 h. Then, excise the heart under deep anesthesia for histological studies.
    NOTE: Confirm anesthesia depth via lack of pedal reflex before excising the heart. The surgical procedure and the ECG monitoring take less than 6 h. Diclofenac, administered perioperatively (step 4.2.3.), enables pain management for the entire duration of this procedure. The analgesia regimen can be adjusted per the institutional animal use guidelines.
Крысиная модель нормальной перфузионной гетеротопической трансплантации сердца ex-situ
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Kayumov, M., Jeong, I. S., Kim, D.,… More

Kayumov, M., Jeong, I. S., Kim, D., Kwak, Y., Obiweluozor, F. O., Yoon, N., Kim, H. S., Cho, H. J. Rat Model of Normothermic Ex-Situ Perfused Heterotopic Heart Transplantation. J. Vis. Exp. (194), e64954, doi:10.3791/64954 (2023).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter