纤维蛋白胶对小鼠肺移植研究肺特异性血管生成

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Mammoto, T., Mammoto, A. Implantation of Fibrin Gel on Mouse Lung to Study Lung-specific Angiogenesis. J. Vis. Exp. (94), e52012, doi:10.3791/52012 (2014).

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Abstract

在干细胞研究,生物工程技术的最新显著的进步在利用生物材料的再生和修复,在骨科和牙周领域简单的组织损伤取得了很大进展。然而,试图再生的结构和更复杂的三维(3D)的器官的功能,如肺部并不是非常成功的,因为器官再生的生物过程还没有被很好的探讨。这是越来越明显,血管生成,新血管的形成,起着器官再生的关键角色。新形成的脉管不仅输送氧气,营养物质和所需要的器官再生的各种细胞成分,但也提供了有益的信号,以再生局部组织。因此,为了成功地再生成人在肺部,有必要概括的肺特异性的微环境,其中血管发生的局部肺组织的驱动器再生。虽然合作nventional 体内血管发生测定法,诸如细胞外基质(ECM)的富水凝胶( 例如 ,纤维蛋白或胶原凝胶或基质胶-细胞外基质蛋白混合物通过Engelbreth-Holm的-群小鼠肉瘤细胞分泌)的皮下植入,被广泛用于探索血管生成的一般机制,肺特异性血管发生还没有得到很好的特点,因为在肺癌生物材料的原位移植方法尚未确立。该协议的目的是介绍一种独特的方法来植入活成年小鼠的肺表面纤维蛋白胶,允许主机肺源性血管生成的成功概括的凝胶内。这种方法使研究人员能够探索由肺特定的微环境控制血管形成和牙槽骨的再生在正常和病理条件下的机制。由于植入的生物材料释放并提供物理和化学信号到相邻的升UNG组织中,对患病的肺这些生物材料的植入可以潜在正常化相邻患病组织,使研究人员开发新的治疗方法用于各种类型的肺部疾病。

Introduction

该协议的总体目标是引进一种方法来对植入成年小鼠,这使研究人员能够表征肺血管和肺泡发育的分子机制,肺表面纤维蛋白胶,并为了发展仿生材料能够利用这些知识的扼要生理肺血管和肺泡的形成来治疗各种肺部疾病。

超过3500万美国人患有慢性肺部疾病,包括慢性阻塞性肺疾病,肺纤维化。这些患者有持久的慢性呼吸道症状,如呼吸急促,胸闷,咳嗽唠叨,和疲倦,其中显著影响他们的日常生活1-3。尽管努力开发有效的治疗这些肺病量很大,目前还没有治愈;因此,生活质量对这些患者差,经济和人力成本是喜GH 4-7。目前,肺移植是挽救患者的终末期慢性肺部疾病的唯一途径。由于移植的供体,成本高,严重的并发症,成活率低8-11短缺然而,移植不是一个最佳的方法。在组织工程技术的最新进展迅速使研究人员通过重新填充脱细胞的全肺与各种类型的祖细胞或诱导的多能干细胞(iPS细胞)12,13,以生物工程植入肺。然而,这些生物工程肺部功能的宿主动物只植入12,14,15后的几个小时。利用生物材料再生肺的复杂结构和功能也已经相当成功。这可能是因为支配成人肺再生键生物过程没有得到很好的研究。在肺,形成血管系统是国内最早,最重要的事件之一杜里吴发育和再生16-21。在肺中,不仅输送氧气,营养物质和所需的器官形成的各种细胞成分,而且还提供了有益的调节信号到周围的细胞22-25新形成的脉管。因此,血管生成在成年肺部24,26,27再生alveolarization关键作用。此外,失调的血管生成有助于慢性肺部疾病,如慢性阻塞性肺疾病(COPD)28,支气管肺发育不良(BPD)21-23,和肺纤维化29。因此,开发用于工程肺或治疗慢性肺疾病更有效的策略,有必要了解肺特异性血管生成的基本机制。

每个器官显示独特的机械和化学性质,其可生理和病理条件30-33之间不同。这些器官特异性microenvironments调节内皮细胞行为和协调在器官特异性方式24,34-36血管网形成。因此,开发用于肺再生更有效的策略,需要底层肺特异性血管生成的机制,来理解。而常规的体内血管发生测定法,如皮下植入的水凝胶已被广泛地用于研究血管发生37-39,这些方法不重述器官特异性血管生成。最近,一种新的方法,以在植入的小鼠的肺的弹性模基底膜已经开发并示出成功地招募血管和肺上皮细胞进入凝胶22。这种独特的方法将允许研究人员探索生理和病理条件下肺特异性血管生成的血管和非血管肺细胞的机制,以及相互作用。自1)的Matrigel不适合临床应用; 2)电子商务用于铸造的凝胶可能影响水凝胶和宿主肺组织和3)对肺的弹性模呼吸期间潜在地导致肺功能和疼痛的障碍之间的相互作用,作为更临床相关的方式LASTIC模​​具,三维纤维蛋白基质含有血管生成因子(血管内皮生长因子(VEGF)/碱性成纤维细胞生长因子(bFGF))已被植入在小鼠肺而不浇铸在弹性模,并已成功地概括宿主肺源性血管生成。纤维蛋白胶,从凝血酶裂解纤维蛋白原产生聚合物纤维,是已知的陷阱多种血管生成因子,如bFGF和VEGF的加速血管生成在体内 40,41。因为它的再生能力和可生物降解的性质的42,纤维蛋白胶被广泛应用于组织工程领域。

本文介绍了一种新颖而独特的方式植入活adul肺表面纤维蛋白胶吨小鼠并表明宿主肺源性血管生成被概括在体内的凝胶内。该方法中,这使得研究人员研究肺特异性血管生成,将有可能导致新的治疗方法用于各种类型的肺部疾病的发展和显著前进努力成功再生成人肺。

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Protocol

注: 动物体内进行了研究,在严格按照指南中的美国国立卫生研究院的实验动物的护理和使用的建议。该协议是审查和批准由波士顿儿童医院的动物护理和使用委员会(协议编号:13-10-2526R,14-02-2568R)。在这个协议中使用的所有药品都是医药级和这些药物在无菌条件下制备。

1.纤维蛋白胶的制备

  1. 准备包含VEGF和bFGF纤维蛋白胶。
    1. 纤维蛋白原和凝血酶的被储存在-80℃至室温(25℃),该解冻储备溶液。
    2. 加入凝血酶(最终浓度:2.5单位/毫升), 氯化钙 (终浓度:45毫摩尔),血管内皮生长因子(终浓度:0-100毫微克/毫升)和bFGF(终浓度:0-100毫微克/毫升)的血纤维蛋白原溶液(最终浓度:12.5毫克/毫升在0.9%sodiu米在1.5ml管中的氯化物溶液43-45)。
    3. 吹打轻轻混匀。
    4. 轻轻吸取200微升混合物到在用P200枪头一个逐滴方式无菌塑料培养皿中。
    5. 孵育的液滴在37℃下进行30-60分钟,直到它们固化。
      注:该固化的凝胶可以保持在密封塑料盘中,在室温(25℃)数小时植入( 图1a)之前。
  2. 修剪的血纤维蛋白凝胶成使用小手术剪植入前约3×3×3mm的立方体。

2.鼠标准备

  1. 通过腹膜内麻醉成年小鼠(8-12周)(IP)注射氯胺酮(100毫克/千克)和赛拉嗪(10毫克/千克),并确认该小鼠得到充分捏鼠标趾麻醉。
    1. 使用上的眼睛鼠标兽医药膏,以防止在实验过程中干燥。
  2. 剃须福R经由鼠标的肋笼的左侧。
  3. 执行鼠标的气管插管。
  4. 将鼠标上的插管站在倾斜的70度并按住鼠标到位了位于支架顶部的小橡皮圈钩住它的上门牙。
  5. 使用钝钳轻轻缩回舌头一边。
  6. 可视化用光纤鹅颈显微镜照明器的帮助下喉部。
  7. 插入气管内的弹性导管(21 G)的进气管。
  8. 确认鼠标自发地比较顺利地呼吸(常规100-150次/分钟,没有矛盾或浅的呼吸)。
  9. 鼠标放置在俯卧位的解剖显微镜下。
  10. 机械通风使用啮齿类呼吸器鼠标(150次呼吸/分钟和7毫升/公斤潮气量)。
  11. 算肋定位 4 5 肋之间的肋间空间。
  12. 在区域b创建一个无菌区Ÿ彻底擦拭用酒精和碘伏。用无菌手术被单充分覆盖手术区域。

3.鼠标手术

  1. 局部注射0.25%布比卡因(200微升)中的皮肤后,使横向皮肤切口(大约1厘米长)比使用解剖剪刀肋间空间。
  2. 注射0.25%布比卡因(200微升)到肋间肌肉后,应采用精小剪刀 4和 5肋骨之间的肌肉切口。
  3. 插入一个解剖拉钩肋骨之间完全可视化的左肺。
    1. 刮使用细镊子左肺的中心的内脏胸膜的小区域(1×1平方毫米)。
    2. 适用于使用消毒棉签,直到出血和空气泄漏被完全控制的地区温和的压力。
    3. 把少量的纤维蛋白原/凝血酶(纤维蛋白胶)新鲜混合气(步骤1.1.2。20&#181,L)在使用P200枪头的区域。
  4. 轻轻使用小镊子在区域( 图1b)放置一个纤维蛋白胶(步骤1.2)。
    1. 确认该凝胶是在肺的呼吸运动以及固定在该地区。
  5. 确保既没有大量的空气泄漏,也没有从肺出血。
  6. 靠近切口(肌肉和皮肤层)用可吸收的缝线,其不必须去除。
  7. 吸用27G的针和1ml注射器,以防止气胸胸腔。
  8. 终止机械通气。

4.鼠标恢复

  1. 确保鼠标自发呼吸平稳的方式(常规100-150次/分钟,没有矛盾或浅的呼吸)。
  2. IP注射1毫升预热的0.9%的NaCl,以防止脱水。
  3. 允许小鼠恢复对循环热水垫。
  4. 取出endotrache确认鼠标有稳定的呼吸后,人管。
  5. 注入美洛昔康(5毫克/千克,皮下注射(SC),3天,作为术后镇痛。
  6. 监控鼠标的动作仔细至少15分钟的间隔,直至其胸骨(可滚动到它的肚子,并保持直立),并有意识的。
  7. 恢复后,返回鼠标到一个新的笼子里,从小鼠中分离无术。
  8. 监视手术部位感染的迹象(红,肿,放电),动物的基本生物学功能(食物和水的摄入,排尿,排便,体重增加),以及临床症状的困扰(立毛,减少运动)每日继外科手术。

5.收获肺

  1. 在植入后7至30天,通过压缩气体源使用的CO 2安乐死鼠标。
  2. 使xyphoid过程的前端与胸骨之间的切口缺口(正中)和收获全肺与切断气管和解剖所有连接到心脏,肺,气管组织学和生化分析植入凝胶。
  3. 修复肺部有4%多聚甲醛溶液注入凝胶一夜之间在4ºC,嵌入OCT复合,并利用30微米厚的串行台阶部分。
  4. 进行组织学(苏木伊红染色)和免疫组化分析(内皮标记:CD31,上皮标记:水通道蛋白(AQP)5和表面活性蛋白(SP)-B)利用共聚焦显微镜22,37,40。
  5. 编译叠层光学切片(30μm厚),以形成肺血管内皮的使用3D图像分析软件37的三维图像和上皮细胞。
  6. 量化利用图像分析软件46新形成的血管的投影面积。

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Representative Results

检查宿主肺源性血管形成是否被概括植入肺中的生物材料的内部,纤维蛋白凝胶补充有大血管生成因子VEGF和bFGF(0,10和100ng / ml的各自)植入的活小鼠肺部的表面上使用基底膜22日报道。纤维蛋白凝胶47包含这些血管生成生长因子被制造, 如图1a所示 。开胸后,左肺表面的一个小区域,使用镊子刮下和所制造的纤维蛋白凝胶植入在成年小鼠的使用量小的纤维蛋白胶的肺,其是FDA批准并广泛地用作一种有效的密封,以阻止漏气和减少出血,肺手术48,49( 图1b)。大多数小鼠恢复,没有严重的呼吸道症状( 气胸,呼吸窘迫)。植入后七天,将小鼠安乐死,肺部均harveSTED。注入纤维蛋白胶被并入主机肺植入( 图1c)后第7天。三维重建的共焦荧光图像显示在血管内皮生长因子/ bFGF的剂量依赖的方式形成的血管网络的凝胶内植入后7天宿主衍生的CD31阳性内皮细胞( 图2A,C)。 I型(AQP5阳性)和II型(SP-B阳性)肺上皮细胞也沿着新形成的该被补充有较高浓度的VEGF和bFGF(各100毫微克/毫升)( 图2a)的凝胶内的血管招募。的组织切片,H&E染色显示,其他类型的宿主细胞也迁移到凝胶7天注入( 图2b)之后。这些结果表明,宿主肺源性再生血管网络成功构建被补充有血管生成因子和植入成年亩的表面上的纤维蛋白凝胶内SE肺。

图1
图1:(A)在植入前制备纤维蛋白凝胶(B)的纤维蛋白凝胶植入在左肺(箭头)的刮下内脏胸膜(三)注入纤维蛋白胶(箭头)植入后7天掺入宿主肺。比例尺1毫米。

图2
图2:(1)荧光显微照片示出形成血管网(CD31阳性;绿色)和招募I型(AQP5阳性;品红色)或II型(SP-B阳性;品红)肺上皮细胞中的血纤维蛋白凝胶内补充有各种浓度的VEGF和bFGF的(0,10和100植入后7天纳克/毫升的每个)。虚线表示注入纤维蛋白胶和主机肺之间的接口。比例尺:20微米(二),H&E染色示出宿主细胞的浸润到植入后第7天的血纤维蛋白凝胶的光显微照片。箭头表示凝胶和主机肺之间的接口。比例尺:20μm的(三)图表示新形成的血管中被补充有各种浓度的VEGF和bFGF的血纤维蛋白凝胶的投影面积(0,10和100ng / ml的各自)在植入后7天。。

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Discussion

本文介绍了一种新的方法来植入活的成年小鼠的肺表面的生物材料。有了这个系统,主机肺源性血管被成功概括材料内部。这个系统使研究人员能够内皮细胞之间探索串扰,其他细胞( 例如 ,上皮细胞,间质细胞,免疫细胞)和各种细胞外基质成分所需要的地方的血管生成50-53和肺泡再生24,54。尽管传统的体内皮下植入的水凝胶已被广泛地用于研究血管发生37-39,这些方法不重述器官特异性血管生成。这个系统中,其中水凝胶的肺表面直接注入,将使研究,探讨在成年鼠肺的肺特异性微环境中的血管生成和肺泡再生的作用。这些凝胶可从各种ECM富含biomate来制造里亚尔( 例如 ,胶原,纤维蛋白),可以用各种化学因素( 例如 ,血管生成因子,生长因子)55,56,祖细胞和/或iPS细胞进行补充。除了 ​​化学因素,机械力也控制血管发生23,37。在纤维蛋白原浓度依赖性57和操纵的纤维蛋白原浓度不仅可以通过化学信号,也通过物理线索58,59影响血管生成的血纤维蛋白凝胶的变化的刚度。因此,纤维蛋白凝胶的物理化学性质,可能需要仔细优化复述生理器官特异性血管发生在将来。刮内脏胸膜后伤口愈合也产生一种内源性纤维蛋白凝块,其中包括各种类型的宿主细胞,并促进愈合过程和组织再生。这种自然凝块可以与外源注入纤维蛋白胶相互作用,并因此控制血管发生在植入凝胶。荧光标记的纤维蛋白原可以使研究人员自然纤维蛋白凝块和植入纤维蛋白胶来区分,并探讨这些机制。虽然这是一个功能强大的方法来表征血管生成在成年鼠肺,应用到肺发育和疾病中的新生小鼠会相当可能存在技术挑战的研究。

这项研究的最终目的是要招聘官能血管进入植入患病的肺纤维蛋白凝胶和使用该矩阵作为一个医疗装置以恢复功能性肺结构。凝胶内的宿主细胞和血管和肺泡结构之间可能的通信,以及这些结构的功能应该在以后的实验加以探讨。由于在肺部的VEGF水平降低患者BPD 60和肺气肿61,增加的VEGF的基质可改善招募血管进入基质实现了一套anted对这些患病的肺部。机械性能还健康和患病的肺23,62之间不同。例如,基质金属蛋白酶和赖氨酰氧化酶,它们控制退化和胶原的交联表达分别被改变的各种肺部疾病,包括慢性阻塞性肺病和肺纤维化63-67。在患病的肺,祖细胞为肺的内皮细胞和上皮细胞的某些谱系被耗尽68。因此,操作这些因子(血管生成因子,的ECM,ECM刚度)或植入补充有祖细胞的血纤维蛋白凝胶69将有可能导致的基质和肺功能的各种病理状况恢复内部功能血管的形成。由于化学因素可以在纤维蛋白凝胶内加以补充,以调节本地的血管生成,该系统也可用于探索特定环境线索可能正常化慢性肺部疾病患病的肺。 综上所述,本文介绍的方法植入对生活的鼠标,这使研究人员在体内表征肺特异性血管生成肺表面纤维蛋白凝胶。修改了各种因素( 例如 ,时间过程,浓度和血管生成因子的组合,各种水凝胶,水凝胶的物理化学性质)在本系统中,将推出血管生成和再生,在肺的机制。因此,这个系统将显著推进基本血管生物学,组织工程学的科学知识,以及肺药。

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Acknowledgments

这项工作是由美国心脏协会(AM),美国国防部(BC074986)和波士顿儿童医院学院职业发展奖学金(TM,AM)的资金支持。作者感谢阿曼达江江伊丽莎白的技术援助。

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Fibrinogen from human placenta Sigma F4883 For fabrication of fibrin gel
Thrombin from bovine plasma Sigma T9549 For fabrication of fibrin gel
Recombinant mouse VEGF 164 R&D 493-MV For supplementation to fibrin gel
Recombinant mouse bFGF R&D 3139-FB For supplementation to fibrin gel
Rodent Intubation Stand Braintree Scientific INC RIS 100 For intubation
Fiber-Optic Light Source Fisher Scientific 12-565-35 For intubation
21 G Elastic catheter B.Braun 4251652-02 For intubation
MiniVent Ventilator Harvard Apparatus CGS-8009 For ventilation
Stemi DV4 Steromicroscope Fisher Scientific 12-070-515 For surgey
Absobable suture Ethicon PDP304 Surgical suture
Antibody against CD31 BD Biosciences 553370 Immunohistochemistry
Antibody against AQP5 Abcam AB78486 Immunohistochemistry
Antibody against SP-B Abcam AB40876 Immunohistochemistry

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References

  1. Donaldson, G. C., Seemungal, T. A., Bhowmik, A., Wedzicha, J. A. Relationship between exacerbation frequency and lung function decline in chronic obstructive pulmonary disease. Thorax. 57, 847-852 (2002).
  2. Lopez-Campos, J. L., Calero, C., Quintana-Gallego, E. Symptom variability in COPD: a narrative review. Int J Chron Obstruct Pulmon Dis. 8, 231-238 (2013).
  3. Ley, B., Collard, H. R., King, T. E. Clinical course and prediction of survival in idiopathic pulmonary fibrosis. Am J Respir Crit Care Med. 183, 431-440 (2011).
  4. Ferrer, M., et al. Chronic obstructive pulmonary disease stage and health-related quality of life. The Quality of Life of Chronic Obstructive Pulmonary Disease Study Group. Ann Intern Med. 127, 1072-1079 (1997).
  5. Reardon, J. Z., Lareau, S. C., ZuWallack, R. Functional status and quality of life in chronic obstructive pulmonary disease. Am J Med. 119, 32-37 (2006).
  6. De Vries, J., Kessels, B. L., Drent, M. Quality of life of idiopathic pulmonary fibrosis patients. Eur Respir J. 17, 954-961 (2001).
  7. Sullivan, S. D., Ramsey, S. D., Lee, T. A. The economic burden of COPD. Chest. 117, 5S-9S (2000).
  8. Orens, J. B., Garrity, E. R. General overview of lung transplantation and review of organ allocation. Proc Am Thorac Soc. 6, 13-19 (2009).
  9. Benden, C. Specific aspects of children and adolescents undergoing lung transplantation. Curr Opin Organ Transplant. 17, 509-514 (2012).
  10. Lyu, D. M., Zamora, M. R. Medical complications of lung transplantation. Proc Am Thorac Soc. 6, 101-107 (2009).
  11. Trulock, E. P., et al. Registry of the International Society for Heart and Lung Transplantation: twenty-fourth official adult lung and heart-lung transplantation report-2007. J Heart Lung Transplant. 26, 782-795 (2007).
  12. Weiss, D. J. Current status of stem cells and regenerative medicine in lung biology and diseases. Stem Cells. 32, 16-25 (2013).
  13. Ghaedi, M., et al. Human iPS cell-derived alveolar epithelium repopulates lung extracellular matrix. J Clin Invest. 123, 4950-4962 (2013).
  14. Ott, H. C., et al. Regeneration and orthotopic transplantation of a bioartificial lung. Nat Med. 16, 927-933 (2010).
  15. Petersen, T. H., et al. Tissue-engineered lungs for in vivo implantation. Science. 329, 538-541 (2010).
  16. Tuyl, M., et al. Angiogenic factors stimulate tubular branching morphogenesis of sonic hedgehog-deficient lungs. Dev Biol. 303, 514-526 (2007).
  17. Galambos, C., deMello, D. E. Molecular mechanisms of pulmonary vascular development. Pediatr Dev Pathol. 10, 1-17 (2007).
  18. McGrath-Morrow, S. A., et al. Vascular endothelial growth factor receptor 2 blockade disrupts postnatal lung development. Am J Respir Cell Mol Biol. 32, 420-427 (2005).
  19. White, A. C., Lavine, K. J., Ornitz, D. M. FGF9 and SHH regulate mesenchymal Vegfa expression and development of the pulmonary capillary network. Development. 134, 3743-3752 (2007).
  20. Zhao, L., Wang, K., Ferrara, N., Vu, T. H. Vascular endothelial growth factor co-ordinates proper development of lung epithelium and vasculature. Mech Dev. 122, 877-886 (2005).
  21. Stenmark, K. R., Abman, S. H. Lung vascular development: implications for the pathogenesis of bronchopulmonary dysplasia. Annu Rev Physiol. 67, 623-661 (2005).
  22. Mammoto, T., et al. LRP5 Regulates Development of Lung Microvessels and Alveoli through the Angiopoietin-Tie2 Pathway. PLoS ONE. 7, e41596 (2012).
  23. Mammoto, T., Jiang, E., Jiang, A., Mammoto, A. ECM structure and tissue stiffness control postnatal lung development through the LRP5-Tie2 signaling system. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 49, 1009-1018 (2013).
  24. Ding, B. S., et al. Endothelial-derived angiocrine signals induce and sustain regenerative lung alveolarization. Cell. 147, 539-553 (2011).
  25. Crivellato, E. The role of angiogenic growth factors in organogenesis. Int J Dev Biol. 55, 365-375 (2011).
  26. Sakurai, M. K., et al. Vascular endothelial growth factor accelerates compensatory lung growth after unilateral pneumonectomy. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 292, 742-747 (2007).
  27. Panigrahy, D., et al. Epoxyeicosanoids promote organ and tissue regeneration. Proc Natl Acad Sci U S A. 110, 13528-13533 (2013).
  28. Voelkel, N. F., Douglas, I. S., Nicolls, M. Angiogenesis in chronic lung disease. Chest. 131, 874-879 (2007).
  29. Hanumegowda, C., Farkas, L., Kolb, M. Angiogenesis in pulmonary fibrosis: too much or not enough. Chest. 142, 200-207 (2012).
  30. Levental, K. R., et al. Matrix crosslinking forces tumor progression by enhancing integrin signaling. Cell. 139, 891-906 (2009).
  31. Mammoto, A., Mammoto, T., Ingber, D. E. Mechanosensitive mechanisms in transcriptional regulation. J Cell Sci. 125, 3061-3073 (2012).
  32. Westermann, D., et al. Role of left ventricular stiffness in heart failure with normal ejection fraction. Circulation. 117, 2051-2060 (2008).
  33. Merchante, N., et al. Liver stiffness predicts clinical outcome in human immunodeficiency virus/hepatitis C virus-coinfected patients with compensated liver cirrhosis. Hepatology. 56, 228-238 (2012).
  34. Ding, B. S., et al. Inductive angiocrine signals from sinusoidal endothelium are required for liver regeneration. Nature. 468, 310-315 (2010).
  35. Fidler, I. J. Angiogenic heterogeneity: regulation of neoplastic angiogenesis by the organ microenvironment. J Natl Cancer Inst. 93, 1040-1041 (2001).
  36. Folkman, J. How is blood vessel growth regulated in normal and neoplastic tissue? G.H.A. Clowes memorial Award lecture. Cancer Res. 46, 467-473 (1986).
  37. Mammoto, A., et al. A mechanosensitive transcriptional mechanism that controls angiogenesis. Nature. 457, 1103-1108 (2009).
  38. Malinda, K. M. In vivo matrigel migration and angiogenesis assay. Methods Mol Biol. 467, 287-294 (2009).
  39. Norrby, K. In vivo models of angiogenesis. J Cell Mol Med. 10, 588-612 (2006).
  40. Mammoto, T., Jiang, A., Jiang, E., Mammoto, A. Platelet rich plasma extract promotes angiogenesis through the angiopoietin1-Tie2 pathway. Microvasc Res. 89, 15-24 (2013).
  41. Mosesson, M. W. Fibrinogen and fibrin structure and functions. J Thromb Haemost. 3, 1894-1904 (2005).
  42. Bensaid, W., et al. A biodegradable fibrin scaffold for mesenchymal stem cell transplantation. Biomaterials. 24, 2497-2502 (2003).
  43. Teichert-Kuliszewska, K., et al. Biological action of angiopoietin-2 in a fibrin matrix model of angiogenesis is associated with activation of Tie2. Cardiovasc Res. 49, 659-670 (2001).
  44. Lafleur, M. A., Handsley, M. M., Knauper, V., Murphy, G., Edwards, D. R. Endothelial tubulogenesis within fibrin gels specifically requires the activity of membrane-type-matrix metalloproteinases (MT-MMPs). J Cell Sci. 115, 3427-3438 (2002).
  45. Collen, A., et al. Aberrant fibrin formation and cross-linking of fibrinogen Nieuwegein, a variant with a shortened Aalpha-chain, alters endothelial capillary tube formation. Blood. 97, 973-980 (2001).
  46. Mammoto, T., et al. Mechanochemical Control of Mesenchymal Condensation and Embryonic Tooth Organ Formation. Dev Cell. 21, 758-769 (2011).
  47. Murphy, K. C., Leach, J. K. A reproducible, high throughput method for fabricating fibrin gels. BMC Res Notes. 5, 423 (2012).
  48. Matar, A. F., Hill, J. G., Duncan, W., Orfanakis, N., Law, I. Use of biological glue to control pulmonary air leaks. Thorax. 45, 670-674 (1990).
  49. Thetter, O. Fibrin adhesive and its application in thoracic surgery. Thorac Cardiovasc Surg. 29, 290-292 (1981).
  50. Rahbarghazi, R., et al. Juxtacrine and paracrine interactions of rat marrow-derived mesenchymal stem cells, muscle-derived satellite cells, and neonatal cardiomyocytes with endothelial cells in angiogenesis dynamics. Stem Cells Dev. 22, 855-865 (2013).
  51. Nucera, S., Biziato, D., De Palma, M. The interplay between macrophages and angiogenesis in development, tissue injury and regeneration. Int J Dev Biol. 55, 495-503 (2011).
  52. Joensuu, K., et al. Interaction between marrow-derived human mesenchymal stem cells and peripheral blood mononuclear cells in endothelial cell differentiation. Scand J Surg. 100, 216-222 (2011).
  53. Takakura, N. Role of intimate interactions between endothelial cells and the surrounding accessory cells in the maturation of blood vessels. J Thromb Haemost. 9 Suppl 1, 144-150 (2011).
  54. Plantier, L., Boczkowski, J., Crestani, B. Defect of alveolar regeneration in pulmonary emphysema: role of lung fibroblasts. Int J Chron Obstruct Pulmon Dis. 2, 463-469 (2007).
  55. Belair, D. G., Murphy, W. L. Specific VEGF sequestering to biomaterials: influence of serum stability. Acta Biomater. 9, 8823-8831 (2013).
  56. Wong, C., Inman, E., Spaethe, R., Helgerson, S. Fibrin-based biomaterials to deliver human growth factors. Thromb Haemost. 89, 573-582 (2003).
  57. Stolzing, A., Colley, H., Scutt, A. Effect of age and diabetes on the response of mesenchymal progenitor cells to fibrin matrices. Int J Biomater. 2011, 378034 (2011).
  58. Vailhe, B., Ronot, X., Tracqui, P., Usson, Y., Tranqui, L. In vitro angiogenesis is modulated by the mechanical properties of fibrin gels and is related to alpha(v)beta3 integrin localization. In Vitro Cell Dev Biol Anim. 33, 763-773 (1997).
  59. Kniazeva, E., Kachgal, S., Putnam, A. J. Effects of extracellular matrix density and mesenchymal stem cells on neovascularization in vivo. Tissue Eng Part A. 17, 905-914 (2011).
  60. Angio, C. T., Maniscalco, W. M. The role of vascular growth factors in hyperoxia-induced injury to the developing lung. Front Biosci. 7, 1609-1623 (2002).
  61. Kasahara, Y., et al. Inhibition of VEGF receptors causes lung cell apoptosis and emphysema. J Clin Invest. 106, 1311-1319 (2000).
  62. Owen, C. A. Roles for proteinases in the pathogenesis of chronic obstructive pulmonary disease. Int J Chron Obstruct Pulmon Dis. 3, 253-268 (2008).
  63. Demedts, I. K., et al. Elevated MMP-12 protein levels in induced sputum from patients with COPD. Thorax. 61, 196-201 (2006).
  64. Haq, I., et al. Association of MMP-2 polymorphisms with severe and very severe COPD: a case control study of MMPs-1, 9 and 12 in a European population. BMC Med Genet. 11, 7 (2010).
  65. Mercer, P. F., et al. MMP-9, TIMP-1 and inflammatory cells in sputum from COPD patients during exacerbation. Respir Res. 6, 151 (2005).
  66. Matute-Bello, G., et al. Essential role of MMP-12 in Fas-induced lung fibrosis. Am J Respir Cell Mol Biol. 37, 210-221 (2007).
  67. Sivakumar, P., Gupta, S., Sarkar, S., Sen, S. Upregulation of lysyl oxidase and MMPs during cardiac remodeling in human dilated cardiomyopathy. Mol Cell Biochem. 307, 159-167 (2008).
  68. Gomperts, B. N., Strieter, R. M. Stem cells and chronic lung disease. Annu Rev Med. 58, 285-298 (2007).
  69. Lau, A. N., Goodwin, M., Kim, C. F., Weiss, D. J. Stem cells and regenerative medicine in lung biology and diseases. Mol Ther. 20, 1116-1130 (2012).

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