Ортотопическая задних конечностей трансплантации у мышей

* These authors contributed equally
Medicine

Your institution must subscribe to JoVE's Medicine section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Этот роман модель для ортотопическая задней трансплантации конечностей у мышей, применяя без шовный технику манжеты для супер-микрососудов анастомоза, представляет собой мощный инструмент для механистической иммунологические исследования в естественных условиях, связанных с васкуляризированных композитного аллотрансплантации (СВУ).

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations

Furtmüller, G. J., Oh, B., Grahammer, J., Lin, C. H., Sucher, R., Fryer, M. L., Raimondi, G., Lee, W. P., Brandacher, G. Orthotopic Hind Limb Transplantation in the Mouse. J. Vis. Exp. (108), e53483, doi:10.3791/53483 (2016).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Protocol

Все эксперименты проводились в соответствии с Руководством по уходу и использованию лабораторных животных Национального института здоровья (NIH) и были одобрены Университета Уход за животными и использованию комитета Джона Хопкинса (JHUACUC) по. Конкретные процедуры были выполнены в соответствии с утвержденным MO13M108 протокола ACUC.

1. Донор Операция

  1. Администрирование обезболивание в соответствующий момент времени для каждого фармакологического препарата до операции. В соответствии с использованием протокола утверждена по уходу за животными и использование 0,1 мг / кг массы тела бупренорфина подкожно 1 ч до кожного разреза.
  2. Седативный донор с ИФ подается через камеру, прикрепленную к ИФ испаритель на 4%; поддерживать седации и анестезии в 2% через носовой обтекатель. Выполните ног снятие пинч отражение контролировать глубину анестезии до начала процедуры.
  3. Носите маски, одноразовые халаты изоляции и перчатки.
  4. Бритье хирургического ареа, в частности задней конечности и пах, и преп с 10% повидон - йода.
  5. Используйте стерильной зоне драпировку, автоклавного инструментов и большом увеличении микроскопа (40X).
  6. Сделать паха разрез кожи с помощью ножниц проксимальнее области середины бедра и по окружности соединить разрез разграничить задних конечностей от остальной части корпуса мыши.
  7. Определить и анализировать бедренную артерию, вену и нервы. Отделить все три структуры с помощью щипцов и микро-ножницы.
  8. После того, как сосудистая ножка рассекают разделить сосуды на уровне паховой связки с использованием микро ножницы.
  9. Далее, по-прежнему, чтобы разделить отдельные брюшные (грацильного и медиальной мышцы бедра) и группы спинные мышцы 20 в проксимальном направлении на уровне середины бедра, чтобы отделить трансплантат от животного-донора с помощью ножниц.
  10. Трансекте бедренную кость и разрезать на середине бедренной кости с помощью ножниц.
  11. Эвтаназии животное изофлурановым передозировки ВОЛСмычали смещением шейных позвонков. Подтверждение прекращения сердцебиения и дыхания.
  12. Флеш конечность с 2 мл гепарином (30 IE) холодной (4 ° С) засоленных помощью 33 г промывки иглу, установленную на шприце (см Материалы таблицу).
  13. Поместите один полиимидной манжету на бедренную вену и артерию, соответственно.
  14. Оберните трансплантата в мокрой хлопковой марли, место в чашке Петри и хранить при температуре 4 ° С до вставке.

2. Получатель Операция

  1. Удаление задней конечности
    1. Администрирование обезболивание в соответствующий момент времени для каждого фармакологического препарата до операции. В соответствии с использованием протокола утверждена по уходу за животными и использование 0,1 мг / кг веса тела бупренорфина SC 1 ч до кожного разреза.
    2. Седативный донор с ИФ подается через камеру, прикрепленную к ИФ испаритель на 4%; поддерживать седации и анестезии в 2% через носовой обтекатель. Выполните ног снятие пинч отражение контролировать отделомч анестезии до начала процедуры.
    3. Используйте ветеринарную мазь на глазах мыши, чтобы предотвратить сухость под наркозом.
    4. Бритье хирургическую область, в частности задней конечности и пах и преп с 10% повидон - йод.
    5. Сделать паха разрез кожи с помощью ножниц проксимальнее области середины бедра и по окружности соединить разрез разграничить задних конечностей от остальной части корпуса мыши.
    6. Определить и анализировать бедренную артерию, вену и нервы и отделить все три структуры с помощью щипцов и микро-ножницы.
    7. После того, как сосудистая ножка расчленена, зажать бедренных сосудов на уровне паховой связки.
    8. Нарезать сосуды дистальный на уровне поверхностного эпигастральной артерии.
    9. Затем продолжают делиться отдельные брюшные (Gracilis и медиальной мышцы бедра) и спинной группы мышц 20 проксимально на уровне середины бедра, чтобы отделить родной заднюю Liмб у животных-реципиентов с помощью ножниц.
    10. Трансекте бедренную в середине бедренной кости с помощью ножниц.
    11. Cauterize ранее перерезают мышцы бедра, чтобы предотвратить кровотечение сайта рассечение и, таким образом получатель кровопотерю.
  2. имплантация
    1. Минимизация потери жидкости путем полива операционное поле с теплой физиологического раствора (37 ° С) и 0,3 мл инъекционного теплый физиологический раствор до и после операции.
    2. Поместите трансплантат таким образом, что отражает точную анатомическую позицию родной задней конечности путем совмещения бедренной кости реципиента и трансплантата и соединить их с помощью спинальную иглу 20 G в качестве интрамедуллярной стержня.
    3. Coapt брюшной и спинной группы мышц с использованием рассасывающийся шовный материал (6-0 Полисорб).
    4. Подключите бедренных сосудов, используя технику манжеты без шовный; в деталях, тянуть стороне получателя судна над манжеты ранее установленный на судне концы Grafт. Используйте 10-0 нейлона шов и выполнить круговую связь, чтобы зафиксировать судно получатель на манжете.
    5. Следующая освободить зажимы. На этом этапе визуально проверить вращение манжеты и оптимальное позиционирование, чтобы предотвратить неправильное вращение и перекручивание сосудов.
    6. Выполните гемостаз с помощью электро прижигания с особым акцентом на интерфейсе доноров получателя мышцы и концы костей.
    7. Закройте кожу с помощью нерассасывающегося нейлоновые швы (6-0 Ethilon).
    8. Создание нормотермических условия, позволяя животным восстановить в клетке под нагревательным лампы. Продолжить регулярный мониторинг по крайней мере 4 часа до возвращения его в жилищном объекте.
    9. Послеоперационного обезболивания с бупренорфином в дозе 0,1 мг / кг SC каждые 6-8 ч в течение 3 дней.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Выполнение васкуляризированных композитный Аллотрансплантация в мышиной модели с использованием метода без шва манжеты позволяет добиться отличного и долго выживание Термин трансплантата и животных, как показано на рисунке 1. Кроме того, он представляет собой надежный способ получения воспроизводимых результатов постепенного отторжения трансплантата в васкуляризированной композита аллотрансплантация как задокументировано изображений, показанных на рисунке 2. H & E гистология тканей, полученных от животных, перенесших отказ дополнительно подчеркивает воспроизводимые динамику отторжения трансплантата в этой мышиной модели (рисунок 3).

Рисунок 1
Рисунок 1. аллотрансплантата выживания в Полностью H2-соответствовали Mouse штамма комбинации [BALB / C (H2K г) в C57BL6 (H2K B)]. В то время как все сингенных transplМуравьи (п = 10) были приняты на долгий срок, необработанные аллотрансплантатов (п = 10) были остро отклоненные пределах и в среднем на 8 - 9 дней. Кожа отказ Оценка 3 в соответствии с критериями Banff считался полный отказ в данном исследовании. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуре.

фигура 2
Рисунок 2. Клинические отбраковки Особенности и Динамика Полностью H2-несовпадающими [BALB / C (H2K г) в C57BL6 (H2K б)] Мышиный Ортотопическая задних конечностей трансплантации. (А) Клиническая Оценка 0, (Б) Клинический 1 класс, ( C) Клинический 2 сорт (D) Клиническая Оценка 3, и (Е) Клиническая 4 класс отказ, (F) долгосрочный выживания аллотрансплантата (POD 100) обрабатывают costimulвания блокада (antiCD40 МКА + CTLA4Ig) режим на основе. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуре.

Рисунок 3
Рисунок 3. Н & Е окрашивание кожи и мышц в сингенных трансплантации (A) и аллогенной трансплантации (B) на POD 8, а также H & E Окрашивание подушечку кожи и мышц в сингенных трансплантации (C) и аллогенной трансплантации по POD 8 (D ) (Масштаб бар:. 0,1 мкм) Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуре.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Васкуляризированных Композитный Аллотрансплантация, таких как верхней конечности и трансплантации лица для реконструкции дефектов разрушительных тканей, развилась в качестве действительного варианта лечения для пациентов, не исправимо с обычными реконструктивных операций. Технический прогресс в области реконструктивной микрохирургии, а также обширный опыт с мощным иммуносупрессивных и иммунных модуляторными терапии в твердом трансплантации органов, в настоящее время позволяет долгосрочное выживание трансплантата в этом уникальном популяции пациентов 3,21. Тем не менее, значительные побочные эффекты долгосрочного иммуносупрессии, необходимые для поддержания трансплантата и выживаемости еще ограничить широкое применение повышения, но не Спасательные реконструктивных условия 3,22,23 этих жизни. Кроме того, успех VCAS в отличие от твердых трансплантации органов также зависит от своевременной регенерации нервов реципиентов в аллотрансплантата повторно иннервируют оба мышцы для моторной функции, а такжесенсорные компоненты для прикосновения и температурной чувствительности, чтобы восстановить функцию. С иммунологической точки зрения, как и во всех трансплантации медицины, главной целью в реконструктивной трансплантации является достижение состояния оперативного толерантности, позволяющей для принятия аллотрансплантата без необходимости длительной поддерживающей иммуносупрессии 23. В связи с этим, мышь превратилась представлять главном в модельной системе естественных в исследовании трансплантации иммунологии исследовать способы достижения аллоантиген специфическую толерантность в интактном иммунной системы. Кроме того, Н2 комплекс мышь близко напоминает человеческий комплекс гистосовместимости. Таким образом, инбредных и генотипирование штаммов мыши позволяют моделировать клинические сценарии связанных и несвязанных живых и трупной доноров настроек, используя различные степени аллоантигена не соответствующей из сингенных чтобы полностью аллогенной комбинации деформации. Наличие трансгенных животных и конкретных нокаутом животных дополнительно всепотоки исследование роли и воздействия отдельных молекулярных путей и регуляторных механизмов иммунной принятия и отклонения путем предоставления возможности селективной активации или истощение клеток или белковых компонентов. Это идет параллельно с широким наличия диагностических и терапевтических агентов (например., Антителами) однозначно разработанных для мышиной системы для ин витро и ин виво изучает 24. В целом, эти аспекты делают мышиный систему «золотого стандарта» для проведения фундаментальных исследований по пересадке иммунологии.

Хотя были различные мелкие 13,16,18,20,25,26 и большие 14,27-29 животные модели, описанные для СВУ, как в недавнем обзоре Brandacher др. 30 только очень немногие из них на самом деле применяется для основного механистической иммунологические исследования 16 , 24,30. Из-за небольшого диаметра сосуда мышиного бедренную артерию и вену, она требует глубоких хирургических и супер-миcrosurgical обучение и навыки, чтобы выполнить успешное анастомоз в качестве ключевого компонента ортотопической трансплантации задних конечностей. В то время как дотошный и тщательный рассечение анатомических структур, как критически актуальны в этой модели, как и в ранее опубликованных моделей 20,31,32, метод манжеты показал менее крутой кривой обучения по сравнению с шовного анастомоза субмиллиметровыми сосудов 16,25 и может быть достигнуто в течение нескольких месяцев обучения с строгой повседневной практике. Основываясь на нашем опыте, неподготовленный микрохирург понадобится 30 -50 процедурные попытки приобрести достаточных и надежных навыков для выполнения этой модели с высокими показателями успеха. Для опытного и высококвалифицированного микрохирурга 15 - 30 попыток должно хватить, чтобы освоить эту манжеты на основе трансплантации мыши задних конечностей model.The уменьшенную сложность процедуры, представленной здесь дополнительно свидетельствует тот факт, что этот подход требует ограниченную длину сосудов и, таким образом, рассечение. Мы нашли принимая тон сосуды донора в паховой связки и сосуды получателей на уровне поверхностных эпигастральной сосудов обеспечивает достаточную длину, несмотря общим понятием, что техника манжеты требует обширную дополнительную длину, чтобы быть применимо. Например, один ранее опубликована подход описывает необходимость доноров урожай сосудов на уровне наружной подвздошной суда и суда-получатели на уровне подколенных сосудов 32. Кроме того, при использовании метода манжеты, выполняя анастомоз требует меньше времени по сравнению с методом шовного и приводит к общему уменьшению времени эксплуатации. В опытных руках, оба доноров и получателей процедуры могут быть завершены в среднем 90 мин. Это значительное улучшение по сравнению с ранее известными способами, в которых расширенные продолжительность анестезии реципиента является ключевым фактором успеха и периоперационной выживаемости; делая необходимость в двух-хирурга подходить предпосылкой 31-33.Более того, минимальна, чтобы не кровотечение из анастомоза, дополнительно способствует значительно снижены потери крови и тем самым снижает потребность в инфузионной терапии реципиентов, как описано ранее в качестве другого определителя для успеха в этой модели 33. Наконец, метод манжеты представляет собой метод со значительным преимуществом стоимости по сравнению с высокими затратами на 11-0 микро-шовного материала. Таким образом, методика без шва манжеты представляет собой наиболее важный шаг в базовом протоколе. В элегантном исследовании Tung др., Различный отличается инфаркт и osteomyocutaneous закрылки в том числе васкуляризированной лоскута паха кожи были описаны основаны от ножки 32 мыши бедренная сосуда. Хотя метод, представленный здесь сосредоточена исключительно на трансплантации всей мыши задней конечности, представленные принципы могут быть легко переведены и использованы в различных других анатомических конструкций закрылков. Обращает на себя внимание тот факт, что в то время как предыдущие авторы сообщают членовредительствоили аутофагия трансплантата как существенному усложнению во послеоперационной выживания 31,32 это не наблюдалось в нашем опыте. Кроме того, быстрое восстановление и ограниченное ухудшение способности животного питания и ухода подчеркивает, что ортотопическая вставка из пересаженного ноге наносит только минимальный заболеваемости получатель.

Модель описана в этом видео публикации дополнительно вводит определенные преимущества с настройкой мыши по сравнению с ранее опубликованными методиками. В первую очередь, как сообщалось ранее в нашей группе 16, методика манжеты могут быть использованы в сосудах с диаметром просвета меньше 1 миллиметра, что позволяет ортотопической трансплантации задних конечностей аллотрансплантата. Этот подход обеспечивает основу для применения этой модели объединены в обоих иммунологических, а также функциональных исследований регенерации нерва, связанной с СВУ 16,25. регенерации нерва имеет ключевое значение для FIELD реконструктивной трансплантации, так как они являются процедуры экономии не-жизни, успех в первую очередь определяется восстановления функциональных и эстетических дефектов.

Гетеротопическая вставка из osteomyocutaneous лоскута, происходящих из задней конечности является дополнительным модель доступна к хирургу 15. При таком подходе однако, хирургическое удаление структур потенциальный интерес, таких как гвозди и голые кожи подушечку, ограничивает универсальность этого метода по сравнению с ортотопической трансплантации анатомически неизмененного аллотрансплантата задних конечностей. Это представляет особый интерес в реконструктивной трансплантации, поскольку эти структуры были описаны в качестве мишени атипичных процессов отторжения у пациентов, причиняющих механическую нагрузку на руки их аллотрансплантантами 34. По своей сути уникальным для васкуляризированной аллотрансплантата композитного ткани является компонентом костей, а васкуляризации костного содержит жизнеспособную костный мозг и является constantlу обновляя источник компонентов и их прекурсоров иммунной системы донора. Хотя это осторожно рассматривать в качестве возможного источника для трансплантат против хозяина (РТПХ), это не было отмечено в обеих моделях на животных 35,36, а также людей 37. Большая наоборот фактически, как показано в доклинических 36 и клинических исследований 38-40, сочетание трансплантации органов с трансплантацией донорского костного мозга или переливание выбран из костного мозга продуктов клеточных фактически показывает выгодные эффекты в отношении количества иммуносупрессии требуется 21 ; некоторые протоколы даже показали оперативную толерантность без необходимости наркотиков на основе иммуносупрессии 41.

Модель и методология показано данной публикации дали 100% долгосрочное выживание животных в сингенных донора - комбинации получателя (диаграмма 1), а также продемонстрировал хорошо охарактеризованы закономерности привитой acceptaсть и отторжение в аллогенных комбинаций деформации, как описано на фигурах 2 и 3. Более того, кожа как видимый первичной мишенью отторжения в СВУ, следует воспроизводимый образец 4 различных клинических сценариев отказа коррелирующих с теми, для человеческого VCA, как это изложено Банфский 2007 рабочая классификация кожей, содержащая VCA 42, что делает эту модель особенно переводимые. Таким образом, этот высоконадежный мышиная модель реконструктивной трансплантации прежде всего, вводит наличие универсального иммунологической модельной системы генетически определенных инбредных и трансгенных линий мышей, которая открывает возможности для диагностики и интервенционных исследований с трансляционной воздействия на клинической СВУ.

Необходимость основных микрохирургических навыков, до начала работы по освоению описанной методики можно рассматривать как ограничение этой модели, однако, это то же самое главное препятствие для любой модели мыши микрохирургической. четвергы, это видео протокол предназначен в первую очередь для обеспечения опытный микрохирурга с альтернативным подходом к микрососудистой анастомоза в мышиной модели в естественных условиях для васкуляризированной композитного аллотрансплантации. Кроме того, модель позволяет трансплантации интактного васкуляризированной компонента костного мозга, а также использование функциональной модели в исследовании регенерации нерва.

В заключение, мы установили новый, универсальный и надежный модель мыши для трансплантации конечностей ортотопическая задней используя технику манжеты без шовный который открывает дверь к базовому механистической, а также трансляционные исследования, связанные с любым аспектом СВУ.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Acknowledgments

Эта работа была поддержана армии, флота, NIH, ВВС, VA и вопросам здравоохранения, чтобы поддержать усилия AFIRM II, под решение № W81XWH-13-2-0053. Армии США медицинских исследований Приобретение активность, 820 Чандлер Street, Форт Detrick MD 21702-5014 является присуждение и администрирование офиса приобретение. Мнения, интерпретации, выводы и рекомендации принадлежат автору и не обязательно одобрены Министерством обороны.

Авторы хотели бы поблагодарить Джессика IZZI, DVM, Caroline Гаррета, вольтметр и Джули Уотсон, вольтметр за отличную ветеринарной поддержки в ходе этого исследования.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Suture, 6-0 Nylon MWI 31849
Suture, 6-0 Polysorb MWI 72667
Suture, 10-0 Nylon Aero Surgical TK-107038
Polyimide Tubing, Size 25 Vention Medical 141-0023
Polyimide Tubing, Size 27 Vention Medical 141-0015
Microvascular Clamps (Single) Synovis 00396
Microvascular Clamps (Double) Synovis 00414
Micro-Scissors Synovis SAS-18
Micro-Forceps Synovis FRS-15 RM-8
Micro-Dilators Synovis FRS-15 RM-8d.1
Micro-Needledriver Synovis C-14
Micro-Clamp Applicator Synovis CAF-4
Micro-Flushing Needle Hamilton 10MM, 30°, 33G
Lactated Ringers Solution Fisher Scientific NC9968051
Buprenorphine DEA Number required; Obtained from hosptial pharmacy.
Enrofloxacin; Baytril Bayer Health Care 186599
Heparin Obtained from hosptial pharmacy

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Khalifian, S., et al. Facial transplantation: the first 9 years. Lancet. (2014).
  2. Petruzzo, P., Dubernard, J. M. The International Registry on Hand and Composite Tissue allotransplantation. Clin. Transpl. 247-253 (2011).
  3. Shores, J. T., Brandacher, G., Lee, W. A. Hand and Upper Extremity Transplantation: An Update of Outcomes in the Worldwide Experience. Plast. Reconstr. Surg. (2014).
  4. Levi, D. M., et al. Transplantation of the abdominal wall. Lancet. 361, 2173-2176 (2003).
  5. Strome, M., et al. Laryngeal transplantation and 40-month follow-up. N.Engl.J. Med. 344, 1676-1679 (2001).
  6. Rose, K. G., Sesterhenn, K., Wustrow, F. Tracheal allotransplantation in man. Lancet. 1, 433 (1979).
  7. Hofmann, G. O., et al. Allogeneic vascularized transplantation of human femoral diaphyses and total knee joints--first clinical experiences. Transplant. Proc. 30, 2754-2761 (1998).
  8. Hu, W., et al. A preliminary report of penile transplantation. Eur. Urol. 50, 851-853 (2006).
  9. Brannstrom, M., et al. Livebirth after uterus transplantation. Lancet. (2014).
  10. Sarhane, K. A., et al. Diagnosing skin rejection in vascularized composite allotransplantation: advances and challenges. Clin. Transplant. 28, 277-285 (2014).
  11. Schneeberger, S., Khalifian, S., Brandacher, G. Immunosuppression and monitoring of rejection in hand transplantation. Tech. Hand Up. Extrem. Surg. 17, 208-214 (2013).
  12. Lee, W. P., et al. Relative antigenicity of components of a vascularized limb allograft. Plast. Reconstr. Surg. 87, 401-411 (1991).
  13. Sucher, R., et al. Hemiface allotransplantation in the mouse. Plast. Reconstr. Surg. 129, 867-870 (2012).
  14. Ibrahim, Z., et al. A modified heterotopic swine hind limb transplant model for translational vascularized composite allotransplantation (VCA) research. J Vis Exp. (2013).
  15. Oberhuber, R., et al. Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique. J Vis Exp. (2014).
  16. Sucher, R., et al. Mouse hind limb transplantation: a new composite tissue allotransplantation model using nonsuture supermicrosurgery. Transplantation. 90, 1374-1380 (2010).
  17. Maglione, M., et al. A novel technique for heterotopic vascularized pancreas transplantation in mice to assess ischemia reperfusion injury and graft pancreatitis. Surgery. 141, 682-689 (2007).
  18. Sucher, R., et al. Orthotopic hind-limb transplantation in rats. J Vis Exp. (2010).
  19. Zou, Y., Brandacher, G., Margreiter, R., Steurer, W. Cervical heterotopic arterialized liver transplantation in the mouse. J. Surg. Res. 93, 97-100 (2000).
  20. Zhang, F., et al. Development of a mouse limb transplantation model. Microsurgery. 19, 209-213 (1999).
  21. Schneeberger, S., et al. Upper-extremity transplantation using a cell-based protocol to minimize immunosuppression. Ann. Surg. 257, 345-351 (2013).
  22. Azari, K., Brandacher, G. Vascularized composite allotransplantation. Curr Opin Organ Transplant. 18, 631-632 (2013).
  23. Pomahac, B., Gobble, R. M., Schneeberger, S. Facial and hand allotransplantation. Cold Spring Harb. Perspect. Med. 4, (2014).
  24. Chong, A. S., Alegre, M. L., Miller, M. L., Fairchild, R. L. Lessons and limits of mouse models. Cold Spring Harb. Perspect. Med. 3, a015495 (2013).
  25. Lin, C. H., et al. The neck as a preferred recipient site for vascularized composite allotransplantation in the mouse. Plast. Reconstr. Surg. 133, 133e-141e (2014).
  26. Shapiro, R. I., Cerra, F. B. A model for reimplantation and transplantation of a complex organ: the rat hind limb. J. Surg. Res. 24, 501-506 (1978).
  27. Leto Barone, A. A., et al. The gracilis myocutaneous free flap in swine: an advantageous preclinical model for vascularized composite allograft transplantation research. Microsurgery. 33, 51-55 (2013).
  28. Mathes, D. W., et al. A preclinical canine model for composite tissue transplantation. J. Reconstr. Microsurg. 26, 201-207 (2010).
  29. Barth, R. N., et al. Prolonged survival of composite facial allografts in non-human primates associated with posttransplant lymphoproliferative disorder. Transplantation. 88, 1242-1250 (2009).
  30. Brandacher, G., Grahammer, J., Sucher, R., Lee, W. P. Animal models for basic and translational research in reconstructive transplantation. Birth Defects Res C Embryo Today. 96, 39-50 (2012).
  31. Foster, R. D., Liu, T. Orthotopic hindlimb transplantation in the mouse. J. Reconstr. Microsurg. 19, 49 (2002).
  32. Tung, T. H., Mohanakumar, T., Mackinnon, S. E. Development of a Mouse Model for Heterotopic Limb and Composite-Tissue Transplantation. J. Reconstr. Microsurg. 17, 267-274 (2001).
  33. Zhang, F., Shi, D. Y., Kryger, Z., Moon, W. Development of a mouse limb transplantation model. Microsurgery. 19, (5), 209-213 (1999).
  34. Schneeberger, S., et al. Atypical acute rejection after hand transplantation. Am. J. Transplant. 8, 688-696 (2008).
  35. Mathes, D. W., et al. Stable mixed hematopoietic chimerism permits tolerance of vascularized composite allografts across a full major histocompatibility mismatch in swine. Transpl. Int. 27, 1086-1096 (2014).
  36. Yamada, Y., et al. Use of CTLA4Ig for induction of mixed chimerism and renal allograft tolerance in nonhuman primates. Am. J. Transplant. 14, 2704-2712 (2014).
  37. Sachs, D. H., Kawai, T., Sykes, M. Induction of tolerance through mixed chimerism. Cold Spring Harb. Perspect. Med. 4, a015529 (2014).
  38. Kawai, T., et al. HLA-mismatched renal transplantation without maintenance immunosuppression. N. Engl. J. Med. 358, 353-361 (2008).
  39. Kawai, T., Sachs, D. H. Tolerance induction: hematopoietic chimerism. Curr Opin Organ Transplant. 18, 402-407 (2013).
  40. Kawai, T., Sachs, D. H., Sykes, M., Cosimi, A. .B. HLA-mismatched renal transplantation without maintenance immunosuppression. N. Engl. J. Med. 368, 1850-1852 (2013).
  41. Leventhal, J., et al. Chimerism and tolerance without GVHD or engraftment syndrome in HLA-mismatched combined kidney and hematopoietic stem cell transplantation. Sci. Transl. Med. 4, 124-128 (2012).
  42. Cendales, L. C., et al. The Banff 2007 working classification of skin-containing composite tissue allograft pathology. Am. J. Transplant. 8, 1396-1400 (2008).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics