Un método de congelación y descongelación para preparar hidrogeles de chitosan-poly (alcohol de vinilo) sin agentes reticulantes y estudios de liberación difluídor

Bioengineering

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Summary

El método de congelación y descongelación se utiliza para producir hidrogeles de quitosano-polisino (alcohol de vinilo) sin agentes reticulantes. Para este método, es importante tener en cuenta las condiciones de congelación (temperatura, número de ciclos) y la relación polímero, que pueden afectar a las propiedades y aplicaciones de los hidrogeles obtenidos.

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Figueroa-Pizano, M. D., Vélaz, I., Martínez-Barbosa, M. E. A Freeze-Thawing Method to Prepare Chitosan-Poly(vinyl alcohol) Hydrogels Without Crosslinking Agents and Diflunisal Release Studies. J. Vis. Exp. (155), e59636, doi:10.3791/59636 (2020).

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Abstract

Los hidrogeles de chitosan-poli (alcohol de vinilo) se pueden producir mediante el método de congelación de sin necesidad de reticulación. Las aplicaciones de estos sistemas están limitadas por sus características (por ejemplo, porosidad, flexibilidad, capacidad de hinchazón, carga de fármacos y capacidad de liberación de fármacos), que dependen de las condiciones de congelación y del tipo y la proporción de polímeros. Este protocolo describe cómo preparar hidrogeles a partir de quitosano y poli(alcohol de vinilo) a 50/50 p/p % de la composición del polímero y variar la temperatura de congelación (-4 oC, -20 oC, -80 oC) y ciclos de congelación (4, 5, 6 ciclos de congelación). Se obtuvieron espectros FT-IR, micrografía SEM y datos de porosimetría de hidrogeles. Además, se evaluó la capacidad de hinchazón y la carga y liberación de fármacos. Los resultados de las micrografías SEM y la porosimetría muestran que el tamaño de los poros disminuye, mientras que la porosidad aumenta a temperaturas más bajas. El porcentaje de hinchazón fue mayor a la temperatura de congelación menor. Se ha estudiado la liberación de difluunisal de los hidrogeles. Todas las redes mantienen la liberación de fármacos durante 30 h y se ha observado que un simple mecanismo de difusión regula la liberación difluunista según los modelos Korsmeyer-Peppas e Higuchi.

Introduction

Recientemente, los hidrogeles han atraído gran interés en el campo biomédico porque son redes tridimensionales con alto contenido de agua y son suaves y flexibles, por lo que pueden imitar los tejidos naturales fácilmente1. Además, no se disuelven en medio acuoso a temperatura fisiológica y pH, pero presentan una gran hinchazón2. Los hidrogeles pueden actuar como andamios de ingeniería de tejidos, productos de higiene, lentes de contacto y vendajes para heridas; porque pueden atrapar y liberar compuestos activos y drogas, se utilizan como sistemas de administración de medicamentos3. Dependiendo de su aplicación, los hidrogeles pueden estar hechos de polímeros naturales o sintéticos, o una combinación de ambos, con el fin de obtener las mejores características4.

Las propiedades de los hidrogeles son consecuencia de muchos factores físicos y químicos. A nivel físico, su estructura y morfología dependen de su porosidad, tamaño de poro y distribución de poros5. A nivel químico y molecular, el tipo de polímero, el contenido del grupo hidrófilo en la cadena de polímeros, el tipo de punto de reticulación y la densidad de reticulación son los factores que determinan la capacidad de hinchazón y las propiedades mecánicas6,7.

Según el tipo de agente reticulante utilizado para formar la red, los hidrogeles se clasifican como hidrogeles químicos o hidrogeles físicos. Los hidrogeles químicos se unen a las interacciones covalentes entre sus cadenas, que se forman a través de la irradiación UV y gamma o utilizando un agente reticulante7,8. Los hidrogeles químicos suelen ser fuertes y resistentes pero, generalmente, el agente reticulante es tóxico para las células y su eliminación es difícil, por lo que su aplicación es limitada. Por otro lado, los hidrogeles físicos se forman por la conexión de las cadenas de polímeros a través de interacciones no covalentes, evitando el uso de agentes reticulantes4,9. Las principales interacciones no covalentes en la red son las interacciones hidrofóbicas, las fuerzas electrostáticas, los límites complementarios e hidrógeno7.

Poly(alcohol vinílico) (PVA, Figura 1a) es un polímero sintético y soluble en agua con excelente rendimiento mecánico y biocompatibilidad que puede de los hidrogeles libres de agentes de reticulación a través del método de congelación10,11. Este polímero tiene la capacidad de formar zonas concentradas de enlaces de hidrógeno entre grupos -OH de sus cadenas (zonas cristalinas) cuando se están congelando12. Estas zonas cristalinas actúan como puntos de reticulación en la red, y son promovidas por dos eventos: el acercamiento de las cadenas de polímeros cuando el agua cristalina se expande y la conformación del PVA cambia de isotáctica a sindiotáctica PVA durante la congelación13. Debido al liofilizador, los cristales de agua se subliman, dejando espacios vacíos que son los poros en el hidrogel14. Para obtener hidrogeles con mejores propiedades, PVA se puede combinar fácilmente con otros polímeros.

En ese sentido, el quitosano constituye una opción, ya que es el único biopolímero de fuentes naturales con cargas positivas. Se obtiene mediante la deacetilación de la quitina y se compone de combinaciones aleatorias de D-glucosamina (unidad deacetilada) y N-acetil-D-glucosamina (unidad acetilada)15,16 (Figura 1b). El quitosano es biodegradable por las enzimas humanas y es biocompatible. Además, por su naturaleza catiónica, puede interactuar con la carga negativa de la superficie celular, y esta propiedad se ha asociado con su actividad antimicrobiana17. Este polímero es fácil de procesar; sin embargo, sus propiedades mecánicas no son suficientes y se han añadido algunos materiales para formar complejos con mejores características.

Teniendo en cuenta las características específicas de chitosan y PVA, la fabricación exitosa de hidrogeles ha sido alcanzada por el método de congelación-descongelación2,18 para evitar el uso de agentes reticulantes tóxicos. En los hidrogeles de quitosano-PVA, también se forman las zonas cristalinas de PVA, y las cadenas de quitosano se interpenetran y forman simples enlaces de hidrógeno con grupos -NH2 y grupos -OH en PVA. El hidrogel chitosan-PVA final es mecánicamente estable, con altas tasas de hinchazón y baja toxicidad, y con efecto antibacteriano18. Sin embargo, dependiendo de las condiciones de congelación utilizadas en la preparación (temperatura, tiempo y número de ciclos), las características finales pueden cambiar. Algunos estudios informan que aumentar el número de ciclos de congelación disminuye el grado de hinchazón y aumenta la resistencia a la tracción19,20. Con el fin de fortalecer la red, otros agentes como la radiación gamma y UV y los retiticores químicos se han utilizado adicionalmente después de la preparación congelada21,22,23. Los hidrogeles con una mayor proporción de quitosano tienen una red más porosa y una alta capacidad de hinchazón, pero menos resistencia y estabilidad térmica. En este contexto, es importante tener en cuenta las condiciones de preparación para obtener hidrogeles adecuados para su aplicación objetivo.

El objetivo de este trabajo es presentar en detalle cómo las condiciones de congelación (temperatura de congelación y número de ciclos) afectan a las características finales de los hidrogeles CS-PVA. Se evaluaron los espectros FT-IR, las características morfológicas y de porosidad y la capacidad de hinchazón, así como la capacidad de carga y liberación de fármacos. En los estudios de liberación, diflunisal(Figura 1c) se utilizó como fármaco modelo, debido a su tamaño adecuado a la estructura de hidrogel.

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Protocol

1. Preparación de hidrogeles de quitosano-PVA

  1. Prepare 2% (p/p) de chitosano y 10% (p/w) soluciones de PVA. Disolver 0,2 g de quitosano en 10 ml de solución COOH de 0,1 M CH3(previamente filtrada) a temperatura ambiente y mantener la agitación mecánica continua durante la noche. Disolver 1 g de PVA en 10 ml de agua destilada y remover a 80oC durante 1 h.
  2. Mezclar ambas soluciones 1:1 utilizando un agitador magnético hasta que sean homogéneos a temperatura ambiente, y verter las mezclas en los platos de Petri. Deje las muestras durante 2 h a presión atmosférica a desgasificación.
  3. Congelar los hidrogeles a -4 oC, -20 oC o -80 oC durante 20 h y 4 ciclos (muestras CP4-4, CP4-20 y CP4-80, respectivamente). Congele otro hidrogel a -80 oC durante 20 h utilizando 5 o 6 ciclos de congelación (muestras CP5-80 y CP6-80). Después del tercer ciclo de congelación, lave los hidrogeles con agua desionizada. Al final, secar los hidrogeles a -46oC durante 48 h y almacenarlos para su posterior caracterización (metodología adaptada a partir de2).

2. Caracterización FT-IR

  1. Coloque una pequeña pieza (1 mm x 2 mm) de hidrogel en el espectrómetro FT-IR en modo ATR. Tome los espectros FT-IR de 4000 a 600 cm-1 (2 cm-1 de resolución y promedio de 32 escaneos).

3. Ensayos de hinchazón

  1. Corte los discos (13 mm de diámetro y 10 mm de altura) del hidrogel y pesínlos. Incubar los discos en 50 ml de agua desionizada con agitación a 25oC. Repita tres veces.
  2. Cada 30 minutos retire la muestra del medio, blotter para eliminar el exceso de agua, y pesar. Calcular el grado de hinchazón utilizando la Equation 1 ecuación 1 y calcular el estado de equilibrio de la hinchazón, , a 24 h utilizando la ecuación 2.
    Equation 2)
    ¿Dónde Equation 3 está el peso Equation 4 del hidrogel seco y es el peso del hidrogel húmedo.
    Equation 5

4. Microscopía electrónica

  1. Cubra un pequeño trozo de hidrogel con una fina capa de oro (30 s y 10 mA) en una capa de esputo.
  2. Coloque la muestra en un microscopio electrónico de barrido (SEM). Analice las muestras en vacío a 20 kV y tome las imágenes con un aumento de 500x y 1500x.

5. Porosimetría

  1. Coloque discos de 15 mm de diámetro con un peso aproximado de 0,26 g en el penetrómetro (un penetrómetro sólido, con un volumen a granel de 0,3660 ml y 5,7831 ml de volumen del vástago). Analice la porosidad y el tamaño de los poros por Mercury Intrusion Porosimetry (MIP).
  2. Lleve a cabo el experimento en el modo histéresis (intrusión-extrusión). Mida el volumen total de intrusión (mL/g), el área total de los poros (m2/g), el diámetro de los poros (m), la porosidad (%), la permeabilidad (mDarcy) y la tortuosidad. Repita dos veces.

6. Carga y liberación de medicamentos

  1. Antes de cargar, prepare 4 L de 15 mg/L de solución diflundía y revuelva durante la noche. Confirmar la concentración de la solución mediante espectroscopia UV-Vis (concentración inicial). De hecho, se hinchan 400 mg de muestras liofilizadas de hidrogel en 6 ml de agua destilada durante 24 h.
  2. Para la carga, llenar un matraz con 50 ml de solución diflunisal y mantener a 25oC con agitación constante. Sumerja cada hidrogel hinchado en el matraz.
    1. Tomar alícuotas de la solución difluunista restante (2 ml) en diferentes momentos para determinar la región de la meseta de la curva, por ejemplo: 3, 6, 24, 27, 30 y 48 h. Después de 24 h reemplace la solución por una nueva.
  3. Mida la absorbancia a 252 nm de cada alícuota y determine la concentración de presente diverunisal en la solución, utilizando una curva de calibración de diflunisal. Calcular la cantidad de diflunisal retenida en el hidrogel a 24 y 48 h, como la diferencia de concentraciones iniciales y finales, teniendo en cuenta el volumen total (56 ml).
    1. Determine la eficiencia de encapsulación (EE) utilizando la ecuación 3.
      Equation 6
    2. Congele los hidrogeles cargados a -80 oC y liofilícelos a -50 oC.
  4. Para la liberación de fármacos, sumerja 300 mg de hidrogeles diflunisales liofunciales en 50 ml de tampón de fosfato (pH 7.4) a 25 oC. Mantenga la agitación constante. Retirar alícuotas de 2 ml en diferentes momentos y reemplazar con medio fresco para mantener un volumen constante.
    1. Determinar el diflusio liberado espectrofotométricamente a 252 nm, de acuerdo con una curva de calibración.
  5. Deducir el mecanismo predominante de liberación de fármacos en los hidrogeles ajustando los datos de liberación de fármacos correspondientes al primer 60%, al modelo Korsmeyer-Peppas (Ecuación 4), para obtener las constantes cinéticas (k) y la difusión (n). Los valores n indican el mecanismo de liberación defármacos 24,25. A continuación, los valores n cercanos a 0,5 están relacionados con la difusión de Fickian, mientras tanto los valores de 0,5-1,0 para el transporte anómalo, donde están implicados cadenas de difusión y relajación, y finalmente, los valores de 1,0 están relacionados con el transporte del caso II.
    Equation 7
    1. Para confirmar los resultados, utilice los modelos matemáticos Higuchi, First order y Zero order (Ecuaciones 5 a 7) y seleccione el ajuste mejor.
    2. Equation 8
      Equation 9
      Equation 10
      donde t representa el tiempo de liberación, Mt la cantidad de medicamento entregado en un momento dado, y M- la cantidad total de medicamento entregado al final del proceso.

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Representative Results

Preparación de hidrogeles
Los hidrogeles Detosan-PVA se obtuvieron a -4oC, -20oC y -80oC con 4 ciclos de congelación y a -80oC con 5 y 6 ciclos de congelación por el método de congelación previamente notificado2. Todos los hidrogeles eran homogéneos, semitransparentes, flexibles y resistentes a la manipulación.

Caracterización FT-IR
Los espectros FT-IR se muestran en la Figura 2. Se detectaron siete características señales de polímeros de quitosano y PVA: a 3286 cm-1 se detectó el modo de vibración de estiramiento del grupo hidroxilo PVA (-OH) y a 2918 cm-1 el modo de vibración de estiramiento del grupo -CH26,27. Las señales de los grupos de amida, representativas de la estructura quitosa, se encontraron en 1652 cm-1 al modo de vibración de estiramiento de La c-O (amida I), a 1560 cm-1 al modo de vibración de flección de N-H (amida II) y 1325 cm-1 a la vibración de amida III28,29,30. Otras señales, a 1418 cm-1 al modo de vibración de flexión de C-H y a 1086 cm-1 al modo de vibración de estiramiento de los grupos C-O, ambos de PVA, se detectaron27,31,32.

Microscopía Electrónica
Todos los hidrogeles CS-PVA mostraron una superficie altamente porosa(Figura 3,de izquierda a derecha) y se observaron cambios distintivos de acuerdo con las condiciones de preparación. Los hidrogeles preparados a -4oC (CP4-4) presentaban poros más grandes que los hidrogeles preparados a -80oC (CP4-80). Además, este último parece tener una red más porosa. Este efecto puede deberse al hecho de que, a menor temperatura, la formación de cristales de agua fue más rápida y muchos cristales pequeños surgieron y fueron sublimados durante el proceso de liofilización, dejando poros vacíos14,33. Mientras tanto, el efecto del número de ciclos de congelación parece promover poros más definidos y circulares en hidrogeles CP6-80(Figura 3, de arriba a abajo).

Porosimetría
Las muestras CP4-4, CP4-80 y CP6-80 presentaron cambios más pronunciados; con el fin de complementar la información sobre morfología, fueron analizados por miP (Tabla 1). La comparación entre los hidrogeles CP4-4 y CP4-80(Figura 3a)mostró que, a una temperatura más baja de congelación, los hidrogeles desarrollaron una red más porosa, que presentaba un gran volumen total de intrusión y una mayor superficie total de poros. Sin embargo, los hidrogeles CP6-80 mostraron menos permeabilidad que CP4-80(Figura 3b),probablemente debido a su alta tortuosidad, que también se reflejó en un menor volumen total de intrusión. La Figura 3 presenta los diferentes tamaños de poro de estos hidrogeles. Se distinguieron dos tamaños de poro, uno entre 0,3-5,0 m y otro entre 5,0-30 m. En los hidrogeles CP4-80 y CP6-80, la red porosa tenía un mayor número de poros pequeños que los grandes, en comparación con el hidrogel CP4-4. Estos resultados fueron similares a los observados por las micrografías SEM y sugirieron que, a menor temperatura se favorecieron mayores interacciones entre las cadenas de PVA y se formaron zonas más cristalinas. De esta manera, la formación de zonas cristalinas por cadenas de AV), fue estimulada a baja temperatura.

Ensayos de hinchazón
El comportamiento de hinchazón de los hidrogeles CS-PVA se puede ver en la Figura 4. Rápidamente absorbieron grandes cantidades de agua; durante las primeras 5 horas retuvieron 10 veces su peso, y después de 20 horas conservan hasta 15 veces su peso (punto de equilibrio). Sin embargo, en relación con los hidrogeles preparados en el mismo número de ciclos de congelación, el hidrogel CP4-80 mostró menos capacidad de hinchazón en las primeras 5 horas como consecuencia de la temperatura que se utilizó para su preparación (-80 oC). En el caso de los hidrogeles preparados en diferentes números de ciclos de congelación (CP4-80, CP5-80 y CP6-80) no se encontraron diferencias en ningún momento. Probablemente, la disminución de la capacidad de hinchazón observada en hidrogeles preparados a -80 oC fue causada por el pequeño tamaño de los poros de la red de hidrogeles.

Carga y liberación de medicamentos
Para evaluar la capacidad de los hidrogeles CS-PVA como sistemas de administración de fármacos, el fármaco antiinflamatorio difluiente se cargó en la red y posteriormente se liberó. La eficiencia de encapsulación (EE) en todos estos sistemas fue de alrededor del 70%; sin embargo, el hidrogel CP4-80 presentó más ligeramente EE en 73%(Tabla 2). Mientras tanto, la cinética liberadora de diflunisal de los hidrogeles CS-PVA se mantuvo durante unas 30 h en todos los casos. El hidrogel CP4-80 liberó la mayor cantidad de difluunisal(Figura 5). Esto puede deberse al hecho de que este hidrogel mostró una estructura más porosa en comparación con los otros dos tipos de hidrogel. Esta característica permitió que la pequeña molécula de fármaco entrara fácilmente en la red de hidrogel y, entonces, fuera liberada. Entre los hidrogeles CP4-80 y CP6-80 no se observaron diferencias durante los tiempos de liberación(Figura 6). No se observó ningún efecto de ráfaga en ninguno de los hidrogeles CS-PVA, lo que es prometedor para aplicaciones farmacéuticas. Se utilizaron modelos matemáticos para determinar el mecanismo de liberación principal en hidrogeles CS-PVA. Los resultados se ajustaron a diferentes modelos matemáticos(Tabla 3) y de acuerdo con los n valores, se encontró que la difusión de Fick domina el proceso de liberación de drogas.

Figure 1
Figura 1: Estructura química de PVA(a ), quitosano (b) y diflunisal (c). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 2
Figura 2: Espectros FT-IR de chitosan puro y PVA e hidrogeles chitosan-PVA preparados en diferentes condiciones de congelación. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 3
Figura 3: Micrografías SEM de hidrogeles de quitosano-PVA con aumento de 1500x. Distribuciones de tamaño de poro de hidrogeles chitosan-PVA: a ) hidrogeles preparados con 4 ciclos de congelación y a -4oC y -80oC. b) Hidrogeles preparados a -80oC y, 4 y 6 ciclos. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 4
Figura 4: Cinética de hinchazón de hidrogeles de quitosano-PVA: a ) hidrogeles con 4 ciclos de congelación y b) hidrogeles preparados a -80 oC. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 5
Figura 5: Perfiles de liberación diflunisal enEquation 11 mg(a ) y Mt/ (b) para hidrogeles CP4-4 y CP4-80. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 6
Figura 6: Perfiles de liberación diflunisal enEquation 11 mg(a ) y Mt/ (b) para hidrogeles CP4-80 y CP6-80. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Hidrogel Volumen total de intrusión (ml/g) Superficie total de los poros (m2/g) Porosidad (%) Permeabilidad (mdarcy) Tortuosidad
CP4-4 5.16 10.19 67.13 132.43 10.46
CP4-80 7.36 15.14 85.95 151.16 5.83
CP6-80 6.69 12.86 84.82 129.28 12.2

Tabla 1: Parámetros de porosimetría de la estructura porosa de los hidrogeles chitosan-PVA.

Muestra Cargado difunisal Diflunisal liberado
mg/g de hidrogel Eficiencia de encapsulación (%) % liberado respecto a la carga
CP4-4 3,05o 0,09 71 79 x 3,33
CP4-80 3,22 a 0,47 73 86 x 0,4
CP6-80 3,19 a 0,05 68 80 x 3,9

Cuadro 2: Eficiencias de encapsulación y liberación para hidrogeles de quitosano-PVA.

Muestra Korsmeyer-Peppas Higuchi Primera Orden Orden cero
kKP x 102 N R2 kH x 102 R2 k1 x 102 R2 k0 x 102 R2
(min-n) (min-0.5) (min-1) (min-1)
CP4-4 4,3 á 0,39 0,44 a 0,02 0.99 3,1 a 0,1 0.98 0,29 a 0,03 0.803 0,18 a 0,02 0.54
CP4-80 3,6 á 0,33 0,50 a 0,02 0.99 3,7 a 0,1 0.99 0,42 a 0,03 0.894 0,27 a 0,02 0.7
CP6-80 2,3 á 0,24 0,54 á 0,02 0.99 2,9 a 0,1 0.99 0,27 a 0,02 0.925 0,17 a 0,01 0.77
k- constante cinética; nConstante de difusión.

Cuadro 3: Parámetros cinéticos de liberación difluunista de hidrogeles chitosan-PVA.

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Discussion

El método de congelación-descongelación es un proceso adecuado para preparar hidrogeles biocompatibles enfocados en aplicaciones biomédicas, farmacéuticas o cosméticas34,35,36. La ventaja más importante de este método, en comparación con otros métodos bien conocidos para preparar hidrogeles, es que se evita el uso de agentes reticulantes, que podría causar una respuesta inflamatoria o efectos adversos en el cuerpo humano34. Se trata de un método versátil porque ofrece la posibilidad de preparar hidrogeles de PVA o sus mezclas con diferentes polímeros11,37 de tal manera que se puedan obtener nuevas características de los demás polímeros en el nuevo material (por ejemplo, gran capacidad para absorber agua, propiedades antimicrobianas u antioxidantes2,18,35). Sin embargo, es importante tener en cuenta que la incorporación de otros polímeros podría disminuir la fuerza de los hidrogeles19,37.

Los principales parámetros a tener en cuenta en el método de congelación-descongelación son la temperatura de congelación, el tiempo y el número de ciclos de congelación, y también, la relación polímero (en el caso de mezclas de polímeros)2,19,20. Con este método se puede obtener una amplia gama de propiedades hinchadas, morfológicas y mecánicas cuando se controlan las condiciones de congelación. Estos parámetros afectan directamente a la configuración de red tridimensional en hidrogeles chitosan-PVA porque las condiciones de congelación promueven los arreglos en las cadenas de PVA, a las que se unen las interacciones físicas, denominadas zonas cristalinas12,38. Estas zonas cristalinas son regiones concentradas de enlaces de hidrógeno que actúan como puntos de reticulación en los hidrogeles, que mantienen y forman la red tridimensional y es una fuerza retractora cuando los hidrogeles están en estado de hinchazón2,39,40.

En este estudio, evaluamos el efecto de una nueva gama de temperaturas de congelación (-4 oC, -20 oC y -80 oC) combinadas con un número diferente de ciclos de congelación (4, 5 y 6) pero el mismo tiempo de congelación (20 h), para preparar hidrogeles 1:1 chitosan-PVA. Se observó la menor capacidad de hinchazón a la temperatura más baja (-80 oC). De hecho, los hidrogeles a esta temperatura más baja obtuvieron los poros más pequeños y las redes más porosas. Estas diferencias en los hidrogeles de quitosano-PVA son útiles para diferentes aplicaciones como sistemas de administración de medicamentos o andamios. En general, los hidrogeles de quitosano-PVA presentan altas tasas de hinchazón, debido a los grupos hidrófilos de quitosano (-NH2)41,42,y son suaves, flexibles, fáciles de manejar y resistir la manipulación debido a las características de PVA. En ese sentido, el método de congelación-descongelación es fácil, barato y rápido para producir hidrogeles de quitosano-PVA con diferentes propiedades, evitando la reticulación tóxica.

Aunque la congelación-descongelación es un método fácil y amigable, tiene algunos inconvenientes. Una completa homogeneización del quitosano, en este caso, y de las mezclas de polímeros es muy importante. Los hidrogeles pueden presentar zonas más frágiles y una estructura porosa irregular. Además, es necesario realizar una disolución correcta de PVA en agua por calentamiento a 70-80 oC42,43 para 1 h bajo agitación magnética. El enfriamiento de esta solución de PVA debe ser lento con agitación constante para evitar la formación de una capa sólida de PVA.

Una limitación de este método, para ensayos de cultivo celular, es la formación de hidrogeles blanquecinos o semitransparentes. En este caso, la aplicación de glicerol o DMSO (compuesto tóxico a temperatura ambiente) podría utilizarse para mejorar la apariencia de hidrogel23,44. El paso de liofilización del método de congelación para preparar hidrogeles CS-PVA es un paso crítico, ya que los hidrogeles podrían presentar una constricción en la zona media, lo que complica el trabajo y la caracterización. Para evitar esto, la muestra debe mantenerse completamente congelada antes de la liofilización. En cuanto a los estudios de carga y liberación de fármacos, es muy importante asegurarse de que no hay interferencia con las señales de los componentes de hidrogel y el fármaco a cuantificar.

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Disclosures

Los autores no tienen nada que revelar.

Acknowledgments

Los autores están agradecidos a C. Luzuriaga por el apoyo en las mediciones de porosimetría. Autores también gracias al Ministerio de Economía y Competitividad de España por su apoyo financiero (Proyecto MAT2014-59116-C2-2-R) y PIUNA (ref. 2018-15). Los autores también quieren reconocer al Dr. Amir Maldonado, del Departamento de Física-UNISON, por su apoyo y comentarios útiles, y al Dr. SE Burruel-Ibarra, de DIPM-UNISON para imágenes SEM y Rubio Pharma y Asociados S. A. de C. V. por su apoyo financiero. ME Martínez-Barbosa desea agradecer a los proyectos CONACyT (México) No 104931 y No 256753, además del apoyo financiero de Red Temática de Nanociencias y Nanotecnología del programa de Redes Temáticas del CONACyT. Y, también el proyecto USO316001081. MD Figueroa-Pizano desea reconocer a CONACyT por su apoyo financiero (beca 373321).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Materials:
Chitosan medium molecular weight Sigma-Aldrich 448877 Mw determined by capillary viscometry (637,000 Da) and deacetylation degree of 70%
Diflunisal (2'-4'-difluoro-4-hydroxy-3-biphenyl-carboxylicacid) Merck
Glacial acetic acid Sigma-Aldrich 1005706
Poly(vinyl alcohol) Sigma-Aldrich 341584 Mw 89,000-98,000, 99+% hydrolyzed
Equipment:
Cressington Sputter Coater 108 auto TED PELLA INC
Cryodos Lyophilizator Telstar
Falcon tubes Thermo Fisher Company
FT-IR spectroscopy Nicolet iS50 in ATR mode
Lyophilizator LABCONCO
Micromeritics Autopore IV 9500 Micromeritics
Scanning electron microscope Pemtron SS-300LV
UV-visible spectrophotometer Agilent 8453

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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