Оценка сосудистого тонуса реагирования с использованием изолированных Мезебарных артерий с акцентом на модуляции Периваскулярных жировых тканей

Biology

Your institution must subscribe to JoVE's Biology section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Протокол описывает использование проволочной миографии для оценки трансмуральной изометрической напряжённости мекишечных артерий, изолированных от мышей, с особым учетом модуляции факторами, высвобожмающей из эндотелиальных клеток и периваскулярных жировых тканей.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Konja, D., Luo, C., Sun, W. Y., Yang, K., Man, A. W. C., Xu, A., Vanhoutte, P. M., Wang, Y. Assessment of Vascular Tone Responsiveness using Isolated Mesenteric Arteries with a Focus on Modulation by Perivascular Adipose Tissues. J. Vis. Exp. (148), e59688, doi:10.3791/59688 (2019).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Изменение тонуса сосудов при чувствительности к патофизиологическим стимулам способствует развитию широкого спектра сердечно-сосудистых и метаболических заболеваний. Эндотелиальная дисфункция представляет собой главную виновницу для уменьшенного сосонизации и увеличенного вазоконстрирования артерий. Жировые (жировые) ткани, окружающие артерии, играют важную роль в регуляции эндотелия-зависимого расслабления и/или сжатия клеток сосудистой гладкой мускулатуры. Кросс-переговоры между эндотелия и периваскулярные жировой ткани могут быть оценены ex естественных условиях с использованием установленных кровеносных сосудов с помощью проволоки миографии системы. Тем не менее, оптимальные настройки должны быть установлены для артерий, полученных от животных различных видов, возрастов, генетических фонов и/или патофизиологических условиях.

Introduction

Дилатации и перетяжения артерий достигается путем расслабления и сокращения, соответственно, их сосудистых гладких мышечных клеток. Изменения в сосудистой отзывчивости мелких артерий способствуют гомеостатическому регулированию артериального давления со стороны вегетативных нервов и гормонов, присутствующих в крови (например, катехоламинов, ангиотензин II, серотонин, вазопрессин). На местном уровне, сосудистые реакции гладких мышечных клеток модулируется сигналов от обоих эндотелиальных клеток интимы и жировой ткани окружающих артерий (рис. 1).

Эндотелия не только пассивный барьер, но и служит в качестве поверхности для обмена сигналов между кровью и лежащих в основе сосудистых клеток гладкой мускулатуры. Выпуская различные вазоватоактивные вещества, эндотелий играет важнейшую роль в локальном контроле реакций сосудистого тонуса1. Например, в ответ на ацетилхолин, эндотелиальная оксида азота синтаза (Енос) активируется в эндотелия для производства оксида азота (нет), что вызывает расслабление лежащих в основе сосудистой гладких мышц путем активации растворимых гуанилилциклаз циклозы (SGC) 2. другие вазоактивные вещества включают в себя продукты цикоксигеназы (напр., простациклина и тромбоксана2), липоксидженазы (напр., 12-гидрокезицифосенические кислоты, 12-HETE), и цитохром P450 Монокислородазы (HETE и эпоксиосагеновые кислоты, Эетс), реактивные виды кислорода (ROS) и вазоактивные пептиды (напр., эндтилин-1 и ангиотензин II) и эндотелия-производные гиперполяризационные факторы (ЭДХЛ)3. Тонкий баланс между эндотелия производных вазодилататоры и сосудосустристрикторов поддерживать местный вазомоторные тон4,5.

Эндотелиальная дисфункция характеризуется нарушением эндотелия-зависимой вазолатации6, отличительной чертой сосудистого старения7. С возрастом, способность эндотелия содействовать васосонизации постепенно снижается, в значительной степени из-за снижения биодоступности нет, а также аномальное выражение и функции Енос в эндотелия и sGC в сосудистых гладких мышечных клетках8 , 9 , 10. сокращение не биодоступность потенцирует производство эндотелия зависимых вазоконстрикторов11,12. В возрасте артерий, эндотелиальная дисфункция вызывает гиперплазии в средствах массовой информации, как это отражено заметное увеличение толщины стены, количество медиальных ядер, которые напоминают артериального утолщения при гипертонии и атеросклерозе наблюдается в человеческом пациентам13,14. Кроме того, патофизиологические условия, такие как ожирение, диабет или гипертония ускорить развитие дисфункции эндотелия15,16.

Периваскулярная жировая ткань (ПФТ) выпускает многочисленные адипокины для регуляции сосудистой структуры и функции17. Анти-сократительное действие pvat опосредовано расслабляющими факторами, такими как адипонектин, нет, перекись водорода и сероводород18,19,20. Однако в зависимости от локализации и патофизиологических условий, PVAT также может усилить сократческие реакции в различных артериях21. Про-сократные вещества, производимые pvat включают ангиотензин-II, лептин, резстин, и рос22,23.  В большинстве исследований, на изолированных кровеносных сосудов, PVAT был рассмотрен в качестве простого структурной поддержки для сосудов и таким образом удалены во время подготовки сегментов кровеносных сосудов кольцо. Так как жировой дисфункции представляет собой независимый фактор риска для гипертонии и связанных с ними сердечно-сосудистых осложнений24, pvat окружающих кровеносные сосуды должны быть рассмотрены при исследовании сосудистой отзывчивости различных артерий.

Мульти-проволочные системы миографа широко используются для исследования вазомоторные функции различных кровеносных сосудов, в том числе аорты, межеечные, почечные, бедренные, церебральные и коронарные артерии25,26. Протоколы, описанные в настоящем документе, будут использовать проволочный миография для оценки сосудистой реакции в мезеечных артериях, выделенных из генетически модифицированных моделей мышей, с особым упором на модуляцию по PVAT.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Все животные, используемые для следующего исследования, были предоставлены лабораторным животным подразделением медицинского факультета Гонконгского университета. Этическое одобрение было получено от ведомственного комитета по использованию лабораторных животных для преподавания и исследований (CULАТР, No.: 4085-16).

1. Подготовка

  1. Подготовка лекарственных препаратов
    1. Храните наркотики надлежащим образом, как указано в бюллетене по безопасности материалов (MSDS) сразу после их получения. Растворите снадобья в форме порошка в растворителях как разрешения запаса высок-концентрации и после этого Алиготе для хранения на-20 °c.
      Примечание: большинство лекарств растворяются в дистиллированной воде для подготовки решений на складе; для некоторых препаратов может потребоваться Отопление или сонофикация. Если наркотики не полностью растворяются в воде, можно добавить каплю 1 м NaOH, в то время как для основных препаратов можно использовать каплю совместимого 1 M. Гидрофобные препараты могут растворяться в диметилсульфисовом (ДФСО) или абсолютном этанол. В последних случаях следует знать окончательную концентрацию ванны (в м) и следует проводить надлежащие меры контроля для того, чтобы исключить воздействие растворителей.
    2. Перед экспериментом, растворить препарат аликвотс (таблица материалов) в Кребс-звонарь бикарбонат раствор (Кребс), содержащий 115 mm Перламуговый, 4,6 mm kcl, 2,5 mm CAcl2, 1,17 mm mgso4, 1,17 mm х2PO4, 25 мм нако3, 11,1 mm D-глюкоза и 0,01 mm ЭДТА, pH 7,4.
    3. Для кумулятивных кривых реакции концентрации, подготовьте запасы и рабочие решения различных препаратов по серийным разведениям (Таблица 1).
  2. Настройка прибора
    1. Калибровка силового датчика для всех каналов перед использованием системы миографа на каждый день, или каждый раз, когда система была перемещна.
      Примечание: подробная процедура калибровки варьируется в зависимости от модели. В целом на челюсти наносится вес в два грамма, а соответствующая сила должна 9,81 ± 0,1 млн. Если показания выключили более чем на 0,1 mN, преобразователь должен быть перекалиброван. Для системы, используемой в настоящем Протоколе (см. таблицу материалов) операционные значения для преобразователя силы при калибровке должны быть между 3000 и 3500. Если значение датчика выше или ниже, преобразователь силы должен быть заменен.
    2. Отрегулируйте и выровняйте монтажные опоры в каждой камере. Непрерывное и повторное использование миографа может привести к неправильной настройке поддержки монтажа, которая нуждается в периодической корректировке перед экспериментами, чтобы убедиться, что челюсти правильно выровнены.
      Примечание: особое внимание необходимо обратить при корректировке монтажных опор, так как силовые преобразователи очень чувствительные и хрупкие.
    3. Включите нагреватели и газ (95% O2 и 5% CO2) не менее 30 минут до начала эксперимента, чтобы камеры и буферы нагреваться до 37 ± 0,1 ° с и хаотичны с газовой смесью.
      1. Проверьте температуру на термометре, чтобы обеспечить точность нагревателя. Температура может быть изменена для запуска охлаждения или потепление экспериментов. Если температура не является правильной, нанесите функцию смещения машины, чтобы увеличить или уменьшить параметры для достижения требуемой температуры.
    4. В конце эксперимента, очистить все камеры и выключить нагреватель, а также газ работает на установку.
      1. Не выключаем газ, прежде чем все жидкости в камере был высосал из системы, в противном случае кислоты/дистиллированной воды может извергнуть и достичь органной камеры во время следующего использования.
      2. Чтобы очистить камеры провода миографа, наиболее эффективным способом является выполнение кислоты мыть с помощью разбавленного раствора ацетотической кислоты. Очистите край и внутреннюю часть камер ватным тампоном.
      3. После стирки тщательно промойте камеры дистиллированной водой. Протрите вне камер с мокрой тканью для удаления сушеной соли. Этанол можно использовать и при использовании гидрофобных препаратов во время эксперимента.
      4. Примером процедуры стирки является следующее. Заполните камеры с 8% раствор ацетотической кислоты и инкубировать в течение 2 мин. Использование хлопка наконечником аппликатора для механической очистки стальной камеры поверхности. Избегайте контакта с алюминиевой частью миографа.
      5. Аспират ацетической кислоты и мыть миографа камеры и поддерживает несколько раз с дистиллированной водой и высушить поверхностей с использованием абсорбирующей бумаги или хлопка-наконечника.
  3. Расслоение межеечных артериальных колец
    Примечание: Животные, используемые для текущего исследования были с высоким содержанием жиров диеты кормили мужчин ADIPO-SIRT1 мышей и диких типа littermates в качестве элементов управления. Каждое животное весило приблизительно 45 g во время экспериментов.
    1. Усыпить мышь путем интраперитонеальная инъекции препарата Пентобарбитал натрия (50 мг/кг).
    2. С хирургической ножницы и щипцы, выполните средней линии лапаротомии выявить брюшного содержимого.
    3. Соберите брыжеечной аркады в силиконовые покрытием чашку Петри.
    4. Разложите и придавить сетевую сеть в чашке Петри, чтобы выявить разветвление мештерьи и соединительной ткани.
    5. Под микроскопом (10x), и с тонкой ножницы и щипцы, тщательно вскрыть окружающие соединительной ткани. Избегайте повреждения адвентитиал слоя. Кроме того, окружающие жировой ткани могут быть сохранены вокруг кровеносного сосуда для эксперимента (если это необходимо).
    6. Используя тонкие ножницы и щипцы, акцизные вторичные ветви межеечных артерий в ледяной буфер Кребс.
      Примечание: каждый исследователь должен иметь свой собственный набор расслоение комплекта, строки и стремена. Эти инструменты должны храниться надлежащим образом и очищены-вверх каждый раз после эксперимента, как некоторые препараты трудно смыть и остаток может прилипать к ним.
      1. Держите кровеносные сосуды в холодном буфере Кребс, разделяя окружающие соединительные ткани, включая PVAT. Во время обработки кровеносного сосуда, быть нежным, чтобы предотвратить ненужные повреждения эндотелия.
      2. Если эксперимент включает в себя изучение PVAT, сохранить 1,5 до 2 мм диаметр сферы PVAT вокруг кровеносного сосуда. Кроме того, в каждой камере для эксперимента можно добавлять одинаковое количество жировой ткани.
    7. Дополнительный Удалите эндотелий из расчлененных кровеносных сосудов в качестве элемента управления для оценки эндотелия-зависимости ответов. Для брыжеечных артерий удалите эндотелий, аккуратно прокатяв его по проволочной стремя или волосам.
    8. Вырезать кровеносный сосуд, подготовленный выше, в небольшие кольца (~ 2 мм длины) и поместить их в пластиковом блюде, полном газированных (95% O2 и 5% CO2) Кребс буфер для последующего монтажа в камерах провода миограф27.
    9. Передача кольца сосуда в миографа камеры помещены под микроскопом. Кольца должны быть помещены равномерно, с верхней и нижней стремена параллельно. Крепления проволоки (40 мкм) должны быть вновь подготовлены как наркотики могут связываться с строк.
    10. Поток кровеносных сосудов кольцо на подходящей длины (2 см) провода и закрепить на одну челюсть монтажных камеры, привинчивая исправить положение.
    11. Пройдите второй провод через кольцо и якорь к противоположной челюсти.
    12. С кольцами резьбовые и обеспеченных камеры челюсти, смонтировать камеру на установку миографа и превратить микрометр винт по часовой стрелке, чтобы переместить провода близко друг к другу до тех пор, пока сила чтения на пользовательский интерфейс, соответствующий камере установлен равна нулю или просто Ниже.
      Примечание: провод, прикрепленный к верхней челюсти, должен быть минимальной длины, чтобы гарантировать, что напряжение может быть полностью преобразовано к детектору.
    13. Equilibrate препараты на 37 ° c, по крайней мере 30 мин до первого применения силы с помощью регулируемого микрометра.
    14. Оценить жизнеспособность тканей в 115 mM высоким калием ( NCL заменены KCl на молярной основе) Кребс содержащие 4,6 mm перламуговый, 115 mm KCl, 2,5 mm cacl2, 1,17 mm MGSO4, 1,17 mm х2PO4, 25 мм нахуко3 и 11,1 mM D-глюкоза на pH 7,4.
      Примечание: изолированные сосуды считаются жизнеспособными, если сократительной силы и регистрируется как отклонение выше базовой линии в программном обеспечении для регистрации данных миографа системы составляет более 40% от их покоя тон, в ответ на сократителя. Если артерия не контракта надлежащим образом, то либо оптимальное базальное напряжение/стена давление не было должным образом скорректированы или артерии, возможно, были повреждены во время изоляции или монтажа судна.
    15. Дополнительный Оцените целостность эндотелиальных клеток, применяя фенилэфрин, чтобы вызвать сжатие сосуда до 50% от первоначальной реакции на KCl (как записано преобразователь силы в программном обеспечении для записи данных), а затем добавив 1 мкм ацетилхолина.
      Примечание: хороший препарат кровеносных сосудов имеет решающее значение для получения последовательных и точных результатов. Препарат не следует использовать для эксперимента, если тест на целостность эндотелия является неудовлетворительным или он не реагирует на KCl, указывая, что Эндотелиальная функция или сосудистая гладкая мышечная сократимость, соответственно, не являются удовлетворительными. В этом случае препарат следует заменить новым кольцом из того же кровеносного сосуда или нового кровеносных сосудов.

2. Нормализация для определения оптимального начального напряжения

Примечание: процедура нормализации позволяет определить оптимальный внутренний диаметр (IC) артерий, при которых кровеносный сосуд испытывает подходящее покоя Трансмуральное давление (100 мм рт. ст. или 13,3 кПа для мекишечных артерий) и производит максимальную активность сил в ответ на васоактивные агенты.

  1. Включите компьютер и откройте программное обеспечение для записи данных (см. таблицу материалов).
  2. Сохраните эксперимент как "файл данных LabChart" с новым именем, чтобы избежать перезаписи исходного файла настройки.
  3. Откройте окно настроек нормализации и установите коэффициент k как 1. Примите значения по умолчанию для калибровки окуляром (0,3, если длина сосуда неизвестна, или 1, если длина сосуда известна), целевое давление (13,3), онлайн время усреднения (2) и время задержки (60). Щелкните о'кей для того чтобы сохранить установки.
  4. Выберите каналы интереса и введите диаметр провода (40 мкм), конечные точки ткани (a1:0; А2: Длина ткани, измеряемая), начальное считывание микрометра в окне нормализации.
  5. Начало процедуры нормализации, применяя первый пассивный стрейч на кровеносный сосуд (поворот микрометра винт против часовой стрелки).
  6. Подождите, пока судно стабилизируется (3 мин) и введите новый чтении микрометра в окне нормализации. Натяжение стены автоматически вычисляется и отображается как точка на графике.
    Примечание: Микрометр "шаги", используемые во время пассивного стрейч не должны быть одинаковыми. Первые несколько участков могут быть по 20 мкм каждая. Как тянется ближе к изобара линии, шаги могут быть сокращены до 10 мкм, 5 мкм, 2 мкм или даже меньше. Откройте главное окно диаграммы, регулируя настройки микрометра — если появляется большой шип, превысившая изобобую линию на графике длины/натяжения (указывающая точки давления, соответствующая заранее определятому значению), уменьшите напряжение.
  7. После каждого пассивного стрейч, заменить контроль Кребс с ISO-осмотического высокой калия Кребс содержащие 115 mM KCl. Когда сжатие достигает плато (около 3 мин), запишите активную силу (F), вычитая пассивную силу на каждом участке от силы, активированной калием. Расчет натяжения стен, а также значений внутренней окружности (IC).
    1. Измерение активного напряжения как отклонение выше базовой линии. Активное натяжение (T) рассчитывается на основе уравнения F (mN) = T (mN/mm) х 2 х длина сосуда (мм). Значения внутренней окружности (IC) рассчитываются из данных микрометра (IC = 205,6 мкм + 2 х "пробел").
  8. Удалите высокое состояние калия, заменив его свежим Кребс. Повторите стирку в течение трех раз в течение 5 минут.
  9. Повторите шаги 2,5 до 2,8 (путем индуцирования пассивных участков с последующим активным сокращением в альтернативных поворотах) до тех пор, пока активное напряжение не начнет уменьшаться (рис. 2).
  10. После многократных раундов чередующихся отрезков, пассивные длины/натяжные кривые придают значению IC100, внутренней окружности сосуда при трансмуральном давлении 100 мм рт. ст., как контрольно-пропускной пункт с изобобовой линией.
    Примечание: каждый микрометр значение во время пассивных участков вручную вводится в Модуль нормализациипрограммного обеспечения. Программа автоматически записывает соответствующее измерение силы для генерации пассивной длины/напряжения кривой, которая дает значение IC100 как контрольно-пропускной пункт с изобара линии (рис. 2, справа панелей). Чем ближе последний пункт к изобары линии, но чуть выше лучшей нормализации без повреждения сосудов. Точка слишком далеко выше изобара линия может физически повредить установленный сосуд, вызывая ненадежных результатов во время эксперимента.
  11. Создайте активные кривые длины/натяжения, чтобы определить значения IC1 и рассчитать коэффициент нормализации k как соотношение IC1/IC100, которое будет использовано для этого типа кровеносного сосуда в последующих миографический экспериментах.
    Примечание: активные кривые длины/напряжения создаются путем построения значений IC, рассчитанных на данные микрометра на оси x и активные напряжения на оси y. IC1-это значение, лежащее в пределах пика региона плато (красные следы на рисунке 2, правильные панели). После построения кривых активной длины/натяжения и определения IC1 коэффициент нормализации k рассчитывается как соотношение IC1/IC100. Исходя из фактора нормализации , оптимальный ИК для базового уровня, обозначающийся как IC1, покажет на пассивной кривой длины/натяжения. Настройка микрометра для этого IC появляется под кривой и должна использоваться для установки микропозиционера для последующих миографических экспериментов. Начальная напряженность (T) равна целевому давлению (PI) x IC/2π, а оптимальная сила (F), применная к судну, равна длине сосуда T x 2 x.
  12. Тщательно промыть высокий калий Кребс и устанавливаются подготовки еще на 30 до 45 мин. сбросить базальную напряженность на "ноль", так что только активные сократительную реакцию будут записаны в ходе последующего эксперимента.

3. фенилэфрин-индуцированных сокращений

Примечание: препараты, которые могут быть выбраны для индуцирования вазоконстриктивные ответы включают неспецифической адренопептид агонистом норадреналина, селективный адренорецепторов-1 агонистом, фенилэфрин, пептидный гормон ангиотензин II, и моноамин Нейромедиатор 5-гидроциттриптамин. Фенилэфрин используется в настоящем Протоколе для экспертизы (таблица материалов).

  1. Подготовьте и установите спаренные артериальные кольца как описано в разделе 1,3, одно с PVAT неповрежденным и другое с PVAT извлекано, от смежных разделов каждой артерии для эксперимента.
  2. После нормализации (описано в разделе 2), предварительно контракта артериальных сегментов с высоким калием Кребс буфер, добавив 115 mM KCl решение камеры, содержащей Кребс.
  3. Подождите сокращения на плато (3 мин), промыть высокий калий и заменить свежим газированные Кребс буфер. Повторите стирку три раза в течение 5 минут.
  4. Повторите KCl стимуляции и стиральная три раза и записывать максимальный сократительной реакции/напряжение к KCl путем вычитания базового напряжения от напряжения из-за стимуляции KCl.
  5. После последнего сжатия и стирки, пополнить камеру с теплым, газированные Кребс буфер и позволяют артерии восстановиться в течение примерно 30 мин до выполнения следующей задачи.
  6. Для каждой палаты добавьте кумулятивное количество фенилэфрин (половинчатые приращения от 10-10 до 10-4 м), чтобы побудить концентрация-зависимое увеличение в изометрической напряженности препаратов покоя.
  7. Начните с добавления низкой концентрации агониста в камере. После предоставления достаточного количества времени для стабильного сжатия (3 – 5 мин), добавьте следующую концентрацию. Повторите шаги с увеличением концентрации фенилэфрин.
  8. После добавления последней дозы агониста (Фенилэфрин) тщательно промыть препарат и наполнить камеру свежим буфером Кребс. График концентрации-зависимых ответов, как увеличение доли KCl-индуцированной максимальных сокращений (рис. 3).
  9. Дополнительный Для оценки вклада NO, инкубировать препараты с ингибитором NO синтазы, L-NAME (10-4 м), за 30 минут до добавления фенилэфрин. L-NAME усиливает фенилэфрин индуцированных сокращений в спокойной подготовки мекишечных артерий (рис. 4).
    Примечание: ингибиторы или антагонисты должны иметь достаточно времени для достижения уравнивание, обычно 30 – 45 мин (быть последовательными для любого набора экспериментов).
  10. Для выполнения второй кривой реакции концентрации последовательно, мыть камеру полностью и неоднократно, чтобы удалить все предыдущие агонисты, пока никаких дальнейших изменений в тоне наблюдаются.
    Примечание: параллельные эксперименты обнажает по крайней мере два кольца, полученные из того же кровеносного сосуда агонист, один в условиях контроля и один в присутствии ингибитора (ы); в каждом кольце кривая реакции концентрации будет выполнена только один раз. Он предпочитает проводить параллельные эксперименты, так как это обеспечивает лучший контроль за действием препарата и чувствительность кровеносных сосудов. Серийные эксперименты получают кривую реакции на агонист в одном кольце; Стираем, меняем экспериментальные условия (например, добавляем ингибитор), а затем повторяем кривую реакции концентрации на одном и том же кольце. В этом случае, контроль времени необходимо, чтобы показать, что реакции препарата не из-за изменения ткани с течением времени. Никогда нельзя быть уверенным, что ткань находится в точно таком же состоянии после контакта с экспериментом по реакции концентрации. Достаточно времени (не менее 30 – 60 мин) должно быть дано, чтобы позволить сосуду сегментов вернуться к их покоя (базальной) напряженности, хотя в некоторых случаях, это не может произойти мгновенно после диссоциации агониста высокой сродства от рецепторов. Кроме того, высокий калий Кребс может быть применен между кумулятивной кривые реакции концентрации для снижения десенсибилизации28. Вспомните что большинств антагонисты нельзя помыть вне вполне, таким образом держите добавить его для остальноев эксперимента.

4. эндотелия зависимых релаксуций/сокращений

  1. Предварительный контракт с недавно смонтированный артериальный сегмент (как описано в шагах от 3,2 до 3,5). Опять же, запишите максимальный сократительной ответ/напряжение к KCl путем вычитания базового напряжения от напряжения из-за стимуляции KCl.
  2. Дополнительный Инкубировать препараты с ингибитором NO синтазы, L-NAME (10-4 м), за 30 мин до добавления U46619.
  3. Добавить предварительно рассчитанные концентрации U46619 в камере и обеспечить стабильное, устойчивое сокращение сегментов артерии.
    Примечание: сосудорасширяющие ответы индуцированные в мезекарных артерий предварительно контракту около 80% от максимальной реакции на 115 mM KCl. различные агонисты могут быть использованы для стимулирования сжатия путем активации их специфических рецепторов. Здесь сегменты кровеносных сосудов с или без PVAT предварительно заключены с U46619 (1 – 3 x 10-8 м; Таблица материалов), агонистом рецептора тромбоксана А2, чтобы вызвать стабильные и устойчивые гладких мышечных сокращений.
  4. Добавьте кумулятивные концентрации ацетилхолина (10-10 до 10-4 м) в палату органа. Концентрация-зависимые сосудорасширяющих ответы сегментов артерии представлены в процентах от U46619-индуцированных сократческих реакций (рис. 5).
    Примечание: для большинства эксперимента, следующая концентрация расслабляющий агонист должен быть добавлен сразу же, когда плато наблюдается для предотвращения отскока в напряжении. Концентрация-зависимые сосудорасширяющих ответы сегментов артерии нормализуются в процентах от U46619-индуцированных сократческих реакций, чтобы приспособиться к незначительным различиям в иннервации и диаметре между сегментами артерии (Рисунок 5). Небольшие вариоспособности в оперативности между отдельными кольцами, полученными из одного и того же кровеносного сосуда, становятся минимальными, когда статистически анализируется группа из шести или более экспериментов. При выражении ответов в процентах от собственных максимальных сокращений ткани, целесообразно использовать сопряженный анализ (например, т-тест парного студента) для сравнения реакций одного и того же типа тканей от разных животных, чтобы сравнить реакции одной ткани до и после вмешательства. При анализе влияния PVAT используется двухподобная Анова, сопровождаенная множественным сравнением теста.
  5. После добавления окончательной дозы расслабляющего агониста, удалите препарат из каждой камеры и наполните его свежим буфером Кребс. Вымойте камеру тщательно с буфером Кребс и пусть артерии стабилизировать, по крайней мере 45 мин перед выполнением каких-либо дополнительных экспериментов.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Изучение отношений длины/напряжения для получения коэффициента нормализации к

Количество простирания, применяющего к сегменту сосуда, влияет на масштаб взаимодействия актин-миоин и, следовательно, на развитом максимальной активной силе. Таким образом, для каждого типа кровеносного сосуда, определения количества стрейч, необходимого для максимальной активной силы требуется для правильного исследования миографии. Здесь проводится нормализация отношений длины/напряжения для мекишечных артерий, выделенных из моделей мышей (рис. 2). Артериальные сегменты были приостановлены из четырехкамерной проволочной системы миографа (см. таблицу материалов) на штырям из нержавеющей стали (диаметр 40 мкм). Изометрическое натяжение было зафиксировано с помощью конвертера аналогового на цифровое, подключенного к компьютеру с программой записи. Камеры содержали 5 mL буфера Кребс, держали на 37 °C и газированном с 95% O2 и 5% CO2 для поддержания пэ-аш на 7,4 повсеместно в эксперимент. Пассивная длина/напряжение отношения была установлена инкрементные растяжения сегментов артерии до внутренней окружности, соответствующей 100 mmHg Трансмуральное давление (IC100) был получен. После каждого участка (синие стрелки), 115 mM KCl был применен для стимулирования сокращений (зеленые стрелки). Активные кривые длины/напряжения (красные) были нанесены путем извлечения данных активной силы (вычитания пассивной силы на каждом участке от силы KCl-активации) на Y-оси, а затем граф был создан вручную с значениями IC, рассчитанной из микрометра данные по оси X. Значение IC, лежащее в пределах пикового плато, составляет IC1 (пунктирная красная линия). Коэффициент нормализации k был рассчитан как коэффициенты IC1/IC100, которые затем можно было бы применить к образцам одного типа судна в последующем эксперименте.

Презентация и расчет кривых концентрации-ответ

Большинство кривых реакции концентрации выполняются в кумулятивной манере. В ванну добавляется низкая концентрация агониста (желательно начиная с концентрации ниже порога для ответа). После предоставления достаточного времени для возможного ответа (3-5 мин), следующая концентрация добавляется. Когда ответ соблюдается, дозволены достигать плато до того, как будет получен следующий максимальный ответ. Полулог (в среднем в 3,16 раз) приращения в концентрации фенилэфрин применяются здесь для изучения агонистов индуцированных сокращений (рис. 3 и рис. 4).

В большинстве случаев кривые реакции сжатия не выражаются в качестве исходных значений напряжения/силы, а в процентах от эталонных ответов на KCl, полученного в оптимальной точке кривой длины/натяжения индивидуального сегмента кровеносных сосудов. Это регулирует для изменчивости в размере или гладкое содержание мышц кровеносного сосуда, а также исправляет для реконструкции изменения из-за старения или патологии. Здесь максимальные сокращения индуцированных 115 mM KCl получены в начале эксперимента и используются для расчета фенилэфрин-стимулированных сокращений мекишечных артерий с или без PVAT, в отсутствие или наличие L-NAME (рис. 3 и рис. 4).

Для изучения агонистов, производящих расслабление, сосуды обычно сжимаются на единый уровень — около 50-80% от максимальной сократительной реакции этой ткани. Поскольку ответы на фенилэфрин индуцированных сокращений различны между экспериментальными группами, настоящий протокол использует U46619 для стимулирования стабильных сокращений до применения кумулятивных концентраций ацетилхолина. Расслабление гладких мышц выражается в процентах от первоначального сжатия индуцированной U46619 (рис. 5).

Кривые реакции концентрации могут быть сравнены с наличием левых или правых смен (например, между контрольной кривой и полученной в присутствии антагониста) путем определения концентраций, производящих равные ответы, например, 30% или 50% от Максимальная. Они называются EC30 и EC50соответственно (рис.3b). Статистическое сравнение среднего значения EC50 должно быть выполнено на логарифм их значений. Депрессия кривых рассматривается путем сравнения их максимальных ответов (Emax) (рисунок 3B). В примерах показано, что фенилэфрин индуцированных сокращений в мекишечных артерий были расширены по L-NAME и концентрация-ответ кривые показали левой сдвиг, а также высота в максимальных сокращений (Рисунок 4B). Индуцированных ацетилхолина релаксаций в мезеечных артерий были ингибируется L-NAME, и кривая реакции концентрации показал вправо сдвиг, а также снижение максимальных релаксаций (Рисунок 5B).

Сосудистые ответы на различные фармакологические агенты могут быть вычислены как область-под-сжатия-кривой (AUCC) для сокращений и области-выше-релаксация кривой (ААРК) для релаксаций, соответственно, с помощью нелинейной логистической регрессии анализ для сравнения10 (Рисунок 3c, Рисунок 4c и Рисунок 5C). Эффект L-NAME можно сравнить с значениями AUCC/аарк для определения биодоступности (рис. 6). Базальный и стимулированный релиз NO в мезекишечных артериях с или без PVAT может выражаться как отличия в кривых реакции концентрации фенилэфрин-стимулированного сокращения (МАЗУК) и ацетилхолина-индуцированной релаксации (DAARC), соответственно, в присутствии или отсутствии L-NAME (Рисунок 6a и цифра 6a). В примере показано, что присутствие PVAT уменьшило биодоступность в мезеечных артериях, собранных у мышей, питаемых высоким содержанием жиров (рис. 6C).

Figure 1
Рисунок 1: схематическая схема структуры стенки артерий. Эндотелиальные клетки в интимности туника опосредуют эндотелия-зависимое расслабление/сжатие гладких сосудов, в то время как сигналы, высвобожпающие из периваскулярной жировой ткани, модулирует перекрестные переговоры между различными слоями артериальной стенки . Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть увеличенном варианте этой фигуры.

Figure 2
Рисунок 2: репрезентативные следы, иллюстрирующие эксперимент, чтобы определить оптимальные начальные напряжения для мыжеечных артерий мыши. Сегменты кровеносных сосудов были подготовлены из мезеечных артерий, собранных у 16-недельных мышей, питаемых стандартным чау (а) или высоким содержанием жиров (B). После монтажа, пассивные и активные кривые длины/напряжения были получены пошаговое растяжение и последовательное стимулирование с 115 mM KCl (левые панели). Активное сжатие, генерируемые при каждой стимуляции, должно увеличиваться, так как судно постепенно растягивается, пока не достигнет плато на оптимальной длине. Дальнейшее протяжение приведет к уменьшению активного сжатия. IC100 и IC1 были определены путем замышлять пассивную и активную кривые длины/напряжения соответственно (правильные панели). Обратите внимание, что пассивный длина/напряжение кривой был сгенерированный модуль нормализации после ручного ввода микрометра значений, в то время как активная длина/напряженность кривые нанесены вручную после расчета напряжения и значений IC на каждом шаге KCl Стимуляции. Коэффициенты IC1/IC100 были рассчитаны как коэффициент нормализации k (правильные панели). ). Отметим также, что на рисунках в панели (B) были показаны только последние четыре точки кривой активного длины/натяжения. НТЦ: Стандартный Чау кормили мышь артерии; HФД: с высоким содержанием жиров диета кормили мышь артерии. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть увеличенном варианте этой фигуры.

Figure 3
Рисунок 3: выход записей вазоконстрикторных реакций на фенилэфрин в мезеечных артериях с или без окружающих PVAT. Сократимость исследования проводятся на препараты мезеечных артерий от 16-недельного ADIPO-SIRT1 трансгенных мышей, в которых человеческий SIRT1 чрезмерно выражены в жировых тканях29. Кумулятивные концентрации фенилэфрин были применены, чтобы стимулировать сокращение брыжеечных артерий без (-PVAT) или с (+ PVAT), (a). Сократные ответы были зарегистрированы и рассчитаны в процентах от 115 мм KCl-индуцированного максимального сжатия (B). Для сравнения были нанесены кривые (AUCC) области-под-сжатия (C). Обратите внимание, что PVAT от ADIPO-SIRT1 мышей вызвало анти-сократительное влияние на реакцию на фенилэфрин. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть увеличенном варианте этой фигуры.

Figure 4
Рисунок 4: выход записей вазоконстрикторных реакций на фенилэфрин в мезосилечных артериях с или без окружающего PVAT, и при отсутствии или наличии L-Name. Мекишечных артерий были собраны из 16-недельного дикого мышей типа кормили с высоким содержанием жиров. Тридцать минут после добавления 10-4 м L-Name или транспортного средства управления, кумулятивные концентрации фенилэфрин были применены для стимулирования сокращений межеечных артерий (а). Сократные ответы были зарегистрированы и рассчитаны в процентах от 115 мм KCl-индуцированного максимального сжатия (B). Для сравнения были нанесены кривые (AUCC) области-под-сжатия (C). Обратите внимание, что PVAT из диетических мышей, страдающих ожирением, не вызывают анти-сократительных эффектов на реакцию на фенилэфрин. -PVAT: артериальные кольца готовятся без НДС; + PVAT: артериальные кольца подготовлены с окружающим PVAT; -L-NAME: артериальные кольца не инкубировали с L-NAME; + L-NAME: артериальные кольца инкубируются с L-NAME. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть увеличенном варианте этой фигуры.

Figure 5
Рисунок 5: выход записи сосудорасширяющее ответы на ацетилхолина в мезеечных артерий с окружающим или без него, а при отсутствии или наличии L-Name. Мекишечная артерия была собрана из 16-недельных мышей, питаемых высоким содержанием жиров. На 30 минут после добавления 10-4 M L-Name или управления транспортным средством, сегментов кровеносных сосудов с или без pvat предварительно контракт с U46619 (1-3 х 10-8 м; Таблица материалов), агонистом рецептора тромбоксана А2, чтобы вызвать стабильные и устойчивые гладких мышечных сокращений. Кумулятивные концентрации ацетилхолина затем были применены, чтобы стимулировать релакс межеечных артерий с или без окружающих PVAT (а). Ответы релаксации были записаны и подсчитаны как процент U46619-вызванного сжатия (B). Область-выше-кривые релаксации (ААРЦ) были построены для сравнения (C). Отметим, что только артериальный сегмент с окружающим PVAT показан на панели а. – ГНДС: артериальные кольца готовятся без НДС; + PVAT: артериальные кольца подготовлены с окружающим PVAT; -L-NAME: артериальные кольца не инкубировали с L-NAME; + L-NAME: артериальные кольца инкубируются с L-NAME. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть увеличенном варианте этой фигуры.

Figure 6
Рисунок 6: иллюстрация процедуры расчета никакой биодоступности. Область-под-сжатия кривых (AUCC) и области-выше-релаксация-кривые (АРК) были рассчитаны на основе ответов на кумулятивные концентрации фенилэфрин (а) и ацетилхолина (B), соответственно. Различия между препаратами, предварительно обработавшними без и с L-NAME, были определены как ∆ AUCC (A) и ∆ (B), чтобы представлять базальный NO вклад и стимулировали не релиз, соответственно. Соответственно, ∆ AUCC (рассчитывается по фигуре 4C), ∆ Аарк (рассчитывается на рисунке 5C), и сумма обоих (всего нет биодоступности) были представлены для сравнения нет биодоступности в мезеечных артерий без и с окружающим PVAT (C). -PVAT: артериальные кольца готовятся без НДС; + PVAT: артериальные кольца подготовлены с окружающим PVAT; -L-NAME: артериальные кольца не инкубировали с L-NAME; + L-NAME: артериальные кольца инкубируются с L-NAME. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть увеличенном варианте этой фигуры.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Помимо эндотелиальных клеток, сигналы, получаемые от PVAT, играют важную роль в регуляции реакционной способности гладкого мышечного тонуса30. Здоровые pvat релизы нет и противовоспалительное адипонектин оказывать анти-сократительное воздействие на артерии, которая теряется при патологических состояний, таких как ожирение и метаболический синдром31,32. В состояниях состояний, pvat способствует развитию дисфункции эндотелия и других сердечно-сосудистых нарушений33,34. Аномальное выражение и функция Эноса были зарегистрированы в pvat артерий от тучных животных35,36. Поскольку оба эндотелия и pvat дисфункции способствовать развитию сердечно-сосудистых и метаболических нарушений23,37, при выполнении ex естественных сосудов эксперимент, их роль должна быть рассмотрена в том числе в или удаление их из препаратов.

Проводная миография система обеспечивает удобную платформу для рассечения вазваноактивные сигналы, выпущенные из pvat с использованием различных фармакологических зондов10,38. Тем не менее, композиции в PVAT различных типов артерий, или же артерии от животных различного генетического фона, не те же39. Таким образом, провод миографии результаты с участием PVAT не следует сравнивать между различными типами артерий или тот же тип артерий от мышей различных штаммов. Возраст и основные состояния болезни также влияют на клеточные композиции в PVAT. Здесь, мышей из того же генетического фона, но с различными генетическими изменениями в их жировой ткани были использованы для сравнения васомодулатинг активности PVAT.

В качестве основного источника резистентности к потоку крови, для настоящего исследования выбираются мезеекишечные артерии. Напряжение покоя определяет количество вазомоторной реакции40. Оптимальное начальное напряжение кровеносного сосуда повлиен на типом артерии, временем, диетпитанием, обработкой и генетическим фоном животных, таким образом должен быть определен индивидуально перед рассматривать кривые релаксации/сжатия-реакции. Для настоящей демонстрации, превосходные мезеекишечные артерии были собраны из 16-недельных мышей, питаемых стандартным Чау или высоким содержанием жиров, начиная с четырехнедельного возраста. В настоящем Протоколе особое внимание уделяется созданию оптимальных параметров для максимальной активной силовой постановки артериальных сегментов до оценки фармакологических реакций. Изучаются как пассивные, так и активные отношения длины/напряжения для мезеечных артерий, собранных в моделях домашних мышей. Для подготовки 16-недельных животных, которая отличается от значения по умолчанию 0,9 или тех, которые используются предыдущими публикациями41, установлена нормализация k -фактора 1. Необходимо соблюдать осторожность при сравнении коэффициентов нормализации в литературе в связи с возможными различиями в технике, буферных композициями и моделях приборов и т.д.  В частности, возраст, рацион питания и другие патофизиологические условия влияют на пассивную и активную напряженность, а также на Фармако-модинамические характеристики артерий42.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Авторам нечего раскрывать.

Acknowledgments

Эта работа была финансово поддержки грантов от научно-исследовательский грант Совета Гонконга [17124718 и 17121714], Гонконг здравоохранения и медицинских исследований фонда [13142651 и 13142641], совместные научно-исследовательский фонд Гонконга [C7055-14G], и национальный базовый Исследовательская программа Китая [973 программа 2015CB553603].

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Acetylcholine Sigma-Aldrich A6625 Stock concentration: 10-1 M
Working concentration: 10-10 to 10-5 M
L-NAME (Nω-nitro-L-arginine methyl ester) Sigma-Aldrich N5751 Stock concentration: 3 x 10-2 M
Working concentration: 10-4 M
Phenylephrine Sigma-Aldrich P6126 Stock concentration: 10-2 M
Working concentration: 10-10 to 10-5 M
U46619 (9,11-dideoxy-9α,11αmethanoepoxy prostaglandin F2α) Enzo BML-PG023-0001 Stock concentration: 10-5 M
Working concentration: 1-3 x 10-8 M
Multiwire myograph Danish MyoTechnology (DMT) 620M
PowerLab 4/26 ADInstruments ML848
Labchart7 ADInstruments -
Adipo-SIRT1 wild type mice Laboratory Animal Unit, The University of Hong Kong CULATR NO.: 4085-16
Silicon-coated Petri dishes Danish MyoTechnology (DMT)
Tungsten wires Danish MyoTechnology (DMT) 300331
Surgical tools

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Furchgott, R. F., Zawadzki, J. V. The obligatory role of endothelial cells in the relaxation of arterial smooth muscle by acetylcholine. Nature. 288, (5789), 373-376 (1980).
  2. Furchgott, R. F., Vanhoutte, P. M. Endothelium-derived relaxing and contracting factors. The FASEB Journal. 3, (9), 2007-2018 (1989).
  3. Feletou, M., Kohler, R., Vanhoutte, P. M. Endothelium-derived vasoactive factors and hypertension: possible roles in pathogenesis and as treatment targets. Current Hypertension Reports. 12, (4), 267-275 (2010).
  4. Vanhoutte, P. M. Endothelial dysfunction: the first step toward coronary arteriosclerosis. Circulation Journal. 73, (4), 595-601 (2009).
  5. Feletou, M., Huang, Y., Vanhoutte, P. M. Endothelium-mediated control of vascular tone: COX-1 and COX-2 products. British Journal of Pharmacology. 164, (3), 894-912 (2011).
  6. Harrison, D. G. Cellular and molecular mechanisms of endothelial cell dysfunction. Journal of Clinical Investigation. 100, (9), 2153 (1997).
  7. Vanhoutte, P. M., Shimokawa, H., Tang, E. H., Feletou, M. Endothelial dysfunction and vascular disease. Acta physiologica. 196, (2), 193-222 (2009).
  8. Klöß, S., Bouloumié, A., Mülsch, A. Aging and chronic hypertension decrease expression of rat aortic soluble guanylyl cyclase. Hypertension. 35, (1), 43-47 (2000).
  9. Csiszar, A., et al. Aging-induced phenotypic changes and oxidative stress impair coronary arteriolar function. Circulation Research. 90, (11), 1159-1166 (2002).
  10. Guo, Y., et al. Endothelial SIRT1 prevents age-induced impairment of vasodilator responses by enhancing the expression and activity of soluble guanylyl cyclase in smooth muscle cells. Cardiovascular Research. (2018).
  11. Auch-Schwelk, W., Katusic, Z. S., Vanhoutte, P. M. Nitric oxide inactivates endothelium-derived contracting factor in the rat aorta. Hypertension. 19, (5), 442-445 (1992).
  12. Tang, E. H., Feletou, M., Huang, Y., Man, R. Y., Vanhoutte, P. M. Acetylcholine and sodium nitroprusside cause long-term inhibition of EDCF-mediated contractions. American Journal of Physiology - Heart and Circulation Physiology. 289, (6), H2434-H2440 (2005).
  13. Ghiadoni, L., et al. Endothelial function and common carotid artery wall thickening in patients with essential hypertension. Hypertension. 32, (1), 25-32 (1998).
  14. Xu, X., et al. Age-related Impairment of Vascular Structure and Functions. Aging and Disease. 8, (5), 590-610 (2017).
  15. Tabit, C. E., Chung, W. B., Hamburg, N. M., Vita, J. A. Endothelial dysfunction in diabetes mellitus: Molecular mechanisms and clinical implications. Reviews in Endocrine & Metabolic Disorders. 11, (1), 61-74 (2010).
  16. Tanaka, K., Sata, M. Roles of perivascular adipose tissue in the pathogenesis of atherosclerosis. Frontiers in Physiology. 9, 3 (2018).
  17. Brown, N. K., et al. Perivascular adipose tissue in vascular function and disease: a review of current research and animal models. Arteriosclerosis Thrombosis and Vascular Biology. 34, (8), 1621-1630 (2014).
  18. Lohn, M., et al. Periadventitial fat releases a vascular relaxing factor. The FASEB Journal. 16, (9), 1057-1063 (2002).
  19. Gálvez-Prieto, B., et al. A reduction in the amount and anti-contractile effect of periadventitial mesenteric adipose tissue precedes hypertension development in spontaneously hypertensive rats. Hypertension research. 31, (7), 1415 (2008).
  20. Gao, Y. J., Lu, C., Su, L. Y., Sharma, A., Lee, R. Modulation of vascular function by perivascular adipose tissue: the role of endothelium and hydrogen peroxide. British Journal of Pharmacology. 151, (3), 323-331 (2007).
  21. Gao, Y. -J., et al. Perivascular adipose tissue promotes vasoconstriction: the role of superoxide anion. Cardiovascular Research. 71, (2), 363-373 (2006).
  22. Szasz, T., Webb, R. C. Perivascular adipose tissue: more than just structural support. Clinical Science (London). 122, (1), 1-12 (2012).
  23. Ramirez, J. G., O'Malley, E. J., Ho, W. S. V. Pro-contractile effects of perivascular fat in health and disease. Brish Journal of Pharmacology. 174, (20), 3482-3495 (2017).
  24. Hajer, G. R., van Haeften, T. W., Visseren, F. L. Adipose tissue dysfunction in obesity, diabetes, and vascular diseases. European Heart Journal. 29, (24), 2959-2971 (2008).
  25. Mulvany, M. J., Halpern, W. Contractile properties of small arterial resistance vessels in spontaneously hypertensive and normotensive rats. Circulation Research. 41, (1), 19-26 (1977).
  26. Mulvany, M. J., Halpern, W. Mechanical properties of vascular smooth muscle cells in situ. Nature. 260, (5552), 617-619 (1976).
  27. del Campo, L., Ferrer, M. Wire myography to study vascular tone and vascular structure of isolated mouse arteries. Methods in Molecular Biology. 1339, 255-276 (2015).
  28. Dobrin, P. B. Influence of initial length on length-tension relationship of vascular smooth muscle. American Journal of Physiology. 225, (3), 664-670 (1973).
  29. Xu, C., et al. Calorie restriction prevents metabolic aging caused by abnormal SIRT1 function in adipose tissues. Diabetes. 64, (5), 1576-1590 (2015).
  30. Sheykhzade, M., Nyborg, N. C. Caliber dependent calcitonin gene-related peptide-induced relaxation in rat coronary arteries: effect of K+ on the tachyphylaxis. European Journal of Pharmacology. 351, (1), 53-59 (1998).
  31. Soltis, E. E., Cassis, L. A. Influence of perivascular adipose tissue on rat aortic smooth muscle responsiveness. Clinical and Experimental Hypertension A. 13, (2), 277-296 (1991).
  32. Lohn, M., et al. Periadventitial fat releases a vascular relaxing factor. FASEB Journal. 16, (9), 1057-1063 (2002).
  33. Fesus, G., et al. Adiponectin is a novel humoral vasodilator. Cardiovascular Research. 75, (4), 719-727 (2007).
  34. Greenstein, A. S., et al. Local inflammation and hypoxia abolish the protective anticontractile properties of perivascular fat in obese patients. Circulation. 119, (12), 1661-1670 (2009).
  35. Yudkin, J. S., Eringa, E., Stehouwer, C. D. "Vasocrine" signalling from perivascular fat: a mechanism linking insulin resistance to vascular disease. Lancet. 365, (9473), 1817-1820 (2005).
  36. Xia, N., et al. Uncoupling of endothelial nitric oxide synthase in perivascular adipose tissue of diet-induced obese mice. Arteriosclerosis Thrombosis and Vascular Biology. 36, (1), 78-85 (2016).
  37. Xia, N., Forstermann, U., Li, H. Effects of resveratrol on eNOS in the endothelium and the perivascular adipose tissue. Annals of the New York Academy of Sciences. 1403, (1), 132-141 (2017).
  38. Schinzari, F., Tesauro, M., Cardillo, C. Endothelial and perivascular adipose tissue abnormalities in obesity-related vascular dysfunction: novel targets for treatment. Journal of Cardiovascular Pharmacology. 69, (6), 360-368 (2017).
  39. Liu, J. T., et al. Lipocalin-2 deficiency prevents endothelial dysfunction associated with dietary obesity: role of cytochrome P450 2C inhibition. British Journal of Pharmacology. 165, (2), 520-531 (2012).
  40. Martinez-Quinones, P., et al. Hypertension induced morphological and physiological changes in cells of the arterial wall. American Journal of Hypertension. 31, (10), 1067-1078 (2018).
  41. Outzen, E. M., et al. Translational value of mechanical and vasomotor properties of mouse isolated mesenteric resistance-sized arteries. Pharmacology Research and Perspectives. 3, (6), e00200 (2015).
  42. Sheykhzade, M., Simonsen, A. H., Boonen, H. C., Outzen, E. M., Nyborg, N. C. Effect of ageing on the passive and active tension and pharmacodynamic characteristics of rat coronary arteries: age-dependent increase in sensitivity to 5-HT and K+. Pharmacology. 90, (3-4), 160-168 (2012).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics