Clean Échantillonnage et analyse de la Rivière et estuariens Waters pour Trace études métalliques

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Jiann, K. T., Wen, L. S., Santschi, P. H. Clean Sampling and Analysis of River and Estuarine Waters for Trace Metal Studies. J. Vis. Exp. (113), e54073, doi:10.3791/54073 (2016).

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Abstract

Introduction

Il a été généralement reconnu que certains résultats de métaux traces obtenues pour les eaux naturelles peuvent être inexacts en raison d'artefacts provenant de techniques inadéquates appliquées lors de la collecte de l' échantillon, les traitements et la détermination 1,2. Les concentrations vraies (en sous-nM à gamme nM dans les eaux de surface 3) de métaux traces dissous sont maintenant à deux ordres de grandeur plus faible que les valeurs publiées antérieurement. La même situation a été trouvé dans la chimie marine où les concentrations dissoutes de métaux traces acceptées dans les eaux océaniques ont diminué par ordre de grandeur au cours des 40 dernières années ou ainsi que l'amélioration de méthodes d'échantillonnage et d'analyse ont été introduites. Des efforts ont été faits pour améliorer la qualité des données avec l'évolution des techniques "propres" visant à la réduction ou l' élimination de la contamination des métaux traces dans toutes les phases de l' analyse des métaux traces 4-8. Pour la détermination des concentrations de métaux traces à la température ambianteniveaux, préconcentration est souvent nécessaire. Techniques d'échange d' ions 8-12 ont été communément appliqué pour préconcentration efficace.

La contamination peut provenir des murs de conteneurs, le nettoyage des conteneurs, l'échantillonneur, la manipulation des échantillons et de stockage et conservation des échantillons et l' analyse 7,13. Toutes les études utilisant des méthodes propres menées plus récemment indiquent que les concentrations de métaux traces dans les eaux naturelles sont généralement bien en deçà des limites de détection des méthodes de routine 7. Depuis la reconnaissance des données suspectes de métaux traces au début des années 1990, les méthodes de nettoyage ont été incorporées dans US EPA (Environmental Protection Agency) Lignes directrices pour la détermination des métaux traces 14 et le US Geological Survey a adopté des méthodes propres à leur surveillance de la qualité de l' eau 15 projets. Méthodes de nettoyage pour les études de métaux traces doivent être utilisés dans tous les projets afin de créer une base de données solide et précise.

Distribution et comportement des métaux traces dans les milieux aquatiques tels que les eaux de surface et souterraines peuvent être affectées par des catastrophes naturelles (par exemple, aux intempéries) et anthropiques (par exemple, les effluents d'eaux usées) des facteurs, ainsi que d' autres conditions environnementales, telles que rela géologie régionale, la morphologie, l' utilisation des sols et de la végétation, et le climat 16-19. Cela peut alors conduire à des différences de paramètres physico - chimiques tels que les concentrations de particules en suspension (SPM), le carbone organique dissous (COD), des ligands anthropiques (par exemple, l' acide éthylènediaminetétraacétique, EDTA), le sel, le potentiel redox et de pH 17-20. Par conséquent, des études précises et pertinentes trace métalliques nécessitent la collecte appropriée des échantillons pour l'analyse des métaux traces, ainsi que pour la détermination des facteurs et paramètres connexes.

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Protocol

1. Préparation Sampler

  1. Échantillonneur
    1. Assemblage de l'échantillonneur
      1. Connecter une longue éthylène-propylène fluoré (FEP), un tube 4 m (ID, OD de 0,635 cm à 0,95 cm ou plus) à un tube résistant aux produits chimiques à base de silicone pompage de 1,5 m (DO 0,635 cm).
      2. Insérer un polypropylène raccord en Y dans le tube de pompage, et raccorder un tube de pompage de 50 cm à une sortie, et un filtre à capsule de 0,45 pm (par un tube de pompage 20 cm) à l'autre.
      3. Assembler les tubes dans une chambre propre (banc) après qu'ils sont nettoyés (voir ci-dessous), et de stocker l'assemblage de deux couches de sacs en polyéthylène.
    2. nettoyage Sampler
      1. Fill (en fixant le tube de pompage de 1,5 m sur une pompe péristaltique) l'ensemble de tubes avec une solution laboratoire de détergent et le faire tremper pendant 24 heures. Rincer le tube ensemble avec de l'eau déminéralisée, puis le remplir avec 10% (v / v) HCl (qualité réactif) et laisser tremper pendant 48 heures.
      2. Rincer soigneusement le tube serti de-ionisé water plusieurs fois, et stocker l'assemblage dans des sacs en plastique. Nettoyer les raccords en Y et des tubes de pompage courts en les faisant tremper dans 50% (v / v) de HNO 3 (qualité réactif) , la solution pendant 24 heures.
    3. filtres Capsule
      1. Nettoyez les filtres à capsule d'abord en les rinçant avec de l'eau déminéralisée, puis 10% (v / v) une solution de HCl pour une étape de trempage de 48 h.
      2. Après trempage acide, rincer les filtres avec de l'eau déminéralisée et ajouter 1 ml de 21% (poids) NH 4 OH solution (sous-bouillie) dans chaque filtre pour neutraliser l'acide.
      3. Sceller filtre individuel avec une boucle de 30 cm nettoyé pompage tube reliant l'entrée et la sortie, et stocker dans des sacs de polyéthylène à fermeture à glissière.
  2. des récipients d'échantillonnage
    1. Utilisez du polyéthylène (PE, 1000 ml) et la FEE (500 ml et 1000 ml) des bouteilles pour des contenants pour la détermination des métaux traces.
      1. Nettoyer les bouteilles en les faisant tremper dans le premier détergent (1%), puis dans 50% (v / v) de HNO 310% (v / v) HCl (qualité réactif) des solutions pour 24, 48 et 24 h (qualité réactif) et, respectivement, et rincer les bouteilles avec de l'eau déminéralisée entre les deux étapes de trempage.
      2. Après une macération finale HCl, rincer les bouteilles à fond avec de l'eau désionisée (DIW) et sécher les bouteilles (avec bouchon scellé) dans une salle blanche ou classe-100 banc propre.
      3. Seal bouteilles nettoyées en polyéthylène sacs à fermeture à glissière et sac double-les dans des sacs en polyéthylène pour le transport.
    2. bouteilles en verre propres pour le carbone organique dissous (COD) détermination
      1. Faire tremper les bouteilles en verre borosilicate ambre (40 ml), pour l'analyse du carbone organique dissous (COD), dans 10% de HCl pendant 48 heures. Rincer les bouteilles en verre nettoyés avec de l'eau déminéralisée, et brûler les à 480 ° C pendant 2 heures avant de l'utiliser. Sceller les bouteilles individuellement dans des sacs en polyéthylène à fermeture à glissière pour le transport.

2. échantillonnage

  1. la collecte d'échantillons d'eau
    1. Upon arrivée sur le site d'échantillonnage, d'une marque d'identification de l'échantillon numéro sur le sac extérieur, et de garder les bouteilles dans leurs sacs originaux.
    2. Au bord de la rivière ou sur un bateau, avoir une personne d'ouvrir le sac avec l'échantillonneur et fixer le tube de FEP 4 m à un poteau de polypropylène 3-m (nettoyé). Etendre le pôle aussi loin de la banque que possible et de garder l'entrée du tube FEP environ 30 cm sous la surface de l'eau de rivière qui coule avant que la pompe est activée.
    3. Demandez à une autre personne attacher le tube de pompage à la tête de pompe d'une pompe péristaltique (pompe d'échantillonnage avec des batteries internes). Démarrer la pompe et vidanger l'eau (côté aval) au moins 3 fois le volume de l'échantillonneur totale. Mettez des gants sans poudre et ouvrir le sac de bouteilles et de bouchons pour commencer à remplir les bouteilles d'échantillon.
      1. Par ailleurs, si une autre personne est disponible, avoir la troisième personne sera chargé d'ouvrir les sacs intérieurs et casquettes échantillons, et en maintenant le tube de prélèvement qui draine l'échantillon dans le bottle.
    4. Recueillir un échantillon non filtré dans une bouteille en plastique de 125 ml pour la mesure de la conductivité, de la température et du pH dans le domaine.
    5. Recueillir des échantillons non filtrés (500 ml ou 1000 ml pour la collecte de l'échantillon de particules) premier (par la sortie sans filtre), puis fermer la sortie avec une pince en plastique pour forcer l'eau à passer par le filtre de la capsule pour prélever un échantillon d'eau filtrée (1 -L pour dissous trace détermination du métal).
    6. Recueillir des échantillons filtrés (par la sortie avec le filtre) dans 40 ml bouteilles en verre ambré pour DOC et EDTA mesures.
    7. Prélever des échantillons d'eau à un débit d'environ 500 ml / min à 1000 ml / min. Remplacez les filtres de la capsule lorsque la pression commence à se former (selon la spécification des filtres). Pour chaque type d'échantillon, prélever des échantillons supplémentaires, ainsi que des blancs de terrain, à des endroits choisis pour servir aliquotes de contrôle de la qualité.
    8. Placez les bouteilles en verre de 40 ml sur glace sèche et i stockéen un coffre de glace, et des bouteilles en polyéthylène dans des glacières.
  2. Collection de particules en suspension (SPM)
    1. Recueillir SPM sur 0,4 um en polycarbonate (PC), des filtres à membrane (lavé à l'acide et pré-pesés) par filtration sous vide en utilisant un entonnoir de filtration et le récipient en plastique.
    2. Congeler des filtres à membranes sèches dans le laboratoire pour obtenir des concentrations de SPM et de fournir des échantillons de particules pour les traces de particules de métal détermination.

3. L'échantillon Prétraitement (Dissous métaux traces)

  1. Pour dissous trace détermination métallique, ajouter 2 ml sous-bouillie HNO 3 concentré (par 1-L ' échantillon) dans des flacons d'échantillons. échantillons de métaux traces de transfert dissous (acidifié) dans des bouteilles. FEP Alternativement, les échantillons peuvent être prélevés directement dans des bouteilles FEP. UV-irradier les échantillons dans des flacons FEP pendant 24 heures (8 lampes UV de 15 watts).

4. Préconcentration et traitements pour l'analyse des métaux traces

  1. Peser 2 g de résine d'échange de cations dans une petite (10-30 ml de capacité) tasse en plastique et ajouter une petite quantité de 2 N HNO 3 solution dans la tasse. Verser la résine dans une colonne de chromatographie d'une capacité de 10 ml. Nettoyer la résine par lavage de la colonne avec 5 ml 2 N HNO 3 (sous-bouillie) deux fois, et rincer à l' eau de haute pureté (HPW) 3 fois.
  2. Ajouter 10 ml de 1 M de NH 4 OH (sous-bouillies) dans la colonne pour convertir la résine pour NH 4 + -form.
  • Solution tampon (1 M d'acétate d'ammonium)
    1. Ajouter 57 ml d'acide acétique glacial (sous-bouillies) dans environ 800 ml de HPW. Ajouter ~ 60 ml d'hydroxyde d'ammonium (21%, sous la coque) et mélanger avec de l'acide acétique. Ajuster le pH final à 5,5 et le volume final à 1000 ml.
  • procédure de préconcentration (dissous métaux traces)
    1. Ajuster le pH des échantillons irradiés aux UV acidifiée à 5,5 ± 0,3 par addition de 30 ml de 1 M acet d'ammoniummangé solution tampon et une partie (~ 2,8 ml) , NH4OH (sous bouillie) dans les échantillons.
    2. Placez la bouteille d'échantillon ~ 30 cm au-dessus de la colonne garnie avec une résine échangeuse cationique (section 4.1) et connecter la bouteille de l'échantillon et la colonne de préconcentration par un 60 cm Tube ~ FEP et le bouchon de chromatographie et le connecteur (femelle Luer).
    3. Contrôler le débit à 3-5 mL / min à l'aide d'un robinet à 2 voies, reliée au-dessus de la colonne. Laisser les échantillons de passer à travers les colonnes de préconcentration. Après les échantillons ont passé la colonne, débrancher les tubes et les capuchons des colonnes.
    4. Traiter les colonnes avec 2 x HPW 5 ml et 4 x 5 ml de 1 M d'acétate d'ammonium (pH 5,5) et 2 x 5 ml d'HPW pour séparer les principaux cations d'autres métaux en traces.
    5. Placez une bouteille de PE lavée à l' acide 30-ml juste en dessous de la colonne et laver la colonne avec 7 x 1 ml 2 N HNO 3 (sous-bouillie) dans la bouteille de PE.
    6. Déterminer le volume de 2 N HNO 3 effluent (~ 8,0 ml) en obtenant le poids d' une gravité spécifique du 2 N HNO 3 effluent.
  • La digestion des matières particulaires en suspension
    1. Congeler les filtres PC secs avec des échantillons de SPM et peser après séchage. Échantillons de SPM Place, avec des filtres, en alcanes perfluoroalcoxy pré-pesée (PFA) les navires (capacité de 60 ml), et ajouter 3 ml de HNO 3 concentré dans les vaisseaux.
    2. Serrer les récipients à un couple constant de 2,5 kg-m, et digéré dans un four conventionnel à 130 ° C pendant 12 heures. Après refroidissement, ouvrir les vaisseaux et ajouter 2 ml de HF dans les vaisseaux.
    3. Serrer les récipients à un couple constant de 2,5 kg-m, et digéré dans un four conventionnel à 130 ° C pendant 12 heures. Après refroidissement, on ouvre les récipients et ajouter 16 ml d'une solution d'acide borique 4,5% dans les vaisseaux.
    4. Serrer les navires à un couple constant de 2,5 kg-mètres, et à digérer dans un four conventionnel à 130 ° C pendant 12 heures. Peser chaque navire et de déterminer la gravité spécifique de chaque solution de digestionpour donner un volume final de digestion.
    5. Calculer un facteur de dilution pour chaque digestion du volume final et le poids du SPM sur le filtre (définitif digérer le volume divisé par le poids de l'échantillon sur le filtre).
  • 5. Analyse des échantillons

    1. Les métaux traces
      1. Déterminer les métaux traces (Cd, Co, Cu, Fe, Mn, Ni, Pb et Zn) des concentrations en pré-concentré échantillon et la solution de particules à l'aide de la flamme spectrométrie d'absorption atomique, four graphite spectrométrie d'absorption atomique dissous, et / ou plasma à couplage inductif spectromètre de masse.
      2. Déterminer les principales concentrations des ions et des métaux traces, dans les sous-échantillons prélevés avant préconcentration et digests de particules en suspension, par une spectrométrie d'émission atomique à plasma à couplage inductif.
    2. paramètres auxiliaires
      1. Déterminer la température échantillon, le pH, la salinité et de la conductivité dans le domaine, en utilisant des appareils portables.
      2. Déterminer dissous oucarbone Ganic (DOC) des concentrations par un analyseur de carbone organique total, sur la base oxydation par voie humide avec détection de dioxyde de carbone par spectrométrie infrarouge 21. Déterminer la concentration d'EDTA totale par une chromatographie en phase liquide à haute performance (avec un détecteur SPD-M10AV Diodearray) suivant les procédures établies 22,23.

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    Representative Results

    Avec le développement et l'utilisation de «techniques propres», il est maintenant bien reconnu que, pour obtenir des concentrations de métaux traces précises dans les eaux ambiantes, préconcentration des métaux traces dans des échantillons d'eaux est une pratique courante. Alors que la plupart des critères de qualité de l'eau pour les métaux traces dans les eaux naturelles sont dans la fourchette basse ug / L, les limites de détection plus basses sont nécessaires pour étudier les effets géochimiques et biologiques sur des traces de métaux à des concentrations ambiantes dans les milieux aquatiques.

    Avec des limites de détection améliorées suite à l'utilisation de «techniques propres», il a été clairement démontré à partir d' un ensemble de données de 141 recueillies au hasard des échantillons d'eau de la rivière des rivières Texas, que préconcentration est nécessaire (Figure 1). L'histogramme des données trace métallique pour Cd, Cu, Ni, Pb et montre que, si certaines concentrations d'éléments spécifiques peuvent être relativement facilement déterned (par exemple, Cu), certains éléments (par exemple, Cd et Pb) ont des concentrations dans les eaux ambiantes bien au- dessous des limites de détection des méthodes d' analyse de routine. La comparaison a été faite avec l'ensemble de données de la rivière Texas contre les méthodes USEPA 1637, 1638, 1639, et 1640. Méthodes 1637 et 1640 sont des techniques de trace détermination du métal avec préconcentration et détecté par four graphite spectrométrie d'absorption atomique ou à couplage inductif spectrométrie de masse à plasma, respectivement. Méthodes 1639 et 1638 sont pour la détermination des métaux traces dans les eaux ambiantes pour les instruments mentionnés ci-dessus, sans préconcentration.

    Figure 1
    Figure 1. Histogramme des données recueillies auprès de Texas, rivières États - Unis, et la comparaison avec des limites de détection de la méthode USEPA pour Cd (a), Cu (b), Ni (c) et Pb (d). Un total de 141 échantillons, recueillis au hasard à partir de différents emplacements,ont été traitées en utilisant le protocole d'échantillonnage et d'analyse décrit ici. En comparant les distributions des données et les limites de détection de l'EPA montre qu'une grande partie des échantillons provenant de rivières Texas devra être préconcentré afin d'obtenir une meilleure qualité des données. Les limites de détection (ML) indiqués dans les graphiques sont celles qui figurent dans les méthodes USEPA 1637, 1638, 1639, et 1640 (méthode de détails , voir le texte). S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

    Résultats des limites de détection, les recouvrements pour un matériau de référence (SRM), et les concentrations en blanc de blancs de terrain, de l' eau de haute pureté amené sur le terrain et traités et transformés sous forme d' échantillons, montrent l'efficacité des «techniques propres» (tableau 1). Réduire les résultats de la contamination dans les limites de détection plus basses, de bonnes récupérations de MRS, et très faible champ concentration en blancs. Les résultats présentés dans le tableau 1 ont été obtenus à partir de traitement 1 L d'échantillons blancs. Les faibles limites de détection impliquent que les concentrations de métaux traces peuvent être obtenus avec une bonne résolution de données, ce qui est essentiel lorsque les distributions de métaux traces doivent être comparés à des conditions environnementales (paramètres) qui influent sur ​​la trace de la géochimie des métaux 20. La comparaison de nos résultats (limites de détection de la méthode) avec ceux des méthodes EPA mentionné ci-dessus, qui, cependant, ne comprennent pas l'échantillonnage sur le terrain, comparable ou meilleure (inférieurs) les limites de détection ont été obtenus en utilisant le protocole fourni ici. Bonne précision a également été atteint, comme en témoignent des résultats similaires de blancs de terrain. Répliquer échantillons ont été collectés et traités séparément pour certains échantillons de terrain et les différences de concentrations de métaux traces étaient généralement moins de 10%.

    CD Co </ Td> Cu Fe mn Ni Pb Zn
    ng / L mg / L mg / L mg / L mg / L mg / L ng / L mg / L
    MDL 1 0,01 0,06 0,3 0,1 0,1 dix 0,1
    SLRS-3 (N = 11)
    Agréé 13 0,027 1,35 100 3.9 0.83 68 1.04 Mesuré (avg) 12.6 0,026 1,29 97,2 3.86 0,77 71 1.13
    L'écart-type 0,9 0,008 0,09 4.2 0.20 0,06 9 0,12
    Récupération(%) 97 97 96 97 99 93 105 109
    blank Champ 1 0,2 0.000 0,003 0,03 0.00 0,01 2.5 0,02
    Champ vide 2 0,2 0.000 0,011 0,02 0,01 0.00 2.9 0,03 blank Champ 3 0,1 0.000 0,011 0,03 0.00 0.00 2.5 0,01

    Tableau 1. Résultats de la qualité des données obtenues en utilisant le protocole d'échantillonnage et d' analyse décrite ici. Les limites de détection, les résultats statistiques pour un matériau trace métallique standard de référence (SLRS-3) et de l' illustration des concentrations de métaux traces dans les 3 blancs déposés (haute pureté de l' eau traitée comme échantillons dans le domaine) indiquent l'efficacité du protocole décrit. les unités de concentration sont exprimées en ng / L pour le cadmium et le plomb, et g / L pour les autres éléments. limites basses de détection, de bonnes récupérations pour un matériau de référence standard, et les concentrations en blanc bas sur le terrain ont été atteints.

    Les résultats obtenus en utilisant le protocole d'échantillonnage et d'analyse décrite ici démontre qu'il nene produit tracer les données de métal avec des limites de détection basses, il fournit également une large gamme d'application. Comme on le voit sur ​​la figure 2 , la comparaison des concentrations de traces métalliques déterminés par deux méthodes indépendantes, une bonne corrélation (R 2> 0,994) avec une pente de régression linéaire près de 1 indique que ces techniques peuvent être appliquées dans des environnements aquatiques. Etant donné qu'une technique de préconcentration d'échange d'ions a été utilisée pour produire ces résultats, la plage linéaire indiquent que le protocole décrit peut être appliqué dans distinctivement différents milieux aquatiques où les concentrations en métaux traces varient dans une large gamme.

    Figure 2
    Figure 2. Comparaison des concentrations de métaux traces obtenues à partir de deux méthodes indépendantes. Très bon accord a été trouvé entre les concentrations de métaux traces déterminée à l' aide de deux indépendant méthodes aliquotes séparées des mêmes échantillons. Un échantillon a été analysé directement par plasma à couplage inductif spectrométrie d'émission atomique et l'autre a été préconcentré par des techniques d'échange d'ions après la détermination par couplage inductif spectrométrie de masse à plasma. Large gamme de concentration implique que les techniques sont appropriées pour les études de métaux traces dans distinctement différents environnements où les concentrations de métaux traces montrent des différences significatives. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

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    Discussion

    Obtenir des données de métaux traces fiables dans les eaux naturelles exige beaucoup de soins comme l'a souligné lors de la collecte de l'échantillon, le traitement, les prétraitements, et l'analyse qui visent à réduire la contamination. Tracez les concentrations de métaux dans les eaux naturelles obtenues à l'aide de techniques "propres" dans les deux dernières décennies ont constaté que les concentrations peuvent être des ordres de grandeur plus faible que précédemment rapporté. critères de qualité de l'eau pour les métaux traces dans les eaux sont maintenant plus facilement évalués lorsque les niveaux de métaux traces sont mesurés avec précision résultant en une meilleure évaluation des effets nocifs pour les humains et les organismes supérieurs. La biodisponibilité et la toxicité des métaux traces dans les milieux aquatiques nécessitent des investigations plus rigoureuses dans les plages de concentration inférieurs. Ce n'est pas une tâche facile, comme la distribution et le comportement des métaux traces sont contrôlés par de nombreux autres paramètres physico-chimiques dans l'environnement, et à cause de cela, des évaluations fiables de la biodisponibilité et la toxicité des métaux tracessont difficiles. L'échantillonnage et l'analyse des paramètres auxiliaires liés aux traces de métaux doivent être inclus dans ces évaluations.

    L'élimination de la contamination et, finalement, l'abaissement des limites de détection des concentrations de métaux traces dans les eaux ambiantes, par conséquent, exiger des parties scientifiques à accorder une attention particulière à toutes les phases d'analyse des métaux traces. De Ware laboratoire, engrenages d'échantillonnage, conteneurs d'échantillons, appareils et matériaux utilisés lors de prétraitements de l'échantillon, les produits chimiques et réactifs, au réglage instrumental, la contamination devient additif et tous les facteurs mentionnés ci-dessus doivent être spécifié lors de la présentation des résultats de l'analyse des métaux traces. Par conséquent, les procédures de préparation matériel d'échantillonnage, les conteneurs d'échantillons, et les matériaux utilisés pour traiter et analyser des échantillons sont toutes les étapes critiques vers l'obtention d'une qualité de données pour les métaux traces dans les milieux aquatiques. En comparaison avec les méthodes existantes (par exemple, méthodes USEPA), les données obtenues à l' aide du outlin de protocoleed ci-dessus conduisent à de meilleurs ou comparables aux limites de détection et de très faibles blancs. Une grande suite d'oligo - éléments (8, tableau 1) peut être évalué.

    Le protocole décrit ici peut être facilement appliquée à la collecte de différents types d'échantillons aquatiques, en plus de la rivière et les eaux estuariennes, par exemple, des océans, des lacs et des eaux souterraines. Depuis préconcentration d'échantillons peut prendre du temps, le protocole fourni ici peut être modifié en fonction des caractéristiques spécifiques dans différents milieux aquatiques. Dans les eaux fortement touchées, les échantillons doivent encore être collectées proprement, mais ils peuvent être déterminés directement par les instruments appropriés si aucune matrice interférence est rencontrée. Le volume d'échantillon peut être ajusté si des facteurs plus ou moins grandes préconcentration sont nécessaires. Dans le cas où la capacité d'échange d'ions doit être augmentée, de plus grandes quantités de résine peuvent être utilisées.

    Ce travail démontre que, la détermination de traces de métaux nousing "techniques propres" qui comprennent l' échantillonnage et de pré-concentration, en conjonction avec la détermination des paramètres environnementaux connexes, la distribution des métaux traces dans les milieux aquatiques peut être mieux évaluée en tenant compte des conditions environnementales spécifiques et l'étendue des influences naturelles et anthropiques 20. La grande concentration varie que ce protocole est capable d'appliquer pour impliquer que les enquêtes de traces des distributions et des comportements métalliques peuvent également être effectuées dans des environnements qui changent au fil du temps et de l'espace.

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    Materials

    Name Company Catalog Number Comments
    Nitric Acid Seastar Chemicals Baseline grade
    Ammonium hydroxide Seastar Chemicals Baseline grade
    Acetic Acid Seastar Chemicals Baseline grade
    Nitric Acid J. T. Baker 9601-05 Reagent grade
    Hydrochloric acid J. T. Baker 9530-33 Reagent grade
    Chromatographic columns Bio-Rad 7311550  Poly-Prep
    Column stack caps Bio-Rad 7311555
    Cap connectors (female Luers) Bio-Rad 7318223
    2-way stopcocks Bio-Rad 7328102
    Cation exchange resin Bio-Rad 1422832  Chelex-100
    Portable sampler (sampling pump) Cole Palmer EW-07571-00
    FEP tube Cole Palmer EW-06450-07 6.4 mm I.D., 9.5 mm O.D.
    Pumping tube Cole Palmer EW-06424-24 6.4 mm I.D. C-Flex
    Capsule filter (0.4 mm) Fisher Scientific WP4HY410F0 polypropylene casing
    1 L low density polyethylene bottle NALGE NUNC INTERNATIONAL 312088-0032
    1 L (or 500 ml) FEP bottle NALGE NUNC INTERNATIONAL 381600-0032

    DOWNLOAD MATERIALS LIST

    References

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