Une méthode de gel-dégel pour préparer Chitosan-Poly (alcool de vinyle) Hydrogels sans agents de liaison croisée et études de libération diflunisale

Bioengineering

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Summary

La méthode de congélation-dégel est utilisée pour produire des hydrogels chitosan-poly (alcool de vinyle) sans agents de liaison croisée. Pour cette méthode, il est important de tenir compte des conditions de congélation (température, nombre de cycles) et du rapport polymère, qui peuvent affecter les propriétés et les applications des hydrogels obtenus.

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Figueroa-Pizano, M. D., Vélaz, I., Martínez-Barbosa, M. E. A Freeze-Thawing Method to Prepare Chitosan-Poly(vinyl alcohol) Hydrogels Without Crosslinking Agents and Diflunisal Release Studies. J. Vis. Exp. (155), e59636, doi:10.3791/59636 (2020).

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Abstract

Les hydrogels chitosan-poly (alcool de vinyle) peuvent être produits par la méthode de gel-dégel sans utiliser des agents de liaison croisée toxiques. Les applications de ces systèmes sont limitées par leurs caractéristiques (p. ex., porosité, flexibilité, capacité d'enflure, charge de médicaments et capacité de libération de médicaments), qui dépendent des conditions de congélation et du type et du rapport des polymères. Ce protocole décrit comment préparer les hydrogels à partir de chitosan et de poly (alcool de vinyle) à 50/50 w/w % de la composition de polymère et en variant la température de congélation (-4 oC, -20 oC, -80 oC) et les cycles de gel-dégel (4, 5, 6 cycles de congélation). Des données de spectre de FT-IR, de micrographe de SEM et de porosimetry des hydrogels ont été obtenues. En outre, la capacité de gonflement et le chargement et la libération de drogue de diflunisal ont été évalués. Les résultats des micrographes SEM et de la porosimétrie montrent que la taille des pores diminue, tandis que la porosité augmente à des températures plus basses. Le pourcentage d'enflure était plus élevé à la température de congélation mineure. La libération de diflunisal des hydrogels a été étudiée. Tous les réseaux maintiennent la libération de drogue pendant 30 h et il a été observé qu'un mécanisme de diffusion simple régule la libération diflunisale selon les modèles Korsmeyer-Peppas et Higuchi.

Introduction

Récemment, les hydrogels ont attiré un grand intérêt dans le domaine biomédical parce qu'ils sont des réseaux tridimensionnels avec une forte teneur en eau et sont doux et flexibles, de sorte qu'ils peuvent imiter les tissus naturels facilement1. En outre, ils ne se dissolvent pas dans le milieu aqueux à la température physiologique et le pH mais présentent un grand gonflement2. Les hydrogels peuvent agir comme échafaudages d'ingénierie tissulaire, produits d'hygiène, lentilles cornéennes et pansements de plaies; parce qu'ils peuvent piéger et libérer des composés actifs et des médicaments, ils sont utilisés comme systèmes d'administration de médicaments3. Selon leur application, les hydrogels peuvent être fabriqués à partir de polymères naturels ou synthétiques, ou une combinaison des deux, afin d'obtenir les meilleures caractéristiques4.

Les propriétés des hydrogels sont une conséquence de nombreux facteurs physiques et chimiques. Au niveau physique, leur structure et leur morphologie dépendent de leur porosité, de leur taille de pores et de leur distribution de pores5. Au niveau chimique et moléculaire, le type de polymère, le contenu du groupe hydrophile dans la chaîne de polymère, le type de point de liaison croisée, et la densité de liaison croisée sont les facteurs qui déterminent la capacité de gonflement et les propriétés mécaniques6,7.

Selon le type d'agent de liaison croisée utilisé pour former le réseau, les hydrogels sont classés comme hydrogels chimiques ou hydrogels physiques. Les hydrogels chimiques sont rejoints par des interactions covalentes entre leurs chaînes, qui sont formées par irradiation UV et gamma ou à l'aide d'un agent de liaison croisée7,8. Les hydrogels chimiques sont généralement forts et résistants, mais, généralement, l'agent de liaison croisée est toxique pour les cellules et son élimination est difficile, de sorte que son application est limitée. D'autre part, les hydrogels physiques se forment par la connexion des chaînes de polymères par des interactions non-covalentes, évitant l'utilisation d'agents de liaison croisée4,9. Les principales interactions non covalentes dans le réseau sont les interactions hydrophobes, les forces électrostatiques, les limites complémentaires et les limites d'hydrogène7.

Poly (alcool de vinyle) (PVA, Figure 1a) est un polymère synthétique et soluble dans l'eau avec d'excellentes performances mécaniques et biocompatibilité qui peut à partir d'hydrogels sans agent de liaison croisée par la méthode de gel-dégel10,11. Ce polymère a la capacité de former des zones concentrées de liaisons d'hydrogène entre les groupes -OH de leurs chaînes (zones cristallines) lorsqu'ils gèlent12. Ces zones cristallines agissent comme des points de liaison croisés dans le réseau, et ils sont promus par deux événements: l'approche des chaînes de polymères lorsque l'eau cristalline se dilate et les changements conformationnels PVA de l'isotactic à la PVA syndiotactique pendant le gel13. En raison du lyophilisation, les cristaux d'eau sont sublimés, laissant des espaces vides qui sont les pores de l'hydrogel14. Pour obtenir des hydrogels avec de meilleures propriétés, PVA peut être facilement combiné avec d'autres polymères.

En ce sens, le chitosan constitue une option car il est le seul biopolymère de sources naturelles avec des charges positives. Il est obtenu par la deacétylation de la chitine et il est composé de combinaisons aléatoires de D-glucosamine liée à 1,4 (unité de désacétration) et Deacetyl-D-glucosamine (unité acétylisée)15,16 (Figure 1b). Le chitosan est biodégradable par les enzymes humaines et il est biocompatible. En outre, par sa nature cationic, il peut interagir avec la charge négative de la surface cellulaire, et cette propriété a été associée à son activité antimicrobienne17. Ce polymère est facile à traiter; cependant, leurs propriétés mécaniques ne sont pas suffisantes et certains matériaux ont été ajoutés pour former des complexes avec de meilleures caractéristiques.

Compte tenu des caractéristiques spécifiques du chitosan et de la PVA, la méthode de gel-dégel2,18 pour éviter l'utilisation d'agents de liaison croisée sélifiants a été atteinte. Dans les hydrogels chitosan-PVA, les zones cristallines de PVA sont également formées, et les chaînes de chitosan sont interpénétrées et forment de simples liaisons d'hydrogène avec des groupes -NH2 et -OH dans PVA. L'hydrogel chitosan-PVA final est mécaniquement stable, avec des taux élevés d'enflure et de faible toxicité, et avec un effet antibactérien18. Toutefois, selon les conditions de congélation utilisées dans la préparation (température, temps et nombre de cycles), les caractéristiques finales peuvent changer. Certaines études rapportent que l'augmentation du nombre de cycles de congélation diminue le degré de gonflement et augmente la force de tension19,20. Afin de renforcer le réseau, d'autres agents tels que le rayonnement gamma et UV et les liaisons chimiques ont été utilisés en plus après la préparation congelée21,22,23. Les hydrogels avec une proportion plus élevée de chitosan ont un réseau plus poreux et une capacité de gonflement élevée mais moins de force et de stabilité thermique. Dans ce contexte, il est important de considérer les conditions de préparation pour obtenir des hydrogels appropriés pour leur application cible.

Le but de ces travaux est de présenter en détail comment les conditions de congélation (température de congélation et nombre de cycles) affectent les caractéristiques finales des hydrogels CS-PVA. Les spectres FT-IR, les caractéristiques morphologiques et porologiques et la capacité de gonflement ont été évalués, ainsi que la capacité de chargement et de libération des médicaments. Dans les études de libération, diflunisal (figure 1c) a été utilisé comme médicament modèle, en raison de sa taille adaptée à la structure hydrogel.

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Protocol

1. Préparation des hydrogels chitosan-PVA

  1. Préparer 2 % (w/w) chitosan et 10 % (w/w) des solutions PVA. Dissoudre 0,2 g de chitosan dans 10 ml de solution DE 0,1 M CH3COOH (préalablement filtrée) à température ambiante et maintenir une agitation mécanique continue pendant la nuit. Dissoudre 1 g de PVA dans 10 ml d'eau distillée et remuer à 80 oC pendant 1 h.
  2. Mélanger les deux solutions 1:1 à l'aide d'un agitateur magnétique jusqu'à ce qu'elles soient homogènes à température ambiante, et verser les mélanges sur les plats Petri. Laisser les échantillons pendant 2 h à la pression atmosphérique pour les dégazer.
  3. Congeler les hydrogels à -4 oC, -20 oC ou -80 oC pendant 20 h et 4 cycles (échantillons CP4-4, CP4-20 et CP4-80, respectivement). Congeler un autre hydrogel à -80 oC pendant 20 h à l'aide de 5 ou 6 cycles de congélation (échantillons CP5-80 et CP6-80). Après le troisième cycle de congélation, laver les hydrogels avec de l'eau déionisée. A la fin, sécher les hydrogels à -46 oC pour 48 h et stocker pour une caractérisation ultérieure (méthodologie adaptée à partir de2).

2. Caractérisation FT-IR

  1. Placez un petit morceau (1 mm x 2 mm) d'hydrogel dans le spectromètre FT-IR en mode ATR. Prenez les spectres FT-IR de 4000 à 600 cm-1 (2 cm-1 de résolution et une moyenne de 32 scans).

3. Analyses de gonflement

  1. Découper les disques (13 mm de diamètre et 10 mm de hauteur) de l'hydrogel et les peser. Incuber les disques dans 50 ml d'eau déionisée en secouant à 25 oC. Répétez trois fois.
  2. Toutes les 30 min retirer l'échantillon du milieu, buvard pour éliminer l'excès d'eau, et peser. Calculer le degré de gonflement en utilisant l'équation 1 et calculer l'état d'équilibre de l'enflure, Equation 1 , à 24 h en utilisant l'équation 2.
    Equation 2)
    Equation 3 est le poids de Equation 4 l'hydrogel sec et est le poids de l'hydrogel humide.
    Equation 5

4. Microscopie électronique

  1. Couvrir un petit morceau d'hydrogel d'une fine couche d'or (30 s et 10 mA) dans un enduit de crevaison.
  2. Mettre l'échantillon dans un microscope électronique à balayage (SEM). Analyser les échantillons sous vide à 20 kV et prendre les images avec un grossissement 500x et 1500x.

5. Porosimétrie

  1. Placer les disques de 15 mm de diamètre pesant environ 0,26 g dans le pénétromètre (un pénétromètre solide, ayant un volume en vrac de 0,3660 ml et 5,7831 ml de volume de tige). Analyser la porosité et la taille des pores par Mercury Intrusion Porosimetry (MIP).
  2. Mener l'expérience en mode hystérise (intrusion-extrusion). Mesurer le volume total d'intrusion (mL/g), la superficie totale des pores (m2/g),le diamètre des pores (m), la porosité (%), la perméabilité (mDarcy) et la tortuosité. Répétez deux fois.

6. Chargement et libération de drogues

  1. Avant le chargement, préparer 4 L de 15 mg/L solution diflunisale et remuer toute la nuit. Confirmer la concentration de la solution par spectroscopie UV-Vis (concentration initiale). En effet, gonfler 400 mg d'échantillons d'hydrogel lyophilisés dans 6 ml d'eau distillée pendant 24 h.
  2. Pour le chargement, remplir un flacon de 50 ml de solution diflunisale et maintenir à 25 oC avec une agitation constante. Immerger chaque hydrogel gonflé dans le flacon.
    1. Prenez les aliquots de la solution diflunisale restante (2 mL) à des moments différents afin de déterminer la région du plateau de la courbe, par exemple: 3, 6, 24, 27, 30 et 48 h. Après 24 h remplacer la solution par une nouvelle.
  3. Mesurer l'absorption à 252 nm de chaque aliquot, et déterminer la concentration de diflunisal présent dans la solution, en utilisant une courbe d'étalonnage de diflunisal. Calculer la quantité de diflunisal retenue dans l'hydrogel à 24 et 48 h, comme la différence des concentrations initiales et finales, en tenant compte du volume total (56 ml).
    1. Déterminer l'efficacité de l'encapsulation (EE) à l'aide de l'équation 3.
      Equation 6
    2. Congeler les hydrogels chargés à -80 oC et les lyophiliser à -50 oC.
  4. Pour la libération de médicaments, immerger 300 mg d'hydrogels diflunisal lyophilisés dans 50 ml de tampon de phosphate (pH 7,4) à 25 oC. Maintenir l'agitation constante. Retirer les aliquots de 2 ml à des moments différents et les remplacer par un milieu frais pour garder un volume constant.
    1. Déterminer le diflunisal libéré spectrophotométriquement à 252 nm, selon une courbe d'étalonnage.
  5. Déduire le mécanisme prédominant de libération de drogue dans les hydrogels ajustant les données de libération de drogue correspondant aux 60% premiers, au modèle korsmeyer-Peppas (équation 4), pour obtenir les constantes cinétiques (k) et de diffusion (n). Les valeurs n indiquent le mécanisme de la libération de drogue24,25. Ensuite, les valeurs n proches de 0,5 sont liées à la diffusion de Fickian, en attendant les valeurs de 0,5-1.0 pour le transport anormal, où sont impliqués les chaînes de diffusion et de relaxation, et enfin, les valeurs de 1.0 sont liées au transport de cas II.
    Equation 7
    1. Pour confirmer les résultats, utilisez les modèles mathématiques Higuchi, First order et Zero order (Équations 5 à 7) et sélectionnez le meilleur ajustement.
    2. Equation 8
      Equation 9
      Equation 10
      t représente le temps de libération, Mt la quantité de drogue livrée à un moment donné, et M- la quantité totale de médicaments livrés à la fin du processus.

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Representative Results

Préparation des hydrogels
Les hydrogels Chitosan-PVA ont été obtenus à -4 oC, -20 oC et -80 oC avec 4 cycles de congélation et à -80 oC avec 5 et 6 cycles de congélation selon la méthode de congélation-dégel précédemmentrapportée 2. Tous les hydrogels étaient homogènes, semi-transparents, flexibles et résistants contre la manipulation.

Caractérisation FT-IR
Les spectres FT-IR sont représentés à la figure 2. Sept signes caractéristiques des polymères chitosan et PVA ont été détectés : à 3286 cm-1 le mode de vibration d'étirement du groupe hydroxyle de PVA (-OH) et à 2918 cm-1 le mode de vibration d'étirement du groupe-CH 26,27. Les signaux des groupes d'amide, représentatifs de la structure chitosan, ont été trouvés à 1652 cm-1 au mode de vibration d'étirement de C-O (amide I), à 1560 cm-1 au mode de vibration de flection de N-H (amide II) et 1325 cm-1 à la vibration de l'amideIII 28,29,30. D'autres signaux, à 1418 cm-1 au mode de vibration de flection de C-H et à 1086 cm-1 au mode de vibration d'étirement des groupes de C-O, tous deux de PVA, ont été détectés27,31,32.

Microscopie électronique
Tous les hydrogels CS-PVA présentaient une surface très poreuse(figure 3,de gauche à droite) et des changements distinctifs ont été observés en fonction des conditions de préparation. Les hydrogels préparés à -4 oC (CP4-4) présentaient des pores plus gros que les hydrogels préparés à -80 oC (CP4-80). En outre, ce dernier semble avoir un réseau plus poreux. Cet effet peut être dû au fait que, à basse température, la formation de cristaux d'eau était plus rapide et de nombreux petits cristaux ont émergé et ont été sublimés pendant le processus de gel-séchage, laissant les pores vides14,33. Pendant ce temps, l'effet du nombre de cycles de congélation semble favoriser des pores plus définis et circulaires dans les hydrogels CP6-80(figure 3, de haut en bas).

Porosimétrie
Les échantillons CP4-4, CP4-80 et CP6-80 présentaient des changements plus prononcés; afin de compléter l'information sur la morphologie, ils ont été analysés par le MIP (tableau 1). La comparaison entre les hydrogels CP4-4 et CP4-80(figure 3a) a montré qu'à une température de congélation plus faible, les hydrogels ont développé un réseau plus poreux, qui présentait un grand volume total d'intrusion et une superficie de pores totales plus élevée. Cependant, les hydrogels CP6-80 présentaient moins de perméabilité que cp4-80 (figure 3b), probablement en raison de leur grande tortuosité, qui se traduisait également par un volume total d'intrusion plus faible. La figure 3 présente les différentes tailles de pores de ces hydrogels. Deux tailles de pores ont été distinguées, l'une entre 0,3 et 5,0 m et l'autre entre 5,0 et 30 m. Dans les hydrogels CP4-80 et CP6-80, le réseau poreux avait un plus grand nombre de petits pores que les grands, comparativement à l'hydrogel CP4-4. Ces résultats étaient semblables à ceux observés par les micrographes SEM et suggéraient qu'à basse température, de plus grandes interactions entre les chaînes de PVA étaient favorisées et que des zones plus cristallines étaient formées. De cette façon, la formation de zones cristallines par les chaînes De pVA, a été stimulée à basse température.

Analyses de gonflement
Le comportement enflé des hydrogels CS-PVA peut être vu dans la figure 4. Ils ont rapidement absorbé de grandes quantités d'eau; pendant les 5 premières heures, ils ont conservé 10 fois leur poids, et après 20 heures, ils conservent jusqu'à 15 fois leur poids (point d'équilibre). Cependant, en ce qui concerne les hydrogels préparés au même nombre de cycles de congélation, l'hydrogel CP4-80 a montré moins de capacité de gonflement dans les 5 premières heures en raison de la température qui a été utilisée pour sa préparation (-80 oC). Dans le cas des hydrogels préparés à un certain nombre de cycles de congélation (CP4-80, CP5-80 et CP6-80), aucune différence n'a été constatée à aucun moment. La diminution de la capacité d'enflure observée dans les hydrogels préparéeàe à -80 oC a probablement été causée par la petite taille des pores du réseau d'hydrogel.

Chargement et libération de médicaments
Pour évaluer la capacité des hydrogels CS-PVA en tant que systèmes d'administration de médicaments, le médicament anti-inflammatoire diflunisal a été chargé dans le réseau et libéré par la suite. L'efficacité d'encapsulation (EE) dans tous ces systèmes était d'environ 70 %; cependant, l'hydrogel CP4-80 a présenté plus légèrement EE à 73% (tableau 2). Pendant ce temps, la cinétique de libération de diflunisal des hydrogels CS-PVA ont été maintenues pendant environ 30 h dans tous les cas. L'hydrogel CP4-80 a libéré la plus grande quantité de diflunisal (figure 5). Cela peut être dû au fait que cet hydrogel a montré une structure plus poreuse par rapport aux deux autres types d'hydrogel. Cette caractéristique a permis à la petite molécule de médicament d'entrer facilement dans le réseau d'hydrogel et, ensuite, d'être libéré. Entre les hydrogels CP4-80 et CP6-80, aucune différence n'a été observée pendant les périodes de rejet (figure 6). Aucun effet d'éclatement n'a été observé dans aucun des hydrogels CS-PVA, ce qui est prometteur pour les applications pharmaceutiques. Des modèles mathématiques ont été utilisés pour déterminer le mécanisme de rejet principal dans les hydrogels CS-PVA. Les résultats ont été ajustés à différents modèles mathématiques (tableau 3) et selon les valeurs n, il a été constaté que la diffusion Fick domine le processus de libération de médicaments.

Figure 1
Figure 1 : Structure chimique de PVA (a), chitosan (b) et diflunisal (c). Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 2
Figure 2 : Ft-IR spectras de chitosan pur et PVA et, hydrogels chitosan-PVA préparés à différentes conditions de congélation. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 3
Figure 3 : Micrographies SEM d'hydrogels chitosan-PVA à 1500x grossissement. Distributions de taille pore d'hydrogels chitosan-PVA : a) hydrogels préparés avec 4 cycles de congélation et à -4 oC et -80 oC. b) Hydrogels préparés à -80 oC et 4 et 6 cycles. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 4
Figure 4 : Cinétique enflée d'hydrogels chitosan-PVA : a) hydrogels avec 4 cycles de congélation et b) hydrogels préparés à -80 oC. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 5
Figure 5 : Profils de libération diflunisale en mgEquation 11 (a) et Mt/ (b) pour les hydrogels CP4-4 et CP4-80. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 6
Figure 6 : Profils de rejet diflunisal en mgEquation 11 (a) et Mt/ (b) pour les hydrogels CP4-80 et CP6-80. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Hydrogel Volume total d'intrusion (mL/g) Superficie totale des pores (m2/g) Porosité (%) Perméabilité (mdarcy) Tortuosité
CP4-4 (en) 5.16 10.19 67.13 132.43 10.46
CP4-80 (en) 7.36 15.14 85.95 151.16 5.83
CP6-80 6.69 12.86 84.82 129.28 12.2

Tableau 1 : Paramètres de porosimétrie de la structure poreuse des hydrogels chitosan-PVA.

Échantillon Chargé de Diflunisal Diflunisal libéré
mg/g hydrogel Efficacité d'encapsulation (%) % libéré salaud à l'égard des
CP4-4 (en) 3,05 à 0,09 71 79 à 3,33
CP4-80 (en) 3,22 à 0,47 73 86 à 0,4
CP6-80 3,19 à 0,05 68 De 80 à 3,9

Tableau 2 : Encapsulation et efficacité de libération pour les hydrogels chitosan-PVA.

Échantillon Korsmeyer-Peppas Higuchi Premier ordre Ordre zéro
kKP x 102 ¡n R2 kH x 102 R2 k1 x 102 R2 k0 x 102 R2
(min-n) (min-0,5) (min-1) (min-1)
CP4-4 (en) 4,3 à 0,39 0,44 à 0,02 0.99 3,1 à 0,1 0.98 0,29 à 0,03 0.803 0,18 à 0,02 0.54
CP4-80 (en) 3,6 à 0,33 0,50 à 0,02 0.99 3,7 à 0,1 0.99 0,42 à 0,03 0.894 0,27 à 0,02 0.7
CP6-80 2,3 à 0,24 0,54 à 0,02 0.99 2,9 à 0,1 0.99 0,27 à 0,02 0.925 0,17 à 0,01 0.77
k- constante cinétique; n- diffusion constante.

Tableau 3 : Paramètres cinétiques de la libération diflununal des hydrogels chitosan-PVA.

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Discussion

La méthode de gel-dégel est un processus approprié pour préparer des hydrogels biocompatibles concentrés dans les applications biomédicales, pharmaceutiques ou cosmétiques34,35,36. L'avantage le plus important de cette méthode, par rapport à d'autres méthodes bien connues pour préparer les hydrogels, est que l'utilisation d'agent de liaison croisée est évitée, ce qui pourrait causer une réponse inflammatoire ou des effets indésirables dans le corps humain34. Il s'agit d'une méthode polyvalente car elle offre la possibilité de préparer des hydrogels à partir de PVA ou de leurs mélanges avec différents polymères11,37 de telle sorte que de nouvelles caractéristiques des autres polymères peuvent être obtenues dans le nouveau matériau (par exemple, capacité majeure d'absorber l'eau, les propriétés antimicrobiennes ou antioxydantes2,18,35). Cependant, il est important de considérer que l'incorporation d'autres polymères pourrait diminuer la résistance des hydrogels19,37.

Les principaux paramètres à considérer dans la méthode de gel-dégel sont la température de congélation, le temps et le nombre de cycles de congélation, et aussi, le rapport polymère (en cas de mélanges de polymère)2,19,20. Un large éventail de propriétés enflure, morphologiques et mécaniques peut être obtenu avec cette méthode lorsque les conditions de gel sont contrôlées. Ces paramètres affectent directement la configuration tridimensionnelle du réseau dans les hydrogels chitosan-PVA parce que les conditions de congélation favorisent les arrangements dans les chaînes PVA, qui sont rejoints par des interactions physiques, appelées zones cristallines12,38. Ces zones cristallines sont des régions concentrées de liaisons d'hydrogène qui agissent comme des points de liaison croisée dans les hydrogels, qui maintiennent et forment le réseau tridimensionnel et c'est une force de rétracteur lorsque les hydrogels sont dans l'état de gonflement2,39,40.

Dans cette étude, nous avons évalué l'effet d'une nouvelle gamme de températures de gel-dégel (-4 oC, -20 oC et -80 oC) combinée à un nombre différent de cycles de congélation (4, 5 et 6) mais en même temps de congélation (20 h), pour préparer 1:1 hydrogels chitosan-PVA. La plus faible capacité d'enflure a été observée à la température la plus basse (-80 oC). En effet, les hydrogels à cette température la plus basse ont obtenu les pores plus petits et les réseaux plus poreux. Ces différences dans les hydrogels chitosan-PVA sont utiles pour différentes applications telles que les systèmes d'administration de médicaments ou les échafaudages. En général, les hydrogels chitosan-PVA présentent des taux élevés d'enflure, en raison des groupes hydrophiles chitosan (-NH2)41,42, et ils sont doux, flexibles, faciles à manipuler et résister à la manipulation en raison des caractéristiques PVA. En ce sens, la méthode de gel-dégel est facile, bon marché et rapide pour produire des hydrogels chitosan-PVA avec des propriétés différentes, en évitant les liaisons croisées toxiques.

Bien que le gel-dégel soit une méthode facile et conviviale, il présente quelques inconvénients. Une homogénéisation complète du chitosan, dans ce cas, et des mélanges de polymère est très importante. Les hydrogels peuvent présenter des zones plus fragiles et une structure poreuse irrégulière. En outre, il est nécessaire de faire une dissolution correcte de PVA dans l'eau en chauffant à 70-80 'C42,43 pour 1 h sous agitation magnétique. Le refroidissement de cette solution PVA doit être lent avec une agitation constante pour empêcher la formation d'une couche solide de PVA.

Une limitation de cette méthode, pour les essais de culture cellulaire, est la formation d'hydrogels blanchâtres ou semi-transparents. Dans ce cas, l'application de glycérol ou de DMSO (composé toxique à température ambiante) pourrait être utilisée pour améliorer l'apparence de l'hydrogel23,44. L'étape de séchage de congélation de la méthode de gel-dégel pour préparer les hydrogels CS-PVA est une étape critique, car les hydrogels pourraient présenter une constriction dans la zone médiane, ce qui complique les travaux et la caractérisation. Pour éviter cela, l'échantillon doit être complètement congelé avant la lyophilisation. En ce qui concerne les études sur la charge et la libération des médicaments, il est très important de s'assurer qu'il n'y a pas d'interférence avec les signaux des composants hydrogel et du médicament à quantifier.

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Disclosures

Les auteurs n'ont rien à révéler.

Acknowledgments

Les auteurs sont reconnaissants à C. Luzuriaga pour le soutien dans les mesures de porosimétrie. Les auteurs remercient également Ministerio de Economa y Competitividad d'Espagne pour son soutien financier (Projet MAT2014-59116-C2-2-R) et PIUNA (réf. 2018-15). Les auteurs aimeraient également remercier le Dr Amir Maldonado de Departamento de Fasica-UNISON pour son soutien et ses commentaires utiles, ainsi que le Dr SE Burruel-Ibarra de DIPM-UNISON pour les images SEM et Rubio Pharma y Asociados S. A. de C. V. pour son soutien financier. ME Martinez-Barbosa tient à remercier les projets CONACyT (Mexique) no 104931 et 256753, en plus du soutien financier de Red Temàtica de Nanociencias y Nanotecnologa del programa de Redes Temàticas del CONACyT. Et, aussi le projet USO316001081. MD Figueroa-Pizano tient à remercier conACyT pour son soutien financier (bourse 373321).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Materials:
Chitosan medium molecular weight Sigma-Aldrich 448877 Mw determined by capillary viscometry (637,000 Da) and deacetylation degree of 70%
Diflunisal (2'-4'-difluoro-4-hydroxy-3-biphenyl-carboxylicacid) Merck
Glacial acetic acid Sigma-Aldrich 1005706
Poly(vinyl alcohol) Sigma-Aldrich 341584 Mw 89,000-98,000, 99+% hydrolyzed
Equipment:
Cressington Sputter Coater 108 auto TED PELLA INC
Cryodos Lyophilizator Telstar
Falcon tubes Thermo Fisher Company
FT-IR spectroscopy Nicolet iS50 in ATR mode
Lyophilizator LABCONCO
Micromeritics Autopore IV 9500 Micromeritics
Scanning electron microscope Pemtron SS-300LV
UV-visible spectrophotometer Agilent 8453

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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