Estimación Laboratorio de red trófica eficiencias de transferencia de los congéneres de PCB a la trucha de lago (
1Great Lakes Science Center, U. S. Geological Survey, 2Annis Water Resources Institute, Grand Valley State University, 3Daniel P. Haerther Center for Conservation and Research, Shedd Aquarium

Environment

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Summary

Se presenta una técnica para la estimación de laboratorio de eficiencia de transferencia trófica neto de bifenilos policlorados (PCB) congéneres para los peces piscívoros de sus presas. Para maximizar la aplicabilidad de los resultados de laboratorio al campo, los peces piscívoros se debe alimentar peces presa que normalmente se come en el campo.

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Madenjian, C. P., Rediske, R. R., O'Keefe, J. P., David, S. R. Laboratory Estimation of Net Trophic Transfer Efficiencies of PCB Congeners to Lake Trout (Salvelinus namaycush) from Its Prey. J. Vis. Exp. (90), e51496, doi:10.3791/51496 (2014).

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Abstract

Una técnica para la estimación de la eficiencia de laboratorio red trófica de transferencia (γ) de bifenilos policlorados (PCB) congéneres para los peces piscívoros de sus presas se describe en este documento. Durante un experimento de laboratorio de 135 días, nos alimentamos bloater (Coregonus hoyi) que habían sido capturados en el Lago Michigan para la trucha de lago (Salvelinus namaycush) mantenido en ocho tanques de laboratorio. Bloater es una presa natural para la trucha de lago. En cuatro de los tanques, se utilizó una velocidad de flujo relativamente alta para asegurar una actividad relativamente alta por la trucha de lago, mientras que se utilizó un caudal bajo en los otros cuatro tanques, lo que permite una baja actividad trucha de lago. Sobre una base del tanque por tanque, se registró la cantidad de alimento ingerido por la trucha de lago en cada día del experimento. Cada trucha de lago se pesó al comienzo y al final del experimento. Cuatro a nueve trucha de lago de cada uno de los ocho tanques fueron sacrificados al inicio del experimento, y todo trucha 10 lago que queda en cada uno de los tanques fueron euthanzado al final del experimento. Se determinó la concentración de 75 congéneres de PCB en la trucha de lago en el inicio del experimento, en la trucha de lago, al final del experimento, y en bloaters alimentamos a la trucha de lago durante el experimento. En base a estas mediciones, γ se calculó para cada uno de 75 congéneres de PCB en cada uno de los ocho tanques. Significan γ se calculó para cada uno de los 75 congéneres de PCB para la trucha de lago activa e inactiva. Debido a que el experimento se repitió en ocho tanques, el error estándar de decir γ podría estimarse. Los resultados de este tipo de experimentos son útiles en los modelos de evaluación de riesgo para predecir el riesgo futuro de los seres humanos y la vida silvestre que comen peces contaminados en diversos escenarios de la contaminación ambiental.

Protocol

1. Experimento Laboratorio

  1. Obtener los peces presa para la alimentación de los peces depredadores durante el experimento. Preferiblemente estos peces presa deben ser capturados en el campo, congelados, y se almacenaron a aproximadamente -30 ° C. Considere la posibilidad de operaciones de pesca comercial como una fuente potencial para los peces presa.
  2. Dar a conocer a los peces depredadores en los tanques de laboratorio que se utilizarán para el experimento. Hasta 15 peces depredadores se han introducido en cada uno de los tanques 870-L, y hasta 30 peces depredadores se han introducido en cada uno de los tanques de 2380 L en estudios previos 16,18.
  3. Aclimatar el pez depredador a una dieta de los peces presa seleccionada. Una vez aclimatados, el pez depredador debe permanecer en esta dieta durante 1-3 meses antes de comenzar el experimento.
  4. Ponga a un lado las muestras de peces presa con selección aleatoria de 10 a 20 muestras compuestas del lote de peces presa. Número de peces presa en una muestra compuesta puede variar desde 3 a 100, dependiendo del tamaño de la presapeces. Cada muestra compuesta debe ser doble bolsa, congelado, y se almacenan a -30 ° C.
  5. Iniciar el experimento al sacrificar 30 a 50% de los peces en cada uno de los tanques.
    1. Para practicar la eutanasia a los peces, mezclar 8 g de Finquel con 45 litros de agua en un recipiente grande de plástico y luego coloque el pescado en el contenedor con la solución Finquel.
    2. Una vez sacrificados, coloque todos los peces sacrificados de un tanque en una bolsa, la bolsa luego de matrimonio, y se almacenan a -30 ° C hasta el momento de la tramitación.
    3. Pesar cada uno de los peces restantes en cada uno de los tanques, y registrar los pesos; es probable que se necesita un anestésico para llevar a cabo el pesaje.
    4. Para anestesiar a los peces, mezclar 4,6 g de Finquel con 45 litros de agua en un recipiente grande de plástico, y luego coloque el pescado en el contenedor con la solución Finquel.
    5. Espere unos minutos para que la anestesia surta efecto antes de pesar el pescado.
  6. En cada día del experimento, descongelar uncantidad apropiada de peces presa, y cortar el pescado presa en pedazos que pesan aproximadamente 1 a 5 g. Pesar la cantidad de peces presa que se colocará en cada uno de los tanques, a continuación, colocar los trozos de pescado presa en cada tanque y permitir que el pez depredador alrededor de 1 hora para alimentar. A continuación, retire todos los alimentos no consumidos, permitir que los alimentos se sequen al aire durante aproximadamente 20 minutos, y luego pesar el alimento no consumido para cada uno de los tanques. Registrar la cantidad de alimento colocado en el tanque y la cantidad de alimento no consumido para cada uno de los tanques de cada día.
    NOTA: Para el experimento representativo, se alimentaron de la trucha del lago tanta comida como ellos consumirían durante un período de alimentación cada día 18. Sin embargo, los peces depredadores también podría ser colocado en raciones fijas 16,19.
  7. Terminar el experimento al sacrificar todos los peces depredador que queda en cada uno de los tanques. Para practicar la eutanasia a los peces, mezclar 8 g de Finquel con 45 litros de agua en un recipiente grande de plástico y luego coloque el pescado en el contenedor con la solución Finquel. Record tque el peso de cada uno de los peces sacrificado. Para obtener resultados fiables, el experimento debe funcionar durante al menos 100 días, preferiblemente durante al menos 130 días. Coloque todos los peces de un tanque en una bolsa, la bolsa luego de matrimonio, y se almacenan a -30 ° C hasta el momento de su procesamiento.

Homogeneización 2. Pescado

  1. Seleccione un conjunto de peces depredadores y / o compuestos de peces de presa para la descongelación. Permita que los compuestos que se descongele parcialmente. Cada material compuesto puede requerir de 0,5 a 1 h para homogeneizar.
  2. El uso de los mezcladores de tamaño apropiado, homogeneizar cada uno de los compuestos. Para cada compuesto, colocar una muestra (de 50 a 100 g) del homogeneizado en un frasco de limpiado, se enjuagó-acetona, y etiquetados. Luego tapar el frasco y almacenar el frasco a aproximadamente -30 ° C hasta el momento del procesamiento.
  3. Lave todo el equipo utilizado para homogeneizar los peces, y luego enjuague bien con agua destilada y metanol, entre las muestras.

3. Extracción

  1. Pesar 20,0 gde descongelado tejido de los peces se homogeneizaron en un vaso de 200 ml.
  2. Añadir aproximadamente 40 g de sulfato de sodio y mezclar bien con una espátula.
  3. Añadir la solución sustituta que contiene pico congéneres 30, 61, 161, y 166 de Spike a una concentración que produce una concentración final de 20 ng / ml en el extracto.
  4. Deje que la muestra se seque a temperatura ambiente mientras se mezcla cada 20 minutos.
  5. Permitir que la muestra alcance una consistencia de arena seca, momento en el que la muestra está lista para la extracción.
  6. La instalación del equipo de extracción Soxhlet con un frasco de 500 ml que contiene chips de hervir teflón, Soxhlet, y del condensador.
  7. Añadir la mezcla de pescado seco a un dedal de vidrio con una parte inferior del disco grueso vitrificado o dedal de papel.
  8. Añadir 150 ml de hexano al 50% y 50% de diclorometano en el vaso utilizado para la muestra y se agita mientras raspar las paredes del vaso de precipitados con una espátula.
  9. Transfiera el disolvente a la parte superior de la Soxhlet con el frasco adjunto y permitir que el ciclo a través de la Soxhlet y enal matraz.
  10. Repetir una segunda vez con 150 ml de nuevo.
  11. Colocar el matraz de Soxhlet con el adjunto en el elemento de calentamiento y conecte el condensador.
  12. Encienda el elemento de calefacción y llevar el disolvente a ebullición suave, a continuación, extraer durante un mínimo de 16 horas asegurándose de que el agua fría se suministra a los condensadores.
  13. Después de dejar que el disolvente se enfríe, revise para ver si alguno de los frascos de muestra contienen agua. Para los matraces que contienen agua, añadir sulfato de sodio y agitar hasta que el agua es absorbida por el sulfato de sodio.
  14. Concentrar la muestra utilizando un concentrador de muestra de nitrógeno o un Kaderna danesa (KD) de instalación de vidrio con un baño de agua caliente.
  15. Permitir que la muestra se evapore hasta un volumen de menos de 2 ml, y luego llevar a un volumen final de 5 ml mediante el uso de pequeños lavados de hexano para transferir la muestra del material de vidrio utilizado para un matraz volumétrico de 5 ml.
  16. Pasar a un vial de 10 ml y la etiqueta con información de la muestra.

  1. Preparar gel de sílice se acidificó mediante la adición de 44 g de ácido sulfúrico concentrado a 100 g de gel de sílice activado.
  2. Añadir 10 g de gel de sílice acidificado en una columna de cromatografía pequeño que contiene un pequeño tapón de lana de vidrio en la parte inferior.
  3. Añadir 1 ml de extracto de la muestra a la columna después de la pre-limpieza de la columna con 10 ml de hexano.
  4. Se eluye la columna con 20 ml de hexano y recoger en un tubo de vidrio de 20 ml cónico.
  5. Colocar el tubo de vidrio en el aparato evaporador de nitrógeno (N-Vap) bajo una corriente de nitrógeno y se sumerge en agua caliente.
  6. Evaporar a menos de 1 ml pero no a sequedad.
  7. Retirar de la fuente N-Vap y traslado al matraz aforado de 1 ml con pequeños lavados de hexano.
  8. Pasar a un 1,8 ml vial automuestreador etiquetado con información de la muestra.
  9. Pico 4 l de estándar interno en el vial. La muestra está lista para su análisis.

5. Analanalysis por cromatografía de gases - espectrometría de masas de ionización química negativa Uso

  1. Utilice estándares para calibrar el instrumento: Las normas están disponibles en las mezclas que consisten en grupos de congéneres bien separados. Mezclas 1-5 consisten en casi todos los congéneres que se encuentran en arocloros 1016, 1221, 1232, 1242, 1248, 1254, y 1260 Mix 1 se utiliza como una mezcla de calibración multi-nivel, y la linealidad del sistema se confirma mediante la preparación de al menos cinco niveles de calibración en concentraciones entre 2 y 100 ng / ml. Mezclas 2-5 se utilizan como calibraciones de un solo punto para cada congénere.
  2. Configurar el cromatografía - sistema de espectrometría de masas en el modo de ionización química negativa con hidrógeno como gas portador (1 ml / min) y metano como gas reactivo.
  3. Utilice una de sílice fundida, columna capilar (60 m × 0,25 mm de diámetro interior) recubiertas con DB-XLB al espesor de la película de 0,25 micras para la separación. Programa de temperatura del horno 60 a 212 ° C a 25 ° C / min, luego a 260 ° C a 1 ° C / min, y luego a 280 ° C a 4 ° C / min, con un tiempo de retención final de 4 min. Las temperaturas del inyector y línea de transferencia deben establecerse a 280 ° C. Inyectar 1 a 2 l de la muestra usando el modo de inyección sin división.
  4. Analizar todos los estándares y las muestras por el método estándar interno utilizando 13 decaclorobifenilo C-etiquetados.
  5. Lleve a cabo una comprobación de la calibración inicial mediante la ejecución de un segundo estándar de código y Aroclors 1242 y 1260, y luego comparar los valores previstos para los congéneres Aroclor con las cantidades observadas de este procedimiento de revisión.
  6. Una vez que el procedimiento de calibración inicial se ha realizado con éxito, el análisis completo de todas las muestras. Ejecute una comprobación de una calibración cada diez muestras, utilizando cualquiera de las mezclas de calibración de la calibración inicial.

6. Cálculo del Patrimonio trófico Eficiencia de Transferencia

  1. Calcular la eficiencia neta de transferencia trófica, γ, para cada combinación of tanque y congénere PCB utilizando la siguiente ecuación:
    Ecuación 1 , Donde [PCB f] es la concentración promedio de los congéneres de PCB de los peces depredadores en el tanque al final del experimento, f W es el peso medio de los peces depredadores en el tanque al final del experimento, [PCB i] es la concentración media de los congéneres de PCB de los peces depredadores en el recipiente al inicio del experimento, W i es el peso medio de los peces depredador al comienzo del experimento, y la cantidad de congénere PCB ingerido se refiere al peso de la congénere PCB ingiere, en promedio, por cada una trucha de lago en el tanque durante el curso del experimento.
  2. Calcular el denominador en la ecuación anterior, multiplicando la concentración media del congénere PCB en los materiales compuestos de peces presa por la cantidad promedio (peso) de los peces presa comido por pez depredador en el dur tanqueing todo el curso del experimento.

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Representative Results

Trucha de lago mostró una cantidad sustancial de crecimiento durante el experimento, como la trucha iniciales lago significan pesos oscilaron desde 694 hasta 907 g, mientras que las truchas finales lago significan pesos variaron de 853 a 1.566 g (Tabla 1). El importe medio de los alimentos consumidos por una trucha de lago durante el curso del experimento de 135 días osciló entre 641 a 2.649 g. La media de las concentraciones de congéneres de PCB en la trucha de lago aumentó durante el experimento, como concentraciones medias de congéneres de PCB variaron desde 0,01 hasta 7,14 ng / g (en base a peso húmedo) al inicio del experimento, mientras que las concentraciones medias de congéneres de PCB variaron desde 0,03 hasta 29,31 por la conclusión del experimento (Tabla 2). Promediando a través de las 10 muestras compuestas de bloater atrapado septiembre-, las concentraciones de congéneres PCB variaron desde 0,03 hasta 26,56 ng / g. Promediando a través de las 10 muestras compuestas de bloater atrapado de mayo, las concentraciones de congéneres de PCB variaron desde 0,03 hasta 23,52 ng / g (tabla 2). ConsulteMadenjian et al. 21 para más detalles sobre el arenque ahumado utilizado en el experimento.

Estimaciones medias de γ oscilaron ,309-0,988, basado en un promedio de ocho a través de todos los tanques (Tabla 3). Los errores estándar de estas estimaciones medias oscilaron desde 0,029 hasta 0,227. Para todos los 75 de los congéneres de PCB, con una media γ para la trucha de lago activo no difirió significativamente de γ medias para la trucha de lago inactiva. Por lo tanto, la trucha de lago activo retiene los congéneres de PCB de los alimentos que consumen, con casi la misma eficiencia como la trucha de lago inactiva.

A medida que el grado de cloración aumentado de 5 a 10 átomos de cloro por molécula, las estimaciones de γ mostraron una ligera disminución (Figura 1). Sin embargo, γ no varió significativamente con el grado de cloración de los congéneres de PCB (de un solo sentido ANOVA: F = 2,16; grados de libertad [df] = 6, 67, p = 0.0579). Con un promedio de γ a través los 75 congéneres, el valor medio fue de 0,664.

Como log K ow aumentó desde 6,0 hasta 8,2, γ disminuyó exponencialmente (Figura 2). Esta tasa de disminución fue significativamente diferente de cero (prueba t: t = -4,09; df = 64, p = 0,0001), pero era igual a sólo el 7% por unidad de log Kow. Sobre la base de la curva ajustada, γ era igual a 0,70 en K ow = 6, y γ era igual a 0,61 en K ow = 8 (Figura 2).

Para 66 de los 75 congéneres de PCB, el error estándar de la estimación media de γ fue pequeño (≤ 0,05) (tabla 3). Para seis de los nueve otros congéneres de PCB, los errores estándar sobre la estimación media de γ eran bastante bajos (≤ 0,10). Los errores estándar más altas se asociaron con un menor grado de cloración (de tres a cinco átomos de cloro por molécula).

tienda "fo: keep-together.within-page =" always "> Figura 1
Figura 1. Estimaciones de eficiencia neta trófica transferencia (γ) de los congéneres de PCB para la trucha de lago de la presa se ​​representa como una función del número de átomos de cloro por molécula del congénere PCB. Las estimaciones se basaron en un experimento de laboratorio, durante el cual fueron bloaters alimentado a la trucha de lago. Figura reproducida con autorización de Madenjian et al. 18.

Figura 2
Figura 2. Estimaciones de eficiencia neta trófica transferencia (γ) de los congéneres de PCB a la trucha de lago de la presa se ​​representa como una función del log K ow del congénere PCB. Las estimaciones se basan en un experimento de laboratorio, durante los cuales fueron alimentados bloaters al lago trucha. El r equipadaTambién se muestra la línea egression para congéneres con log Kow superior a 6. El valor de r 2 para la línea de regresión ajustada representa la cantidad de variación en γ registro explicadas por log Kow. Figura reproducida con autorización de Madenjian et al. 18.

Tabla 1. pesos medios iniciales y los pesos medios finales de la trucha de lago utilizado en el experimento de laboratorio 135-día. Arenques ahumados fueron alimentados a la trucha de lago. También se incluye el importe medio de los alimentos ingeridos por una trucha de lago durante todo el transcurso del experimento. Tabla reproducido con permiso de Madenjian et al. 18.

Número Tank Peso medio inicial de la trucha de lago (g) Peso medio final de la trucha de lago (g) Consumo (g)
1 907 1345 1734
2 860 1339 1999
3 890 1518 2344
4 817 1566 2649
5 694 1242 1870
6 729 853 641
7 754 1050 1203
8 729 1092 1336

Cuadro 2 concentraciones de congéneres PCB iniciales y finales en la trucha de lago, promediados entre los ocho tanques utilizados durante el experimento de laboratorio de 135 días. Concentraciones medias de los congéneres de PCB en los arenques ahumados septiembre-atrapados y capturados en mayo alimentados a la trucha de lago durante el experimento se También se muestra. Tabla reproduced con permiso de Madenjian et al. 18. Congéneres de PCB se numeran según Ballschmiter et al. 20.

Congénere PCB Inicial congénere PCB trucha de lago significa concentración (ng / g) Final congénere PCB trucha de lago significa concentración (ng / g) Septiembre-cogió congénere PCB bloater significa concentración (ng / g) Capturado Puede congénere PCB bloater significa concentración (ng / g)
19 1.62 3.41 3.27 2.01
22 0.41 0.66 0.36 0.32
28 1.22 2.24 1.27 0.82
31 1.19 1.97 1.13 0.67
44 1.10 2.08 1,09 </ Td> 0.84
45 0.66 1.74 2.25 1.71
46 0,81 2.51 5.23 3.73
47 1.88 5.72 9.10 5.81
52 2.11 3.76 2.05 1.66
60 0.59 2.04 2.10 1.50
63 0,19 0.68 0.74 0.52
70 3.05 10.25 9.43 6.62
74 0,76 2.76 2.35 1.79
82 0.26 0.91 0.80 0.75
83 0.45 1.60 1.62 1.28
85 1.70 6.63 6.38 5.15
87 1.12 3.47 3.09 2.46
92 1.17 4.16 3.91 3.06
95 2.22 5.06 3.09 2.59
97 1.04 3.37 3.08 2.45
99 3.19 12.38 11.95 9.59
101 3.33 10.25 8.90 7.37
105 2.88 11.35 10.80 9.28
110 4.53 15.78 15.55 12.31
115 0.20 1.03 0.69 0.54 117 0.25 1.24 1.19 0.98
118 6.20 24.17 22.94 19.35
124 0.22 0,79 0,77 0.63
128 1.58 6.26 6.03 5.37
130 0.85 3.26 3.24 2.85
131 0,77 2.97 2.89 2.52
134 0.14 0.44 0.42 0.36
135 0.84 3.19 3.16 2.62
137 0.46 1.77 1.67 1.49
138 7.14 28.31 26.56 23.52
141 0,71 2.50 2.45 2.17
144 0.08 0.22 0,19 0.18
146 2.34 9.10 8.96 7.86
149 2.38 8.18 8.25 6.72
151 0.47 1.53 1.43 1.27
156 0.68 2.65 2.31 1.96
158 0.64 2.42 2.36 1.99
163 2.92 10.24 10.07 8.94
164 0.47 1.81 1.79 1.58
167 0.43 1.65 1.64 1.43
170 1.03 3.94 3.71 3.47
171 0.39 1.46 1.43 1.26
172 0.38 1.45 1.41 1.30
174 0.48 1.83 1.84 1.67
175 0.11 0.42 0.42 0.37
176 0.03 0.09 0.09 0.09
177 0,72 2.67 2.65 2.45
178 0.61 2.33 2.26 2.03
179 0.17 0.60 0.58 0.55
180 3.35 12.84 11.97 10.73
183 1.18 4.44 4.32 3.79
185 0.04 0.14 0.14 0.14
187 3.12 12.07 11.65 10.67
190 0.27 1.02 1.18 1.02
191 0.05 0.20 0.20 0.17
193 0.27 1.03 0.94 0.87
194 0.46 1.73 1.66 1.55
195 0.14 0.54 0.53 0.49
196 0.30 1.12 1.15 1.03
197 0.06 0.23 0.23 0.20
199 0.67 2.44 2.17 2.12
200 0.01 0.03 0.03 0.03
201 0.14 0.53 0.52 0.48
202 0.31 1.14 1.12 1.02
203 0.48 1.83 1.83 1.61
205 0.02 0.09 0.09 0.08
206 0,19 0,70 0,70 0.65
207 0.07 0.25 0.26 0.24
208 0.11 0.41 0.43 0.40
209 0.11 0.36 0.38 0.36

Cuadro 3 Estimaciones promedio de eficiencia de red trófica de transferencia (γ) de los congéneres de PCB para la trucha de lago de la presa. Las estimaciones se basan en un experimento de laboratorio de 135 días, durante los cuales fueron alimentados con la trucha del lago bloaters. Para cada congénere, estimaciones γ a partir de los ocho tanques se promediaron para obtener la estimación de la media. Error típico de la media está entre paréntesis. Tabla reproducido con permiso de Madenjian et al. 18. Congéneres de PCB se numeran según Ballschmiter et al. 20.

Congénere PCB La media de γ Error estándar de la media
19 0.563 0.046
22 0.813 0.127
28 0.900 0.086
31 0.848 0.065
44 0.988 0.058
45 0.474 0.058
46 0.309 0.035
47 0.401 0.029
52 0.911 0.059
60 0.625 0.034
63 0.596 0.036
70 0.702 0.039
74 0.753 0.050
82 0.700 0.038
83 0.644 0.039
85 0.677 0.037
87 0.699 0.038
92 0.681 0.032
95 0.887 0.102
97 0.683 0.032
99 0.675 0.035
101 0.705 0.035
105 0.678 0.035
110 0.647 0.037
115 0.957 0.227
117 0.704 0.050
118 0.680 0.035
124 0.655 0.037
128 0.666 0.035
130 0.644 0.034
131 0.659 0.037
134 0.646 0.032
135 0.653 0.034
137 0.675 0.035
138 0.686 0.033
141 0.639 0.037
144 0.680 0.050
146 0.650 0.034
149 0.628 0.036
151 0.653 0.034
156 0.733 0.051
158 0.657 0.032
163 0.632 0.042
164 0.648 0.035
167 0.642 0.033
170 0.668 0.039
171 0.649 0.038
172 0.649 0.035
174 0.646 0.037
175 0.632 0.038
176 0.636 0.046
177 0.636 0.031
178 0.654 0.040
179 0.647 0.034
180 0.681 0.036
183 0.654 0.038
185 0.611 0.036
187 0.659 0.036
190 0.549 0.031
191 0.629 0.032
193 0,693 0.037
194 0.654 0.035
195 0.643 0.039
196 0.614
197 0.640 0.040
199 0.696 0.036
200 0.543 0.042
201 0.634 0.040
202 0.639 0.036
203 0.631 0.036
205 0.645 0.038
206 0.617 0.036
207 0.606 0.039
208 0.592 0.038
209 0.570 0.037

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Discussion

Para las estimaciones más exactas de γ, el experimentador debe ser capaz de rastrear con precisión tanto la cantidad de alimento colocado en cada uno de los tanques y la cantidad de alimento no consumido en cada uno de los tanques durante el curso del experimento. Para lograr esto, el experimentador debe ser capaz de eliminar todos los restos de comida de los tanques y determinar con precisión su peso. Además de un seguimiento preciso de la comida en realidad comido por el pez depredador, estimación precisa de γ también puede depender de la duración suficiente del experimento. Dado que los estudios de laboratorio ampliamente citados específicamente diseñados para estimar la eficiencia de transferencia trófica de los PCB para pescar desde su comida entre 105 y 224 días de duración 22,23, con una duración de por lo menos 100 días, y preferiblemente al menos 130 días, se recomienda. Además, puede introducirse un sesgo en la estimación de γ por un número insuficiente de peces depredadores muestreados para las determinaciones de PCB en el inicio de la experiment 14. La probabilidad de obtener una muestra de peces predadores con concentraciones de PCB no representativas de la concentración media de PCB para todos los peces depredadores en el depósito aumenta con la disminución de tamaño de la muestra. Lo ideal sería que la mitad de los peces en el tanque debe ser sacrificado para determinaciones de PCB en el inicio del experimento.

Para maximizar la relevancia y aplicabilidad de los resultados del experimento de laboratorio al campo, un pez presa que normalmente es comido por los peces depredadores en el campo se debe alimentar a los peces depredadores durante el experimento de laboratorio. Net eficiencia de transferencia trófica puede depender de la naturaleza de la matriz del alimento que contiene los congéneres de PCB 11,24. La evidencia de estudios previos han sugerido que las estimaciones de γ basado en una dieta comercial de pellets pueden ser sustancialmente menor que las estimaciones de γ basados ​​en alimentación de los peces depredadores de peces presa reales 17. Por lo tanto, una dieta de los peces presa en lugar de un procesado o SYSe recomienda dieta nthesized.

Para minimizar la incertidumbre en las estimaciones de γ, tanto el pescado depredador y composites de peces presa deben estar bien homogeneizada. El grado de homogeneización depende, en parte, en el conjunto disponible de mezcladores y mezcladores. Para los grandes peces depredadores, puede ser necesario un mezclador grande como para iniciar el proceso de homogeneización. Una submuestra de la homogeneizado de la mezcladora de gran tamaño puede ser entonces transferida a un mezclador más pequeño, donde un mayor grado de homogeneización se puede lograr.

La determinación precisa de las concentraciones de los congéneres de PCB en las muestras de tejido de pescado homogeneizada es un componente clave del proceso de estimar con precisión γ para los distintos congéneres de PCB. Las muestras deben ser limpiados adecuadamente durante el seguimiento al proceso de extracción para eliminar las interferencias de matriz y para lograr un bajo nivel de detección para los congéneres de PCB. El uso de una cromatografía de gases - espectrometría de masas con un negativofuente de ionización química operado en el modo de iones sola puede conducir a niveles de detección tan bajos como 0,02 ng / ml en el extracto de los congéneres más clorados PCB, aunque el límite de detección para los congéneres de PCB clorados inferiores sería considerablemente superior a este valor 25 . Un detector de captura de electrones puede ser sustituido por el instrumento de ionización química negativa y este enfoque proporcionará detección de bajo nivel, pero también será más susceptible a interferencias de la matriz. Dependiendo de las concentraciones de los congéneres de PCB en las muestras de tejidos de peces homogeneizadas, el investigador tendrá que decidir sobre el abordaje (ionización química negativa o captura de electrones) es más apropiado. Para concentraciones de congéneres de PCB muy bajos, el enfoque de captura de electrones puede tener que ser utilizado. Cabe señalar que las mediciones cerca del límite de detección a menudo tienen relativamente baja precisión y exactitud debido a un error de análisis 26.

Elmetodología que se detalla en este estudio podría ser fácilmente adaptado para hacer frente a nuevas preguntas de investigación en el campo de la acumulación de PCB en el pescado. Por ejemplo, como se mencionó anteriormente, γ puede estar influenciada por la tasa de alimentación. El trabajo previo ha sugerido que γ disminuye al aumentar la tasa de consumo de alimentos 14,17. Exactamente ¿cómo γ cambiar con el aumento de la tasa de alimentación? ¿Las relaciones entre γ y el grado de cloración o entre γ y log K ow, que han sido dilucidados en este estudio para los peces alimentados ad libitum, siendo constante en las tasas de alimentación más bajos? ¿Cuál de los siguientes dos factores tiene una mayor influencia en γ: la cantidad de alimentos que se consumen cada día o la frecuencia de alimentación (es decir, la alimentación de una vez al día versus alimentación una vez cada dos o tres días)? ¿Cuál de los siguientes dos factores tiene una mayor influencia en γ: el peso de los alimentos consumidos cada día o la cantidad de energía de los alimentos que consume cada día? La metanfetaminagía se detalla en este estudio es muy adecuado para responder a estas preguntas, ya que tanto la tasa y comida tipo de alimentación puede ser controlada en el laboratorio.

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Materials

Name Company Catalog Number Comments
870-L fiberglass tanks Frigid Units RT-430-1
2,380-L fiberglass tanks Frigid Units RT-630-1
Tricaine methanesulfonate (Finquel) Argent Chemical Laboratories, Inc. C-FINQ-UE-100G Eugenol could also be used as an anesthetic.
Ashland chef knife Chicago Cutlery SKU 1106336
Cutting board Williams-Sonoma 3863586
Hobart verical mixer (40 quart) Hobart Corporation
1.9-L food processor Robot Coupe, Inc. RSI 2Y1 
Polyethylene bags (various sizes) Arcan Inc.
I-Chem jars I-Chem 220-0125
Top-load electronic balance Mettler Toledo Mettler PM 6000 
Sodium sulfate, anhydrous - granular EMD SX0760E-3
Glass extraction thimbles (45 mm x 130 mm) Wilmad-Lab Glass LG-7070-114
Teflon boiling chips Chemware 919120
Rapid Vap nitrogen sample concentrator Labconco 7910000
N-Vap nitrogen concentrator Organomation 112
Soxhlet extraction glassware (500 ml) Wilmad-Lab Glass  LG-6900-104
Hexane Burdick & Jackson  Cat. 211-4
Dichloromethane Burdick & Jackson  Cat. 300-4
Silica gel BDH Cat. BDH9004-1KG
Labl Line 5000 mult-unit extraction heater Lab Line Instruments
Agilent 5973 GC/MS with chemical ionization Agilent 5973N
Internal standard solution  Cambridge Isotope Laboratories EC-1410-1.2
PCB congener calibration standards Accustandard C-CSQ-SET
DB-XLB column (60 m x 0.25 mm, 0.25 micron) Agilent/ J&W 122-1262

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References

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