Summary
Deze methode elimineert elke grote invasie tijdens celinjecties veroorzaakt door de celsuspensieoplossing.
Abstract
Het rechtstreeks injecteren van cellen in weefsels is een noodzakelijk proces bij celtoediening en/of substitutietherapie. Voor de celinjectie is voldoende suspensieoplossing nodig om de cellen in het weefsel te laten binnendringen. Het volume van de suspensieoplossing tast het weefsel aan en dit kan ernstig invasief letsel veroorzaken als gevolg van de celinjectie. Dit artikel rapporteert over een nieuwe celinjectiemethode, langzame injectie genaamd, die tot doel heeft deze verwonding te voorkomen. Om de cellen uit de naaldpunt te duwen, is echter een voldoende hoge injectiesnelheid nodig volgens de wet van Newton van schuifkracht. Om de bovenstaande tegenstrijdigheid op te lossen, werd in dit werk een niet-Newtoniaanse vloeistof, zoals gelatine-oplossing, gebruikt als de celsuspensie-oplossing. Gelatine-oplossing heeft een temperatuurgevoeligheid, aangezien hun vorm verandert van gel naar sol bij ongeveer 20 °C. Om de celsuspensieoplossing in de gelvorm te houden, werd de spuit daarom in dit protocol gekoeld gehouden; Zodra de oplossing echter in het lichaam was geïnjecteerd, zette de lichaamstemperatuur deze om in een sol. De interstitiële weefselvloeistofstroom kan overtollige oplossing absorberen. In dit werk zorgde de langzame injectietechniek ervoor dat cardiomyocytenballen het myocardium van de gastheer konden binnendringen en transplanteren zonder omringende fibrose. Deze studie maakte gebruik van een langzame injectiemethode om gezuiverde en balgevormde neonatale cardiomyocyten van ratten te injecteren in een afgelegen gebied met een hartinfarct in het hart van de volwassen rat. 2 maanden na de injectie vertoonden de harten van de getransplanteerde groepen een significant verbeterde contractiele functie. Bovendien onthulden histologische analyses van de langzaam geïnjecteerde harten naadloze verbindingen tussen de gastheer en de cardiomyocyten van het transplantaat via geïntercaleerde schijven met gap junction-verbindingen. Deze methode zou kunnen bijdragen aan celtherapieën van de volgende generatie, met name in de cardiale regeneratieve geneeskunde.
Introduction
Celtoediening en -vervanging zijn veelbelovende nieuwe therapeutische strategieën voor zwaar beschadigde organen. Van deze nieuwe therapeutische strategieën heeft cardiale regeneratieve geneeskunde veel aandacht getrokken. De ontsteking veroorzaakt door verwondingen bemiddelt echter bij littekenvorming in verschillende organen 1,2,3,4. Het menselijk hart bestaat uit ongeveer 1010 cardiomyocyten; Daarom moet het theoretisch 5,6 worden behandeld met meer dan 109 cardiomyocyten. Het toedienen van een groot aantal cardiomyocyten via traditionele injectiemethoden kan leiden tot aanzienlijke weefselbeschadigingen7. Deze methode biedt een nieuwe celinjectiemethode met minimale weefselinvasie.
Voor celtoediening in het orgaanparenchym zijn injectie(s) nodig. Er bestaat echter een discrepantie in die zin dat de injectie zelf kan leiden tot weefselbeschadiging. Weefselbeschadiging veroorzaakt lokale ontstekingen en ongeneeslijke littekens in organen en weefsels, evenals een verminderd regeneratief vermogen 8,9,10. Het hart van zoogdieren heeft een extreem hoge neiging om littekens te ontwikkelen in plaats van te regenereren, omdat het onmiddellijk herstel van verwondingen vereist om de hoge bloeddruk te verdragen die wordt veroorzaakt door zijn continuepompfunctie11. Ablatietherapie maakt gebruik van deze hoge neiging tot littekenvorming en blokkeert het circuit dat waarschijnlijk littekenvorming zal ondergaan met behulp van aritmie12. In een eerdere studie werd waargenomen dat het littekenweefsel de geïnjecteerde cardiomyocyten in het myocardium van de gastheer isoleerde. Dit is dus het volgende doelprobleem dat moet worden overwonnen om een verbeterde therapeutische werkzaamheid in de cardiale regeneratieve geneeskunde te verkrijgen.
De interstitiële vloeistofstroom van weefsel speelt een cruciale rol bij het transporteren van zuurstof en voedingsstoffen naar cellen en het verwijderen van het uitgescheiden afval uit cellen. De fysiologische snelheid van de interstitiële vloeistofstroom in elk weefsel/orgaan is verschillend (het bereik is 0,01-10 μm/s)13. Voor zover de auteur weet, zijn er geen gegevens over het vermogen van individuele weefsels/organen om extra hoeveelheden vocht te ondersteunen zonder pathologisch oedeem; Dit experiment probeert echter een lage injectiesnelheid te gebruiken om mogelijk weefselbeschadiging te verminderen, en de resultaten kunnen worden gebruikt om de bruikbaarheid van dit concept te bepalen.
Protocol
De dierproeven werden uitgevoerd volgens de ethische richtlijnen voor dierproeven van de Kansai-Medical University en werden goedgekeurd door de ethische commissies (goedkeuringsnummer: 23-104). Alle dieren werden grootgebracht onder een constante licht-donkercyclus in een specifieke pathogeenvrije omgeving. Alle gesteriliseerde chirurgische instrumenten, zoals scharen, tangen en retractors, werden geautoclaveerd en grondig gedroogd.
1. Bereiding van de cardiomyocytenballen van de neonatale rat
- De inzameling van het neonatale rattenhart
- Volg voor de hartafname een procedure die vergelijkbaar is met die beschreven in een vorig rapport7.
- Dompel neonatale (0-2 dagen na de geboorte) Sprague-Dawley (SD) ratten achtereenvolgens onder in povidonjodium en 70% ethanoloplossingen en breng ze vervolgens over in een luchtdichte behuizing gevuld met verdampte isofluraan (de concentratie moet meer dan 10% v/v zijn) voor diepe anesthesie.
- Na de bevestiging van bewusteloosheid door een verlies van locomotorische activiteit, onthoofd de ratterwijl u het lichaam van achteren met de hand vasthoudt, en snijd vervolgens 2-4 mm weefsel van het frontale midden van de ribbenkast naar de caudale en vervolgens in de rostrale richting met een scherpe schaar.
- Pak de huid van de rug vast om de snee open te trekken en duw het hart uit de ribbenkast. Knip de ventrikels af met een schaar en dompel ze onder in fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) zonder calcium of magnesium (PBS(−)).
- Dispersie van de cardiomyocyten van de neonatale rat
- Hak de verzamelde ventrikels verspreid in een minimale hoeveelheid Ads-buffer (Ads-buffer: 116 mM NaCl, 20 mM HEPES, 12,5 mM NaH2PO 4, 5,6 mM glucose, 5,4 mM KCl, 0,8 mM MgSO4, pH 7,35) in een geautoclaveerd concaaf glaswerk in kleine stukjes (1 mm x 1 mm) met behulp van een gebogen schaar.
- Breng de gehakte weefsels en een micromagnetische roerder over in een centrifugatiebuis van 50 ml en dispergeer de weefsels in afzonderlijke cellen met 0,1% collagenase, 0,1% trypsine, 20 μg/ml DNase I en 50 nM tetramethylrhodaminemethylester in Ads-buffer bij 37 °C door gedurende 30 minuten te roeren.
- Scheid de aggregaten en gedispergeerde cellen door natuurlijke sedimentatie, verzamel alleen de gedispergeerde cellen in een buis en verteer de resterende celaggregaten opnieuw met hetzelfde verteringsmedium.
- Ga door met deze procedure totdat alle cellen volledig zijn gedissocieerd. Om de volledige spreiding van de cellen te bevestigen, observeert u de buizen onder een microscoop (4x objectieflens).
- Verzamel de gedispergeerde cellen met behulp van centrifugatie bij 150 x g gedurende 5 minuten en dissocieer ze in 1-2 ml Ads-buffer.
- Fluorescentie-geactiveerde celsortering van cardiomyocyten
- Analyseer de cellen met behulp van fluorescentie-geactiveerde celsortering (FACS) met behulp van 556-601 nm banddoorlaatfilters om rode fluorescentiesignalen te detecteren.
- Voer zorgvuldig pre-gating uit om doubletfracties te elimineren14. De poortinstellingen voor doublet-eliminatie moeten voldoen aan de instructies van de fabrikant.
- Stel de voorwaartse verstrooiing in op de x-as en het rode fluorescentiesignaal op de y-as. Er werden drie populaties waargenomen: een onderste populatie met erytrocyten en dode cellen, een middelste populatie met niet-cardiomyocyten, waaronder fibroblasten en endotheelcellen, en een toppopulatie met pure ventriculaire cardiomyocyten7.
- Bereiding van cardiomyocytenballen met rode fluorescentie-labels
- Sorteer de cardiomyocyten selectief en centrifugeer gedurende 5 minuten op 150 x g. Los de celpellets volledig op in 1 ml alfa-gemodificeerd minimaal essentieel medium (alfa-MEM) met 10% door warmte geïnactiveerd foetaal runderserum (FBS).
- Meet de celconcentratie met behulp van een hemocytometer en verdun de celsuspensieoplossing tot 3.000 cellen/ml met alfa-MEM 10% FBS.
- Verdeel ze over niet-klevende celplaten met 96 putjes (100 μl per putje), centrifugeer gedurende 5 minuten bij 100 x g en kweek gedurende 2-3 dagen in een celkweekincubator met 5% CO2 bij 37 °C.
- Oogst vóór de injectie-experimenten een cardiomyocytenbal uit elk putje via aspiratie met het kweekmedium met behulp van een pipet van 1.000 μL en verzamel ze in een buisje van 15 ml.
- Beits met PKH26 volgens de instructies van de fabrikant voor het volgen na implantatie.
2. Voorbereidingen voor de langzame injectiemethode
- Bereiding van de gelatinebouillonoplossing
- Weeg de gelatine, los deze op in de advertentiebuffer om een 10% w/v-oplossing te produceren en autoclaaf deze.
- Productie van een celinjectieapparaat
- Algemeen ontwerp van het apparaat: Bereid het apparaat voor dat wordt weergegeven in afbeelding 1. Dit systeem wordt gecombineerd met een koelapparaat voor de injectiespuit en een hoofdinjectieapparaat.
- Bereid het hieronder beschreven hoofdinjectieapparaat voor:
- Gebruik voor een injectie met een neonatale cardiomyocytenbal een naald van 29 G en 50 mm lang die is uitgerust met een injectiespuit.
- Sluit een stroomoverdrachtspuit (18G, 1 ml) rug aan rug aan met behulp van een celinjectiespuit (Figuur 1). Sluit de naald van de krachtoverbrengingsspuit aan op een dunne polypropyleen buis met een lage uitbreidbaarheid van lumen.
- Sluit vervolgens de andere kant van de aandrijfslang aan op de naald van dezelfde spuit (18G, 1 ml) en plaats deze in een spuitpomp. Vul de twee krachtoverbrengingsspuiten en slangen met water zonder luchtbellen.
OPMERKING: Wanneer een zuiger van de krachtoverbrengingsspuit wordt ingedrukt, wordt de druk direct overgebracht op de andere spuit en steekt de zuiger uit.
- Stel het koelsysteem van de injectiespuit in zoals hieronder beschreven.
- Wikkel een koperen buis (uitwendige diameter = 1 mm; inwendige diameter = 0,3 mm; dikte = 0,35 mm) strak om het celbevattende deel van de celinjectiespuit, waarbij aan beide uiteinden 10 mm overtollige buis overblijft.
- Sluit de koperen buis aan op flexibele plastic buizen. Sluit verder de andere uiteinden van de plastic slang aan op een externe pomp, vul de leiding met koelwater en koel het water af door de overtollige koperen buis onder te dompelen in gemalen ijs (Figuur 1).
OPMERKING: Dit koelsysteem houdt de celsuspensieoplossing in de cilinder op ongeveer 2 °C.
3. Ontwikkeling van een myocardinfarctmodel bij ratten door stompe occlusie van de kransslagader
- Verdoof mannelijke naakte ratten met een immuundeficiëntie (F344/Njcl-rnu/rnu) met lucht die 3% isofluraan bevat. Breng een canule in de luchtpijp en sluit deze aan op het gasmasker.
- Sluit een canule aan op een isofluraanverdamper met een controller om een isofluraanconcentratie van 3% te behouden en zo voldoende anesthesie te behouden. Bevestig dat er niet wordt gereageerd op pijnprikkels. Breng veterinaire zalf aan op de ogen om uitdroging te voorkomen.
- Bevestig de ledematen met doorgesneden chirurgische tapes op een verwarmde chirurgische plaat van 40 °C. Draai het lichaam van de rat naar rechts van de lichaamsas en gebruik de linkeroksel als operatieveld.
- Verwijder het haar in het operatieveld met een ontharingscrème en veeg de huid af met povidonjodium. Knip met een scherpe schaar een incisie van 1,5 cm in de huid en de grote borstspier.
- Bevestig de derde intercostale ruimte en scheur de intercostale spieren en het borstvlies van de ribben met behulp van een micropincet met stompe uiteinden. Houd de kist open met behulp van een oprolmechanisme. Verwijder het dunne hartzakje voorzichtig met een pincet.
- Om een infarctmodel van de laterale wand van het hart te construeren, zoekt u de positie 1 mm caudaal ten opzichte van de punt van het linker atrium om de stompe kransslagader te identificeren, passeert u een 7-0 zijden hechting, schept u weefsel op dat 2,5 mm breed en 2,5 mm diep is van dorsaal naar ventrale en bindt u het weefsel stevig vast.
- Bevestig een succesvolle ligatie door de zwakke contractie distaal van de ligatuur. Nadat u het oprolmechanisme voorzichtig hebt verwijderd, plaatst u een 5-0 zijden hechting tussen de tweede en vierde intercostale ruimte en sluit u de thoracotomie.
- Verlaag de isofluraanconcentratie tot 1%. Hecht de spier en huid voorzichtig met 5-0 zijde. Verlaag de isofluraanconcentratie tot 0% en wacht ongeveer 5 minuten tot de spontane ademhaling begint.
- Breng plaatselijk 2 mg/ml lidocaïne in zoutoplossing aan op de incisie. Dien 1 ml zoutoplossing toe via een subcutane injectie. Breng plaatselijk dierenartszalf aan om infecties te voorkomen.
- Haal de rat uit de intubatiebuis en keer terug naar de dierenkooi; Voed de ratten vervolgens gedurende 1 week op in individuele kooien.
- Analyseer de veranderingen in de systolische pompfunctie van het hart met behulp van echocardiografie.
OPMERKING: De hartfunctie zal verminderd zijn als gevolg van een lateraal myocardinfarct.
4. Echogeleide percutane celtransplantatie met behulp van de langzame injectiemethode
- Verwarm 10% gelatinebouillon voor op 37 °C tot het vloeibaar wordt.
- Verdun 10% gelatinebouillon met voorverwarmde Ads-buffer om de uiteindelijke injecteerbare gelatineoplossing van 5% w/v te verkrijgen (100 μL is nodig per dier).
- Suspendeer 96 cardiomyocytenballen (totaal: 28.800 cardiomyocyten/dier) in 100 μl voorverwarmde injectieoplossing.
- Laad de in stap 4.3 bereide suspensie in de injectiespuit met celinjectiespuit en vermijd het opzuigen van overtollige lucht.
- Om luchtbellen in de spuit te verwijderen, houdt u deze verticaal met de naald omhoog, tikt u op de spuit en verzamelt u eventuele luchtbellen aan de bovenrand van de spuit.
NOTITIE: Observeer tijdens deze stap hoe de cardiomyocytenballen zich geleidelijk op de rubberen afdichting van de zuiger nestelen. - Houd de verticale positie van de spuit aan, duw de zuiger langzaam omhoog en gooi de luchtbellen en overtollige celsuspensieoplossing weg totdat er 20 μL van de celsuspensie in de spuit achterblijft. Duw de plunjer voorzichtig met een constante snelheid zodat de cardiomyocytenbal op de rubberen afdichting van de plunjer blijft rusten.
- Dompel de spuit met dop gedurende 5 minuten direct onder in een ijsbad.
- Plaats een gekoelde spuit in het injectieapparaat. Bevestig het injectiespuitapparaat stevig op een fijn bewegingsapparaat op het dierenpodium met behulp van een X-Y-Z-positie verstelbare handgemaakte klem. Het fijne bewegingsapparaat kan de naaldpositie verplaatsen met behulp van de x-richting 20 mm schuif, y-richting zwaai en z-richting buigbewegingen.
- Verdoof de ratten in een afgesloten doos gevuld met lucht die 3% isofluraan bevat. Bevestig anesthesie door niet te reageren op pijnprikkels. Breng veterinaire zalf aan op de ogen om uitdroging te voorkomen.
- Bevestig de ledematen met doorgesneden chirurgische tapes op een verwarmde echoplaat van 40 °C. Om voldoende anesthesie te behouden, moet u ervoor zorgen dat de ingeademde lucht een concentratie van ongeveer 3% isofluraan bevat.
- Verwijder het haar op het injectieveld (2 cm in diameter) en de borst met ontharingscrème en veeg de huid af met povidonjodium.
- Breng echo-gel aan op de borst en echosonde. Plaats de echosonde dicht bij de borst langs de schedel- en staartas en begin met het verkrijgen van B-modus echocardiografie volgens de handleiding van de fabrikant.
- Steek de punt van de injectienaald in het myocardium bij het vooraanzicht (Figuur 2 en aanvullende video 1).
- Om de hoofdspuitpomp te activeren, drukt u op de Start-knop en draait u aan de draaiknop om een vooraf bepaald getal in te stellen voor een injectiesnelheid van ongeveer 0,02 μl/s. Breng dierenartszalf plaatselijk aan rond de naaldpositie om infecties te voorkomen.
OPMERKING: Het is noodzakelijk om het juiste kiesnummer voor de beoogde injectiesnelheid te bepalen met behulp van een injectieoplossing. Verwijder na de injectie de injectienaald met behulp van een voorbeeldig bewegingssysteem. - Verlaag de isofluraanconcentratie tot 0% en wacht ongeveer 5 minuten totdat het dier weer voldoende bij bewustzijn is om sternale lighouding te behouden.
5. Evaluatie van de hartfunctie
- Verdoof de ratten in een afgesloten doos gevuld met lucht die 3% isofluraan bevat. Bevestig anesthesie door niet te reageren op pijnprikkels. Breng veterinaire zalf aan op de ogen om uitdroging te voorkomen.
- Breng een elektrificerende crème aan voor ECG-acquisitie op de uiteinden van de ledematen. Bevestig de ledematen met doorgesneden chirurgische tapes op een verwarmde echoplaat van 40 °C. Gebruik een fysiologisch monitoringsysteem om real-time ECG en hartslag te detecteren.
- Bepaal volgens de instructies van de fabrikant eerst de hoek van de lange as met behulp van het B-modus echobeeld dat de linkerventrikeltop ten opzichte van het uitstroomkanaal laat zien, en draai vervolgens de echosonde 90° om over te schakelen naar de korte-asweergave.
- Gebruik alleen het fijne bewegingssysteem van de caudale naar de rostrale as van het dierlijke stadium en pas de korte-asweergave aan op het niveau van de papillaire spier. Verander vervolgens de beeldmodus in M-modus door op de M-modusknop te drukken en neem een video op gedurende 5 seconden door op de Cine-loop-knop te drukken.
- Om de breukverkorting te analyseren en te berekenen met behulp van de software, drukt u op de knop Meten en een verticale lijn om de eindsystolische en einddiastolische linkerventrikel interne afmetingen te definiëren. De software berekent automatisch het percentage fractieverkorting (FS).
- Verlaag de isofluraanconcentratie tot 0% en wacht ongeveer 5 minuten totdat het dier weer voldoende bij bewustzijn is om sternale lighouding te behouden.
6. Immunohistochemie
- Bevestig het geëuthanaseerde lichaam (voer euthanasie uit zoals in stap 1.1.3) op de tafel met behulp van de doorgesneden chirurgische tapes, snijd de harten weg, was met PBS en dompel het hart onder in 4% paraformaldehyde/PBS.
- Ontleed de harten in drie delen, dompel ze onder in 40% sucrose voor cryoprotectie, veranker ze in een optimale snijtemperatuur (OCT) compound en vries ze in bij -80 °C.
- Bevestig de gecryosectioneerde weefsels (8 μm dikte) op met aminosilaan gecoate glasplaatjes. Na voldoende drogen met niet-opgewarmde wind gegenereerd door een algemene föhn, dompelt u de glasglaasjes onder in tris-gebufferde zoutoplossing die 0,2% Tween-20 (TBS-T) bevat.
- Dompel ze onder in een blokkerende oplossing gedurende 30 minuten bij 25 °C. Giet 100 μl van de primaire antilichaambevattende blokkerende oplossing op het objectglaasje en incubeer een nacht bij 4 °C met paraffineafdichting om de antilichaamoplossing op het weefsel te verspreiden.
OPMERKING: De antilichaamconcentratie wordt weergegeven in de tabel met materialen. - Leg de glaasjes horizontaal in een handgemaakte doos met een hoge luchtvochtigheid en gebruik de natuurlijke damp van nat papier om verdamping te voorkomen. Was de glaasjes drie keer met TBS-T.
- Behandel met het secundaire antilichaambevattende blokker gedurende 1 uur bij 25 °C op dezelfde wijze als het primaire antilichaam. Observeer na drie wasbeurten de fluorescentiesignalen met behulp van een fluorescentiemicroscoop en confocale lasermicroscoop.
OPMERKING: De antilichaamconcentratie wordt weergegeven in de tabel met materialen. - Statistische analyse: Voer voor de vergelijking van het celvolume, zoals weergegeven in figuur 3A, een niet-gepaarde t-toets uit; om het cardiale functionele herstel na toediening van cardiomyocyten te beoordelen met behulp van de langzame injectiemethode, zoals weergegeven in figuur 4A, gebruikt u een gepaarde T-test. In dit werk werden verschillen als statistisch significant beschouwd bij P <.01. Foutbalken geven de standaarddeviatie weer.
Representative Results
Effecten van de langzame injectie op celoverleving en collageenafzetting
Neonatale cardiomyocytenballen van ratten gelabeld met PKH26 werden geïnjecteerd in het normale myocardium van naakte ratten met behulp van een normale of langzame injectiemethode. De resultaten toonden aan dat de langzame injectiemethode het getransplanteerde celvolume aanzienlijk verhoogde (Figuur 3A) en de collageenafzetting ter plaatse van type I aanzienlijk verminderde (Figuur 3B).
Effecten van langzame injectie op de werkzaamheid van de behandeling in een ratteninfarctmodel
De echocardiograafgeleide langzame injectiemethode werd gebruikt om neonatale cardiomyocytenballen of PBS(−) bij ratten in de harten van modelratten te injecteren. Alleen de met cellen geïnjecteerde groep vertoonde na 2 maanden een significante verbetering van de samentrekkingsfunctie van het hart (figuur 4A). Immunohistochemische analyses toonden een naadloze verbinding aan tussen de getransplanteerde cellen en de myocyten van de gastheer via geïntercaleerde schijven met gap junctions (Figuur 4B).
Figuur 1: Schema van het gehele injectiesysteem . (A) Hoofdinjectie-apparaat. (B) Koelsysteem voor injectiespuiten. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: Echocardiografie-geleide percutane langzame injectie . (A) Instelling van het dier, de echosonde en het injectieapparaat. (B) Echocardiografisch beeld van de injectiespuit en het hart. Merk op dat de linker- en rechterfoto's hetzelfde zijn, maar er is een gele lijn toegevoegd om de naaldpositie aan te geven. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3: Effect van de langzame injectiemethode op het getransplanteerde celvolume en de collageenafzetting. (A) De geënte celvolumes (N = 3) werden berekend op basis van seriële secties. De foutbalken geven standaarddeviaties aan. *P < 0,01 in een niet-gepaarde t-toets. (B) Immunohistochemische kleuring voor collageen type I. De schaalbalk geeft 200 μm aan. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 4: Verbeteringen in de hartfunctie en histologische integratie met cardiomyocytenballen geënt door de langzame injectiemethode . (A) Representatieve echocardiograaf M-modus weergaven. De grafiek toont de overgang van fractieverkortingen in de cardiomyocytenbalgetransplanteerde groep (ononderbroken rode lijn; N = 4) en de groep van het voertuig (celsuspensie voor de langzame injectiemethode) (blauwe stippellijn; N = 3). Afkortingen: MI = myocardinfarct; Cx43 = connexine 43; DAPI = 4',6-diamidino-2-fenylinderol; PKH26 = rood fluorescerend celmembraanlabel. De foutbalken geven de standaarddeviaties aan. *P < 0,01 in een gepaarde t-toets. (B) Immunohistochemische analyses van de relatie tussen de geënte cardiomyocytenballen en de cardiomyocyten van de gastheer. De conventionele lasermicroscopische waarnemingen met een 2x objectieflens worden in de linkerkolom weergegeven. Ingezoomde versies (met een 20x objectieflens) van twee gebieden die in de doos worden weergegeven, gelabeld met * en #, worden hieronder weergegeven. Schaalbalken: bovenste afbeelding = 300 μm; * en # = 30 μm. Confocale lasermicroscopische beelden met behulp van een 20x objectieflens worden getoond voor comaparison. Er worden drie posities weergegeven. In de samengevoegde afbeeldingen duiden de pijlpunten op het bestaan van gap junctions (Cx43) die het transplantaat en de cardiomyocyten van de gastheer rechtstreeks met elkaar verbinden. De schaalbalk geeft 30 μm aan. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Aanvullende video 1: Echogeleide langzame injectiemethode. Het B-modus echocardiogram in het vooraanzicht toont de punt van de injectienaald in het myocardium. Klik hier om dit bestand te downloaden.
Discussion
Een van de kritieke punten voor de succesvolle uitvoering van de langzame injectiemethode is de voorbereiding van een effectief injectiesysteem met behulp van een krachtige spuitpomp en een sterke drukoverdrachtsbuis. Er is een hogedruksysteem nodig om gel uit de punt van een fijne naald te duwen. Het tweede kritieke punt is de stabilisatie van het hart. Het kloppen van het hart tegen een injectienaald die in het myocardium wordt gestoken, kan het weefsel beschadigen. In deze studie werd een echogeleide injectie uitgevoerd om te voorkomen dat de dieren een tweede open borstkas zouden verwonden en om de celinjectie toe te dienen in een gestabiliseerd hart met opgeblazen longen. Bovendien moeten bij sommige toepassingen voor grotere dieren of mensen sommige injectieapparaten die op het hart zijn bevestigd, worden beschouwd als onderdeel van het strategische ontwerp van de toepassing. Voor injecties met open borstkas in het hart van kleine dieren wordt het gebruik van een lange, flexibele naald aanbevolen gezien hun hogere hartslag.
In dit werk verhoogde de langzame injectiemethode het overlevende cardiomyocytenvolume aanzienlijk in vergelijking met de normale injectiemethode. De normale injectie veroorzaakt celbeschadiging via schuifspanning15. Daarentegen veroorzaakt de langzame injectiemethode theoretisch niet zo'n stress, omdat naast de langzame injectie ook een niet-Newtoniaanse oplossing wordt gebruikt.
In termen van lokale fibrose vertoonde de interstitiële ruimte rond de normaal geïnjecteerde overlevende cardiomyocyten een sterke en wijdverspreide collageenafzetting van type I. Daarentegen waren de type I collageensignalen rond de getransplanteerde cardiomyocyten die waren getransplanteerd met behulp van de langzame injectiemethode veel zwakker en beperkter. Dit suggereert dat de langzame injectiemethode aanzienlijk minder schade veroorzaakte. De langzame injectie van neonatale cardiomyocyten in het volwassen myocardium verbeterde de contractiele functie van het hart met een infarct aanzienlijk. De histologische analyses suggereerden dat het enten van de cardiomyocyten met behulp van de langzame injectiemethode resulteerde in directe verbindingen en functionele koppeling met de cardiomyocyten van de gastheer. Dit fenomeen verklaart het mechanisme van het functionele herstel van het myocardium van de gastheer. Voor zover wij weten, is dit de eerste melding van geënte neonatale cardiomyocyten met grootschalige naadloze verbindingen met de volwassen cardiomyocyten van de gastheer. De functionele verbindingen met het myocardium van de gastheer via elektrische en mechanische koppeling kunnen de getransplanteerde cardiomyocyten volwassen maken en hen in staat stellen te fungeren als functionele myocyten die bijdragen aan de hartfunctie van de gastheer. Langdurige fysieke krachtinteracties tussen de cardiomyocyten van de gastheer en het transplantaat zijn cruciaal voor volledige rijping. Daarom kan het nodig zijn om na de injectie 2 maanden nodig te hebben voor het functionele herstel van het hart met een infarct. Het tijdsafhankelijke herstel van de hartfunctie van de patiënt kan een verwacht fenomeen zijn in therapeutische toepassingen, en dit kan een kenmerk zijn van de succesvolle totstandbrenging van de novo functionele koppeling en integratie tussen de gastheer en getransplanteerde cardiomyocyten.
De langzame injectiemethode kan worden uitgevoerd tijdens een open borstoperatie. Bovendien kan deze methode worden toegepast op muizen. Voor toekomstige toepassingen in de menselijke therapie moeten we nog een aantal problemen oplossen. De injectiesnelheid moet worden geoptimaliseerd door rekening te houden met de buffercapaciteit van de interstitiële vloeistofstroom in elk menselijk doelorgaan. Xenovrije materialen, zoals menselijke gelatine of biologisch afbreekbare synthetische materialen, moeten worden gebruikt. Er moeten klinische langzame injectie-apparaten van GMP-kwaliteit worden ontwikkeld, zoals compacte orgaanspecifieke wegwerpinstrumenten of een herbruikbaar apparaat dat geschikt is voor brede organen.
Disclosures
De auteur heeft niets te onthullen.
Acknowledgments
Deze studie werd ondersteund door een subsidie van JSPS KAKENHI (subsidie nr. 23390072 en 19K07335) en AMED (subsidie nr. A-149).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 18-gauge needle & tuberculin, 1 mL | Terumo | NN1838R, SS-01T | |
| 29-gauge 50 mm-long needle | Ito Corporation, Tokyo, Japan | 14903 Type-A | |
| A copper tube | General Suppliers | outer diameter, 1 mm; inner diameter, 0.3 mm; thickness, 0.35 mm | |
| Ads Buffer | Each ingredient was purchased from Fuji Film Wako Chemical Inc., Miyazaki, Japan | Hand made, Composition: 116 mM NaCl, 20 mM HEPES, 12.5 mM NaH2PO4, 5.6 mM glucose, 5.4 mM KCl, 0.8 mM MgSO4, pH 7.35 | |
| alpha-MEM | Fuji Film Wako Chemical Inc., Miyazaki, Japan | 051-07615 | |
| Anti-collagen type I rabbit polyclonal antibody (H+L) | Proteintech | 14695-1-AP | using dilution 1:100 |
| Anti-Connexin-43 rabbit polyclonal antibody (H+L) | Sigma Aldrich | C6219 | using dilution 1:100 |
| Anti-rabbit IgG (H+L) donley polyclonal antibody-AlexaFluo488 | Thermo Scientific | A21206 | using dilution 1:300 |
| blocking solution (Blocking One) | Nacalai Tesque, Kyoto, Japan | 03953-95 | |
| collagenase | Fuji Film Wako Chemical Inc., Miyazaki, Japan | 034-22363 | |
| confocal laser microscope | Carl Zeiss Inc., Oberkochen, Germany | LSM510 META | |
| DNase I | Sigma-Aldrich | DN25 | |
| FACS Aria III | Becton Dickinson, Franklin Lakes, NJ, USA | ||
| fetal bovine serum | BioWest, FL, USA | S1820-500 | |
| fine movement device (Micromanipulator) | Narishige Co., Ltd., Tokyo, Japan | M-44 | |
| fluorescence microscope | Nikon Instruments, Tokyo, Japan | Eclipse Ti2 | |
| gelatin from bovine skin | Sigma-Aldrich | G9382 | dissolving in PBS (-) to 10%, and autoclaving it |
| Neonatal Sprague-Dawley (SD) rats | Japan SLC Inc., Shizuoka, Japan | 0–2 d after birth | |
| non-adhesive 96-well plates (spheloid plate) | Sumitomo Bakelite, Tokyo, Japan | MS-0096S | |
| Optimal Cutting Temperature (OCT) Compound | Sakura Finetek USA, Inc., CA, USA | Tissue-Tek OCT compound | |
| peristaltic pump (for cooling system) | As One Co., Osaka, Japan | SMP-23AS | |
| PKH26 | Sigma-Aldrich | PKH26GL | |
| Stir Bar, Micro, Magnetic, PTFE, Length x Dia. in mm: 5 x 2 | Chemglass life sciences LLC, NJ, USA | CG-2003-120 | |
| syringe | Ito Corporation, Tokyo, Japan | MS-N25 | |
| syringe pump with remote controller | As One Co., Osaka, Japan | MR-1, CT-10 | |
| tetramethylrhodamine methyl ester | Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA | T668 | |
| trypsin | DIFCO, Becton Dickinson, Franklin Lakes, NJ, USA | 215240 | |
| Tween-20 | Fuji Film Wako Chemical Inc., Miyazaki, Japan | 167-11515 | |
| veterinarian ointment | Fujita Pharmaceutical Co., Ltd. | Hibikusu ointment #WAK-95832 | |
| Vevo 2100 Imaging System | Fujifilm VisualSonics, Inc., Toronto, Canada | Vevo 2100 | |
| Vevo 2100 Imaging System software version 1.0.0 | Fujifilm VisualSonics, Inc., Toronto, Canada | Vevo 2100 | |
| Weakly curved needle with ophthalmic thread | Natsume Seisakusho Co., Ltd., Tokyo, Japan | C7-70 |
References
- Chavkin, N. W., et al. The cell surface receptors Ror1/2 control cardiac myofibroblast differentiation. Journal of the American Heart Association. 10 (13), e019904 (2021).
- Li, H., et al. The cell membrane repair protein MG53 modulates transcription factor NF-κB signaling to control kidney fibrosis. Kidney International. 101 (1), 119-130 (2022).
- Liu, X., Liu, Y., Khodeiry, M. M., Lee, R. K. The role of monocytes in optic nerve injury. Neural Regeneration Research. 18 (8), 1666-1671 (2023).
- Weber, F., Treeck, O., Mester, P., Buechler, C. Expression and function of BMP and activin membrane-bound inhibitor (BAMBI) in chronic liver diseases and hepatocellular carcinoma. International Journal of Molecular Sciences. 24 (4), 3473 (2023).
- Tohyama, S., et al. Distinct metabolic flow enables large-scale purification of mouse and human pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes. Cell Stem Cell. 12 (1), 127-137 (2013).
- Hattori, F., Fukuda, K. Strategies for replacing myocytes with induced pluripotent stem in clinical protocols. Transplantation Reviews. 26 (3), 223-232 (2012).
- Hattori, F., et al. Nongenetic method for purifying stem cell-derived cardiomyocytes. Nature Methods. 7 (1), 61-66 (2010).
- Fernandes, S., et al. Human embryonic stem cell-derived cardiomyocytes engraft but do not alter cardiac remodeling after chronic infarction in rats. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 49 (6), 941-949 (2010).
- Shiba, Y., et al. Allogeneic transplantation of iPS cell-derived cardiomyocytes regenerates primate hearts. Nature. 538 (7625), 388-391 (2016).
- Wendel, J. S., et al. Functional effects of a tissue-engineered cardiac patch from human induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes in a rat infarct model. Stem Cells Translational Medicine. 4 (11), 1324-1332 (2015).
- Hattori, F. Technology Platforms for Heart Regenerative Therapy Using Pluripotent Stem Cells. Stem Cells and Cancer Stem Cells, Volume 7: Therapeutic Applications in Disease and Injury. , 33-45 (2012).
- Tao, S., et al. Ablation lesion characterization in scarred substrate assessed using cardiac magnetic resonance. JACC: Clinical Electrophysiology. 5 (1), 91-100 (2019).
- Rutkowski, J. M., Swartz, M. A. A driving force for change: interstitial flow as a morphoregulator. Trends in Cell Biology. 17 (1), 44-50 (2007).
- Hattori, F. How to purify cardiomyocytes for research and therapeutic purposes. Cardiac Regeneration using Stem Cells. Fukuda, K., Yuasa, S. , CRC Press. Boca Raton, FL. (2013).
- Li, M., Tian, X., Zhu, N., Schreyer, D. J., Chen, X. Modeling process-induced cell damage in the biodispensing process. Tissue Engineering. Part C, Methods. 16 (3), 533-542 (2010).
