Multi-unit Optagelse metoder til karakterisering af neurale aktivitet i Locust (

Neuroscience

Your institution must subscribe to JoVE's Neuroscience section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Vi viser variationer af den ekstracellulære flere enheder optagelsesteknik at karakterisere lugt-fremkaldte reaktioner i de tre første faser af hvirvelløse olfaktoriske pathway. Disse teknikker kan let tilpasses til at undersøge ensemble aktivitet i andre neurale systemer.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Saha, D., Leong, K., Katta, N., Raman, B. Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits. J. Vis. Exp. (71), e50139, doi:10.3791/50139 (2013).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Påvisning og fortolkning af olfaktoriske cues er afgørende for overlevelsen af ​​mange organismer. Bemærkelsesværdigt er arter på tværs phyla slående ens olfaktoriske systemer, tyder på, at den biologiske tilgang til kemisk sensing er blevet optimeret over evolutionær tid 1. I det insekt olfaktoriske system, er lugtstoffer transduceret af olfaktoriske receptor neuroner (ORN) i antennen, som konverterer kemiske stimuli i tog af aktionspotentialer. Sensorisk input fra ORNs derpå videresendes til antennal lap (AL, en struktur analog til hvirveldyret lugtekolben). I AL, tager neurale repræsentationer for lugte i form af Spatiotemporal fyring mønstre fordelt på ensembler af de vigtigste neuroner (PNS, også kaldet projektion neuroner) 2,3. AL-output forarbejdes derefter af Kenyon celler (KCS) i den nedstrøms svamp organ (MB), en struktur forbundet med olfaktoriske hukommelse og indlæring 4,5. Hendese, præsenterer vi elektrofysiologiske optagelse teknikker til overvågning lugt-evoked neurale reaktioner i disse olfaktoriske kredsløb.

Først præsenterer vi en enkelt sensillum optagelse metode til at studere lugt-evoked reaktioner på niveau med bestande af ORNs 6,7. Vi diskuterer brugen af ​​saltvand fyldt skærpet glaspipetter som elektroder til ekstracellulært overvåge Örn svar. Dernæst præsenterer vi en metode til ekstracellulært overvåge PN svar ved hjælp af en kommerciel 16-kanals elektrode 3. En lignende tilgang med en skræddersyet 8-kanals snoet wire tetrode påvises for Kenyon celle optagelser 8. Vi leverer oplysninger om vores eksperimentel opstilling og nuværende repræsentative optagelse spor for hver af disse teknikker.

Protocol

1. Lugt Forberedelse og levering

  1. Fortynd lugt opløsninger i mineralolie i volumen for at opnå det ønskede koncentrationsniveau. Gemme en 20 ml blanding af mineralolie og lugtstoffet i en 60 ml glasflaske. Indsætte to injektionsnåle til en gummiprop (gauge 19), en fra bunden og den anden fra toppen for at tilvejebringe et indløb og et udløb linje. Tætne glasflaske med denne gummiprop og vedhæfte et designet aktivt kulfilter til indløbsledningen (figur 1A).
  2. Kulfilter fremstillet ved anvendelse af to 6 ml sprøjter. Skær sprøjter i halve og kassér stemplet ende. Fyld hver af de resterende stykker med bomuld og aktivt kul før du tilslutter dem sammen ved hjælp af varmekrymperør.
  3. Tilslut afgangsledningen af lugten flaske (ved hjælp af polyethylenrør, ID 0,86 mm) til plastrøret (Nalgene FEP Tubing, ID 5,8 mm), der leverer en konstant luftstrøm over antennen (figur 1 B
  4. Direkte carbon-filtreret, affugtet luft (bæregas; strømningshastighed, 0,75 L / min) i retning af johannesbrød ved hjælp af et plastrør anbragt i et par cm af johannesbrødgummi antenne.
  5. For lugt stimulation, fortrænger et konstant volumen (0,1 L / min) af den statiske headspace over lugt opløsningen i flasken. Dette opnås ved indblæsning af en tilsvarende mængde af affugtet luft i flasken ved anvendelse af en Pico-pumpe (WPI, PV-820). Dampene fra lugt flasken ledes gennem afgangsledningen på luftstrømmen røret (figur 1B).
  6. Fjern de leverede lugt dampe ved at placere et vakuum tragt ~ 10 cm bag græshoppe antenne.

2. Forberedelse Locust Antenne for Single Sensillum Recording

  1. Vælg en ung-voksen locust af begge køn med fuldvoksne vinger, men forud for parring fase fra en overfyldt koloni. Til at fastholde locust først amputere sine ben. Forsegl amputation websteder med vævsklæbemiddel (Vetbond, 3M). Sikker tHan locust til et designet kammer ved hjælp af et lille stykke tape draperet omkring sin thorax (figur 2A).
  2. Under en dissektion mikroskop, gør en lav rille i voks platform (figur 2A) for antenneplacering. Placere antennen ind i rillen og stabilisere den med batik voks ved de to ender af antennen (figur 2B; en electrowaxer anvendes til smeltning af voks).
  3. Indsæt en jordelektrode (chlorided sølvtråd) ind i brystkassen (~ 1 cm fra hoved). Brug batik voks til både sæl incisionssted og hold jordledningen på plads (Figur 2A).

3. Single Sensillum Optagelse til Monitor lugt-fremkaldte svar fra Lugtesansen receptor neuroner (ORNs)

  1. Placer stabiliserede johannesbrødgummi antennen under et stereomikroskop (Leica M205C) på en vibrationsisolering tabel (TMC) (figur 3A). Sørg for, at bunden af ​​optagelsen sensillum er klarly synlig (figur 3B).
  2. Bruge en mikropipette aftrækker (Sutter P-1000) til fremstilling af glaselektroder (impedans 3-10 MQ når den fyldes med johannesbrød saltvand 9, tip diameter 1-3 um) under anvendelse af en borsilikatglas kapillarrør (OD 1,2 mm, ID 0,69 mm).
  3. Anbring glaselektrode i en mikropipette holder, der er fastgjort til en motoriseret mikromanipulator (Sutter MP-285). Sæt forsigtigt elektroden ind i bunden af en sensillum (figur 3B). Bemærk, at hver sensillum kan indeholde 3-50 ORNs i græshopper 10.
  4. Forstærke signalet (10.000 gange) ved anvendelse af en AC-forstærker (Grass P-55). Filtreres signalet mellem 0,3 til 10,0 kHz og tilegne sig en 15 kHz sampling rate (figur 3D) ved hjælp af en datafangstsystem (LabView, PCI-MIO-16E-4 DAQ-kort, National Instruments).

4. Locust Dissection Procedure for Antennal Lobe og Mushroom Krop Optagelser

  1. Følg restraining procedurer som beskrevet i afsnit 2,1. Anbring johannesbrødgummi i et specialfremstillet kammer som vist i figur 4A og B.
  2. Sådan perfundere saltvand under og efter dissektion procedure, en voks kop bygge omkring locust hovedet. Voks cup bør starte lige over munden dele, og strækker sig ud over de sammensatte øjne, der omfatter regionen mellem de to antenner, som vist i figur 4C.
  3. Hvis du vil tillade antennerne at passere gennem voks kop, skabe små tunneler på begge sider med plast (polyethylen) rør (5 mm lange, ID 0,86 mm). Sørg for, at plastrør kan glide igennem voks cup. Sidstnævnte opnås ved hjælp af en gummipakning, som tæt vikles rundt om plastrør, men er fastgjort til voks-kop (fig. 4C).
  4. Ved hjælp af epoxyharpiks, bunden af ​​antenner vedhæfte til den nederste ende af plastslanger. Dette trin sikrer, at antennerne er holdt på plads, selv når det omkringliggendekutikula fjernes.
  5. Holde voks kop fyldt med saltvandsopløsning 9 Fra dette tidspunkt. Begynde med at fjerne en central rektangulært område mellem de to antenner (længere side af rektanglet på linie med anteroposterior akse). Derefter fjernes kutikula i naboregioner uden at forstyrre de sammensatte øjne og kutikula i bunden af antennen (figur 4D).
  6. Ved hjælp af fine pincet, fjern forsigtigt luftsække og fedt organer omkring hjernen. Ved afslutningen af dette trin bør johannesbrødgummi hjernen tydeligt ses (figur 4D). Bemærk, at de hjerneområder, som behandler den olfaktoriske information (med lysegul pigmentering) er beliggende mellem de to antenner.
  7. I græshopper tarmen løber under hjernen og langs længden af ​​legemet. For at forhindre bevægelse af tarmen fra potentielt destabilisere præparatet, skal du forsigtigt foregut og skær det ved hjælp af fine saks. Lav et lille snit i maven bareover rektum og fjerne tarmen ved at trække stortarmen med grove pincet. For at forhindre en saltopløsning lækage, binde maven umiddelbart foran den incisionssted med suturtråde.
  8. Anvende en lille platform fremstillet af et tyndt tråd overtrukket med et fint lag af voks for at hæve hjerne og stabilisere den 11 under elektrofysiologi som vist i figur 4D.
  9. Insektet hjerne er dækket af et tyndt isolerende kappe, der skal fjernes før forsøg. Til desheath hjernen, fordeles forsigtigt en lille mængde af et enzym (0,3 til 0,4 mg protease, Sigma Aldrich) over overfladen af hjernen med fine tænger 9. Efter ~ 5-10 s enzym ansøgning, skylles hjernen grundigt med saltvand. Brug super-fine tænger meget forsigtigt klemme og trække overtrækket op og efterfølgende rive det åbne over optagelsen steder (AL og MB, vist i figur 4E, F).

5. Multi-unit Optagelser fra Antennal Lobe ogMushroom Krop

  1. Anbring johannesbrødgummi fremstillingen (figur 5A) under et stereomikroskop ophængt i en boom stativ anbragt på et vibrationsisolering tabel.
  2. Opretholde en konstant saltvand perfusionshastighed (omkring 0,04 l / time) gennem hele forsøget. Brug en chlorided sølvtråd neddyppet i saltvandsfyldt voks cup som jordelektrode.
  3. For PN optagelser, skal du bruge en 16-kanals silicium probe (NeuroNexus Technologies, element # A2x2-tet-3mm-150-150-121-A16, figur 5B). Før hvert forsøg, galvanisere elektroderne med guld for at opnå impedanser i 200-300 kohm området. Brug kredsløbet vist i figur 7 for elektroplettering.
  4. Placere elektroden tæt på overfladen af det antennal lap og forsigtigt indsætte det i vævet under anvendelse af en manuel mikromanipulator (WPI, M3301R) (figur 5D).
  5. Før elektroden i ~ 10 um trin. Vent 2-3 min på hvert trin og evaluere erhverved signal kvalitet. I en ideel optagelse websted, vil ekstracellulære signaler blive samlet op af flere optagelse kanaler og vil have en høj signal-til-støj-forhold (SNR> 3-5 gange støj SDS).
  6. For KC optagelser, skal du bruge en skræddersyet snoet wire tetrode (figur 5C, trin-for-trin fabrikation procedure præsenteres i afsnit 6). Galvanisere disse elektroder som beskrevet i trin 5.3. Placer tetrode på overfladen af MB (fig. 5E), som KC somata er begrænset til det overfladiske lag af MB 8.
  7. Både PN og KC optagelser kan foretages samtidigt fra samme johannesbrødgummi præparat som skematisk vist i figur 5A.
  8. Vent mindst 15 min efter at finde optagelsen stedet for at muliggøre stabilisering af elektroderne.
  9. Erhverve alle ekstracellulære signaler ved 15 KHz, filter mellem 0,3-6 KHz, og forstærke (10.000 gange) ved hjælp af en 16 kanals AC forstærker (Biologi Electronics Shop, Caltech, Pasadena, CA) (6A, B).

6. Procedurer for at Twisted Wire Elektrode for KC Recordings

  1. At designe en multi-enhed elektrode til KC optagelser, brug isoleret nikkel krom wire (RO800, 0,0005 "filament) 8.
  2. Hvis otte elektroder ønskes så wrap wiren omkring en 10-15 cm langt stykke pap 4 gange. Enderne af pappet kan dækkes med plastrør for at forhindre kanterne fra at skære tråden. Mens indpakning, så sørg for der er lidt slap, men sørge for, at wiren ikke er stram. Håndter ledningen forsigtigt, da det knækker let.
  3. Bunch trådene sammen på toppen af ​​pappet og brug et stykke tape (Time Tape, T-534-RP) at holde dem sammen. Skær trådene sammen ved den anden ende. Fjern trådstrengene og gruppe ledningerne i den afskårne ende så godt bruge et andet stykke af båndet.
  4. Ved hjælp af en titer pladeryster (Thermo Scientific, model 4625Q), vind trådene sammen (~ 72 omdr / min for 3min) til dannelse af en snoet wire. Bunden af ​​tapede strenge kan klippes til den titer pladen rotor og toppen kan klippes til et boom stativ. Under viklingen, skal tråden være lidt slæk, men ikke stramt.
  5. Smelte isoleringen sammen med en varmepistol (Weller 6966C) til at klæbe de enkelte strenge sammen og danner en enkelt tråd. 3-4 langsomme gennemløb (3-4 sekunder hver) over længden af ​​tråden bør være tilstrækkelig til at opvarme og sammensmelte de tråde sammen. Derefter frigøre tråden fra bunden og lader den slappe. Trimme ledningen nær enderne for at fjerne tapen.
  6. Sæt den ene ende af wiren gennem et 5-6 cm lang, glaskapillarrør (OD 1,0 mm, ID 0,58 mm). Drille hinanden den snoede tråd i den ene ende ved hjælp af fine pincetter og fjerne belægningen ved meget kort torching enden under anvendelse af en flamme. Dette trin skal udføres omhyggeligt, udsætte tråden for flammen i for lang tid vil få strengene til at smelte og sammenfiltring.
  7. Forsigtigt adskille 8 tråde på flammede ende ennd lodde hver streng separat i et 8-bens IC-sokkel. Coat toppen af ​​IC-sokkel med epoxy til at holde trådene og glas kapillarrør på plads. Også placere en lille dråbe epoxy ved den anden ende af kapillæren at holde ledningen på plads (figur 5C).
  8. Endelig skæres spidsen af ​​tråden i en 45 graders vinkel med hårdmetal saks omkring 0,5 cm fra den kapillære spids.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Lugt-fremkaldte reaktioner af en enkelt ORN til to forskellige alkoholer er vist i figur 3D. Afhængigt af optagestedet (sensilla type, placering af elektroden) med flere enheder optagelser kan opnås.

En rå ekstracellulære bølgeform fra en AL-optagelse er vist i figur 6A. Action potentialer eller pigge af varierende amplituder fra forskellige PNS kan observeres i denne spænding spor. Selvom locust antennal lap har excitatoriske projektion neuroner og hæmmende lokale neuroner, kun PNS genererer natrium pigge, der kan opdages ekstracellulært 3. Denne observation antyder, at flere enheder optagelsesteknik præsenteres her kan anvendes til selektivt at kontrollere output af de antennal lap kredsløb, hvorved græshopper en attraktiv hvirvelløse model til undersøgelse af olfaktoriske kodning.

Et eksempel på en svamp organ optagelse er vist i

For at isolere enhedstransceivere svar fra disse multi-unit optagelser, vi udførte off-line spike sortering (med de bedste fire kanaler) ved hjælp af offentliggjorte software implementeret i IGOR Pro (Wavemetrics) 12. Eksempler på PN og KC spike sortering er vist i figur 6C og D hhv.

Figur 1
Figur 1. Lugt stimulation. (A) Alle komponenter, der er nødvendige til fremstilling af en lugt flaske er vist. (B) Indløbet forbindelse fra pico-pumpen og udløbsforbindelsen fra lugt flasken til lugt afgivelsesrøret er vist. En konstant strøm af tørret luft anvendes som bæregas strøm og er rettet mod antennen ved forsøg.


Figur 2. Fremstilling af en johannesbrødgummi antenne for enkelt sensillum optagelser. (A) locust anbringes i et skræddersyet kammer med en jordelektrode anbragt i tarmen. (B) En fremgangsmåde til stabilisering af en antenne med et voks platform er vist.

Figur 3
Figur 3. Single sensillum optagelser. (A) En typisk optagelse nedsat. En blanding af bæregas og lugt damp tilføres gennem et rør. Orn aktionspotentialer registreres ved hjælp af en glaselektrode. Leverede lugtstoffer fjernes ved hjælp af et vakuum tragt ligger lige bag antennen. (B) Elektrode placering som set gennem stereomikroskop. Pile angiver placeringen af ​​glaselektroden spidsen i bunden af ​​en sensillum. (C) Et skematic af det indre sensillum optagelse tilgang. (D) Rå ekstracellulære spænding spor viser responser af en ORN til to forskellige lugte (2-octanol og 1-hexanol).

Figur 4
Figur 4. Johannesbrødgummi dissektion procedure. (A) En locust er fastholdt og anbragt i et specialfremstillet dissektion opstillingen som vist. (B) Visning af locust hovedet fra oven. Både sammensatte øjne og antenner kan tydeligt ses (C) En voks kop er bygget op omkring dissektion stedet for at tillade saltvand perfusion under og efter dissektion processen. (D) Den udsatte johannesbrødgummi hjerne er vist (den gule-pigmenteret nervevæv). En platform er placeret under hjernen som vist at stabilisere hjernen. En saltopløsning perfusion rør er fastgjort til voks cup. (E) En skematisering af johannesbrødgummi hjernen. (F) et forstørret billede af johannesbrødgummi hjernen efter dissektion, der tydeligt viser de områder af interesse: entennal lapper (AL) og champagneproplukke organer (MB). The antennal nerve (AN) indeholder axon bundter, som overfører de Orn aktionspotentialer fra antennen til antennal lap.

Figur 5
Figur 5. Multi-unit optagelser fra antennal lap og champignon krop. (A) En skematisk viser optagelsen konfiguration og lugt levering setup. (B) En 16-kanals NeuroNexus elektrode, der anvendes til PN optagelser er vist. (C) Venstre panel, en skræddersyet 8-kanals snoet wire elektrode er vist. Højre panel, elektroden spids og tilslutninger ledninger til IC-sokkel er vist. (D) Placering af 16-kanals optagelse elektrode i AL. Kun de nederste fire elektroder i hver skaft indsættes i vævet. (F) Placering af den snoede tråd elektrode i de overfladiske MB lag til KC optagelser vises.


Figur 6. Repræsentative resultater fra en antennal lap (AL) og en svamp organ (MB) optagelse. (A) En rå ekstracellulære spor fra en med flere enheder AL optagelsen vises. En 4 s lugt puls blev anvendt i det angivne tidsrum ved det grå felt. (B) Lignende plot, men som viser rå KC reaktioner på en lugt. (C) Et eksempel på PN spike sortering. Ekstracellulær bølgeformer fra fire uafhængige kanaler i en multi-kanal elektrode er vist i alle spiking hændelser fra en enkelt PN. Individuelle hændelser (sort), middel (rød), og SDS (blå) er vist for begge celler. Histogrammer opnået ved at projicere højdimensionale PN begivenhed repræsentationer (180 dimensional vektor opnået ved at sammenkæde 3 MS signaler fra alle fire elektroder) på den linje, der forbinder deres midler. Betragtes som et godt isolaTed-enhed, som i dette tilfælde, bimodal en fordeling med klyngecentre mindst fem gange støjen SD hinanden forventes for hvert par af samtidigt registrerede celler 12. (D) Et eksempel på KC spike sortering er vises.

Figur 7
Figur 7 Den elektroplettering sat op:. Kredsløbet der viser sammenhængen mellem de forskellige komponenter er vist ovenfor et billede af den faktiske setup. Kort fortalt 3 Hz firkant pulser (5V amplitude) fra en funktion generator (MCP, SG 1639A), der bruges til gate en stimulus isolator (WPI, A365), som derefter sender 5 uA af strøm til en elektrodeimpedans tester (BAK Electronics, IMP- 2). Impedansen tester kan betjenes enten teste elektrodeimpedans eller tillade strømpulser fra stimulus isolator, der skal anvendes til elektroden for guld plating. I begge tilfælde er den multi-enhed elektrode holdt imlægges i en elektroplettering brønd indeholdende guld opløsning. En switch tillader valg af elektrode-kanalen til at være forgyldt.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Mest sensoriske stimuli fremkalder kombinatoriske reaktioner, der distribueres på tværs af ensembler af neuroner. Derfor samtidig overvågning af multi-neuron aktivitet er nødvendig for at forstå, hvordan stimulus-specifikke oplysninger er repræsenteret og bearbejdes af neurale kredsløb i hjernen. Her har vi vist ekstracellulære flere enheder optagelse teknikker til karakterisering lugt-fremkaldte reaktioner i de første tre behandlingscentre langs insekt olfaktoriske pathway. Vi bemærker, at de teknikker, der præsenteres her er blevet brugt i en række tidligere undersøgelser af olfaktoriske kodning og er ved at blive en standard praksis på dette område 3,6,13-17. Ved at kombinere de teknikker præsenteres her kan man udvikle et system tilgang til at undersøge design og computing principper for hvirvelløse olfaktoriske system. Her må vi erkende skelsættende bidrag, som Gilles Laurent, Mark Stopfer, og deres kolleger 2,3,8,9,13,16,18-21, der var pioner disse nærmerbænke til at afsløre og belyse en række grundlæggende principper for olfaktoriske kodning.

Endelig er det værd at bemærke, at optiske teknikker også er blevet anvendt til at undersøge ensemble aktivitet i insektceller olfaktoriske kredsløb 22-27. Mens disse optiske teknikker er fordelagtige når målet er samtidigt at overvåge neurale aktivitet over et stort antal neuroner, elektrofysiologi teknikker er stadig den "gyldne standard" ved påvisning af individuelle aktionspotentialer ønskes.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Ingen interessekonflikter erklæret.

Acknowledgements

Forfatterne vil gerne takke følgende for at finansiere dette værk: generøse opstart midler fra Institut for Biomedical Engineering i Washington University, en McDonnell Center for Systems Neuroscience tilskud, en Office of Naval Research tilskud (Grant #: N000141210089) til BR

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Electrophysiology Equipment
A.C. amplifier GRASS Model P55 for single sensillum recordings
Audio monitor (model 3300) A-M Systems 940000
Custom-made 16 channel pre-amplifier and amplifier Cal. Tech. Biology Electronics Shop for AL and MB recordings
Data acquisition unit National Instruments BNC-2090
Fiber optic light WPI SI-72-8
Light source 115 V WPI NOVA
Manual micromanipulator WPI M3301R for locust brain recordings
Stereomicroscope1 on boom stand Leica M80 for locust brain recordings
Stereomicroscope2 Leica M205C for single sensillum recordings
Vibration-isolation table TMC 63-500 series
Motorized micromanipulator Sutter Instruments MP285/T
Oscilloscope Tektronix TD2014B
Electrodes/Construction Tools
16-channel electrode NeuroNexus A2x2-tet-3mm-150-121 for antennal lobe recordings
Borosilicate capillary tubes with filament, ID 0.69 mm Sutter Instruments BF120-69-10 for making glass electrodes
Micropipette puller Sutter Instruments P-1000
Function generator Multimeter Warehouse SG1639A for gold-plating electrodes
Gold plating solution (non cyanide) SIFCO Industries NC SPS 5355
Impedance tester BAK Electronics Inc. IMP-2 for gold-plating electrodes
Switch rotary Electroswitch C7D0123N for gold-plating electrodes
Pulse isolator WPI A365 for gold-plating electrodes
Q series electrode holder Warner Instruments 64-1091
Silver wire 0.010" diameter A-M Systems 782500 ground electrode
8 pin DIP IC socket Digikey ED90032-ND
Borosilicate capillary tubes with filament, ID 0.58 mm Warner Instruments 64-0787
Heat gun Weller 6966C
Rediohm-800 wire Kanthal Precision Technologies PF002005
Titer plate shaker Thermo Scientific 4625Q twisting wires
Carbide scissors, 4.5" Biomedical Research Instr 25-1000 for cutting twisted tetrode wires
Fine point tweezers HECO 91-EF5-SA for teasing tetrode wires apart
Odor Delivery
6 ml syringe Kendall 1180600777 for custom designed activated carbon filter
Brown odor bottles Fisher 08-912-165
Charcoal BuyActivatedCharcoal.com GAC-48C
Desiccant Drierite 23005
Drierite gas drying jar Fischer Scientific 09-204
Heat shrink tubing 3M EPS-200 odor filter preparation
Hypodermic needle aluminum hub, gauge 19 Kendall 8881-200136 for providing inlet and outlet lines for odor bottles
Mineral oil Mallinckrodt Chemicals 6357-04 for odor dilution
Nalgene plastic tubing, 890 FEP Thermo Scientific 8050-0310 for carrier gas delivery
Pneumatic picopump WPI sys-pv820 for odor delivery
Polyethylene tubing ID 0.86 mm Intramedic 427421 for odor bottle outlet connections and saline profusion tubing
Stoppers Lab Pure 97041 for sealing odor bottles
Time tape PDC T-534-RP
Tubing luer Cole-Parmer 30600-66
Vacuum tube McMaster-Carr 5488K66
Preparation/Dissection
100 x 15 mm petri dish VWR International 89000-304
18 AWG copper stranded wire Lapp Kabel 4510013
22 AWG stranded hookup wire AlphaWire 1551 brain platform
Batik wax Jacquard 7946000
Dental periphery Wax Henry-Schein Dental 6652151
Electrowaxer Almore International 66000
Epoxy, 5 min Permatex 84101
Hypodermic needle aluminum hub Kendall 8881-200136
Protease from Streptomyces griseus Sigma-Aldrich P5147 for desheathing locust brain
Suture thread non-sterile Fisher NC9087024 for tying the abdomen after gut removal
Vetbond 3M 1469SB for sealing amputation sites
Dumont #1 forceps (coarse) WPI 500335
Dumont #5 titanium forceps (fine) WPI 14096
Dumont #5SF forceps (super-fine) WPI 500085 desheathing locust brain
10 cm dissecting scissors WPI 14393 for removing legs and wings
Vannas scissors (fine) WPI 500086 for removing cuticle, cutting the foregut
Saline Profusion
Extension set with rate flow regulator Moore Medical 69136 for regulating saline flow
IV administration set with Y injection site Moore Medical 73190 for regulating saline flow

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Ache, B. W., Young, J. M. Olfaction: diverse species, conserved principles. Neuron. 48, 417-430 (2005).
  2. Laurent, G., Wehr, M., Davidowitz, H. Temporal representations of odors in an olfactory network. Journal of Neuroscience. 16, 3837-3847 (1996).
  3. Stopfer, M., Jayaraman, V., Laurent, G. Odor identity vs. intensity coding in an olfactory system. Neuron. 39, 991-1004 (2003).
  4. Steven de Belle, J., Heisenberg, M. Associative odor learning in Drosophila abolished by chemical ablation of mushroom bodies. Science. 263, 692-695 (1994).
  5. Cassenaer, S., Laurent, G. Conditional modulation of spike-timing-dependent plasticity for olfactory learning. Nature. 482, 47-52 (2012).
  6. Hallem, E. A., Carlson, J. R. Coding of odors by a receptor repertoire. Cell. 125, 143-160 (2006).
  7. Raman, B., Joseph, J., Tang, J., Stopfer, M. Temporally diverse firing patterns in olfactory receptor neurons underlie spatiotemporal neural codes for odors. Journal of Neuroscience. 30, 1994-2006 (2010).
  8. Perez-Orive, J., et al. Oscillations and sparsening of odor representations in the mushroom body. Science. 297, 359-365 (2002).
  9. Naraghi, M., Laurent, G. Odorant-induced oscillations in the mushroom bodies of the locust. The Journal of Neuroscience. 14, 2993-3004 (1994).
  10. Ochieng, S. A., Hallberg, E., Hansson, B. S. Fine structure and distribution of antennal sensilla of the desert locust, Schistocerca gregaria (Orthoptera: Acrididae). Cell and Tissue Research. 291, 525-536 (1998).
  11. Burrows, M., Laurent, G. Synaptic Potentials in the Central Terminals of Locust Proprioceptive Afferents Generated by Other Afferents from the Same Sense Organ. Journal of Neuroscience. 13, 808-819 (1993).
  12. Pouzat, C., Mazor, O., Laurent, G. Using noise signature to optimize spike-sorting and to assess neuronal classification quality. Journal of Neuroscience Methods. 122, 43-57 (2002).
  13. Mazor, O., Laurent, G. Transient dynamics versus fixed points in odor representations by locust antennal lobe projection neurons. Neuron. 48, 661-673 (2005).
  14. Christensen, T. A., Pawlowski, V. A., Lei, H., Hildebrand, J. G. Multi-unit recordings reveal context dependent modulation of synchrony in odor-specific neural ensembles. Nature Neuroscience. 3, 927-931 (2000).
  15. Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae. J. Vis. Exp. (36), e1725 (2010).
  16. Geffen, M. N., Broome, B. M., Laurent, G., Meister, M. Neural Encoding of Rapidly Fluctuating Odors. Neuron. 61, 570-586 (2009).
  17. Ito, I., Ong, R. C., Raman, B., Stopfer, M. Sparse odor representation and olfactory learning. Nature Neuroscience. 11, 1177-1184 (2008).
  18. Laurent, G. Olfactory network dynamics and the coding of multidimensional signals. Nature Review Neuroscience. 3, 884-895 (2002).
  19. Brown, S. L., Joseph, J., Stopfer, M. Encoding a temporally structured stimulus with a temporally structured neural representation. Nature Neuroscience. 8, 1568-1576 (2005).
  20. MacLeod, K., Laurent, G. Distinct mechanism for synchronization and temporal patterning of odor-encoding neural assemblies. Science. 274, 976-979 (1996).
  21. Wehr, M., Laurent, G. Relationship between afferent and central temporal patterns in the locust olfactory system. The Journal of Neuroscience. 19, 381-390 (1999).
  22. Moreaux, L., Laurent, G. Estimating firing rates from calcium signals in locust projection neurons in vivo. Frontiers in Neural Circuits. 1, 1-13 (2007).
  23. Galizia, C. G., Joerges, J., Kuttner, A., Faber, T., Menzel, R. A semi-in-vivo preparation for optical recording of the insect brain. Journal of Neuroscience Methods. 76, 61-69 (1997).
  24. Galan, R. F., Sachse, S., Galizia, C. G., Hez, A. V. M. Odor-driven attractor dynamics in the antennal lobe allow for simple and rapid olfactory pattern classification. Neural Computation. 16, 999-1012 (2004).
  25. Kuebler, L. S., Schubert, M., Karpati, Z., Hansson, B. S., Olsson, S. B. Antennal Lobe Processing Correlates to Moth Olfactory Behavior. Journal of Neuroscience. 32, 5772-5782 (2012).
  26. Silbering, A. F., Bell, R., Galizia, C. G., Benton, R. Calcium Imaging of Odor-evoked Responses in the Drosophila Antennal Lobe. J. Vis. Exp. (61), e2976 (2012).
  27. Skiri, H. T., Galizia, C. G., Mustaparta, H. Representation of Primary Plant Odorants in the Antennal Lobe of the Moth Heliothis virescens Using Calcium Imaging. Chemical Senses. 29, 253-267 (2004).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics