Summary
Her presenterer vi en protokoll for å tilby raske, enkle og pålitelige blodinnsamlingsalternativer for rottemodellen. Vi beskriver tre ulike blodprøvetakingsmetoder i henhold til konteksten: halevenepunktering i narkose eller på et bevisst dyr, og punksjon i en dorsalvena penis under narkose.
Abstract
Blodprøver kreves i de fleste eksperimentelle dyredesign for å vurdere ulike hematologiske parametere. Dette papiret presenterer to prosedyrer for blodinnsamling hos rotter: lateral hale vene punktering og dorsal penis vene punktering, som gir betydelige fordeler i forhold til andre tidligere beskrevne teknikker. Denne studien viser at disse to prosedyrene tillater rask prøvetaking (under 10 min) og gir tilstrekkelig blodvolum for de fleste analyser (202 μL ± 67,7 μL). Dorsal penisvene punktering må gjøres under anestesi, mens lateral hale vene punktering kan gjøres på et bevisst, behersket dyr.
Vekslende disse to teknikkene muliggjør derfor blodtrekk i enhver situasjon. Selv om det alltid anbefales for en operatør å bli assistert under en prosedyre for å sikre dyrevelferd, krever disse teknikkene bare en enkelt operatør, i motsetning til de fleste blodprøvetakingsmetoder som krever to. Dessuten, mens disse tidligere beskrevne metodene (f.eks. halspinne, blodtrekk i subklavisk vene) krever omfattende forhåndsopplæring for å unngå skade på eller død av dyret, er halevenen og dorsalpenisvenepunktur sjelden dødelig. Av alle disse grunnene, og i henhold til konteksten (f.eks. for studier som inkluderer hannrotter, i løpet av den perioperative eller umiddelbare postoperative perioden, for dyr med tynne haleårer), kan begge teknikkene brukes vekselvis for å muliggjøre gjentatte blodtrekk.
Introduction
Blodprøvetaking er nødvendig for de fleste dyrestudier, både in vivo og in vitro. Hos rotter, da hyppigheten og mengden blodprøvetaking kan være betydelig, er det nyttig å ha forskjellige alternativer for innsamling. Ulike metoder er beskrevet i tidligere studier.
De mest brukte teknikkene er halevenepunktering og saphenøs veneblodtrekking. Hale vene prøvetaking er egnet for alle rottestammer. Med riktig trening er prosedyren enkel å utføre og forårsaker minimal nød for dyret1. På samme måte er saphenøs veneblodtrekking, forutsatt at det gjøres riktig, også en rask og enkel innsamlingsmetode. Ingen av metodene krever bedøvelse, og begge tillater gjentatte trekk av små mengder blod. Imidlertid gir saphenøs venepunktering vanligvis et lavere blodvolum1 og krever tilstedeværelse av to personer for å forlate en baklem utsatt for punktering2.
Hvis store mengder blod må samles fra et enkelt dyr, kan hjertepunktering eller punktering av vena cava brukes (opptil 10 ml blod kan trekkes fra en 150 g rotte med hjertepunktering2). Disse teknikkene krever anestesi og er terminale prosedyrer. Dyret må avlives etter en av disse to teknikkene2. Jugularpinnen er et alternativ som kan brukes hvis store mengder blod må samles inn i en studie som ennå ikke har nådd sitt endepunkt. Imidlertid krever denne teknikken også betydelige tekniske ferdigheter for å unngå skade på dyret; Derfor bør bruken begrenses3.
Andre teknikker, for eksempel subclavia vene blod trekke, trenger ikke bruk av anestetika før blodinnsamling og tillater gjentatt prøvetaking av små mengder blod. Imidlertid er det nødvendig med behersket håndtering og passende nålesnitt for denne teknikken. En feil operasjon kan føre til dyresmerter eller til og med dødelighet, og treningen for denne metoden kan være kresen4.
Andre anekdotiske prosedyrer inkluderer orbital punktering og sublingual vene punktering, som begge krever bedøvelse, og heller ikke anbefales eller mye brukt. Selv om tidligere studier har vist raskere blodoppsamling ved orbitalpunktering enn ved halevenepunktering, ble det funnet at orbitalpunksjon under dietyleter anestesi var mindre godt tolerert enn sistnevnte metode (basert på dyrenes eksitasjonsscore og urinproduksjon)5. Videre er denne metoden sterkt påvirket av ferdighetene til personen som utfører prosedyren og utføres hovedsakelig av erfarne veterinærer. Til sammenligning er sublingual venepunksjon mindre plagsom og anbefales ved gjentatt blodprøvetaking6. Denne teknikken gir imidlertid alvorlige bivirkninger som redusert mat- og vanninntak, noe som kan føre til dyrets død7.
Denne studien beskriver to metoder som brukes i vårt laboratorium for gjentatt blodprøvetaking. Hale vene punktering kan utføres på et bevisst dyr, og vevskader og bivirkninger er minimal. Modifikasjonen av denne teknikken i denne studien inkluderer stabilisering av halen med indeksen og langfingeren, noe som gjør det mulig for en enkelt operatør å utføre blodinnsamlingen. Dorsal penisvene punktering er allerede beskrevet for enkle intravenøse injeksjoner. Denne teknikken utføres under anestesi og muliggjør en pålitelig blodkilde i tilfelle vanskeligheter med andre metoder (f.eks. i den umiddelbare postoperative perioden, med et lite dyr, når du utfører perioperativ blodtrekk under anestesi). I likhet med haleveneprøvetaking vil skaden på stikkstedet ha en liten samlet effekt på dyret sammenlignet med teknikkene nevnt ovenfor8. Målet med denne metodeartikkelen er å tilby uerfarne forskere enkle og pålitelige blodprøvetakingsalternativer i henhold til konteksten (f.eks. For prosedyrer utført under anestesi, for studier inkludert hannrotter, for dyr med tynne haleårer).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Prosedyrene ble utført på 3 måneder gamle mannlige Lewis-rotter, hver veier 300-400 g. Totalt 24 dyr ble inkludert, med tre punkteringsbetingelser: 12 rotter gjennomgikk halevenepunktering uten bedøvelse (gruppe-TV uten bedøvelse), og ytterligere 12 rotter ble bedøvet til å gjennomgå både halevenepunktering (gruppe-TV med anestesi) og penisvenepunktering (gruppe PV med anestesi). Alle prosedyrene ble godkjent og respekterte retningslinjene til Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC). Alle dyrene ble avlivet ved slutten av studien (etter en oppfølging på 1 måned) ved overdosering av karbondioksid. Se materialfortegnelsen for detaljer knyttet til alle materialer og instrumenter som brukes i denne protokollen.
1. Generelle retningslinjer
- I tråd med IACUCs retningslinjer, sørg for at maksimalt blodvolum som trekkes ikke er mer enn 10% av det totale blodvolumet hver 2. uke9. For eksempel bør en rotte på 300 g ha et totalt blodvolum på ca. 19,2 ml. Når det gjelder en protokoll som krever fire blodprøver i den første uken alene (dag 0, dag 1, dag 3, dag 7), begrens samlingen til maksimalt 250 μL blod per prøve.
- For prosedyrer utført under anestesi, administrer isofluran via en presisjonsfordamper for å bedøve dyret. Indusere anestesi i et kammer med en dose på 3-5 % isofluran i 5 minutter, og fortsett å bruke en dose på 1-3 % isofluran gjennom en nesekjegle under prosedyren. Juster isofluran nivået basert på kontinuerlig overvåking av respirasjonsfrekvensen. Kontroller om sedasjon er tilstrekkelig med tåklemming før du starter prosedyren.
- Ikke la dyret være uten tilsyn under prosedyren eller før det har gjenvunnet tilstrekkelig bevissthet til å opprettholde sternal hvile.
- Etter blodsamlingen, overvåk dyret til full gjenoppretting før du returnerer det til buret, og introduser det ikke til selskap med andre dyr før det er fullstendig gjenopprettet.
MERK: I samråd med veterinærtjenester var det ikke nødvendig med smertestillende medisiner etter halevenen eller penisvenepunktering.
2. Blodtrekk fra penisvenen
- Forberedelse
- Forbered følgende utstyr: sterilt gasbind, hansker, alkoholservietter, et mikrokapillært blodoppsamling EDTA-rør (lilla hette) og en 30 G insulinsprøyte (30 E eller 50 E).
- Ta rotta ut av buret og sett den i et kammer for induksjon med isofluran via en presisjonsfordamper (dose: 3%-5%). Når dyret er bedøvet, overfør det til prosedyrebordet, og legg dyret på ryggen med nesen plassert i nesekeglen for å opprettholde anestesien. Overvåk respirasjonsfrekvensen og juster isoflurannivået tilsvarende (vedlikeholdsdose: 1-3 %). Kontroller at dyret er tilstrekkelig bedøvet av tåklemme før du starter prosedyren.
- Blodprøvetaking
- Beveg stempelet frem og tilbake i sprøyten flere ganger for å gjøre uttaket lettere. Lag undertrykk i sprøyten ved å trekke i stempelet for å fjerne et par mikroliter.
- Ved hjelp av den ikke-dominerende hånden, trekk forhuden fra enden av penis, og hold glans mellom indeksen og tommelen, trekk forsiktig. Den dorsale penisvenen vil vises som en overfladisk blå ledning. Se figur 1 og figur 2.
- Med nåløyet pekende oppover, stikk insulinsprøyten inn i en vinkel på 35°. Når nålen har kommet inn i venen, vil blodet strømme inn i sprøyten.
- Trekk stempelet på sprøyten langsomt ut med en langsom og jevn hastighet for å samle ønsket volum.
MERK: Ikke trekk stempelet for fort, da dette vil føre til at venen kollapser og stopper blodstrømmen. - Hvis blodstrømmen synker, roter nålen litt med eller mot klokken.
- Fjern sprøyten. En bloddråpe vil danne seg på punkteringsstedet, hvis aspirasjon vil tillate innsamling av noen flere mikroliter blod i tilfelle en ikke-steril prosedyre.
- Hvis den første punkteringen mislykkes, stikk nålen mer proksimalt inn på venen.
MERK: I motsetning til prøvetaking av halevene, er den iterative punkteringen av den dorsale penisvenen vanligvis mislykket. - Påfør lett trykk på stikkstedet for å stoppe blødningen, og tørk området med en ny alkoholserviett.
- Plasser penis tilbake i nøytral stilling.
- Slå av isofluran og overvåk rotta til fullstendig restitusjon. Sett rotta tilbake i buret.
3. Hale vene punktering
- Forberedelse
- Forbered følgende utstyr: en plastholder, sterilt gasbind, hansker, alkoholservietter, et mikrokapillært blodoppsamling EDTA-rør (lilla hette) og en 28 G 1/2 insulinsprøyte (30 E eller 50 E).
- Ta rotta ut av buret, og fest den raskt i en plastklegle. Lukk den store enden av kjeglen rundt bunnen av halen. Sørg for at dyret er komfortabelt og at pusten er ubegrenset gjennom hele prosedyren.
- Dypp halen i varmt vann (37 °C) i ca. 1 min for å utvide venen. Tørk halen med et papirhåndkle. Plasser dyret (i fastholderen) med forsiden ned, med halen liggende på en varmepute.
- Velg høyre eller venstre hale (blå linje) for prøvetaking ved å rotere hele dyret til hver side (dette unngår vridning av halen). Bruk den terminale tredjedelen av halen for blodkarpunktering siden karene blir mer overfladiske i denne sonen. Arterien er ventral, og de to venene er laterale10.
- Tørk halen med 70% etanolservietter på stikkstedet.
- Plasser halen på kanten av varmeputen for å skape en vinkel i den terminale tredjedelen av halen. Dette bringer venen til overflaten og skaper mer plass til å ta prøven.
- Blodprøvetaking
- Beveg stempelet frem og tilbake i sprøyten flere ganger for å gjøre uttaket lettere. Lag undertrykk i sprøyten ved å trekke i stempelet for å fjerne et par mikroliter.
- Ved hjelp av den ikke-dominerende indeksen og langfingeren, fest halen flatt på varmeputen. Plasser langfingeren proksimalt og pekefingeren distalt, med stikkstedet mellom disse to fingrene. Påfør mer trykk på langfingeren enn på indeksen for å sikre halen, okkludere fartøyet bare proksimalt og la blodet samle seg. Se figur 1 og figur 3.
- Med nåløyet pekende oppover, skyv insulinsprøyten mot pekefingeren til den settes inn i venen (dette skaper en vinkel på 35° mellom nålen og halen). Når nålen har kommet inn i venen, vil blodet strømme inn i sprøyten. På dette tidspunktet slipper du trykket på indeksen og langfingeren for å sikre at blodstrømmen ikke er okkludert.
- Trekk stempelet på sprøyten langsomt ut med jevn hastighet for å samle opp ønsket volum.
MERK: Ikke trekk ut stempelet for fort. Dette vil føre til at venen kollapser og stopper blodstrømmen. - Hvis blodstrømmen synker, roter nålen litt i begge retninger.
- Fjern sprøyten fra halen. En bloddråpe vil danne seg på halens punkteringssted. Aspirasjonen av dette blodet tillater innsamling av noen få mikroliter blod i tilfelle en ikke-steril prosedyre.
- Hvis den første punkteringen mislykkes, stikk nålen mer proksimalt inn på venen.
MERK: Venen blir gradvis dypere når den nærmer seg halebunnen. Hvis det ikke er blodstrøm i sprøyten, øk vinkelen mellom sprøyten og halen, eller roter nålen. - Trykk på stikkstedet for å stoppe blødningen, og tørk området med en ny alkoholserviett. Fjern rotta fra plastkjeglen, og sett den tilbake i buret.
- Hale vene punktering under anestesi
- Utfør trinn 2.1.1 og trinn 2.1.2 for å indusere og opprettholde anestesi.
- Utfør trinn 3.1.3-3.2.7 for blodinnsamling; se figur 1.
- Utfør trinn 2.2.10 for gjenoppretting av dyr.
Figur 1: Skjema over de ulike punkteringsmetodene i denne protokollen. (A) Modifisert hale vene punktering på et bevisst, behersket dyr; (B) modifisert hale vene punktering og penis vene punktering under anestesi. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Suksess ble definert som et blodtrekk som ga minst 100 μL blod på under 10 minutter (fra punkteringstiden til slutten av blodsamlingen), og svikt ble definert som en blodprøvetaking som ga mindre enn 100 μL blod eller tok mer enn 10 minutter for å hente det nødvendige blodvolumet. Maksimalt 250 μl blod per prøve var tillatt. De statistiske analysene ble utført med enveis ANOVA-test for multiple sammenlikninger og khikvadrattest. Dataene ble presentert som gjennomsnittsverdi ± standardavvik, og p < 0,05 ble brukt som grenseverdi for bestemmelse av statistisk signifikans.
Sammenligningen av suksessratene viste tilsvarende resultater for halevenepunktering hos bevisste rotter (92 %) og penisvenepunksjon under anestesi (83 %)(p = 0,0543), som vist i figur 4. Interessant, under anestesi ble halvenen svært upålitelig, og halevenepunktering under anestesi hadde bare en 25% suksessrate i denne studien, sannsynligvis på grunn av tynning av venen. Ved anestesi var penisvenepunksjonen mer vellykket enn halevenepunkteringen for prøvetaking (p < 0,0001).
Vi sammenlignet innsamlede blodvolumer og prosedyrevarighet blant halevene- og dorsalårepunktering utført på rotter under anestesi og halevenepunktering utført på bevisste rotter. Figur 5 viser at halevenepunktering uten anestesi (217,5 μL ± 69,04 μL) og penisvene i narkose (185,8 μL ± 66,4 μL) ga sammenlignbare mengder blod (p = 0,4966), og disse blodmengdene var signifikant høyere enn volumet ved halevenepunktering i narkose (54,4 μL ± 68,8 μL) (p < 0,0001).
Prosedyrens varighet var lik i penisvenepunksjon i anestesigruppen (315,2 s ± 160 s) og halevenepunktur uten anestesigruppe (262,5 s ± 171 s) (p = 0,6632). Figur 6 viser at prøvetaking ble utført på under 6 min i begge grupper, mens halevenepunktering i narkose tok mer enn 8 min (500,8 s ± 196 s) på grunn av multiple svikt (p < 0,0382).
Figur 2: Dorsal penisvene punkteringsmetode. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 3: Modifisert punkteringsmetode i halevene. Legg merke til at halen holdes nede og punkteringsstedet ligger mellom peke- og langfingrene. Sprøyten skal hvile og gli mot pekefingeren for å opprettholde en stabil punkteringsvinkel. Bruken av den ikke-dominerende hånden muliggjør stabilisering av halen på et bevisst dyr. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 4 Suksessrater med halevenepunksjon i narkose, penisvenepunksjon i narkose og halevenepunktering uten bedøvelse. **** p < 0,0001 med khikvadrattest. Forkortelser: TV = haleåre; PV = vena penis. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 5: Sammenligning av blodvolumene (i μL) oppnådd i de tre gruppene. ***p < 0,001; p < 0,0001 med ANOVA-analyse for multiple sammenligninger. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 6: Sammenligning av prøvetakingsvarighet (i sekunder), definert som tiden fra punkteringstidspunktet til slutten av blodprøvetakingen, i de tre gruppene. Svikt ble definert som en varighet av blodprøvetaking som varte lenger enn 600 s (10 min). *p < 0,05; **p < 0,01 med ANOVA-analyse for multiple sammenligninger. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Halevenepunkturen er en effektiv metode for å skaffe blod fra en bevisst rotte. Men når et dyr er under anestesi, kan effekten av isofluran føre til karspasmer og gjøre halevenepunktering uegnet11. Som vist i denne studien, er et alternativ i denne situasjonen å samle blod fra penisvenen, noe som er mer vellykket og gir et betydelig større volum blod på kortere tid. Det er viktig å huske at i tilfelle feil med denne metoden ved første forsøk, kan etterfølgende forsøk mislykkes. Derimot tillater halevenepunktering flere påfølgende punkteringer i tilfelle vanskeligheter på første forsøk (det er to årer, og punktering høyere opp på halen kan forsøkes)1. Imidlertid kan iterative punkteringer forårsake hemolyse i prøven, noe som forvrenger resultatene på grunn av frigjøring av hemoglobin og de indre komponentene i erytrocytmembraner. Dette gjelder spesielt hvis plasmaet analyseres12. Å unngå flere punkteringer og få prøven i en enkelt blodprøve er å foretrekke.
I dette arbeidet oversteg blodprøvetakingen ikke 250 μL per prøve i henhold til denne protokollen og IACUCs retningslinjer for å respektere dyrevelferd ved flerprøvetaking. Fremskritt innen bioanalytiske teknikker har gjort det mulig å bruke mikroprøver på mindre enn 50 μL for å vurdere blodbiokjemi og metabolske parametere 13. Derfor er 250 μL tilstrekkelig til å konkludere med at begge metodene er effektive for fremtidige studier. Imidlertid er både halevenen og penisvenen små fartøy og tillater ikke innsamling av store mengder blod. Disse beskrevne metodene er egnet for gjentatt prøvetaking og overvåking av levende dyr. Hvis store mengder blod er nødvendig (for eksempel for sluttprosedyrer), bør andre metoder som gir mer blod - som hjertepunksjon - vurderes.
Disse beskrevne prosedyrene er to blant mange; Vårt valg av prosedyre var motivert av noen fordeler. Begge disse teknikkene kan gjøres av en enkelt operatør. Bruk av pekefinger og langfinger for å stabilisere halevenen i den modifiserte haleveneteknikken gjør det unødvendig med komplementær menneskelig begrensning. Det er imidlertid nødvendig å vurdere dyrets velferd, og assistanse fra en profesjonell (f.eks. veterinær eller veterinærtekniker) anbefales alltid for å unngå å utsette dyret for unødig smerte eller ubehag2.
Videre krever tidligere beskrevne metoder (f.eks. halspinne, blodtrekk i subklavisk vene) omfattende forhåndsopplæring for å unngå skade på eller død av dyret. I motsetning til dette er haleven eller dorsal penisvenepunktering sjelden dødelig for rotter, selv om den ikke er godt utført. Denne studien hadde noen feil med begge metodene, men ingen andre bivirkninger eller dødsfall ble observert. Noen tilfeller av urinretensjon etter dorsale penisinjeksjoner er rapportert, men det er uklart om selve injeksjonen eller det injiserte midlet er ansvarlig for dette resultatet. Verken denne bivirkningen eller unormal tilheling eller infeksjon på stikkstedet ble observert i studieperioden. Videre avslørte de daglige vurderingene av dyrenes tilstand ikke smerte eller nød i noen grupper (ingen porfyrinfarging, ingen vekttap, dyr vurdert til å være komfortable av forskerteamet og veterinærer). Imidlertid kan langvarig fastholding og flere punkteringer forårsake dyreproblemer. For å unngå dette, bør nålen roteres når blodstrømmen bremser ned i stedet for å gjenta punkteringen. Riktig oppvarming av halen med varmt vann og en varmepute for å vasodilate halvenen, samt å praktisere disse metodene, anbefales å redusere besøkstiden.
Punkteringsmetodene i halevenen og punksjonsmetodene i penisvenen muliggjør rask prøvetaking (under 6 min) og gir tilstrekkelig blodvolum for de fleste analyser. Når det er gjort på et bevisst dyr, er hale vene punktering en effektiv og pålitelig metode for å skaffe blod. Men på et bedøvet dyr har bedøvelsesmidler en tendens til å forårsake karspasmer, og halvenen er gjenstand for viktig tynning11. I dette scenariet gir penis dorsal vene punktering en bedre suksessrate enn hale vene punktering, som har en tendens til å være upålitelig for blodinnsamling. Imidlertid er en begrensning av penisveneblodtrekningen at den bare kan utføres på hannrotter og er derfor uegnet for kvinnelige rottestudier. Derfor, i henhold til konteksten (dvs. dyrets kjønn, perioperativ eller postoperativ blodtrekking, dyr med tynne haleårer), kan både penisvenepunktering og halevenepunktering brukes vekselvis for gjentatte blodtrekk, selv av forskere med liten eller ingen erfaring med dyreforsøk.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Ingen av forfatterne har noen interessekonflikter å oppgi.
Acknowledgments
Dette arbeidet ble finansiert av Shriners Children's Boston (B. E. U., K.U., C.L.C.). L.C. er finansiert av "La Bourse des Gueules Cassées", "La Bourse Année Recherche" og "La Bourse de l'Amicale des Anciens Internes des Hôpitaux de Paris". Y.B. er finansiert av "La Bourse des Gueules Cassées". UB og IFVR er finansiert av Shriners Hospitals for Children (Fellowships ID er # 84308-BOS-22 # 84302-BOS-21 henholdsvis). Dette materialet er delvis basert på arbeid støttet av National Science Foundation under Grant No. EEC 1941543. Delvis støtte fra US National Institutes of Health (R01EB028782, R56AI171958 og R01DK114506) er takknemlig anerkjent. Figur 1 ble laget med BioRender.com.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.5 mL | 28 G ½ Insulin Syringes | BD | 329424 | for tail vein puncture |
| 0.5 mL | 30 G x 5/16 Insulin Syringes | BD | 320468 | for penile vein puncture |
| 250 L Microtainer blood collection tubes with K2EDTA | BD | 365974 | |
| Gauze Sponges | Curity | 6939 | |
| Isoflurane Auto-Flow Anesthesia Machine | E-Z Systems | EZ-190F | for penile vein puncture |
| Isoflurane, USP | Patterson Veterinary | 1403-704-06 | for penile vein puncture |
| Nosecone for Anesthesia | World Precision Instruments | EZ-112 | for penile vein puncture |
| Rodent Restraint Cone | Harvard Apparatus | ST2 52-95-86 | for tail vein puncture |
| Small Animal Heated Operating Table (Adjustable) | Peco Services Ltd | 69023 | |
| Webcol Alcohol prep pads | Simply Medical | 5110 |
References
- Lee, G., Goosens, K. A. Sampling blood from the lateral tail vein of the rat. Journal of Visualized Experiments. (99), e52766 (2015).
- Beeton, C., Garcia, A., Chandy, K. G. Drawing blood from rats through the saphenous vein and by cardiac puncture. Journal of Visualized Experiments. (7), 266 (2007).
- Luzzi, M., et al. Collecting blood from rodents: A discussion by the Laboratory Animal Refinement and Enrichment Forum. Animal Technology and Welfare. 4 (2), 99-102 (2005).
- Wang, L., et al. Repetitive blood sampling from the subclavian vein of conscious rat. Journal of Visualized Experiments. (180), e63439 (2022).
- Van Herck, H., et al. Blood sampling from the retro-orbital plexus, the saphenous vein and the tail vein in rats: Comparative effects on selected behavioural and blood variables. Laboratory Animals. 35 (2), 131-139 (2001).
- Harikrishnan, V. S., Hansen, A. K., Abelson, K. S., Sørensen, D. B. A comparison of various methods of blood sampling in mice and rats: Effects on animal welfare. Laboratory Animals. 52 (3), 253-264 (2018).
- Zeller, W., Weber, H., Panoussis, B., Bürge, T., Bergmann, R. Refinement of blood sampling from the sublingual vein of rats. Laboratory Animals. 32 (4), 369-376 (1998).
- Nightingale, C. H., Mouravieff, M. Reliable and simple method of intravenous injection into the laboratory rat. Journal of Pharmaceutical Sciences. 62 (5), 860-861 (1973).
- Blood collection: The rat. IACUC Guideline. UCSF Office of Research Institutional Animal Care and Use Program. , Available from: https://iacuc.ucsf.edu/sites/g/files/tkssra751/f/wysiwyg/guidelines%20-%20Blood%20Collection%20-%20Rat.pdf (2022).
- Staszyk, C., Bohnet, W., Gasse, H., Hackbarth, H. Blood vessels of the rat tail: A histological re-examination with respect to blood vessel puncture methods. Laboratory Animals. 37 (2), 121-125 (2003).
- Constantinides, C., Mean, R., Janssen, B. J. Effects of isoflurane anesthesia on the cardiovascular function of the C57BL/6 mouse. ILAR Journal. 52 (3), e21-e31 (2011).
- Hernaningsih, Y., Akualing, J. S. The effects of hemolysis on plasma prothrombin time and activated partial thromboplastin time tests using photo-optical method. Medicine. 96 (38), 7976 (2017).
- Powles-Glover, N., Kirk, S., Jardine, L., Clubb, S., Stewart, J. Assessment of haematological and clinical pathology effects of blood microsampling in suckling and weaned juvenile rats. Regulatory Toxicology and Pharmacology. 69 (3), 425-433 (2014).
