Laboratoire Estimation des gains en efficience de transfert net trophiques des congénères de PCB dans le lac Trout (

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Summary

Une technique pour laboratoire estimation de l'efficacité du transfert trophique net de polychlorobiphényles (PCB) chez les poissons piscivores à partir de leur proie est présenté. Afin de maximiser l'applicabilité des résultats de laboratoire sur le terrain, les poissons piscivores doit être nourri poissons proies qui sont généralement consommés dans le domaine.

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Madenjian, C. P., Rediske, R. R., O'Keefe, J. P., David, S. R. Laboratory Estimation of Net Trophic Transfer Efficiencies of PCB Congeners to Lake Trout (Salvelinus namaycush) from Its Prey. J. Vis. Exp. (90), e51496, doi:10.3791/51496 (2014).

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Abstract

Une technique pour laboratoire estimation de rendement net trophique de transfert (γ) de polychlorobiphényles (PCB) chez les poissons piscivores à partir de leur proie est décrite ici. Au cours d'une expérience de laboratoire de 135 jours, nous avons nourri de fumage (Coregonus hoyi) qui avaient été pêchés dans le lac Michigan au lac de fontaine (Salvelinus namaycush) conservés dans huit réservoirs de laboratoire. Fumage est une proie naturelle pour le touladi. Dans quatre des réservoirs, un débit relativement élevé a été utilisé pour assurer une activité relativement élevée par la truite de lac, alors qu'un faible débit a été utilisé dans les quatre autres réservoirs, ce qui permet une faible activité du touladi. Sur une base réservoir par réservoir, la quantité de nourriture ingérée par le touladi sur chaque jour de l'expérience a été enregistrée. Chaque truite de lac a été pesé au début et à la fin de l'expérience. Quatre à neuf touladi de chacun des huit réservoirs ont été sacrifiés au début de l'expérience, et les 10 touladi restant dans chacun des réservoirs étaient euthanlisés à la fin de l'expérience. Nous avons déterminé les concentrations de 75 congénères de BPC dans le touladi au début de l'expérience, dans le touladi à la fin de l'expérience, et bouffis nourris à la truite de lac pendant l'expérience. Sur la base de ces mesures, γ a été calculé pour chacun des 75 congénères de PCB dans chacun des huit réservoirs. Mean γ a été calculé pour chacun des 75 congénères de PCB pour la truite de lac à la fois active et inactive. Parce que l'expérience a été répétée dans huit réservoirs, l'erreur-type sur moyenne γ peuvent être estimés. Les résultats de ce type d'expérience sont utiles dans les modèles d'évaluation des risques pour prédire le risque futur pour les humains et la faune de manger du poisson contaminé, selon divers scénarios de contamination de l'environnement.

Protocol

1 Laboratoire Expérience

  1. Obtenir le poisson proie à introduire dans les poissons des prédateurs pendant l'expérience. De préférence, ces poissons proies doivent être capturés dans le domaine, congelés et conservés à -30 ° C environ. Envisager des opérations de pêche commerciale comme une source potentielle de poissons proies.
  2. Présentez le poisson prédateur dans les réservoirs de laboratoire à utiliser pour l'expérience. Jusqu'à 15 poissons prédateurs ont été introduits dans chacune des cuves de 870 L, et jusqu'à 30 poissons prédateurs ont été introduits dans chacun des réservoirs 2380-L dans des études antérieures 16,18.
  3. Acclimater les poissons prédateurs à un régime alimentaire du poisson proie choisie. Une fois acclimatés, le poisson prédateur doit rester sur ce régime pendant 1-3 mois avant de commencer l'expérience.
  4. Mettez de côté les échantillons de poissons proies en choisissant au hasard 10 à 20 échantillons composites du lot de poissons proies. Nombre de poissons proies dans un échantillon composite peut varier de 3 à 100, en fonction de la taille de la proiepoissons. Chaque échantillon composite doit être double emballage, congelés et stockés à -30 ° C environ.
  5. Initier l'expérience en sacrifiant 30 à 50% des poissons dans chacun des réservoirs.
    1. Pour euthanasier les poissons, mélanger 8 g de Finquel avec 45 L d'eau dans un grand récipient en plastique, puis placez le poisson dans le récipient avec la solution Finquel.
    2. Une fois euthanasiés, placer tous les poissons sacrifiés d'un réservoir dans un sac, puis double sac, et conserver à -30 ° C jusqu'au moment de la transformation.
    3. Peser chacun des poissons restant dans chacun des réservoirs, et noter les poids; un anesthésique sera probablement nécessaire de procéder à la pesée.
    4. Pour anesthésier le poisson, mélanger 4,6 g de Finquel avec 45 L d'eau dans un grand récipient en plastique, puis placez le poisson dans le récipient avec la solution Finquel.
    5. Attendez quelques minutes pour l'anesthésie pour prendre effet avant la pesée.
  6. Chaque jour de l'expérience, décongeler unquantité appropriée de poissons proies, et couper le poisson en morceaux proie pesant environ 1 à 5 g. Peser la quantité de poissons proies pour être placé dans chacune des cuves, puis déposez les morceaux de poisson de proie dans chaque cuve et laisser le poisson prédateur environ 1 heure pour se nourrir. Ensuite, retirer tous les restes de nourriture, de permettre la nourriture à l'air sec pendant environ 20 min, puis peser la nourriture non consommée pour chacun des réservoirs. Enregistrer la quantité de nourriture placée dans le réservoir et la quantité de la nourriture non consommée pour chacun des réservoirs chaque jour.
    REMARQUE: Pour l'expérience représentative, la truite de lac ont été nourris autant de nourriture qu'ils consomment au cours d'une période d'alimentation chaque jour 18. Cependant, le poisson prédateur pourrait également être placé sur des rations fixes 16,19.
  7. Mettre fin à l'expérience en sacrifiant tous les poissons prédateurs en restant dans chacun des réservoirs. Pour euthanasier les poissons, mélanger 8 g de Finquel avec 45 L d'eau dans un grand récipient en plastique, puis placez le poisson dans le récipient avec la solution Finquel. Enregistrez til poids de chacun des poissons sacrifié. Pour des résultats fiables, l'expérience doit fonctionner pendant au moins 100 jours, de préférence pendant au moins 130 jours. Placez tous les poissons d'un réservoir dans un sac, puis double sac, et conserver à -30 ° C jusqu'au moment de la transformation.

2. poisson homogénéisation

  1. Sélectionnez un ensemble de poissons prédateurs et / ou composites de poissons proies pour la décongélation. Autoriser les composites à décongeler partiellement. Chaque composite peut exiger de 0,5 à 1 heure pour homogénéiser.
  2. En utilisant les mélangeurs appropriés taille, homogénéiser chacun des composites. Pour chaque composé, placer un échantillon (de 50 à 100 g) de l'homogénat dans un récipient nettoyé, rincé à l'acétone, et marqué. Puis coiffer le récipient et stocker le pot à environ -30 ° C jusqu'à ce que le temps de traitement.
  3. Laver tous les équipements utilisés pour homogénéiser le poisson, puis rincer correctement avec de l'eau distillée et de méthanol, entre les échantillons.

3 Extraction

  1. Peser 20,0 gde décongelé les tissus de poissons homogénéisé dans un bêcher de 200 ml.
  2. Ajouter environ 40 g de sulfate de sodium et mélanger avec une spatule.
  3. Ajouter la solution de pointe de substitution contenant des congénères 30, 61, 161, 166 et pointes à une concentration qui donne une concentration finale de 20 ng / ml dans l'extrait.
  4. Permettre à l'échantillon à sécher à la température ambiante tout en mélangeant toutes les 20 minutes.
  5. Laisser l'échantillon pour atteindre une consistance de sable sec, après quoi l'échantillon est prêt pour l'extraction.
  6. Mettre en place l'appareil d'extraction Soxhlet avec un ballon de 500 ml contenant des copeaux de téflon d'ébullition, Soxhlet, et du condenseur.
  7. Ajouter le mélange de poisson séché à une cosse de verre avec un disque de fond ou fritte à gros papier dé à coudre.
  8. Ajouter 150 ml de 50% d'hexane et 50% de dichlorométhane dans le bêcher utilisé pour mélanger l'échantillon et tout en raclant les parois du bêcher avec une spatule.
  9. Transférer le solvant au début de la Soxhlet avec le ballon attaché et lui permettre de défiler dans le Soxhlet etdans le ballon.
  10. Répétez une seconde fois avec 150 ml.
  11. Placer le ballon de Soxhlet avec du joint sur l'élément de chauffage et de fixer le condenseur.
  12. Mettez l'élément chauffant et amener le solvant à ébullition douce, puis extraire pour un minimum de 16 heures de s'assurer que l'eau froide est fournie dans les condenseurs.
  13. Après avoir laissé le solvant refroidir, vérifier pour voir si l'un des flacons d'échantillons contiennent de l'eau. Dans le cas des flacons contenant de l'eau, ajouter du sulfate de sodium et mélanger jusqu'à ce que l'eau est absorbée par le sulfate de sodium.
  14. Concentrer l'échantillon à l'aide d'un échantillon de concentration d'azote ou un Kaderna danois (KD) installation de la verrerie avec un bain d'eau chaude.
  15. Laisser l'échantillon à évaporer à un volume inférieur à 2 ml, puis porter à un volume final de 5 ml à l'aide de petits lavages d'hexane pour transférer l'échantillon à partir de la verrerie utilisée dans une fiole jaugée de 5 mL.
  16. Transférer dans un flacon de 10 ml et l'étiquette avec l'information d'échantillon.

  1. Préparation du gel de silice acidifiée par addition de 44 g d'acide sulfurique concentré à 100 g de gel de silice activé.
  2. Ajouter 10 g de gel de silice acidifiée dans une colonne de chromatographie contenant un petit petit tampon de laine de verre au fond.
  3. Ajouter 1 ml d'extrait de l'échantillon à la colonne après pré-nettoyage de la colonne avec 10 ml d'hexane.
  4. On élue la colonne avec 20 ml d'hexane et de recueillir dans conique tube en verre de 20 ml.
  5. Placer le tube de verre sur le dispositif évaporateur d'azote (N-Vap) sous un courant d'azote et immergé dans l'eau chaude.
  6. Evaporer à moins de 1 ml, mais pas jusqu'à siccité.
  7. Retirer de l'appareil N-Vap et transfert à 1 ml fiole jaugée avec de petits lavages d'hexane.
  8. Transfert à un échantillonneur automatique 1,8 ml flacon étiqueté avec des informations échantillon.
  9. De Spike 4 pi de standard interne dans le flacon. L'échantillon est maintenant prêt pour l'analyse.

5. Analyse par chromatographie en phase gazeuse - spectrométrie de masse à ionisation chimique utilisant négatif

  1. Utiliser les normes pour calibrer l'instrument: Les normes sont disponibles dans des mélanges constitués de groupes de congénères bien séparés. Mélanges 1-5 composent de presque tous les congénères présents dans Arochlors 1016, 1221, 1232, 1242, 1248, 1254, et 1260 Mix 1 est utilisé comme un étalonnage mélange multi-niveaux, et la linéarité du système est confirmé par la préparation d'au moins cinq niveaux d'étalonnage à des concentrations comprises entre 2 et 100 ng / ml. Mélanges 2-5 sont utilisés comme étalonnages ponctuelles pour chaque congénère.
  2. Mettre en place la Chromatographie - Système de spectrométrie de masse en mode d'ionisation chimique négative avec l'hydrogène comme gaz vecteur (1 ml / min) et le méthane comme gaz réactif.
  3. Utilisez un verre de silice, colonne capillaire (60 m × 0,25 mm de diamètre interne) recouvert de DB-XLB à l'épaisseur du film 0,25 um pour la séparation. Programme de température du four 60 à 212 ° C à 25 ° C / min, puis à 260 ° C à 1 ° C / min, puis à 280 ° C à 4 ° C / min, avec un temps de maintien finale de 4 min. températures de l'injecteur et de la ligne de transfert devraient être fixés à 280 ° C. Injecter de 1 à 2 ml de l'échantillon à l'aide du mode d'injection sans division.
  4. Analyser toutes les normes et les échantillons par la méthode standard interne à l'aide 13 décachlorobiphényle C marqué.
  5. Effectuez une vérification de l'étalonnage initial en exécutant une deuxième norme de source et Aroclors 1242 et 1260, puis comparer les valeurs prédites pour les congénères Arochlore avec les quantités observées de cette procédure de contrôle.
  6. Une fois que la procédure d'étalonnage initiale a été réalisée avec succès, l'analyse complète de tous les échantillons. Exécutez un étalonnage vérifier tous les dix échantillons, en utilisant l'un des mélanges d'étalonnage de l'étalonnage initial.

6 Calcul de l'efficacité de transfert net trophique

  1. Calculer l'efficacité du transfert trophique net, γ, pour chaque combinaison oréservoir de f et PCB congénères en utilisant l'équation suivante:
    L'équation 1 , Où [PCB f] est la concentration moyenne des poissons prédateurs dans le réservoir à la fin de l'expérience PCB congénères, W f est le poids moyen des poissons prédateurs dans le réservoir à la fin de l'expérience, [PCB i] est la concentration en PCB congénère moyen des poissons prédateurs dans le réservoir au début de l'expérience, W i est le poids moyen des poissons prédateurs au début de l'expérience, et la quantité de PCB congénère ingéré se rapporte au poids de l' congénère PCB ingérés, en moyenne, par chaque touladi dans le réservoir au cours de l'expérience.
  2. Calculer le dénominateur dans l'équation ci-dessus en multipliant la concentration moyenne de congénères de PCB dans les composites de poissons proies par le montant moyen (poids) des poissons proies consommées par les poissons prédateurs dans le dur de réservoirment toute la durée de l'expérience.

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Representative Results

Le touladi a montré une quantité substantielle de la croissance au cours de l'expérience, comme les touladis initiales signifient poids variaient de 694 à 907 g, tandis que les touladis finales le poids moyen variait de 853 à 1566 g (tableau 1). La quantité moyenne de nourriture consommée par une truite de lac au cours de l'expérience de 135 jours variait de 641 à 2649 g. Concentrations PCB congénères moyenne chez la truite du lac a augmenté au cours de l'expérience, car les concentrations moyenne PCB congénères variaient de 0,01 à 7,14 ng / g (poids humide base) au début de l'expérience alors que les concentrations moyenne PCB congénères variaient de 0,03 à 29,31 par l' fin de l'expérience (tableau 2). Moyenne dans les 10 échantillons composites de hareng saur Septembre capturés, les concentrations de congénères PCB allaient de 0,03 à 26,56 ng / g. Moyenne dans les 10 échantillons composites de hareng saur mai capturés, les concentrations de congénères PCB allaient de 0,03 à 23,52 ng / g (tableau 2). Reportez-vous àMadenjian et al. 21 pour plus de détails sur le cisco de fumage utilisé dans l'expérience.

Les estimations moyennes de γ varie de 0,309 à 0,988, par rapport à une moyenne de l'ensemble des huit réservoirs (tableau 3). Les erreurs types pour ces estimations moyennes allaient 0,029 à 0,227. Pour tous les 75 des congénères de PCB, signifie γ pour le touladi actif ne diffère pas significativement de γ moyennes pour le touladi inactif. Ainsi, la truite de lac actif retenu les congénères de PCB de la nourriture qu'ils consomment avec presque la même efficacité comme inactif touladi.

Comme le degré de chloration est passée de 5 à 10 atomes de chlore par molécule, les estimations de γ ont montré une légère diminution (figure 1). Toutefois, γ ne varie pas significativement avec le degré de chloration des congénères de PCB (ANOVA à un facteur: F = 2,16; degrés de liberté [df] = 6, 67, p = 0,0579). Calcul de la moyenne γ dans tous les 75 congénères, la valeur moyenne était de 0,664.

Comme log K oe a augmenté de 6,0 à 8,2, γ diminué de façon exponentielle (figure 2). Ce taux de baisse est significativement différent de zéro (test t: t = -4,09; df = 64, p = 0,0001), mais était égale à 7% par unité de log K oe. Sur la base de la courbe ajustée, γ est égal à 0,70 à K oe = 6, et γ est égal à 0,61 à K oe = 8 (Figure 2).

Pour 66 des 75 congénères de PCB, l'erreur-type de l'estimation moyenne de γ était petite (≤ 0,05) (tableau 3). Pour six des neuf autres congénères de PCB, les erreurs-types autour de l'estimation moyenne de γ ont été assez faible (≤ 0,10). Les erreurs-types plus élevés ont été associés à un plus faible degré de chloration (trois à cinq atomes de chlore par molécule).

tente "fo: keep-together.within page =" always "> Figure 1
Figure 1: Les estimations de rendement net trophique de transfert (γ) de congénères de PCB à touladi de sa proie représenté en fonction du nombre d'atomes de chlore par molécule de congénères de PCB. Estimations sont fondées sur une expérience de laboratoire, au cours de laquelle bouffis étaient nourris à la truite sur le lac. Figure reproduite avec la permission de Madenjian et al. 18.

Figure 2
Figure 2: Les estimations de rendement net trophique de transfert (γ) de congénères de PCB à touladi de sa proie représenté en fonction du log K oe de congénères de PCB. Estimations ont été basées sur une expérience de laboratoire, au cours de laquelle bouffis ont été nourris au lac truite. Le r équipéeligne de égression pour les congénères ayant un log K oe supérieur à 6 est également affiché. La valeur r 2 pour la ligne de régression ajustée représente le montant de la variation de γ journaux expliquées par log K oe. Figure reproduite avec la permission de Madenjian et al. 18.

Tableau 1: poids moyens initiaux et les poids moyens finaux de touladi utilisé dans l'expérience de laboratoire de 135 jours. Bouffis ont été nourris à la truite de lac. On y trouve aussi la quantité moyenne de nourriture consommée par une truite de lac pendant toute la durée de l'expérience. Le tableau est reproduit avec la permission de Madenjian et al. 18.

nombre de réservoir Poids moyen initial de touladi (g) Poids moyen final de touladi (g) Consommation (g)
1 907 1345 1734
2 860 1339 1999
3 890 1518 2344
4 817 1566 2649
5 694 1242 1870
6 729 853 641
7 754 1050 1203
8 729 1092 1336

Tableau 2: concentrations PCB congénères initiales et finales de la truite de lac, en moyenne dans les huit réservoirs utilisés lors de l'expérience de laboratoire de 135 jours. Concentrations moyennes PCB de congénères dans les bouffis Septembre capturés et mai capturés nourris à la truite de lac au cours de l'expérience sont également représenté. Tableau reproduced avec la permission de Madenjian et al. 18. Congénères de PCB ont été numérotées selon Ballschmiter et al. 20.

Congénère PCB Initiale congénère de PCB lac à la truite concentration moyenne (ng / g) Final PCB lac à la truite congénère concentration moyenne (ng / g) Septembre-pris PCB bouffi congénère concentration moyenne (ng / g) Peut-pris PCB bouffi congénère concentration moyenne (ng / g)
19 1,62 3.41 3.27 2.01
22 0,41 0,66 0,36 0,32
28 1,22 2.24 1,27 0,82
31 1.19 1,97 1.13 0,67
44 1.10 2,08 1,09 </ Td> 0,84
45 0,66 1,74 2,25 1,71
46 0,81 2.51 5.23 3,73
47 1,88 5,72 9.10 5,81
52 2.11 3,76 2.05 1,66
60 0,59 2.04 2.10 1,50
63 0,19 0,68 0,74 0,52
70 3.05 10,25 9,43 6,62
74 0,76 2,76 2,35 1,79
82 0,26 0,91 0,80 0,75
83 0,45 1,60 1,62 1,28
85 1,70 6,63 6.38 5.15
87 1.12 3,47 3,09 2,46
92 1.17 4.16 3,91 3.06
95 2.22 5.06 3,09 2,59
97 1,04 3,37 3.08 2,45
99 3.19 12.38 11.95 9,59
101 3.33 10,25 8.90 7,37
105 2,88 11.35 10.80 9,28
110 4,53 15,78 15.55 12.31
115 0,20 1,03 0,69 0,54 117 0,25 1,24 1.19 0,98
118 6,20 24.17 22,94 19.35
124 0,22 0,79 0,77 0,63
128 1,58 6.26 6.03 5,37
130 0,85 3.26 3.24 2,85
131 0,77 2,97 2,89 2,52
134 0,14 0,44 0,42 0,36
135 0,84 3.19 3.16 2,62
137 0,46 1,77 1,67 1,49
138 7.14 28.31 26.56 23,52
141 0,71 2,50 2,45 2.17
144 0,08 0,22 0,19 0,18
146 2.34 9.10 8,96 7,86
149 2,38 8.18 8,25 6,72
151 0,47 1,53 1,43 1,27
156 0,68 2,65 2.31 1,96
158 0,64 2,42 2,36 1,99
163 2,92 10.24 10.07 8,94
164 0,47 1,81 1,79 1,58
167 0,43 1,65 1,64 1,43
170 1,03 3,94 3.71 3,47
171 0,39 1,46 1,43 1,26
172 0,38 1,45 1,41 1,30
174 0,48 1,83 1,84 1,67
175 0,11 0,42 0,42 0,37
176 0,03 0,09 0,09 0,09
177 0,72 2,67 2,65 2,45
178 0,61 2,33 2.26 2.03
179 0,17 0,60 0,58 0,55
180 3,35 12,84 11,97 10,73
183 1.18 4.44 4.32 3,79
185 0,04 0,14 0,14 0,14
187 3.12 12.07 11.65 10,67
190 0,27 1.02 1.18 1.02
191 0,05 0,20 0,20 0,17
193 0,27 1,03 0,94 0,87
194 0,46 1,73 1,66 1,55
195 0,14 0,54 0,53 0,49
196 0,30 1.12 1,15 1,03
197 0,06 0,23 0,23 0,20
199 0,67 2,44 2.17 2.12
200 0,01 0,03 0,03 0,03
201 0,14 0,53 0,52 0,48
202 0,31 1.14 1.12 1.02
203 0,48 1,83 1,83 1,61
205 0,02 0,09 0,09 0,08
206 0,19 0,70 0,70 0,65
207 0,07 0,25 0,26 0,24
208 0,11 0,41 0,43 0,40
209 0,11 0,36 0,38 0,36

Tableau 3: estimations moyennes de rendement net trophique de transfert (γ) de congénères de PCB à touladi de sa proie. Les estimations ont été basées sur une expérience de laboratoire de 135 jours, au cours de laquelle la truite de lac ont été nourris bouffis. Pour chaque congénère, estimations γ des huit chars ont été moyennées pour donner une estimation moyenne. Erreur type de la moyenne est entre parenthèses. Le tableau est reproduit avec la permission de Madenjian et al. 18. Congénères de PCB ont été numérotées selon Ballschmiter et al. 20.

Congénère PCB Moyenne γ Erreur standard de la moyenne
19 0,563 0,046
22 0,813 0,127
28 0,900 0,086
31 0,848 0.065
44 0,988 0,058
45 0,474 0,058
46 0,309 0,035
47 0,401 0,029
52 0.911 0,059
60 0,625 0,034
63 0,596 0,036
70 0,702 0,039
74 0,753 0,050
82 0.700 0,038
83 0,644 0,039
85 0,677 0,037
87 0,699 0,038
92 0,681 0,032
95 0.887 0,102
97 0,683 0,032
99 0,675 0,035
101 0,705 0,035
105 0,678 0,035
110 0,647 0,037
115 0,957 0,227
117 0,704 0,050
118 0,680 0,035
124 0,655 0,037
128 0,666 0,035
130 0,644 0,034
131 0.659 0,037
134 0,646 0,032
135 0,653 0,034
137 0,675 0,035
138 0,686 0,033
141 0,639 0,037
144 0,680 0,050
146 0.650 0,034
149 0,628 0,036
151 0,653 0,034
156 0,733 0,051
158 0,657 0,032
163 0,632 0,042
164 0,648 0,035
167 0,642 0,033
170 0,668 0,039
171 0,649 0,038
172 0,649 0,035
174 0,646 0,037
175 0,632 0,038
176 0,636 0,046
177 0,636 0,031
178 0,654 0,040
179 0,647 0,034
180 0,681 0,036
183 0,654 0,038
185 0,611 0,036
187 0.659 0,036
190 0,549 0,031
191 0,629 0,032
193 0,693 0,037
194 0,654 0,035
195 0,643 0,039
196 0,614
197 0,640 0,040
199 0,696 0,036
200 0,543 0,042
201 0,634 0,040
202 0,639 0,036
203 0,631 0,036
205 0,645 0,038
206 0,617 0,036
207 0,606 0,039
208 0,592 0,038
209 0,570 0,037

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Discussion

Pour des estimations plus précises de γ, l'expérimentateur doit être capable de suivre avec précision à la fois la quantité d'aliments placés dans chacun des réservoirs et la quantité de la nourriture non consommée dans chacun des réservoirs, au cours de l'expérience. Pour ce faire, l'expérimentateur doit être en mesure d'éliminer tous les restes de nourriture provenant des réservoirs et de déterminer avec précision son poids. En plus de suivi précis de la nourriture réellement consommée par les poissons prédateurs, une estimation précise de γ peut également dépendre de la durée suffisante de l'expérience. Étant donné que les études de laboratoire fréquemment cités spécifiquement conçus pour estimer l'efficacité du transfert trophique des PCB à pêcher dans leur nourriture variait de 105 à 224 jours la durée 22,23, une durée d'au moins 100 jours, et de préférence au moins 130 jours, est recommandé. En outre, le biais peut être introduit dans l'estimation de γ par un nombre insuffisant de poissons prédateurs de l'échantillon pour la détermination des PCB au début de l'experiment 14. La probabilité d'obtenir un échantillon de poissons prédateurs avec des concentrations non représentatifs de la concentration en PCB moyenne pour l'ensemble des poissons prédateurs dans le réservoir augmente avec la diminution de la taille de l'échantillon contenant des BPC. Idéalement, la moitié des poissons dans le réservoir doit être sacrifié pour la détermination des PCB au début de l'expérience.

Afin de maximiser la pertinence et l'applicabilité des résultats de l'expérience de laboratoire sur le terrain, un poisson proie qui est généralement consommée par les poissons prédateurs dans le champ doit être introduit dans le poisson prédateur au cours de l'expérience de laboratoire. L'efficacité du transfert trophique net peut dépendre de la nature de la matrice de l'aliment contenant les congénères 11,24. Les données des études antérieures ont suggéré que les estimations de γ basé sur un régime commercial de granulés peuvent être sensiblement inférieur aux estimations γ à base de poisson prédateur se nourrissant de poissons proies réelle 17. Ainsi, une alimentation de poissons proies plutôt que d'un traité ou syrégime nthesized est recommandé.

Pour réduire l'incertitude dans les estimations de γ, à la fois le poisson prédateur et composites de poissons proies doivent être bien homogénéisé. Le degré d'homogénéisation dépend, en partie, sur l'ensemble des mixers et disponible. Pour les grands poissons prédateurs, un grand mélangeur peut être nécessaire pour lancer le processus d'homogénéisation. Un sous-échantillon de l'homogénat du grand mélangeur peut ensuite être transféré dans un mélangeur plus petit, où un plus haut degré d'homogénéisation peut être réalisée.

La détermination précise des concentrations de congénères PCB dans les échantillons de tissus de poisson homogénéisés est un élément clé du processus de l'estimation précise de γ pour les différents congénères de PCB. Les échantillons doivent être correctement nettoyés pendant le suivi du processus d'extraction pour éliminer les interférences de matrice et d'atteindre un faible niveau de détection pour les congénères de PCB. Utilisation d'une chromatographie en phase gazeuse - spectrométrie de masse de système d'un négatifsource d'ionisation chimique fonctionnant en mode ion unique peut conduire à des niveaux aussi faibles que 0,02 ng / ml dans l'extrait de congénères plus fortement chlorés de détection, bien que la limite de détection pour les congénères moins chlorés serait beaucoup plus élevé que cette valeur 25 . Un détecteur à capture d'électrons peut être substitué à l'instrument négative ionisation chimique et cette approche permettra la détection de bas niveau, mais aussi être plus sensibles aux interférences de la matrice. Selon les concentrations de congénères PCB dans les échantillons de tissus de poisson homogénéisés, le chercheur devra décider d'une approche (ionisation chimique négative ou capture d'électrons) est plus approprié. Pour des concentrations des congénères de PCB très faibles, l'approche de capture d'électrons peut être utilisé. Il convient de souligner que les mesures proches de la limite de détection ont souvent relativement faible précision et d'exactitude en raison d'une erreur d'analyse 26.

Laméthodologie décrite en détail dans cette étude pourrait être facilement adapté pour répondre de nouvelles questions de recherche dans le domaine de l'accumulation de PCB dans les poissons. Par exemple, comme mentionné ci-dessus, γ peut être influencée par le taux d'alimentation. Des travaux antérieurs ont suggéré que γ diminue avec l'augmentation du taux de consommation de nourriture 14,17. Exactement comment peut-γ changer avec l'augmentation du taux d'alimentation? Faites les relations entre γ et le degré de chloration ou entre γ et log K oe, qui ont été élucidés dans cette étude pour les poissons nourris ad libitum, rester cohérent à des taux d'alimentation inférieurs? Lequel des deux facteurs suivants a une plus grande influence sur γ: la quantité de nourriture consommée chaque jour ou la fréquence de l'alimentation (c.-à nourrir une fois par jour par rapport à l'alimentation une fois tous les deux ou trois jours)? Lequel des deux facteurs suivants a une plus grande influence sur γ: le poids des aliments consommés chaque jour ou la quantité d'énergie dans les aliments consommés chaque jour? La methdologie détaillée dans cette étude est bien adapté pour répondre à ces questions, parce que les deux taux et de la nourriture alimentation de type peut être contrôlée en laboratoire.

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Materials

Name Company Catalog Number Comments
870-L fiberglass tanks Frigid Units RT-430-1
2,380-L fiberglass tanks Frigid Units RT-630-1
Tricaine methanesulfonate (Finquel) Argent Chemical Laboratories, Inc. C-FINQ-UE-100G Eugenol could also be used as an anesthetic.
Ashland chef knife Chicago Cutlery SKU 1106336
Cutting board Williams-Sonoma 3863586
Hobart verical mixer (40 quart) Hobart Corporation
1.9-L food processor Robot Coupe, Inc. RSI 2Y1 
Polyethylene bags (various sizes) Arcan Inc.
I-Chem jars I-Chem 220-0125
Top-load electronic balance Mettler Toledo Mettler PM 6000 
Sodium sulfate, anhydrous - granular EMD SX0760E-3
Glass extraction thimbles (45 mm x 130 mm) Wilmad-Lab Glass LG-7070-114
Teflon boiling chips Chemware 919120
Rapid Vap nitrogen sample concentrator Labconco 7910000
N-Vap nitrogen concentrator Organomation 112
Soxhlet extraction glassware (500 ml) Wilmad-Lab Glass  LG-6900-104
Hexane Burdick & Jackson  Cat. 211-4
Dichloromethane Burdick & Jackson  Cat. 300-4
Silica gel BDH Cat. BDH9004-1KG
Labl Line 5000 mult-unit extraction heater Lab Line Instruments
Agilent 5973 GC/MS with chemical ionization Agilent 5973N
Internal standard solution  Cambridge Isotope Laboratories EC-1410-1.2
PCB congener calibration standards Accustandard C-CSQ-SET
DB-XLB column (60 m x 0.25 mm, 0.25 micron) Agilent/ J&W 122-1262

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References

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